Funding for this work was provided by Shriners Hospitals and CIRM fellowships to AMC and AM. We would also like to acknowledge Plemel et al.7 for first designing and publishing the calibrated forceps model.

Toutes les procédures animales et les méthodes de protection des animaux doivent être approuvés par Institutional Animal Care and Usage Comité de l&#39;institution (IACUC). 1. Préparation chirurgicale <ol><li> Assemblez tous les outils chirurgicaux et des réactifs nécessaires: pinces, ciseaux Vana roungeurs, écarteur, scalpels, ciseaux, des sutures, des agrafes de la peau, Q-tips, une solution saline stérile, éponges chirurgicales, et isoflurane. Préparer et autoclave un pack complet d&#39;outils chirurgicaux avant la chirurgie. Si des opérations chirurgicales sur plus d&#39;une souris, et l&#39;autoclave préparer un paquet d&#39;outils par animal, ou une autoclave paquet d&#39;instruments chirurgicaux et stériliser avec un stérilisateur à outil entre dans des interventions chirurgicales. En général, un paquet d&#39;outils stérilisés peut être utilisé sur jusqu&#39;à 5 souris si un outil terilizer de billes de verre est utilisé pour nettoyer les outils entre-deux chirurgies (après cinq animaux les outils doivent être re-nettoyé et stérilisé avant utilisation). Se il vous plaît vérifier avec votre administrateur local pour IACUC institutisur les lignes directrices spécifiques. </li><li> Stériliser le champ opératoire avec 70% tampons imbibés d&#39;alcool isopropylique. Mettre en place des champs opératoires pour assurer un champ stérile est maintenue pendant la chirurgie. </li><li> Peser chaque souris avant la chirurgie. Administrer une dose de 0,05 mg / kg de poids corporel de la buprénorphine, la voie sous-cutanée. </li><li> Anesthésier l&#39;animal par l&#39;administration d&#39;isoflurane à une dose de 4% dans la chambre d&#39;aspiration de la machine isoflurane. </li><li> Une fois que l&#39;animal est anesthésié, appliquer une pommade pour les yeux pour éviter la déshydratation, réglez l&#39;animal sur un coussin chauffant à 37 ° C, et de veiller à ce que la tête de la souris est correctement situé dans le cône d&#39;anesthésie. (Remarque: Utilisez une source de chauffage qui ne sera pas causer des brûlures thermiques, à savoir, une couverture de circulation d&#39;eau, bouteille d&#39;eau chaude, ou équivalent..) A ce stade, administrer une dose de 2% d&#39;isoflurane à l&#39;animal. </li><li> Raser la surface dorsale de la souris, à environ 1 cm autour de l&#39;emplacement d&#39;incision prévue. </li><li> Désinfecter l&#39;incision site par lavage avec 70% de tampons imbibés d&#39;alcool isopropylique, puis avec une solution d&#39;iode (10% de povidone-iode, de 1% d&#39;iode disponible). Répétez 3 fois. </li></ol> 2. Dorsale laminectomie <ol><li> Avant de faire une incision, se assurer que l&#39;animal est correctement anesthésié en vérifiant les réflexes à l&#39;aide de la méthode de pincement orteil ou queue. </li><li> Faire une incision le long de la colonne vertébrale dorsale avec un scalpel et la lame, puis vérifier les réflexes à nouveau. Cambrer le dos pour aider à bien visualiser des repères, tels que les frontières entre les vertèbres. </li><li> Couper à travers la peau. Insérez écarteur pour maintenir la peau et le fascia arrière de la moelle épinière. Vider le tissu de chaque côté de la moelle épinière pour exposer les muscles couvrant la colonne vertébrale. NOTE: Le chirurgien doit être familier avec les repères anatomiques. Par exemple, l&#39;angle inférieur de l&#39;omoplate correspond à T7. Le sommet de la courbe naturelle de la colonne vertébrale de la souris est T12 et peut être utilisé comme point de référence. </li><li> Avec péclairage Roper, déterminer l&#39;espace entre les vertèbres. Trouver l&#39;extrémité postérieure de T10 et couper les muscles et le fascia perpendiculaire à l&#39;espace disque intervertébral. Coupez juste assez pour exposer le processus et postérieure lamina épineuse de T10. </li><li> En utilisant une paire de fine pointe de Dumont # 5 pince, retirer une partie du tissu de la lame et apophyse épineuse pour exposer une petite tranche de la moelle épinière. Lorsque cela est nécessaire, utiliser une pince de tissu pour stabiliser la colonne vertébrale. </li><li> Effectuez la laminectomie en insérant un côté d&#39;une