Funding for this work was provided by Shriners Hospitals and CIRM fellowships to AMC and AM. We would also like to acknowledge Plemel et al.7 for first designing and publishing the calibrated forceps model.

يجب الموافقة على جميع الإجراءات الحيوانية وطرق رعاية الحيوان من قبل لجنة رعاية الحيوان المؤسسية واستخدام المؤسسة (IACUC). 1. إعداد الجراحي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجميع كل الأدوات والكواشف الجراحية الضرورية: ملقط، مقص فانا، roungeurs، ضام، المشارط، مقص، الغرز، والدبابيس الجلد، Q-نصائح، ملحي معقم، والإسفنج الجراحية، والأيزوفلورين. إعداد والأوتوكلاف حزمة كاملة من الأدوات الجراحية قبل الجراحة. إذا كان أداء العمليات الجراحية على الماوس أكثر من واحد، إعداد والأوتوكلاف حزمة واحدة من الأدوات لكل حيوان، أو الأوتوكلاف حزمة واحدة من الأدوات الجراحية وتعقيم للتعقيم أداة في بين العمليات الجراحية. عموما، حزمة واحدة من أدوات معقمة يمكن استخدامها على ما يصل إلى 5 الفئران إذا تم استخدام الزجاج حبة أداة terilizer لتنظيف أدوات في الفترات الفاصلة بين العمليات الجراحية (بعد 5 الحيوانات الأدوات يجب إعادة تنظيفها وتعقيمها قبل استخدامها). يرجى تحقق مع مسؤول IACUC المحلي لinstitutiعلى مبادئ توجيهية محددة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعقيم الجراحي الميداني مع 70٪ مناديل ايزوبروبيل. إعداد الستائر الجراحية لضمان الحفاظ على مجال معقم أثناء الجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وزن كل فأر قبل الجراحة. إدارة جرعة من 0.05 ملغ / كغ من وزن الجسم من البوبرينورفين، تحت الجلد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الحيوان قبل إدارة الأيزوفلورين بجرعة 4٪ في غرفة تحريض الجهاز الأيزوفلورين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة يتم تخدير الحيوان، وتطبيق مرهم للعين لمنع الجفاف، ووضع الحيوان على وسادة التدفئة على 37 درجة مئوية، والتأكد من أن رئيس الماوس، يقع بشكل صحيح في مخروط التخدير. (ملاحظة: استخدام مصدر التدفئة التي لن تسبب الحروق الحرارية، أي بطانية المياه المنتشرة، زجاجة الماء الساخن، أو ما يعادلها..) وعند هذه النقطة تدير جرعة من 2٪ الأيزوفلورين للحيوان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حلق السطح الظهري من الفأرة، حوالي 1 سم حول موقع شق المقصود. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطهير الصورة شقالفنار بغسل مع 70٪ مناديل ايزوبروبيل، ثم مع محلول اليود (10٪ بوفيدون اليود، 1٪ اليود متوفرة). كرر 3 مرات. </li></ol> 2. الظهرية استئصال الصفيحه <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل اتخاذ شق، تأكد من أن الحيوان هو تخدير بشكل صحيح عن طريق التحقق من ردود الفعل باستخدام إصبع أو الذيل طريقة قرصة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء شق على طول العمود الفقري الظهري مع مشرط وشفرة، ومن ثم التحقق من وجود ردود الفعل مرة أخرى. قوس ظهره للمساعدة بشكل صحيح تصور المعالم، مثل الحدود بين الفقرات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع طريق الجلد. إدراج ضام لعقد الجلد وفآسيا الخلفي من الحبل الشوكي. مسح الأنسجة على جانبي الحبل الشوكي للكشف عن العضلات التي تغطي العمود الفقري. ملاحظة: يجب أن يكون الجراح على دراية المعالم التشريحية. على سبيل المثال، الزاوية السفلية من لوح الكتف يتوافق مع T7. الجزء العلوي من منحنى الطبيعي من العمود الفقري الماوس، هو T12 ويمكن استخدامه كنقطة مرجعية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع عالإضاءة روبر، وتحديد المسافة بين الفقرات. العثور على نهاية الخلفي من T10 وقطع العضلات وفآسيا عمودي على مساحة القرص الفقرية. قطع فقط ما يكفي لفضح العملية والخلفية الشائكة الصفيحة من T10. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام زوج من الرؤوس غرامة دومون # 5 ملقط، إزالة بعض الأنسجة من الصفيحة والعملية الشائكة لفضح شريحة صغيرة من الحبل الشوكي. عند الضرورة، استخدم ملقط الأنسجة لتحقيق الاستقرار في العمود الفقري. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نفذ الثقب عن طريق إدراج جانب واحد من زوج من مقص فانا صغيرة على طول الجانب ظهراني من فقرة وفقط تحت الصفيحة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل، القصاصات متأنية صغيرة لقطع طريق الجانب الوحشي من الصفيحة الفقرية. ضمان عدم الضغط يتم تطبيقها على الحبل الشوكي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر على الجانب الآخر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق ضغط لطيف لوقف النزيف عند الضرورة مع طرف Q أو الإسفنج الجراحية، مع الحرص على عدم ممارسة الضغط على الحبل الشوكي. ملاحظة: إعداد الرغوة هلامغارقة في المياه المالحة عقيمة في حال احتياجات ينزف حتى يمكن السيطرة عليها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة وقد تم إجراء شقوق، رفع قبالة الجانب الظهري للفقرة واضحة بلطف أي مرفقات الأنسجة. استخدام الوسائل المناسبة للسيطرة على النزيف إذا لزم الأمر. </li></ol></li></ol> 3. ضغط الحبل الشوكي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام roungeurs أو ملقط استئصال الصفيحة الفقرية، وضمان أن الجانبين الجانبية للنخاع الشوكي خالية من العظم الفقري بحيث ملقط معايرة للإصابة ضغط يمكن وضعه على جانبي الحبل الشوكي. يجب أن يكون أحضان ملقط قادرة على أن توضع داخل الفضاء فوق الجافية على الجانبين المجاورة من الحبل الشوكي ونصائح من ملقط يجب أن تكون قادرة للوصول إلى أرضية قناة العمود الفقري. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكد من أن الرؤية من الحبل الشوكي هو جيد. