Name: intravenous injections in neonatal mice
Uploaded: 2014-11-11T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 17 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Intravenous Injections in Neonatal Mice at JoVE.com

המחברים מבקשים להודות NINDS, FightSMA, ומשפחות של SMA לתמיכה כספית. SEGL נתמך על ידי מענק # הכשרת NINDS 5T32NS077984-02.

כל הנהלים המפורטים בפרוטוקול אושרו מכון לשימוש בבעלי חיים ובועדה לטיפול (IACUC) מאוניברסיטת מדינת אוהיו. 1. הכנת סביבת העבודה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאסוף קרח רטוב כדי להרדים את גורי העכבר, כלוב ריק להפריד את הסכר מההמלטה, מיקרוסקופ לנתח, מקור אור שיכול להיות ממוקם בזווית להזרקה (שימוש במקור אור ב° 90 &#160; זווית על הזריקה מטשטשת את הווריד), משטח נקי למקום חי להזרקה, צמר גפן, 3/10 מזרק אינסולין סמ&quot;ק עם 3/8 &quot;30 מחט G (אחד לכל חיה) ו -1% אוונס הכחול צבע ( עשה עם מי מלח פוספט שנאגרו פתרון (PBS)) לאימונים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את הסכר לכלוב נפרד בעוד מניפולציה הגורים. </li></ol> נוהל 2. הזרקה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח גור אחד ישירות על הקרח הרטוב במשך 30-60 שניות כדי להרדים את החיה. אל תשאיר tהוא חיה על זמן רב מדי קרח בשל סיכון לסיבוכים הקשורים היפותרמיה כוללים פרפור חדרים, היפוקסיה רקמות וחמצת מטבולית. הערה: הניסיון שלנו הוא ש30-60 שניות היא מספיק כדי להאט את תנועות הגור כדי לאפשר להזרקה. אם נדרש הרדמה עמוקה יותר, שאיפה כגון isoflurane 1-2% עשויה להיות מתאימה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעוד החיה על קרח, לטעון את המזרק עם 30 μl של צבע הכחול אוונס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר בעלי החיים הוא בהרדמה מלאה, שאושר על ידי חוסר התנועה על הקרח בזמן שעדיין נושם, להעביר אותו מתחת למיקרוסקופ. להזרקה ימנית, ולהתמודד עם לועו של בעל החיים לצד ימין. הנח את האצבע שמאלה על הלוע וזנב האצבע אמצעית משמאל לניצן האוזן כך שניצן האוזן הוא בין האצבע ואמה (איור 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבחון רק קדמי לניצן האוזן לנימים שטחיות שזז כאשר העור הוא מניפולציה. נימים זה לא היעד, אולםזיהוי הוא חשוב לזיהוי וריד זמני. בשלב הבא, אתר וריד כהה, צללים נחותים הנימים שנשארה קבוע, ללא קשר לעמדת עור. הווריד הזמני מופיע צללים, פועל גב אל הגחון, והזנות לוריד הצוואר (איור 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזן את הווריד הזמני עם השיפוע עד המחט. אם הוכנס בצורה נכונה, ניתן להציג את זווית הטית המחט להתמלא בדם דרך העור. ואז לוחץ על המתג לאט ופתק לבן לווריד בצד של הפנים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאפשר את המחט להישאר בווריד לשניות 10-15 הוסיפו כדי למנוע זרימה חוזרת של injectant. </li></ol> 3. לאחר הזרקה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר הזרקה נכונה, הגור צריך להפוך לכחול באופן כמעט מיידי. הסר את המחט ולהשתמש בכוח עדין ליישם מקלון צמר גפן לזריקה עד שקרישי הדם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צג הגור לסימני מצוקה. לאפשר דקות הגור 2-3 להתאושש ולחמם, recognize כאשר הגור הוא בהכרה, זקוף ומרגש, לפני ההחזרה לכלוב. גביע הגורים בידיים בכפפות של החוקר כדי לספק חום מתאים כדי לסייע בהחלמה במידת צורך. לחלופין, הנח כרית חימום מתחת לכלוב בבית כדי להקל על התחממות הגור מוזרק. בדרך כלל לאחר הזרקת צבע הכחול אוונס, להרדים גורים. אינו כולל צבע כאשר הזרקת חומר למבחן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את הגור בחזרה לכלוב בבית ולהבטיח את הגור מצופה מצעים ו / או nestlet כדי להבטיח reacceptance על ידי הסכר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במזרק חדש וקלון צמר גפן לכל גור לשמור על סטריליות. </li></ol>