paire de petits ciseaux de Vana le long du côté dorsolatéral de la vertèbre et juste sous la lame. <ol><li> Faire de petites cisailles prudentes pour couper à travers le côté latéral de la lame vertébrale. Se assurer qu&#39;aucune pression ne est appliquée à la moelle épinière. </li><li> Répéter l&#39;opération sur l&#39;autre côté. </li><li> Appliquez une légère pression pour stopper le saignement si nécessaire avec un Q-tip ou une éponge chirurgicale, en prenant soin de ne pas appliquer une pression sur la moelle épinière. NOTE: Préparer la mousse de geltrempé dans une solution saline stérile dans le cas où les besoins de la coagulation à contrôler. </li><li> Une fois que les incisions ont été faites, soulevez la face dorsale de la vertèbre et effacer doucement toutes les pièces jointes de tissus. Utiliser les moyens appropriés pour contrôler les saignements si nécessaire. </li></ol></li></ol> 3. compression de la moelle épinière <ol><li> Utilisation roungeurs ou forceps laminectomie, en sorte que les côtés latéraux de la moelle épinière sont exempts d&#39;os vertébral de sorte que les pinces calibrées pour la blessure de compression peuvent situer de part et d&#39;autre de la moelle épinière. Les bras de la pince doivent être capables d&#39;être placés dans l&#39;espace épidural sur des côtés adjacents de la moelle épinière et les pointes de la pince doit être capable d&#39;atteindre le fond du canal vertébral. <ol><li> Assurez-vous que la visibilité de la moelle épinière est bon. </li></ol></li><li> Situer le Dumont # calibré 5 forceps approximativement au milieu du segment exposé de la moelle épinière. Rappelons que les bras de la forceps doit être placé dans l&#39;espace épidural sur les côtés adjacents et les conseils doit toucher le sol du canal vertébral pour générer blessures reproductibles. </li><li> Comprimer soigneusement la moelle épinière jusqu&#39;à ce que les entretoises relient. Maintenir en place pendant 15 sec. </li><li> Relâchez doucement la force de compression et retirer la pince calibrés de la moelle épinière. Une solution saline stérile doit être utilisé pour retrouver l&#39;homéostasie avant la plaie est fermée. </li></ol> 4. Blessure clôture <ol><li> Suturer soigneusement la couche de muscle dans la moelle épinière, en prenant soin de ne pas perturber ou appliquer une pression sur la moelle épinière. </li><li> Utilisez soit des sutures ou des agrafes pour fermer la peau sur la plaie. </li><li> Si vous utilisez gaz anesthésique, commencer à diminuer / désactiver l&#39;anesthésique. </li><li> Administrer 0,1 ml de sonneries lactate par 10 g de poids corporel pour aider compte de déshydratation au cours de la chirurgie et après la chirurgie lorsque l&#39;animal est léthargique et la récupération de la blessure. La solution doit être warmed à la température du corps avant l&#39;injection. </li><li> Placez la souris dans une cage sans literie. La cage doit reposer sur le dessus d&#39;un patin chauffant (comme décrit dans 1.1.5) d&#39;une manière qui permet à la moitié de la surface de la cage pour être sur le patin, tandis que l&#39;autre moitié est en appui sur une contre-RT, pour donner le options de climat souris une fois qu&#39;il est ambulatoire. Prenez soin de veiller à ce que la «cage de récupération&quot; est situé dans un environnement calme. Surveiller de près l&#39;animal jusqu&#39;à ce qu&#39;il a repris conscience, au moment où la souris peut être transféré à une cage régulière avec literie. </li></ol> 5. Soins post-opératoire <ol><li> Après la chirurgie, administrer une dose de 0,05 mg / kg de poids corporel buprénorphine sous-cutanée toutes les 12 h pour les 3 premiers jours après la chirurgie, puis au besoin pour gérer les symptômes de la douleur. </li><li> Administrer une dose de sonneries lactate (0,1 ml par 10 g de poids corporel sous-cutanée) pour les 3 premières - cinq jours après la chirurgie. Donnez cette dose si / quand l&#39;uniMAL commence à montrer des signes de déshydratation en dehors de cette période initiale. </li><li> Exprimer manuellement la vessie des animaux à l&#39;aide de la manoeuvre Crede deux fois par jour. Palper doucement l&#39;abdomen de l&#39;animal pour localiser la vessie, puis appliquer une pression à la baisse doux jusqu&#39;à ce que la vessie est vide. <ol><li> Si la vessie ne se vide pas ou