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضعه على معايرة دومون # 5 ملقط تقريبا في منتصف الجزء الظاهر من الحبل الشوكي. يذكر أن سلاح القوةيجب وضع ملاحظة في الفضاء فوق الجافية على الجانبين المجاورة ويجب على نصائح تلامس الأرض من قناة العمود الفقري لتوليد إصابات استنساخه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضغط بعناية الحبل الشوكي حتى ربط الفواصل. عقد في مكان لمدة 15 ثانية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بلطف الافراج عن قوة الضغط وإزالة ملقط معايرة من الحبل الشوكي. وينبغي أن تستخدم المياه المالحة عقيمة لاستعادة التوازن قبل إغلاق الجرح. </li></ol> 4. الجرح الإنتهاء <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خياطة بعناية طبقة العضلات على الحبل الشوكي، مع الحرص على عدم تعطيل أو ممارسة الضغط على الحبل الشوكي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام أي خيوط أو الدبابيس لإغلاق الجلد على الجرح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في حالة استخدام مخدر الغاز، والبدء في تفتق / إيقاف مخدر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدارة 0.1 مل من قارعو الأجراس أفرز اللبن لكل 10 غرام من وزن الجسم للمساعدة على حساب الجفاف أثناء الجراحة وبعد الجراحة عند الحيوان هو السبات العميق، ويتعافى من الإصابة. وينبغي أن يكون الحل WARMEd لدرجة حرارة الجسم قبل الحقن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس في قفص خالية من الفراش. يجب أن يبني القفص على رأس وسادة التدفئة (كما هو موضح في 1.1.5) بطريقة تسمح للنصف مساحة القفص لتكون على لوحة، في حين أن النصف الآخر يستريح على عداد RT، وذلك لإعطاء الماوس الخيارات المناخ مرة واحدة فمن المتنقلة. احرص على التأكد من أن &quot;قفص الانتعاش&quot; يقع في بيئة هادئة. عن كثب مراقبة الحيوانات حتى استعاد وعيه أنه، في الوقت الذي الماوس يمكن نقلها إلى قفص منتظم مع الفراش. </li></ol> العناية 5. بعد المنطوق <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد الجراحة، وإدارة جرعة من 0.05 ملغ / كغ من وزن الجسم البوبرينورفين تحت الجلد كل 12 ساعة لمدة 3 أيام الأولى بعد الجراحة، وبعد ذلك حسب الحاجة لإدارة أعراض الألم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدارة جرعة من قارعو الأجراس أفرز اللبن (0.1 مل لكل 10 غرام من وزن الجسم تحت الجلد) لأول 3-5 أيام بعد الجراحة. إعطاء هذه الجرعة إذا / عندما يكون لIMAL تبدأ تظهر علامات الجفاف خارج هذه الفترة الزمنية الأولية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التعبير عن المثانة من الحيوانات باستخدام مناورة Crede مرتين يوميا يدويا. جس البطن برفق الحيوان لتحديد موقع المثانة، ومن ثم الضغط النزولي لطيف حتى المثانة فارغة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا لم المثانة فارغة أو البول هي دموية أو غائم وإدارة 50 ملغم / كغم من وزن الجسم من Baytril للحيوان عن طريق حقن interperitoneal لمدة 10 يوما. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مراقبة الحيوانات بحثا عن علامات على الالتهام الذاتي، والجفاف، وفقدان الوزن المفرطة (أكبر من 20٪ من وزن الجسم). إذا حيوان تجارب أي من هذه الأعراض يرجى استشارة الطبيب البيطري فورا فيما يتعلق خيارات العلاج، أو الموت ببطء الحيوان بطريقة إنسانية التالية مبادئ توجيهية IACUC. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وبالنظر إلى أن التنقل قد تكون محدودة الحق بعد الجراحة، واتخاذ الخطوات اللازمة لجعل الحيوانات على يقين من الحصول على الغذاء والماء. قبل تعبئتها الغذاء الرطب، وكذلك لالصورة هيدروجيل، يمكن أن تتاح للحيوانات في هذه الحالات. </li></ol></li></ol> 6. تقييم الأنسجة الضرر الناجم عن الإصابات ضغط <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الحيوانات كما هو موضح في الخطوات 1.4 و 1.5. تحقق من عمق التخدير عن طريق قرصة أخمص القدمين، ورصد ردود الفعل طرفة القرنية. عند الحيوان غير حساس للمؤثرات، انتقل إلى الخطوة 6.2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء نضح intracardial 10. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فضح تجويف الصدر وادخال ابرة في البطين الأيسر. طرد السوائل الموجودة مع 20 - 30 مل الفوسفات الجليد الباردة مخزنة المالحة (PBS)، يليه 15-25 مل من الجليد الباردة بارافورمالدهيد 4٪ (PFA). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الحبل الشوكي. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع ظهري الجلد إلى الحبل الشوكي وازالة أي نوع من الأنسجة الزائدة المحيطة طول العمود الفقري. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع المكوس العمود الفقري وبعيدا أي نوع من الأنسجة المتبقية. المستوى الفعلي للالثقب وأناويمكن التأكد من njury عن طريق عد الأضلاع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام مقص فانا وملقط لتهجير أجزاء صغيرة من العمود الفقري في اتجاه الذيلية-لمنقاري. مواصلة خفض حتى ما يتعرض له الحبل كافيا للسماح إزالة آمنة. التصور من موقع القطع وعملية يمكن تسهيل من خلال استخدام المجسام. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع أنسجة الحبل الشوكي في 4٪ PFA. تسمح الأنسجة لمرحلة ما بعد الإصلاح في هذا الحل لمدة 24 ساعة في 4 درجات مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الأنسجة Cryoprotect التي تفرخ في 30٪ سكروز لمدة 24 ساعة في 4 درجات مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تضمين الأنسجة في أكتوبر لفترة وجيزة، واتخاذ الأنسجة من الحضانة السكروز 30٪ وإزالة أي حل الزائد. وضع الأنسجة في cryomold مليئة أكتوبر واحتضان لمدة 1 ساعة على 4 درجات مئوية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة العفن من 4 ° C، تأكيد التوجه اتجاهي للأنسجة، ووضع القالب في طبق ضحل من 2-methylbutane (قبل المبردة لمدة 1 ساعة على الجليد الجاف) والسماح أكتوبر لترسيخ تماما. الحفاظ على الجليد الجاف في حالة استخدام فورا أو ستوإعادة -80 ° C. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع الأنسجة إلى 20 ميكرون أقسام السهمي باستخدام ناظم البرد. جبل الأنسجة مباشرة على الشرائح. تخزين في -20 درجة مئوية حتى الاستخدام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أداء الهيماتوكسيلين ويوزين (H &amp; E) وصمة عار. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لفترة وجيزة، ترطيب الأنسجة (5 دقائق، 2 مرات)، وصمة عار مع الهيماتوكسيلين (2.5 دقيقة)، ويغسل بالماء (1 دقيقة، 2 مرات). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان الأنسجة في 50٪ ثم 70٪ من الإيثانول (3 دقائق لكل منهما)، وصمة عار مع يوزين (45 ثانية)، ويذوى من قبل حضانة في 90٪ (5 ثانية)، 95٪ (5 ثانية)، الإيثانول بنسبة 100٪ (2 دقيقة) والأيزوبروبانول (2 دقيقة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> واضح مع الزيلين (5 دقائق، 3 مرات). ملاحظة: سوف H &amp; E تلطيخ تختلف مع سمك الأنسجة محددة والظروف. لذلك، لا بد من توحيد قبل الشروع في الأنسجة التجريبية العينات. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغطية الأنسجة مع شريط رفيع من Permount (~ 100 ميكرون)، وساترة. اضغط لأسفل على جميع الاطراف من ساترة لضمان التوزيع السليم من السوائل. السماح الشرائح تجف O / N. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فيماualize أقسام الأنسجة باستخدام المجهر والتقاط الصور الرقمية باستخدام البرنامج المرافق. </li></ol>