<ol>
	<li>Foust, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravascular+AAV9+preferentially+targets+neonatal+neurons+and+adult+astrocytes.">Intravascular AAV9 preferentially targets neonatal neurons and adult astrocytes.</a> Nature. 27, 59-65 (2009).</li><li>Dominguez, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravenous+scAAV9+delivery+of+a+codon-optimized+SMN1+sequence+rescues+SMA+mice.">Intravenous scAAV9 delivery of a codon-optimized SMN1 sequence rescues SMA mice.</a> Human molecular genetics. 20, 681-693 (2011).</li><li>Rahim, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravenous+administration+of+AAV2/9+to+the+fetal+and+neonatal+mouse+leads+to+differential+targeting+of+CNS+cell+types+and+extensive+transduction+of+the+nervous+system.">Intravenous administration of AAV2/9 to the fetal and neonatal mouse leads to differential targeting of CNS cell types and extensive transduction of the nervous system.</a> FASEB journal : official publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 25, 3505-3518 (2011).</li><li>Foust, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rescue+of+the+spinal+muscular+atrophy+phenotype+in+a+mouse+model+by+early+postnatal+delivery+of+SMN.">Rescue of the spinal muscular atrophy phenotype in a mouse model by early postnatal delivery of SMN.</a> Nat Biotechnol. 28, 271-274 (2010).</li><li>Duque, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravenous+administration+of+self-complementary+AAV9+enables+transgene+delivery+to+adult+motor+neurons.">Intravenous administration of self-complementary AAV9 enables transgene delivery to adult motor neurons.</a> Mol Ther. 17, 1187-1196 (2009).</li><li>Bostick, B., Ghosh, A., Yue, Y., Long, C., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+AAV-9+transduction+in+mice+is+influenced+by+animal+age+but+not+by+the+route+of+administration.">Systemic AAV-9 transduction in mice is influenced by animal age but not by the route of administration.</a> Gene Ther. 14, 1605-1609 (2007).</li><li>Miyake, N., Miyake, K., Yamamoto, M., Hirai, Y., Shimada, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Global+gene+transfer+into+the+CNS+across+the+BBB+after+neonatal+systemic+delivery+of+single-stranded+AAV+vectors.">Global gene transfer into the CNS across the BBB after neonatal systemic delivery of single-stranded AAV vectors.</a> Brain research. 1389, 19-26 (2011).</li><li>Porensky, P. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+single+administration+of+morpholino+antisense+oligomer+rescues+spinal+muscular+atrophy+in+mouse.">A single administration of morpholino antisense oligomer rescues spinal muscular atrophy in mouse.</a> Human molecular genetics. 21, 1625-1638 (2012).</li><li>Hua, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+SMN+restoration+is+essential+for+long-term+rescue+of+a+severe+spinal+muscular+atrophy+mouse+model.">Peripheral SMN restoration is essential for long-term rescue of a severe spinal muscular atrophy mouse model.</a> Nature. 478, 123-126 (2011).</li><li>Kienstra, K. A., Freysdottir, D., Gonzales, N. M., Hirschi, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+neonatal+intravascular+injections:+modeling+newborn+disease.">Murine neonatal intravascular injections: modeling newborn disease.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science : JAALAS. 46, 50-54 (2007).</li><li>Glascock, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+therapeutic+agents+through+intracerebroventricular+(ICV)+and+intravenous+(IV)+injection+in+mice.">Delivery of therapeutic agents through intracerebroventricular (ICV) and intravenous (IV) injection in mice.</a> J. vis. Exp. (56), (2011).</li><li>Sands, M. S., Barker, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Percutaneous+intravenous+injection+in+neonatal+mice.">Percutaneous intravenous injection in neonatal mice.