l&#39;urine est sanglante ou trouble, administrer 50 mg / kg du poids corporel de Baytril à l&#39;animal par injection intrapéritonéale pendant 10 jours. </li></ol></li><li> Surveiller les animaux pour des signes de autophagie, la déshydratation et la perte de poids excessive (supérieure à 20% du poids corporel). Si un animal présente un de ces symptômes se il vous plaît consulter un vétérinaire immédiatement en ce qui concerne les options de traitement, ou euthanasier l&#39;animal d&#39;une manière humaine suivant les lignes directrices du IACUC. <ol><li> Étant donné que la mobilité peut être limitée à droite après la chirurgie, prendre les mesures nécessaires pour se assurer que les animaux ont accès à la nourriture et de l&#39;eau. Préemballés nourriture humide, ainsi qu&#39;unes hydrogel, peut être mis à la disposition des animaux dans ces cas. </li></ol></li></ol> 6. Évaluer les lésions tissulaires résultant de la compression des blessures <ol><li> Anesthésier animaux comme décrit dans les étapes 1.4 et 1.5. Contrôler la profondeur de l&#39;anesthésie par pincement de l&#39;orteil et le suivi des réflexes de clignotement de la cornée. Lorsque l&#39;animal est insensible aux stimuli, passez à l&#39;étape 6.2. </li><li> Effectuer une perfusion intracardiaque 10. <ol><li> Exposer la cavité thoracique et insérer une aiguille dans le ventricule gauche. Rincer fluides existants avec 20 - 30 ml de phosphate refroidie à la glace une solution saline tamponnée (PBS), suivi par 15 à 25 ml de glace-froid 4% de paraformaldehyde (PFA). </li></ol></li><li> Retirer la moelle épinière. <ol><li> Couper la dorsale de la peau à la moelle épinière et de déblayer tout excès de tissu entourant la longueur de la colonne vertébrale. </li><li> Accise colonne vertébrale et coupé tout tissu restant. Le niveau réel de la laminectomie et ie préjudice peut être confirmé par le comptage des nervures. </li><li> Utilisez des ciseaux et des pinces Vanna pour déplacer de petites sections de la colonne vertébrale dans une direction caudale à rostre. Continuer à couper jusqu&#39;à ce que le cordon est exposé suffisamment pour permettre l&#39;élimination sûre. Visualisation de l&#39;emplacement et de la découpe peut être facilitée par l&#39;utilisation d&#39;un stéréoscope. </li></ol></li><li> Placez le tissu de la moelle épinière dans 4% PFA. Permettre au tissu d&#39;après-fix dans cette solution pendant 24 heures à 4 ° C. </li><li> Cryoprotect tissu par incubation dans 30% de saccharose pendant 24 heures à 4 ° C. </li><li> Incluez tissu dans octobre En bref, prendre le tissu de l&#39;incubation de saccharose à 30% et de supprimer tout excès de solution. Placez le tissu dans un cryomoule rempli d&#39;octobre et incuber pendant 1 h à 4 ° C. <ol><li> Éliminer les moisissures de 4 ° C, confirmer orientation directionnelle du tissu, mettez le moule dans un plat peu profond de 2-méthylbutane (pré-réfrigérée pendant 1 heure sur de la glace sèche) et laissez octobre se solidifier complètement. Gardez sur glace sèche si vous utilisez immédiatement ou store à -80 ° C. </li></ol></li><li> Coupez le tissu en 20 sections um sagittal l&#39;aide d&#39;un cryostat. Mont tissus directement sur diapositives. Stocker à -20 ° C jusqu&#39;à utilisation. </li><li> Effectuer hématoxyline et de l&#39;éosine (H &amp; E) tache. <ol><li> Brièvement, réhydrater le tissu (5 min, deux fois), tache avec hématoxyline (2,5 min), et laver avec de l&#39;eau (1 min, 2 fois). </li><li> Incuber dans un tissu 50%, puis 70% d&#39;éthanol (3 min à chaque fois), de la teinture avec de l&#39;éosine (45 sec), et déshydrater par incubation à 90% (5 s), 95% (5 s), 100% d&#39;éthanol (2 min) et l&#39;isopropanol (2 min). </li><li> Effacer avec du xylène (5 min, 3 fois). REMARQUE: coloration H &amp; E varie en fonction de l&#39;épaisseur du tissu et des conditions spécifiques. Par conséquent, la normalisation est nécessaire avant de procéder à des échantillons de tissus expérimentaux. </li></ol></li><li> Couvrir le tissu avec une mince bande de Permount (~ 100 um) et lamelle. Appuyez sur tous les côtés de la lamelle pour assurer une bonne distribution de fluide. Laissez sécher diapositives O / N. </li><li> Visualize coupes de tissus en utilisant un microscope et images de capture numérique en utilisant le logiciel d&#39;accompagnement. </li></ol>