<ol>
	<li>McDonough, A., Martinez-Cerdeno, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endogenous+proliferation+after+SCI+in+animal+models.">Endogenous proliferation after SCI in animal models.</a> Stem Cells Int. 2012, 387513 (2012).</li><li>Onifer, S. M., Rabchevsky, A. G., Scheff, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+models+of+traumatic+SCI+to+assess+motor+recovery.">Rat models of traumatic SCI to assess motor recovery.</a> ILAR J. 48 (4), 385-395 (2007).</li><li>Bunge, R. P., Puckett, W. R., Becerra, J. L., Marcillo, A., Quencer, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Observations+on+the+pathology+of+human+SCI.+A+review+and+classification+of+22+new+cases+with+details+from+a+case+of+chronic+cord+compression+with+extensive+focal+demyelination.">Observations on the pathology of human SCI. A review and classification of 22 new cases with details from a case of chronic cord compression with extensive focal demyelination.</a> Adv Neurol. 59, 75-89 (1993).</li><li>Beattie, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endogenous+repair+after+spinal+cord+contusion+injuries+in+the+rat.">Endogenous repair after spinal cord contusion injuries in the rat.</a> Exp Neurol. 148 (2), 453-463 (1997).</li><li>Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Graded+histological+and+locomotor+outcomes+after+spinal+cord+contusion+using+the+NYU+weight-drop+device+versus+transection.">Graded histological and locomotor outcomes after spinal cord contusion using the NYU weight-drop device versus transection.</a> Experimental Neurology. 139 (2), 244-256 (1996).</li><li>Krishna, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+contusion+model+of+severe+SCI+in+rats.">A contusion model of severe SCI in rats.</a> J Vis Exp. 78, (2013).</li><li>Plemel, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+graded+forceps+crush+SCI+model+in+mice.">A graded forceps crush SCI model in mice.</a> J Neurotrauma. 25 (4), 350-370 (2008).</li><li>Wu, D., Shibuya, S., Miyamoto, O., Itano, T., Yamamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increase+of+NG2-positive+cells+associated+with+radial+glia+following+traumatic+SCI+in+adult+rats.">Increase of NG2-positive cells associated with radial glia following traumatic SCI in adult rats.</a> J Neurocytol. 34 (6), 459-469 (2005).</li><li>Namiki, J., Tator, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+proliferation+and+nestin+expression+in+the+ependyma+of+the+adult+rat+spinal+cord+after+injury.">Cell proliferation and nestin expression in the ependyma of the adult rat spinal cord after injury.</a> Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 58 (5), 489-498 (1999).</li><li>Teletin, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histopathology+in+Mouse+Metabolic+Investigations.">Histopathology in Mouse Metabolic Investigations.</a> Current Protocols in Molecular Biology. 29, (2007).</li><li>McDonough, A., Hoang, A. N., Monterrubio, A. M., Greenhalgh, S., Martinez-Cerdeno, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compression+injury+in+the+mouse+spinal+cord+elicits+a+specific+proliferative+response+and+distinct+cell+fate+acquisition+along+rostro-caudal+and+dorso-ventral+axes.">Compression injury in the mouse spinal cord elicits a specific proliferative response and distinct cell fate acquisition along rostro-caudal and dorso-ventral axes.</a> Neuroscience. 254, 1-17 (2013).</li><li>Basso, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Basso+Mouse+Scale+for+locomotion+detects+differences+in+recovery+after+SCI+in+five+common+mouse+strains.">Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after SCI in five common mouse strains.</a> J Neurotrauma. 23 (5), 635-659 (2006).</li><li>Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+assessment+of+tactile+allodynia+in+the+rat+paw.">Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw.</a> J Neurosci Methods. 53 (1), 55-63 (1994).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