</a> Laboratory animal science. 49, 328-330 (1999).</li><li>Bevan, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+heart+failure+in+the+SMNDelta7+model+of+spinal+muscular+atrophy+and+correction+by+postnatal+scAAV9-SMN+delivery.">Early heart failure in the SMNDelta7 model of spinal muscular atrophy and correction by postnatal scAAV9-SMN delivery.</a> Human molecular genetics. 19, 3895-3905 (2010).</li><li>Valori, C. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+delivery+of+scAAV9+expressing+SMN+prolongs+survival+in+a+model+of+spinal+muscular+atrophy.">Systemic delivery of scAAV9 expressing SMN prolongs survival in a model of spinal muscular atrophy.</a> Science translational medicine. 2, (2010).</li><li>Foust, K. D., Poirier, A., Pacak, C. A., Mandel, R. J., Flotte, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neonatal+intraperitoneal+or+intravenous+injections+of+recombinant+adeno-associated+virus+type+8+transduce+dorsal+root+ganglia+and+lower+motor+neurons.">Neonatal intraperitoneal or intravenous injections of recombinant adeno-associated virus type 8 transduce dorsal root ganglia and lower motor neurons.</a> Hum Gene Ther. 19, 61-70 (2008).</li><li>Guggenbuhl, P., Grosbois, B., Chales, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gaucher+disease.">Gaucher disease.</a> Joint, bone, spine : revue du rhumatisme. 75, 116-124 (2008).</li><li>Daly, T. M., Vogler, C., Levy, B., Haskins, M. E., Sands, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neonatal+gene+transfer+leads+to+widespread+correction+of+pathology+in+a+murine+model+of+lysosomal+storage+disease.">Neonatal gene transfer leads to widespread correction of pathology in a murine model of lysosomal storage disease.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 96, 2296-2300 (1999).</li><li>Daly, T. M., Ohlemiller, K. K., Roberts, M. S., Vogler, C. A., Sands, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevention+of+systemic+clinical+disease+in+MPS+VII+mice+following+AAV-mediated+neonatal+gene+transfer.">Prevention of systemic clinical disease in MPS VII mice following AAV-mediated neonatal gene transfer.</a> Gene Ther. 8, 1291-1298 (2001).</li><li>Wang, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Juvenile+neuronal+ceroid+lipofuscinoses.">Juvenile neuronal ceroid lipofuscinoses.</a> Advances in experimental medicine and biology. 724, 138-142 (2012).</li><li>Forsythe, E., Beales, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bardet-Biedl+syndrome.">Bardet-Biedl syndrome.</a> European journal of human genetics. 21, 8-13 (2013).</li><li>Bevan, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+gene+delivery+in+large+species+for+targeting+spinal+cord,+brain,+and+peripheral+tissues+for+pediatric+disorders.">Systemic gene delivery in large species for targeting spinal cord, brain, and peripheral tissues for pediatric disorders.</a> Mol Ther. 19, 1971-1980 (2011).</li><li>Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retro-orbital+injections+in+mice.">Retro-orbital injections in mice.</a> Lab animal. 40, 155-160 (2011).</li><li>Saunders, N. R., Joakim Ek, C., Dziegielewska, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+neonatal+blood-brain+barrier+is+functionally+effective,+and+immaturity+does+not+explain+differential+targeting+of+AAV9.">The neonatal blood-brain barrier is functionally effective, and immaturity does not explain differential targeting of AAV9.</a> Nature biotechnology. 27, 804-805 (2009).</li><li>Foust, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Therapeutic+AAV9-mediated+suppression+of+mutant+SOD1+slows+disease+progression+and+extends+survival+in+models+of+inherited+ALS.">Therapeutic AAV9-mediated suppression of mutant SOD1 slows disease progression and extends survival in models of inherited ALS.</a> Mol Ther. 21, 2148-2159 (2013).</li></ol>