<ol>
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R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+assessment+of+tactile+allodynia+in+the+rat+paw.">Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw.</a> J Neurosci Methods. 53 (1), 55-63 (1994).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Le choix d&#39;un modèle SCI est important dans la conception des expériences pour déterminer l&#39;efficacité des traitements pour des cas humains de SCI. Ces expériences ont besoin d&#39;un modèle animal qui est hautement reproductible pour limiter la variabilité qui peut entraîner des données non concluants. Ils devraient également être de la pertinence clinique d&#39;évaluer avec précision la condition humaine, ils sont la modélisation. A cet effet, le choix d&#39;une blessure à la compression ou contondante sur une transection est plus pertinent cliniquement 3. Cependant, percuteurs et des appareils de chute de poids pour les blessures de contusion nécessitent l&#39;utilisation de machines coûteux et compliqué. En revanche, le modèle de pince calibrée de SCI utilise des pinces qui sont faciles à assembler à partir de matériaux de laboratoire communs modifiée, et de l&#39;opération ne nécessite qu&#39;une seule étape supplémentaire après une laminectomie dorsale standard pour exposer la moelle épinière. Cependant, un inconvénient de cette méthode est que la force de compression est toujours appliquée latéralement plutôt que le dos, commeest le plus souvent vu dans les cas cliniques humains de SCI 9, et les blessures de compression généré en utilisant la méthode affecte une plus grande mesure de rostrale-caudale de tissu que les modèles de 1,2 contusion. Ce modèle a été démontrée par les concepteurs de la technique, et nous, pour générer reproductible SCI 7,11, et est bien adapté à la taille de la souris. En outre, ce modèle de lésion permet aux animaux pour être évalués après chirurgie et thérapeutiques des traitements utilisant une multitude de tests comportementaux, tels que le Basso échelle de souris pour Locomotion et le test de cheveux de von Frey, pour vérifier que d&#39;une cohorte d&#39;animaux partagent la même gravité des blessures et les déficits neurologiques 7,11-13. Ces mêmes techniques peuvent aussi être utilisées pour évaluer l&#39;efficacité des traitements administrés aux animaux au cours d&#39;études d&#39;investigation, répondant aux critères généraux pour les modèles animaux utilisés pour évaluer les thérapies SCI 2,7. Procédé de production de la pince calibrées pour le modèle de blessure est simple et peut être réalisée avec une variété de différentes méthodes. Nous avons utilisé la méthode d&#39;espacement 11, tel que publié par Plemel 7, et nous avons également modifié pince à l&#39;aide d&#39;une petite vis, qui non seulement fournit une méthode plus facile pour créer le dispositif de compression, mais permet également de polyvalence dans le réglage de la largeur de la compression finale, des bénéficier pour des études comparatives. La gamme d&#39;options dans la création de la pince est presque illimitée, tant que l&#39;entretoise (s) fournissent un moyen stables de toujours fermer la pince à la même distance et peut résister à l&#39;autoclavage et la stérilisation. Les méthodes chirurgicales décrites au sein de cette vidéo sont hautement reproductibles entre les utilisateurs, mais il est nécessaire que l&#39;on prenne soin lors de l&#39;exécution de la laminectomie et suture de l&#39;animal après la procédure a été effectuée de telle sorte que la moelle épinière ne souffre pas de forces de compression supplémentaires qui peuvent augmenter la gravité des blessures et confondre les expériences futures. </p&gt; Avec une formation adéquate et la pratique, le modèle de pince calibrée de blessure de compression est bien adapté pour effectuer SCI chez les souris qui imitent cas cliniques observés chez les humains 2,3,7. En raison de la facilité de création forceps, production de souris à des degrés de gravité variables blessure peut être facilement effectuée. Ce sera d&#39;une grande utilité pour l&#39;observation des effets génétiques sur SCI des degrés de gravité chez les souris transgéniques différentes ainsi que l&#39;évaluation de l&#39;efficacité des transplantations de cellules souches chez la souris. La majorité des études dans la littérature ont été réalisées sur des rats en raison de leur taille, ce qui rend généralement plus facile à réaliser chirurgies. Cependant la méthode publiée par Plemel et al. 7 et décrit par nous dans cette vidéo devrait permettre SCI doit être effectuée sur des souris avec une grande facilité et la reproductibilité.