اختيار نموذج SCI مهم في تصميم التجارب لتحديد مدى فعالية من العلاجات للحالات الإنسانية لاصابات النخاع الشوكي. مثل هذه التجارب تتطلب نموذج حيواني هذا هو تكرار للغاية للحد من التقلبات التي قد تؤدي إلى البيانات غير حاسمة. كما ينبغي لها أن تكون ذات أهمية سريرية لتقييم دقيق لحالة الإنسان أنهم النمذجة. تحقيقا لهذه الغاية، واختيار من اصابة في الضغط أو contusive أكثر من transection هو أكثر ملاءمة 3 سريريا. ومع ذلك، الرواطم والأجهزة انخفاض الوزن عن إصابات كدمة تتطلب استخدام معدات مكلفة ومعقدة. في المقابل، ملقط نموذج معايرة من SCI يستخدم تعديل ملقط التي هي سهلة لتجميع من المواد المختبرية الشائعة، ويتطلب عملية جراحية واحدة فقط خطوة إضافية بعد الظهرية الثقب القياسية لفضح الحبل الشوكي. ومع ذلك، عيب واحد من استخدام هذا الأسلوب هو أن قوة الضغط يطبق دائما أفقيا بدلا من ظهريا، كماوغالبا ما ينظر إليها في الحالات السريرية البشرية من SCI 9، والإصابات الناتجة الضغط باستخدام طريقة تؤثر على أكبر-منقاري الذيلية مدى الأنسجة من النماذج كدمة 1،2. وقد تجلى هذا النموذج من قبل منشئي هذه التقنية، ولنا، لتوليد استنساخه SCI 7،11، ومناسب تماما لحجم الفئران. وعلاوة على ذلك، وهذا النموذج إصابة يسمح للحيوانات التي يتم تقييمها بعد العلاج الجراحة والعلاج باستخدام العديد من الاختبارات السلوكية، مثل باسو ماوس مقياس للتنقل واختبار الشعر فراي فون، للتحقق من أن لفيف من الحيوانات تشترك في نفس شدة الإصابة والعجز العصبية 7،11-13. ويمكن أيضا أن هذه التقنيات نفسها أن تستخدم لتقييم فعالية من العلاجات التي تعطى للحيوانات خلال الدراسات الاستقصائية، والوفاء المعايير العامة لالنماذج الحيوانية المستخدمة لتقييم العلاجات لاصابات النخاع الشوكي 2،7. طريقة إنتاج forcep معايرةالصورة لنموذج إصابة بسيطة ويمكن تحقيق ذلك مع مجموعة متنوعة من أساليب مختلفة. وقد استخدمنا طريقة فاصل 11، والتي نشرتها Plemel 7، وعدلت أيضا ملقط باستخدام برغي صغير، والذي لا يوفر فقط أسهل طريقة لإنشاء جهاز ضغط، ولكن يسمح أيضا لبراعة في تعديل ضغط العرض النهائي، ل الاستفادة للدراسات المقارنة. مجموعة من الخيارات في خلق ملقط غير محدود تقريبا ما دامت هل (ق) توفر وسيلة مستقرة إغلاق دائما ملقط لنفس المسافة ويمكن أن تصمد أمام التعقيم والتعقيم. الأساليب الجراحية وصفها في هذا الفيديو هي استنساخه للغاية عبر المستخدمين، ولكن من الضروري توخي الحذر عند إجراء الثقب وخياطة الحيوان بعد أن تم تنفيذ الإجراء بحيث لا يعاني الحبل الشوكي أي قوات ضغطي الإضافية التي قد تزيد شدة الإصابة وخلطا بين التجارب المستقبلية. </p&gt; مع التدريب والممارسة السليم، ملقط نموذج معايرة للإصابة ضغط مناسب تماما لأداء SCI في الفئران التي تحاكي الحالات السريرية التي لوحظت في البشر 2،3،7. نظرا لسهولة خلق ملقط، وتنتج الفئران من درجات متفاوتة من شدة الإصابة يمكن القيام به بسهولة. هذا وسوف تكون ذات فائدة كبيرة لرصد التأثيرات الجينية على SCI من بدرجات متفاوتة من الشدة في الفئران المعدلة وراثيا وكذلك تقييم فعالية زرع الخلايا الجذعية في الفئران. وقد أجريت غالبية الدراسات في الأدب على الفئران بسبب حجمها، الأمر الذي يجعل عملية جراحية عموما أسهل لأداء. لكن الطريقة التي نشرتها Plemel وآخرون. (7) والتي وصفها لنا في هذا الفيديو يجب أن تمكن SCI التي يتعين القيام بها على الفئران مع سهولة كبيرة والتكاثر.