יש לי המחברים אין לחשוף.

משלוח תוך-סוכנים למערכת העצבים המרכזית או בכל הגוף קשה במודלים עכבריים יילודים של מחלה. הפרוטוקול המתואר הוא דרך מהירה, יחסית לא פולשנית לניהול לוריד פתרונות לעכברי יילודים עם דרישות ציוד מינימליות. למרות וריד הפנים הזמני ניתן לראות בעין בלתי מזוינת, ייתכן שיש לי זר?...

משלוח תרופות למערכת העצבים המרכזי (CNS) במודלים עכבריים למחלת ילדים עדיין מהווה אתגר. עכברים שמצבי מחלה שזה עתה נולדו מודל הם גוץ והתפתחותית בשלה, ולכן יכול להיות קשה להזריק ישירות במבנים מתאימים בתוך מערכת העצבים המרכזית. הזרקה תוך-של סוכנים טיפוליים היא שיטה לא פולשנית, נסבלת היטב כדי לספק תאים, תרופות, או וקטורים ויראליים לכל הגוף כולל מערכת העצבים המרכזית ו1-5 3,5-9 רשתית. פרסומים קודמים לתאר הזרקת פנים וריד זמנית באמצעות transilluminator 10,11, ללא מיקרוסקופ לנתיחה 11,12, או דורשים שני אנשים להזריק 10. טכניקת ההזרקה תוארה בפרוטוקול זה יש יתרון משום שאדם אחד יכול להזריק גורים, ומקור האור כדי לראות את הווריד הזמני לא נוגע בגור, ומבטל את הצורך בפלסטר או הקובץ המצורף של גור למשטח קבועכגון transilluminator 11. משלוח של סוג adeno הקשורים וקטור ויראלי 9 (AAV9) בעכברים מייצר ביטוי חזק בתאי עצב והאסטרוציטים ברחבי המוח וחוט השדרה (איור 1). משלוח תוך-של וקטורים ויראליים לוריד פנים הזמני השטחי נעשה שימוש באופן אמין במחקרים שונים בעכברים בילוד לטיפול בהפרעה עצבית-שרירית בילדים בעמוד השדרה שרירים ניוון (SMA) 2,4,13,14 וסופו של דבר הגדיל את תוחלת החיים של עכברים שטופלו. הזרקה תוך-של עכברים בילוד המטרה גם ביעילות מערכת עצבים ההיקפית ואיברים היקפיים (איור 2). בעקבות הזרקה של AAV, התמרה של גרעיני שורש הגבי, כבד, לב, שריר שלד, ריאות, ומקלעת myenteric של המעי נצפתה 1,3,6,7,15. התמרה נרחבת של מערכת העצבים המרכזית והפריפריה גורמת שיטה זו של אידאל הזרקה לטיפול במחלות הדורשות ביטוי הגלובלי שלtransgene, כגון המחלות של מחלת גושה 16 ואחסון lysosomal האחר 17,18, מחלת באטן וlipofuscinoses ceroid העצבי קשור, 19 ותסמונת Bardet-Biedl, הפרעה רבה מערכתית גנטית עם הופעת תסמינים המתרחשים בילדות המוקדמת 20. גם הזרקה תוך-לעכברים בילוד צריכה להיחשב כשיטת חדשנית למחלות ילדים מערכתיות דוגמנות. טכניקה זו תורגמה למודלים של בעלי חיים גדולים יותר 5,21 והזרקה תוך-כבר קיים כשיטת קלינית מקובלת של מתן תרופות. הפרוטוקול הנוכחי מתאר שיטה פשוטה, יעילה של אספקת סוכנים לעכברים בילוד דרך וריד הפנים זמניים השטחי, לא יאוחר מיום הזרקת 2. לאחר לידה יכולה להסתיים באחת, התאמן פרט ונסבל היטב על ידי שני הגורים והסכרים. גורים חווים מצוקה מינימאלית ולהתאושש במהירות. Importantly, זריקה מוצלחת תביא לאספקה ​​הגלובלית של הסוכן מנוהל. פרוטוקול זה מתאים למשלוח של וקטורים ויראליים, סוכנים או תאי תרופות לעכברים שזה עתה נולד.

<table><tbody><tr><td>Thinpro insulin syringe</td><td>Terumo</td><td>SS30M3009</td><td>3/10 cc, 3/8&quot; needle, 30 G, 1 per mouse</td></tr><tr><td>Evans blue dye</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E2129</td><td>Dilute to 1% with 1x Phosphate Buffered Saline</td></tr><tr><td>Cotton tipped applicators</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-400-101</td><td></td></tr><tr><td>Fiber optic light source</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-562-36</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting microscope</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

intravenous injections in neonatal mice

הזרקה תוך ורידית היא אופן קליני רלוונטי כדי לספק תרופות. מכרסמים מבוגרים ובעלי חיים גדולים יותר, זריקות תוך-ורידית הן אפשריים מבחינה טכנית ושגרתיות. עם זאת, בחלק מדגמי העכבר יכול להיות התחלה מוקדמת של מחלה עם התקדמות מהירה שעושה ממשל של טיפולים פוטנציאליים קשה. הווריד הזמני (או פנים) הוא רק קדמי לניצן האוזן בעכברים והוא נראה בבירור ביומיים הראשונים שלאחר לידה בכל צד של הראש באמצעות מיקרוסקופ לנתח. במהלך חלון זה, הווריד הזמני יכול להיות מוזרק בנפחים של עד 50 μl. הזריקה היא בטוחה ונסבל היטב על ידי שני הגורים והסכרים. הליך הזרקה טיפוסי יושלם בתוך 1-2 דקות, לאחר שהגור חוזר לכלוב בבית. מהיום ליום שלאחר הלידה השלישי הווריד קשה לדמיין והליך ההזרקה הופך מבחינה טכנית לא אמין. טכניקה זו הייתה בשימוש למסירה של vect וירוס adeno הקשורים (AAV)ORS, אשר בתורו יכול לספק, ביטוי transgene יציב כמעט גוף-רחב לחייו של בעל החיים בהתאם לסרוטיפ הנגיפי נבחר.