Les modèles animaux de SCI sont des outils précieux pour évaluer l&#39;efficacité des paradigmes thérapeutiques visant à atténuer les dommages à la suite d&#39;un traumatisme à la moelle épinière. Par nécessité expérimentale, ces modèles doivent fournir déficits reproductibles dans locomoteur et comportements sensoriels, être réglables pour produire des blessures de gravité différente, et démontrent que la gravité des blessures en corrélation avec le degré de déficit neurologique observé. Il existe trois principaux types de SCI avec des caractéristiques distinctes de blessures: transection, contusion, et une compression. En bref, une lésion de la transection est une lacération de la moelle épinière, une blessure par contusion provient d&#39;une mémoire, la force de contact appliquée sur la face dorsale de la moelle épinière et une lésion de la compression se produit lorsqu&#39;une force préjudiciable est appliquée à la moelle épinière, et peut également être appelé lésion par écrasement 2. Complete blessures de transection sont cliniquement rare chez les humains 3, tandis que la contusion und blessures de compression sont plus courants. La blessure de compression produit un résultat similaire à ce qu&#39;on trouve dans SCI humaine provoquée par, par exemple, la compression de la tumeur ou d&#39;autres forces de compression nuisibles, et peut être effectuée en utilisant un simple ensemble d&#39;outils. Contusion et de compression blessures sont similaires en ce qu&#39;ils sont une force de compression et les deux ont des caractéristiques pathologiques similaires, tels que la désorganisation cytoarchitectoniques, et évoquent des réponses endogènes similaires à 1,4 blessures. Le modèle de lésion par contusion applique habituellement cette force à la moelle épinière dorsale au moyen d&#39;un appareil spécial d&#39;une manière similaire aux cas humains de SCI résultant d&#39;une impaction de la colonne vertébrale 2,5,6. En revanche, les blessures de compression peuvent être produits par une variété de procédés à appliquer une force latérale ou dorsale. Méthodes d&#39;une blessure de compression comprennent des pinces 7, de clips anévrisme calibrés 2, ou en plaçant un poids directement sur ​​la moelle épinière 8. Un avantage de laclips anévrisme est qu&#39;ils sont capables de fournir différentes quantités de force 9. La méthode d&#39;ajout de poids à la surface dorsale de la moelle épinière juste 8 nécessite le poids à être mis en place pendant 10 minutes, ce qui augmente considérablement la durée de la chirurgie et entraîne des incohérences en raison de placement du poids et du mouvement en raison de la respiration de la animal. En raison de la petite taille de la souris, animaux situant dans des appareils spécialisés conçus pour une utilisation chez les rats, comme percuteurs pour blessures de contusion, peut être difficile, voire entraîner des blessures incompatibles 7. Cependant, les souris sont disponibles dans une large gamme de souches transgéniques, à la différence des animaux plus grands tels que des rats ou des lapins qui sont très utiles pour la recherche SCI. La méthode Plemel de l&#39;aide de pinces calibrées pour comprimer la moelle épinière génère une SCI reproductible avec un haut degré de corrélation entre la gravité des blessures et le déficit neurologique 7. Ce modèle SCI chirurgicale estgénéré en utilisant une paire de forceps No. 5 Dumont modifiés pour être maintenues écartées à une distance définie par l&#39;une résine époxy de métal ou d&#39;une autre obstruction pour empêcher la fermeture complète. Cet espacement ingénierie assure que la pince sera toujours à proximité d&#39;une certaine largeur dans plusieurs chirurgies et par différents utilisateurs. L&#39;avantage du procédé est que les Plemel matériaux pour produire la pince calibrés peuvent être facilement achetés et assemblés en laboratoire sans avoir besoin d&#39;équipement spécialisé. Ces pinces peuvent résister à de multiples tours de l&#39;autoclave et la stérilisation, et l&#39;absence d&#39;un appareil encombrant séparée rationalise chirurgies. Dans cette vidéo, nous démontrons l&#39;utilisation chirurgicale d&#39;une paire de pinces calibrées sur la moelle épinière de souris pour générer une blessure à la compression. Nous abordons également des préoccupations particulières liées aux soins de la moelle épinière des animaux blessés de laboratoire pour améliorer leur qualité de vie post-opératoire et réduire la mortalité.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="350">