النماذج الحيوانية من اصابات النخاع الشوكي هي أدوات قيمة لتقييم فعالية نماذج علاجية تهدف للحد من الضرر نتيجة لصدمة إلى الحبل الشوكي. بدافع الضرورة التجريبية، يجب أن توفر هذه النماذج العجز استنساخه في الحركي والسلوكيات الحسية، يكون قابل للتعديل لإنتاج إصابات مختلفة الشدة، وتثبت أن شدة الإصابة يرتبط مع درجة العجز العصبية الملاحظة. هناك ثلاثة أنواع رئيسية من SCI مع ميزات متميزة من الإصابة: transection، كدمة، وضغط 1. لفترة وجيزة، وإصابة transection هو تهتك في النخاع الشوكي، وتنشأ الإصابة كدمة من قوة محورية وجيزة تطبيقها على الحبل الشوكي الظهري، ويحدث بسبب اصابة في ضغط عندما يتم تطبيق قوة الضارة إلى الحبل الشوكي، ويمكن أن تكون أيضا يشار إلى إصابة سحق 2. إصابات transection كاملة نادرة سريريا في البشر 3، في حين كدمة علىإصابات د ضغط هي أكثر شيوعا. إصابة ضغط تنتج هذه النتيجة مشابهة لما هو موجود في SCI البشرية التي تسببها، على سبيل المثال، وضغط الورم أو غيرها من القوات ضغطي الضارة، ويمكن القيام بها باستخدام مجموعة بسيطة من الأدوات. إصابات كدمة وضغط متشابهة في ان كل من هم قوة ضاغطة وكلاهما ميزات المرضية المشابهة، مثل الفوضى التهندس الخلوي، وتثير ردود الذاتية مماثلة لإصابة 1،4. نموذج إصابة كدمة عادة تنطبق عليها هذه القوة إلى الحبل الشوكي الظهري باستخدام جهاز خاص بطريقة مشابهة لحالات الإصابة البشرية SCI الناتجة عن الانحشار من العمود الفقري 2،5،6. في المقابل، يمكن أن تتولد إصابات ضغط من قبل مجموعة متنوعة من أساليب استخدام القوة ظهريا أو أفقيا. وتشمل أساليب اصابة ضغط ملقط 7، مقاطع تمدد الأوعية الدموية معايرة 2، أو وضع الوزن مباشرة على الحبل الشوكي 8. ميزة للمقاطع تمدد الأوعية الدموية هي أنها قادرة على توفير كميات مختلفة من القوة 9. طريقة إضافة الأوزان إلى السطح الظهري للحبل الشوكي مباشرة 8 يتطلب الوزن ليكون في مكان لمدة 10 دقيقة، تزيد بشكل كبير من طول الجراحة ويؤدي إلى التضارب بسبب وضع الوزن والحركة بسبب التنفس من الحيوانات. نظرا لصغر حجم الفئران، والوقع الحيوانات في الأجهزة المتخصصة المصممة للاستخدام في الفئران، مثل الرواطم لإصابات كدمة، قد يكون من الصعب أو تؤدي إلى إصابات لا تتفق 7. ومع ذلك، تتوفر في مجموعة واسعة من السلالات المعدلة وراثيا، على عكس الحيوانات الكبيرة مثل الفئران أو الأرانب التي هي مفيدة جدا للبحث SCI الفئران. طريقة Plemel استخدام ملقط معايرة لضغط الحبل الشوكي يولد SCI استنساخه مع وجود درجة عالية من الارتباط بين شدة الإصابة والعجز العصبي 7. هذا النموذج SCI الجراحيةتم إنشاؤها باستخدام زوج من رقم 5 ملقط دومون تعديل الذي سيعقد بعيدا على مسافة محددة من قبل أي من الايبوكسي المعدن أو بعض عرقلة أخرى لمنع الإغلاق التام. يضمن هذا التباعد هندسيا أن ملقط سوف دائما قريبة من عرض معين في جراحات متعددة ومختلفة من قبل المستخدمين. الاستفادة من طريقة Plemel هي أن المواد اللازمة لإنتاج ملقط معايرة يمكن شراؤها بسهولة وتجميعها في المختبر دون الحاجة إلى معدات متخصصة. ويمكن لهذه ملقط تحمل جولات متعددة من التعقيم والتعقيم، وعدم وجود والأجهزة الضخمة منفصل يبسط عملية جراحية. في هذا الفيديو نظهر استخدام الجراحي من زوج من ملقط معايرة على الحبل الشوكي الماوس لتوليد ضغط إصابة. نعالج أيضا المخاوف المتعلقة فريدة لرعاية الحبل الشوكي المصاب الحيوانات المختبرية لتحسين نوعية حياتهم بعد العملية والحد من وفيات.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="350">
	<tbody>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Name</td>
			<td style="width:127px;">Company</td>
			<td style="width:123px;">Catalog No.</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Isoflurane Machine</td>
			<td style="width:127px;">Smiths Medical PM, Inc</td>
			<td style="width:123px;">VCT302</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:127px;">Phoenix Pharmaceutical</td>
			<td style="width:123px;">NDC: 66794-013-25</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Dissecting Scope</td>
			<td style="width:127px;">Seiler Precision Microscopes</td>
			<td style="width:123px;">SSI 202/402</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Germinator-500 (tool sterilizer)</td>
			<td style="width:127px;">Thomas Scientific</td>
			<td style="width:123px;">3885A20</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Puralube (Eye Ointment)</td>
			<td style="width:127px;">Dechra</td>
			<td style="width:123px;">NDC 17033-211-38</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Scalpel Handle (#3)</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">10003-12</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Scalpel Blade (#11)</td>
			<td style="width:127px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:123px;">&#160;08-914B</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Retractor (Colibri )</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">17000-03</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Friedman Pearson Roungeur</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">16021-14</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Vanna (Castroviejo) Scissors</td>
			<td style="width:127px;">Roboz</td>
			<td style="width:123px;">RS-5658</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Tissue Forceps</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11029-14</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Laminectomy Forceps (Dumont #2)&#160;</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11223-20</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Dumont #5 Forceps</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11252-20</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Stapler</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">12031-07</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Staples&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (wound clips)</td>
			<td style="width:127px;">Reflex7</td>
			<td style="width:123px;">203-1000</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Sutures</td>
			<td style="width:127px;">Henry Schein</td>
			<td style="width:123px;">101-2636</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Needles (30 G x &#189;)</td>
			<td style="width:127px;">BD Biomedical</td>
			<td style="width:123px;">305106</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Syringe (1 ml)</td>
			<td style="width:127px;">BD Biomedical</td>
			<td style="width:123px;">309659</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Baytril (enrofloxacin)</td>
			<td style="width:127px;">Bayer</td>
			<td style="width:123px;">NADA 140-913</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Buprenex (buprenorphine)</td>
			<td style="width:127px;">Cardinal Health</td>
			<td style="width:123px;">NDC 12496-0757-1</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