במהלך הזרקה נכונה, הווריד לרגע להפוך, או לחלוט ברורים. אם הזרקה לצבוע כל הגור צריך להפוך לכחול בתוך שניות. אם הזרקה לא תקינה התרחשה, לעתים קרובות יש בולוס תת עורי מרוכז בראש או בצוואר וinjectant עלול לדלוף מאתר ההזרקה. זריקות לא נכונה יכולות גם לגרום להופעה של שטפי דם בצווא?...

Watch this Scientific Journal Video about Intravenous Injections in Neonatal Mice at JoVE.com

Intravenous Injections in Neonatal Mice

מודלים של בעלי חיים למחלות ילדים יכולים לחוות התפרצות מוקדמת והתקדמות מחלה אגרסיבית. מבחינה קלינית משלוח טיפול רלוונטי למודלים של עכברים צעירים יכול להיות קשה מבחינה טכנית. פרוטוקול זה מתאר שיטת הזרקה תוך ורידית לא פולשנית לעכברים שזה עתה נולדו בתוך שני הימים לאחר הלידה הראשונה של חיים.

זריקות תוך ורידים בעכברים בילוד

Intravenous injection is a clinically applicable manner to deliver therapeutics. For adult rodents and larger animals, intravenous injections are ...

Research

JoVE Journal

Biology

58.2K Views.  Ohio State University.  מודלים של בעלי חיים למחלות ילדים יכולים לחוות התפרצות מוקדמת והתקדמות מחלה אגרסיבית. מבחינה קלינית משלוח טיפול רלוונטי למודלים של עכברים צעירים יכול להיות קשה מבחינה טכנית. פרוטוקול זה מתאר שיטת הזרקה תוך ורידית לא פולשנית לעכברים שזה עת?...

Video: Intravenous Injections in Neonatal Mice

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular (ICV) and Intravenous (IV) Injection in Mice

Despite the protective role that blood brain barrier plays in shielding the brain, it limits the access to the central nervous system (CNS) which most often results in failure of potential therapeutics designed for neurodegenerative disorders 1,2. Neurodegenerative diseases such as Spinal Muscular Atrophy (SMA), in which the lower motor neurons are affected, can benefit greatly from introducing the therapeutic agents into the CNS. The purpose of this video is to demonstrate two different injection paradigms to deliver therapeutic materials into neonatal mice soon after birth. One of these methods is injecting directly into cerebral lateral ventricles (Intracerebroventricular) which results in delivery of materials into the CNS through the cerebrospinal fluid 3,4. The second method is a temporal vein injection (intravenous) that can introduce different therapeutics into the circulatory system, leading to systemic delivery including the CNS 5. Widespread transduction of the CNS is achievable if an appropriate viral vector and viral serotype is utilized. Visualization and utilization of the temporal vein for injection is feasible up to postnatal day 6. However, if the delivered material is intended to reach the CNS, these injections should take place while the blood brain barrier is more permeable due to its immature status, preferably prior to postnatal day 2. The fully developed blood brain barrier greatly limits the effectiveness of intravenous delivery. Both delivery systems are simple and effective once the surgical aptitude is achieved. They do not require any extensive surgical devices and can be performed by a single person. However, these techniques are not without challenges. The small size of postnatal day 2 pups and the subsequent small target areas can make the injections difficult to perform and initially challenging to replicate.

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular ICV and Intravenous IV Injection in Mice

This article demonstrates two very different methods of injection: 1) into the brain (intracerebroventricular) and 2) systemic (intravenous) to introduce the therapeutic agents into the central nervous system of neonatal mice.

מסירה של סוכני טיפולית באמצעות Intracerebroventricular (ICV) ו תוך ורידי (IV) הזרקה של עכברים

Despite the protective role that blood brain barrier plays in shielding the brain, it limits the access to the central nervous system (CNS) which most ...