	<tbody>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Name</td>
			<td style="width:127px;">Company</td>
			<td style="width:123px;">Catalog No.</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Isoflurane Machine</td>
			<td style="width:127px;">Smiths Medical PM, Inc</td>
			<td style="width:123px;">VCT302</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:127px;">Phoenix Pharmaceutical</td>
			<td style="width:123px;">NDC: 66794-013-25</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Dissecting Scope</td>
			<td style="width:127px;">Seiler Precision Microscopes</td>
			<td style="width:123px;">SSI 202/402</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Germinator-500 (tool sterilizer)</td>
			<td style="width:127px;">Thomas Scientific</td>
			<td style="width:123px;">3885A20</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Puralube (Eye Ointment)</td>
			<td style="width:127px;">Dechra</td>
			<td style="width:123px;">NDC 17033-211-38</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Scalpel Handle (#3)</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">10003-12</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Scalpel Blade (#11)</td>
			<td style="width:127px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:123px;">&#160;08-914B</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Retractor (Colibri )</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">17000-03</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Friedman Pearson Roungeur</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">16021-14</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Vanna (Castroviejo) Scissors</td>
			<td style="width:127px;">Roboz</td>
			<td style="width:123px;">RS-5658</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Tissue Forceps</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11029-14</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Laminectomy Forceps (Dumont #2)&#160;</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11223-20</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Dumont #5 Forceps</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11252-20</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Stapler</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">12031-07</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Staples&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (wound clips)</td>
			<td style="width:127px;">Reflex7</td>
			<td style="width:123px;">203-1000</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Sutures</td>
			<td style="width:127px;">Henry Schein</td>
			<td style="width:123px;">101-2636</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Needles (30 G x &#189;)</td>
			<td style="width:127px;">BD Biomedical</td>
			<td style="width:123px;">305106</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Syringe (1 ml)</td>
			<td style="width:127px;">BD Biomedical</td>
			<td style="width:123px;">309659</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Baytril (enrofloxacin)</td>
			<td style="width:127px;">Bayer</td>
			<td style="width:123px;">NADA 140-913</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Buprenex (buprenorphine)</td>
			<td style="width:127px;">Cardinal Health</td>
			<td style="width:123px;">NDC 12496-0757-1</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