calibrated forceps model of spinal cord compression injury

إصابات ضغط من الحبل الشوكي الفئران هي نماذج حيوانية قيمة لدراسة إصابة الحبل الشوكي (النخاع الشوكي) والعلاج التجديدي الشوكي. ملقط نموذج معايرة للإصابة ضغط غير مريحة، منخفضة التكلفة، ونموذج حيواني استنساخه جدا لاصابات النخاع الشوكي. كنا زوج من ملقط المعدلة وفقا للطريقة التي نشرتها Plemel وآخرون (2008) لضغط أفقيا الحبل الشوكي لمسافة 0.35 مم. في هذا الفيديو، ونحن سوف يبرهن على وجود الثقب الظهرية لفضح الحبل الشوكي، تليها ضغط على الحبل الشوكي مع ملقط المعدلة. في الفيديو، ونحن سوف تتناول أيضا القضايا المتعلقة رعاية الحيوانات المختبرية مشلول. هذا النموذج إصابة تنتج الفئران التي تظهر ضعف في الإحساس، وكذلك اختلال وظائف hindlimb الحركي. وعلاوة على ذلك، وهذه الطريقة من الإصابة ينتج الانحرافات متسقة في علم الأمراض من SCI، على النحو الذي تحدده أساليب المناعى. بعد مشاهدة هذا فيدEO، يجب أن تكون قادرا على تحديد الإمدادات والأساليب اللازمة لإنتاج SCI من مختلف الشدة في الماوس للدراسات عن اصابات النخاع الشوكي و / أو العلاجات تهدف للحد من الانخفاض بعد إصابة المشاهدين.