Medicine

Use of In vivo Imaging to Monitor the Progression of Experimental Mouse Cytomegalovirus Infection in Neonates

Human Cytomegalovirus (HCMV or HHV-5) is a life-threatening pathogen in immune-compromised individuals. Upon congenital or neonatal infection, the virus can infect and replicate in the developing brain, which may induce severe neurological damage, including deafness and mental retardation. Despite the potential severity of the symptoms, the therapeutic options are limited by the unavailability of a vaccine and the absence of a specific antiviral therapy. Furthermore, a precise description of the molecular events occurring during infection of the central nervous system (CNS) is still lacking since observations mostly derive from the autopsy of infected children. Several animal models, such as rhesus macaque CMV, have been developed and provided important insights into CMV pathogenesis in the CNS. However, despite its evolutionary proximity with humans, this model was limited by the intracranial inoculation procedure used to infect the animals and consistently induce CNS infection. Furthermore, ethical considerations have promoted the development of alternative models, among which neonatal infection of newborn mice with mouse cytomegalovirus (MCMV) has recently led to significant advances. For instance, it was reported that intraperitoneal injection of MCMV to Balb/c neonates leads to infection of neurons and glial cells in specific areas of the brain. These findings suggested that experimental inoculation of mice might recapitulate the deficits induced by HCMV infection in children. Nevertheless, a dynamic analysis of MCMV infection of neonates is difficult to perform because classical methodology requires the sacrifice of a significant number of animals at different time points to analyze the viral burden and/or immune-related parameters. To circumvent this bottleneck and to enable future investigations of rare mutant animals, we applied in vivo imaging technology to perform a time-course analysis of the viral dissemination in the brain upon peripheral injection of a recombinant MCMV expressing luciferase to C57Bl/6 neonates.

Use of In vivo Imaging to Monitor the Progression of Experimental Mouse Cytomegalovirus Infection in Neonates

Human Cytomegalovirus (HCMV) infection of neonates represents an important cause of mental retardation, yet the molecular events leading to virus-induced pathogenesis are still poorly understood. To investigate the dynamics of brain infection, we adapted whole-animal in vivo imaging to perform time-course analysis of neonates infected with a luciferase-recombinant virus.

שימוש<em&gt; בvivo</em&gt; הדמיה למעקב אחר ההתקדמות של זיהום ציטומגלווירוס עכבר ניסיוני בילודים

Human Cytomegalovirus (HCMV or HHV-5) is a life-threatening  pathogen in immune-compromised individuals. Upon congenital or neonatal  infection, the virus ...

Immunology and Infection

Intravenous and Intra-amniotic In Utero Transplantation in the Murine Model

In utero transplantation (IUT) is a unique and versatile mode of therapy that can be used to introduce stem cells, viral vectors, or any other substances early in the gestation. The rationale behind IUT for therapeutic purposes is based on the small size of the fetus, the fetal immunologic immaturity, the accessibility and proliferative nature of the fetal stem or progenitor cells, and the potential to treat a disease or the onset of symptoms prior to birth. Taking advantage of these normal developmental properties of the fetus, the delivery of hematopoietic stem cells (HSC) via an IUT has the potential to treat congenital hematologic disorders such as sickle cell disease, without the required myeloablative or immunosuppressive conditioning required for postnatal HSC transplants. Similarly, the accessibility of progenitor cells in multiple organs during development potentially allows for a more efficient targeting of stem/progenitor cells following an IUT of viral vectors for gene therapy or genome editing. Additionally, IUT can be used to study normal developmental processes including, but not limited to, the development of immunologic tolerance. The murine model provides a valuable and affordable means to understanding the potential and limitations of IUT prior to pre-clinical large animal studies and an eventual clinical application. Here, we describe a protocol for performing an IUT in the murine fetus through intravenous and intra-amniotic routes. This protocol has been used successfully to elucidate the necessary conditions and mechanisms behind in utero hematopoietic stem cell transplantation, tolerance induction, and in utero gene therapy.

Intravenous and Intra-amniotic In Utero Transplantation in the Murine Model

We describe a protocol for performing an in utero transplantation (IUT) through intravenous and intra-amniotic routes of injection in the murine model. This protocol can be used to introduce cells, viral vectors, and other substances into the unique immune-tolerant fetal environment.

תוך ורידי, אינטרה-שפיר בתוך הרחם השתלת במודל מאתר

In utero transplantation (IUT) is a unique and versatile mode of therapy that can be used to introduce stem cells, viral vectors, or any other substances ...

Developmental Biology

Intracerebroventricular Viral Injection of the Neonatal Mouse Brain for Persistent and Widespread Neuronal Transduction

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene expression in the mouse brain. Here we describe a technique first introduced by Passini and Wolfe for direct intracranial delivery of virally-encoded transgenes into the neonatal mouse brain. In its most basic form, the procedure requires only an ice bucket and a microliter syringe. However, the protocol can also be adapted for use with stereotaxic frames to improve consistency for researchers new to the technique. The method relies on the ability of adeno-associated virus (AAV) to move freely from the cerebral ventricles into the brain parenchyma while the ependymal lining is still immature during the first 12-24 hr after birth. Intraventricular injection of AAV at this age results in widespread transduction of neurons throughout the brain. Expression begins within days of injection and persists for the lifetime of the animal. Viral titer can be adjusted to control the density of transduced neurons, while co-expression of a fluorescent protein provides a vital label of transduced cells. With the rising availability of viral core facilities to provide both off-the-shelf, pre-packaged reagents and custom viral preparation, this approach offers a timely method for manipulating gene expression in the mouse brain that is fast, easy, and far less expensive than traditional germline engineering.