calibrated forceps model of spinal cord compression injury

blessures de compression de la moelle épinière de souris sont précieux modèles animaux pour l&#39;étude des lésions de la moelle épinière (SCI) et la thérapie régénérative moelle. Le modèle de pince calibrée de blessure de compression est une pratique, à faible coût, et de modèle animal très reproductible pour SCI. Nous avons utilisé une paire de pinces modifiés conformément à la méthode publiée par Plemel et al. (2008) pour comprimer latéralement la moelle épinière jusqu&#39;à une distance de 0,35 mm. Dans cette vidéo, nous allons démontrer une laminectomie dorsale pour exposer la moelle épinière, suivie d&#39;une compression de la moelle épinière avec la pince modifiés. Dans la vidéo, nous allons également aborder les questions liées aux soins des animaux de laboratoire paraplégiques. Ce modèle de lésion produit des souris qui présentent une insuffisance dans la sensation, ainsi que la fonction des membres postérieurs locomotrice réduite. En outre, ce procédé produit des aberrations de blessure cohérentes dans la pathologie de la SCI, comme déterminé par des procédés immunohistochimiques. Après avoir vu cette video, les téléspectateurs doivent être en mesure de déterminer les fournitures et les méthodes nécessaires à la production de diverses gravités SCI chez la souris pour les études sur SCI et / ou des traitements visant à atténuer la dépréciation après une blessure.

Nous avons effectué une laminectomie sur 12 des souris (25-30 grammes) tels que décrits ci-dessus, suivie par les compressions de la moelle épinière à 0,25 mm (n = 4), 0,35 mm (n = 4) et 0,55 mm (n = 4). Nous avons sacrifié les animaux à trois (n = 6) et sept (n = 6) jours après la lésion par perfusion intracardiaque. La moelle épinière a été retiré de la colonne vertébrale, et le tissu a été préparé et traité comme décrit ci-dessus. Images de l&#39;ensemble de la moelle épinière ont été prises avec un microscope numérique Leica EZ4 et des logiciels d&#39;accompagnement. Images des sections de la moelle épinière ont été prises à 2X agrandissement à l&#39;aide d&#39;un microscope numérique Olympus et le logiciel d&#39;accompagnement. Nous avons trouvé que la compression de la moelle épinière produit une blessure avec l&#39;épicentre à l&#39;endroit de la compression (figure 1). Les effets de la blessure se étendent plusieurs millimètres dans les directions rostrale et caudale. La gravité de la lésion augmente lorsque la distance entre les entretoises diminué (0,25 mm&gt; 0,35 mm&gt;0,55 mm, figure 2). Trois jours après la compression y avait du sang à l&#39;épicentre de la blessure et les régions environnantes qui ne était pas présent 7 jours après une blessure. Les 0,25 mm et 0,35 mm compressions produire une cavité, mais pas le modèle de 0,55 mm. Après 7 jours, la dorsale et ventrale substance blanche largement diminué en taille à l&#39;épicentre, l&#39;organisation gris affaire a été très déformé, et la cavitation était persistante. Ces altérations cytoarchitectonical sont convertis en moteur et modifications sensorielles dans le comportement des animaux évalués au moyen de tests appropriés tels que l&#39;Basso échelle de souris pour locomotrice Fonction et les cheveux et de chlorure d&#39;éthyle essais von Frey pour la fonction sensorielle que nous avons démontré dans les publications précédentes 8. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" width="500" /> Figure 1. Des images représentatives de la moelle épinière intacte avant et afblessures ter. (A) de la moelle épinière intacte. (B) de la moelle épinière après compression 0,35 mm. Les flèches indiquent la frontière de blessure. Asterisk identifie également épicentre de blessures. D = Dorsale, L = latéral. Barre d&#39;échelle:. 0,50 mm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" target="_blank">Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" width="650" /> Figure 2. Des images représentatives de moelle épinière de souris avant et après la blessure de compression à différentes largeurs de compression. (A) de la section sagittale du contrôle de la moelle épinière. (B) de la section coronale au épicentre d&#39;un 0,35 mm SCI 7 jours blessures poste de compression (dpi). (C, E, G) sections sagittales de la moelle épinière 3 dpi à une largeur de 0,25 , la moelle épinière ou 0,35 0,55 mm. (D, F, H) coupe sagittale de H &amp; E teintés 7 dpi pour une largeur de 0,25, 0,35 ou 0,55 mm. Asterisk identifie également épicentre de blessures. Toutes les sections colorées avec H &amp; E. D = Dorsale, L = latéral. Barre d&#39;échelle:. 1,25 mm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" target="_blank">Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a>