أجرينا الثقب في 12 الفئران (25 - 30 غرام) كما هو موضح أعلاه، تليها الضغط على الحبل الشوكي عند 0.25 ملم (ن = 4)، 0.35 ملم (ن = 4) و 0.55 ملم (ن = 4). نحن ضحى الحيوانات في ثلاث (ن = 6) وسبع (ن = 6) إصابة يوما آخر من قبل نضح داخل القلب. تمت إزالة الحبل الشوكي من العمود الفقري، وأعد الأنسجة ومعالجتها كما هو موضح أعلاه. واتخذت صورة من الحبل الشوكي كامل مع المجهر الرقمي لايكا EZ4 والبرنامج المرافق. واتخذت صورة من أقسام الحبل الشوكي في 2X التكبير باستخدام مجهر رقمي أوليمبوس والمرافق البرمجيات. وجدنا أن انضغاط الحبل الشوكي تنتج إصابة وكان مركزه في الموقع من ضغط (الشكل 1). الآثار المترتبة على الإصابة تمتد عدة مليمترات في الاتجاهات منقاري والذيلية. زادت خطورة الاصابة والمسافة بين الفواصل انخفضت (0.25 ملم&gt; 0.35 مم&gt;0.55 مم، الشكل 2). بعد ثلاثة أيام من ضغط كانت هناك دماء في بؤرة الإصابة والمناطق المحيطة بها التي لم تقدم 7 أيام بعد الإصابة. 0.25 ملم و 0.35 ملم الضغط أنتجت تجويف، ولكن ليس النموذج 0.55 ملم. بعد 7 أيام، والظهرية والمادة البيضاء بطني انخفض إلى حد كبير في الحجم في مركز الزلزال، تم مشوهة للغاية تنظيم المادة الرمادية، وكان التجويف المستمر. وتترجم هذه التعديلات cytoarchitectonical في المحرك والتعديلات الحسية في سلوك الحيوان تقييمها باستخدام الاختبارات المناسبة مثل باسو ماوس مقياس لالحركي وظيفة والشعر وكلوريد الإيثيل الاختبارات فون فراي عن وظيفة الحسية كما أثبتنا في المنشورات السابقة 8. <img alt="الشكل (1)" src="/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" width="500" /> الشكل 1. صور الممثل من الحبل الشوكي سليمة قبل وبالعربية على حد سواءإصابة ثالثا. (A) الحبل الشوكي سليمة. (B) الحبل الشوكي بعد 0.35 مم الضغط. تشير الأسهم الحدود من الاصابة. النجمة indentifies بؤرة الإصابة. D = ظهري، L = الجانبي. شريط مقياس: 0.50 ملم <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" width="650" /> الشكل 2. صور الممثل من الماوس الحبل الشوكي قبل وبعد الإصابة ضغط في متفاوتة بعرض الضغط. (A) قسم سهمي السيطرة الحبل الشوكي. (B) القسم الاكليل في مركزه من 0.35 ملم SCI 7 أيام إصابة ضغط آخر (نقطة في البوصة). (C، E، G) أقسام السهمي من النخاع الشوكي 3 نقطة في البوصة إلى عرض 0.25 ، 0.35 أو 0.55 ملم. (D، F، H) أقسام السهمي من H &amp; E الملون الحبل الشوكيالصورة 7 نقطة في البوصة إلى عرض من 0.25، 0.35 أو 0.55 ملم. النجمة indentifies بؤرة الإصابة. جميع أقسام ملطخة H &amp; E. D = ظهري، L = الجانبي. شريط مقياس: 1.25 ملم <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury at JoVE.com

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

معايرة الملقط نموذج من الحبل الشوكي ضغط الإصابات

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

calibrated-forceps-model-of-spinal-cord-compression-injury

Research

JoVE Journal

Medicine

18.2K Views.  University of California, Davis. Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Video: Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

الحادة والمزمنة الاختبارات الحسية اللمس بعد إصابة الحبل الشوكي في الجرذان

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

نموذج من جانب واحد راض عنق الرحم لاصابة النخاع الشوكي باستخدام المتصادم الأفق اللانهائي

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

نموذج كدمة شديدة اصابات الحبل الشوكي في الجرذان

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination is disrupted by spinal cord injury (SCI), control of respiratory muscles innervated below the injury level is compromised1,2 leading to respiratory muscle dysfunction and pulmonary complications. These conditions are among the leading causes of death in patients with SCI3. Standard pulmonary function tests that assess respiratory motor function include spirometrical and maximum airway pressure outcomes: Forced Vital Capacity (FVC), Forced Expiratory Volume in one second (FEV1), Maximal Inspiratory Pressure (PImax) and Maximal Expiratory Pressure (PEmax)4,5. These values provide indirect measurements of respiratory muscle performance6. In clinical practice and research, a surface electromyography (sEMG) recorded from respiratory muscles can be used to assess respiratory motor function and help to diagnose neuromuscular pathology. However, variability in the sEMG amplitude inhibits efforts to develop objective and direct measures of respiratory motor function6. Based on a multi-muscle sEMG approach to characterize motor control of limb muscles7, known as the voluntary response index (VRI)8, we developed an analytical tool to characterize respiratory motor control directly from sEMG data recorded from multiple respiratory muscles during the voluntary respiratory tasks. We have termed this the Respiratory Motor Control Assessment (RMCA)9. This vector analysis method quantifies the amount and distribution of activity across muscles and presents it in the form of an index that relates the degree to which sEMG output within a test-subject resembles that from a group of healthy (non-injured) controls. The resulting index value has been shown to have high face validity, sensitivity and specificity9-11. We showed previously9 that the RMCA outcomes significantly correlate with levels of SCI and pulmonary function measures. We are presenting here the method to quantitatively compare post-spinal cord injury respiratory multi-muscle activation patterns to those of healthy individuals.

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment RMCA in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

The purpose of this publication is to present our original work on a multi-muscle surface electromyographic approach to quantitatively characterize respiratory muscle activation patterns in individuals with chronic spinal cord injury using vector-based analysis.

تقييم تنشيط العضلات التنفسية عن طريق الجهاز التنفسي التحكم في المحركات تقييم (RMCA) في الأشخاص الذين يعانون المزمنة اصابات الحبل الشوكي

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination ...