Here we demonstrate a technique for widespread neuronal transduction by intraventricular injection of adeno-associated virus into the neonatal mouse brain. This method provides a rapid and easy way to attain lifelong expression of virally-delivered transgenes.

הזרקת נגיפי Intracerebroventricular של ילודים עכבר המוח לתמרה עצבית מתמשכת ונרחבת

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene ...

Neuroscience

Intracerebroventricular and Intravascular Injection of Viral Particles and Fluorescent Microbeads into the Neonatal Brain

In the study on the pathogenesis of viral encephalitis, the infection method is critical. The first of the two main infectious routes to the brain is the hematogenous route, which involves infection of the endothelial cells and pericytes of the brain. The second is the intracerebroventricular (ICV) route. Once within the central nervous system (CNS), viruses may spread to the subarachnoid space, meninges, and choroid plexus via the cerebrospinal fluid. In experimental models, the earliest stages of CNS viral distribution are not well characterized, and it is unclear whether only certain cells are initially infected. Here, we have analyzed the distribution of cytomegalovirus (CMV) particles during the acute phase of infection, termed primary viremia, following ICV or intravascular (IV) injection into the neonatal mouse brain. In the ICV injection model, 5 &#181;l of murine CMV (MCMV) or fluorescent microbeads were injected into the lateral ventricle at the midpoint between the ear and eye using a 10-&#181;l syringe with a 27 G needle. In the IV injection model, a 1-ml syringe with a 35 G needle was used. A transilluminator was used to visualize the superficial temporal (facial) vein of the neonatal mouse. We infused 50 &#181;l of MCMV or fluorescent microbeads into the superficial temporal vein. Brains were harvested at different time points post-injection. MCMV genomes were detected using the in situ hybridization method. Fluorescent microbeads or green fluorescent protein expressing recombinant MCMV particles were observed by fluorescent microscopy. These techniques can be applied to many other pathogens to investigate the pathogenesis of encephalitis.

Here, we describe a simple method of intracerebroventricular and intravascular injection of viral particles or fluorescent microbeads into the neonatal mouse brain. The localization pattern of the virus and nanoparticles could be detected by microscopic evaluation or by in situ hybridization.

הזרקת intracerebroventricular ו intravascular של חלקיקים נגיפיים ו פלורסנט microbeads לתוך המוח בילוד

In the study on the pathogenesis of viral encephalitis, the infection method is critical. The first of the two main infectious routes to the brain is the ...

ביצוע הזרקה תוך-מוחית בעכברים בגישה של יד חופשית

Free-Hand Intracerebroventricular Injections in Mice

The investigation of neuroendocrine systems often requires the delivery of drugs, viruses, or other experimental agents directly into the brains of mice. An intracerebroventricular (ICV) injection allows the widespread delivery of the experimental agent throughout the brain (particularly in the structures near the ventricles). Here, methods for making free-hand ICV injections in adult mice are described. By using visual and tactile landmarks on the heads of mice, injections into the lateral ventricles can be made rapidly and reliably. The injections are made with a glass syringe held in the experimenter&#39;s hand and placed at approximate distances from the landmarks. Thus, this technique does not require a stereotaxic frame. Furthermore, this technique requires only brief isoflurane anesthesia, which permits the subsequent assessment of mouse behavior and/or physiology in awake, freely behaving mice. Free-hand ICV injection is a powerful tool for the efficient delivery of experimental agents into the brains of living mice and can be combined with other techniques such as frequent blood sampling, neural circuit manipulation, or in vivo recording to investigate neuroendocrine processes.

מחבר זרקור: תובנות, חידושים ודרכים עתידיות בבקרת עצבים במערכת הרבייה 

Here, a simple and rapid approach for performing intracerebroventricular injections in mice using a free-hand approach (that is, without a stereotaxic device) is described.

זריקות תוך-מוחיות ביד חופשית בעכברים

The investigation of neuroendocrine systems often requires the delivery of drugs, viruses, or other experimental agents directly into the brains of mice. ...