A Murine Model of Cervical Spinal Cord Injury to Study Post-lesional Respiratory Neuroplasticity

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed to improve/ameliorate the respiratory failure following high cervical spinal cord injury (SCI). Here we propose a murine pre-clinical model of high SCI at the cervical 2 (C2) metameric level to study diverse post-lesional respiratory neuroplasticity. The technique consists of a surgical partial injury at the C2 level, which will induce a hemiparalysis of the diaphragm due to a deafferentation of the phrenic motoneurons from the respiratory centers located in the brainstem. The contralateral side of the injury remains intact and allows the animal recovery. Unlike other SCIs which affect the locomotor function (at the thoracic and lumbar level), the respiratory function does not require animal motivation and the quantification of the deficit/recovery can be easily performed (diaphragm and phrenic nerve recordings, whole body ventilation). This pre-clinical C2 SCI model is a powerful, useful, and reliable pre-clinical model to study various respiratory and non-respiratory neuroplasticity events at different levels (molecular to physiology) and to test diverse putative therapeutic strategies which might improve the respiration in SCI patients.

Respiratory failure is the leading cause of death following a cervical spinal cord injury. Having a reproducible, quantifiable, and reliable pre-clinical animal model of respiratory failure induced by a partial cervical injury will help to understand the subsequent respiratory and non-respiratory neuroplasticity and allow testing putative repair strategies.

A نموذج من الفئران اصابات الحبل الشوكي عنق الرحم لدراسة مرحلة ما بعد التقرحي الجهاز التنفسي المرونة العصبية

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

تسيطر الموديل أثر القشرية لإصابات الدماغ الرضية

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

ونظام القياس عن بعد راديو لمراقبة وظيفة القلب والأوعية الدموية في الحبل الشوكي مع الفئران Transection والعصبية الجذعية الجنينية الطعوم خلية

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

العصبية زرع الخلايا الجذعية في التجريبية Contusive نموذج من إصابة الحبل الشوكي

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Contrast Enhanced Ultrasound Imaging for Assessment of Spinal Cord Blood Flow in Experimental Spinal Cord Injury

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an important target for neuroprotective therapies. Although several techniques have been described to assess SCBF, they all have significant limitations. To overcome the latter, we propose the use of real-time contrast enhanced ultrasound imaging (CEU). Here we describe the application of this technique in a rat contusion model of SCI. A jugular catheter is first implanted for the repeated injection of contrast agent, a sodium chloride solution of sulphur hexafluoride encapsulated microbubbles. The spine is then stabilized with a custom-made 3D-frame and the spinal cord dura mater is exposed by a laminectomy at ThIX-ThXII. The ultrasound probe is then positioned at the posterior aspect of the dura mater (coated with ultrasound gel). To assess baseline SCBF, a single intravenous injection (400 &#181;l) of contrast agent is applied to record its passage through the intact spinal cord microvasculature. A weight-drop device is subsequently used to generate a reproducible experimental contusion model of SCI. Contrast agent is re-injected 15 min following the injury to assess post-SCI SCBF changes. CEU allows for real time and in-vivo assessment of SCBF changes following SCI. In the uninjured animal, ultrasound imaging showed uneven blood flow along the intact spinal cord. Furthermore, 15 min post-SCI, there was critical ischemia at the level of the epicenter while SCBF remained preserved in the more remote intact areas. In the regions adjacent to the epicenter (both rostral and caudal), SCBF was significantly reduced. This corresponds to the previously described &#8220;ischemic penumbra zone&#8221;. This tool is of major interest for assessing the effects of therapies aimed at limiting ischemia and the resulting tissue necrosis subsequent to SCI.

Contrast Enhanced Ultrasound imaging is a reliable in-vivo tool for quantifying spinal cord blood flow in an experimental rat spinal cord injury model. This paper contains a comprehensive protocol for application of this technique in association with a contusion model of thoracic spinal cord injury.

على النقيض المحسن التصوير بالموجات فوق الصوتية لتقييم الحبل الشوكي تدفق الدم في التجريبية العمود الفقري اصابات الحبل

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an ...

Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) below the site of injury. The secondary ischemia that develops following the initial mechanical insult is a serious complication of the SCI and severely impairs the function and viability of surviving neuronal and non-neuronal cells in the SC. In addition, ischemia is also responsible for the growth of lesion during chronic phase of injury and interferes with the cellular repair and healing processes. Thus there is a need to develop a spinal cord ischemia model for studying the mechanisms of ischemia-induced pathology. Focal ischemia induced by photothrombosis (PT) is a minimally invasive and very well established procedure used to investigate the pathology of ischemia-induced cell death in the brain. Here, we describe the use of PT to induce an ischemic lesion in the spinal cord of mice. Following retro-orbital sinus injection of Rose Bengal, the posterior spinal vein and other capillaries on the dorsal surface of SC were irradiated with a green light resulting in the formation of a thrombus and thus ischemia in the affected region. Results from histology and immunochemistry studies show that PT-induced ischemia caused spinal cord infarction, loss of neurons and reactive gliosis. Using this technique a highly reproducible and relatively easy model of SCI in mice can be achieved that would serve the purpose of scientific investigations into the mechanisms of ischemia induced cell death as well as the efficacy of neuroprotective drugs. This model will also allow exploration of the pathological changes that occur following SCI in live mice like axonal degeneration and regeneration, neuronal and astrocytic Ca2+ signaling using two-photon microscopy.

Photothrombosis is a minimally invasive and highly reproducible procedure to induce focal ischemia in the spinal cord and serves as a model of spinal cord injury in mice.

Photothrombosis الناجم عن نقص التروية التنسيق نموذجا من اصابات الحبل الشوكي في الفئران

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) ...