A Neonatal Rodent Model of Retroorbital Vein Injection

Intravenous (iv) injection is the most used route of drug administration in neonates in the clinical setting. Therefore, retroorbital vein injection is an important method for compound administration in research, where successful proof-of-concept studies can progress into much-needed neonatal clinical trials. Most intravenous studies in neonatal rodents use the superficial temporal/facial vein. However, retroorbital injection becomes unreliable in neonatal rodents older than 2 days after the skin darkens and the vein is no longer visible. In the present protocol, we describe the retroorbital injection of the venous sinus in both the neonatal mouse and rat at ages when the superficial temporal vein is no longer visible, but the eyes have not opened yet. Eye-opening facilitates retro-orbital injection by enabling the researcher to clearly see that they are not perforating the eye when inserting the needle. We demonstrate that this technique can be performed in a reliable and reproducible manner without adverse effects. Additionally, we show that it can be used in many studies, such as administering compounds to study neonatal brain injury.

This protocol aims to demonstrate a reproducible venous administration route that can be used in rats and mice throughout the neonatal period. This procedure is important for preclinical rodent studies that wish to mirror drug administration in neonatal care units primarily using intravenous administration.

מודל מכרסם יילוד של הזרקת ורידים רטרואורביטלית

Intravenous (iv) injection is the most used route of drug administration in neonates in the clinical setting. Therefore, retroorbital vein injection is an ...

פרוטוקול מקיף למתן זריקות תוך-תאיות בעכברי יילודים

Intrathecal Injection of Newborn Mouse for Genome Editing and Drug Delivery

Intrathecal injection is a commonly employed procedure in both pediatric and adult clinics, serving as an effective means to administer medications and treatments. By directly delivering medications and treatments into the cerebrospinal fluid of the central nervous system, this method achieves higher localized drug concentrations while reducing systemic side-effects compared to other routes such as intravenous, subcutaneous, or intramuscular injections. Its importance extends beyond clinical settings, as intrathecal injection plays a vital role in preclinical studies focused on treating neurogenetic disorders in rodents and other large animals, including non-human primates. However, despite its widespread application, intrathecal injection in young, particularly neonatal pups, poses significant technical challenges due to their small size and fragile nature. Successful and reliable administration of intrathecal injections in newborn mice requires meticulous attention to detail and careful consideration of various factors. Thus, there is a crucial need for a standardized protocol that not only provides instructions but also highlights key technical considerations and good laboratory practices to ensure procedural consistency, as well as the safety and welfare of the animals.
To address this unmet need, we present a detailed and comprehensive protocol for performing intrathecal injections specifically in newborn pups on postnatal day 1 (P1). By following the step-by-step instructions, researchers can confidently perform intrathecal injections in neonatal pups, enabling the accurate delivery of drugs, antisense oligos, and viruses for gene replacement or genome editing-based treatments. Furthermore, the importance of adhering to good laboratory practices is emphasized to maintain the well-being of animals and ensure reliable experimental outcomes. This protocol aims to address the technical challenges associated with intrathecal injections in neonatal mice, ultimately facilitating advances in the field of neurogenetic research that aims to develop potential therapeutic interventions.

Author Spotlight: Intrathecal Injection – שיטת העברה יעילה ואמינה לבדיקת יעילות עריכת גנים במוחות עכברים בילודים

The present protocol outlines step-by-step instructions for performing intrathecal injections in neonatal mice for gene editing and drug delivery.

הזרקה תוך-תטית של עכבר שזה עתה נולד לצורך עריכת גנום ואספקת תרופות

Intrathecal injection is a commonly employed procedure in both pediatric and adult clinics, serving as an effective means to administer medications and ...

זריקות תוך ורידים בעכברים בילוד

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

מסירה של סוכני טיפולית באמצעות Intracerebroventricular (ICV) ו תוך ורידי (IV) הזרקה של עכברים

שימוש

תוך ורידי, אינטרה-שפיר בתוך הרחם השתלת במודל מאתר

הזרקת נגיפי Intracerebroventricular של ילודים עכבר המוח לתמרה עצבית מתמשכת ונרחבת

הזרקת intracerebroventricular ו intravascular של חלקיקים נגיפיים ו פלורסנט microbeads לתוך המוח בילוד

זריקות תוך-מוחיות ביד חופשית בעכברים

זריקות תוך-מוחיות ביד חופשית בעכברים

זריקות תוך-מוחיות ביד חופשית בעכברים

מודל מכרסם יילוד של הזרקת ורידים רטרואורביטלית

הזרקה תוך-תטית של עכבר שזה עתה נולד לצורך עריכת גנום ואספקת תרופות