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Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Calibré Forceps modèle de compression de la moelle épinière des blessures

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

18.3K vues.  University of California, Davis. Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Vidéo: Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

Aiguë et chronique Test tactile sensorielle après un traumatisme médullaire chez le rat

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

Recherche

Médecine

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

Un modèle de contusion unilatérale des blessures moelle épinière cervicale aide de l&#39;impacteur Infinite Horizon

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

Un modèle de contusion de graves lésions de la moelle épinière chez les rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination is disrupted by spinal cord injury (SCI), control of respiratory muscles innervated below the injury level is compromised1,2 leading to respiratory muscle dysfunction and pulmonary complications. These conditions are among the leading causes of death in patients with SCI3. Standard pulmonary function tests that assess respiratory motor function include spirometrical and maximum airway pressure outcomes: Forced Vital Capacity (FVC), Forced Expiratory Volume in one second (FEV1), Maximal Inspiratory Pressure (PImax) and Maximal Expiratory Pressure (PEmax)4,5. These values provide indirect measurements of respiratory muscle performance6. In clinical practice and research, a surface electromyography (sEMG) recorded from respiratory muscles can be used to assess respiratory motor function and help to diagnose neuromuscular pathology. However, variability in the sEMG amplitude inhibits efforts to develop objective and direct measures of respiratory motor function6. Based on a multi-muscle sEMG approach to characterize motor control of limb muscles7, known as the voluntary response index (VRI)8, we developed an analytical tool to characterize respiratory motor control directly from sEMG data recorded from multiple respiratory muscles during the voluntary respiratory tasks. We have termed this the Respiratory Motor Control Assessment (RMCA)9. This vector analysis method quantifies the amount and distribution of activity across muscles and presents it in the form of an index that relates the degree to which sEMG output within a test-subject resembles that from a group of healthy (non-injured) controls. The resulting index value has been shown to have high face validity, sensitivity and specificity9-11. We showed previously9 that the RMCA outcomes significantly correlate with levels of SCI and pulmonary function measures. We are presenting here the method to quantitatively compare post-spinal cord injury respiratory multi-muscle activation patterns to those of healthy individuals.

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment RMCA in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

The purpose of this publication is to present our original work on a multi-muscle surface electromyographic approach to quantitatively characterize respiratory muscle activation patterns in individuals with chronic spinal cord injury using vector-based analysis.

Evaluation de l&#39;activation des muscles respiratoires aide respiratoire évaluation du contrôle moteur (MRAC) chez les personnes atteintes de maladies chroniques Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination ...

A Murine Model of Cervical Spinal Cord Injury to Study Post-lesional Respiratory Neuroplasticity

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed to improve/ameliorate the respiratory failure following high cervical spinal cord injury (SCI). Here we propose a murine pre-clinical model of high SCI at the cervical 2 (C2) metameric level to study diverse post-lesional respiratory neuroplasticity. The technique consists of a surgical partial injury at the C2 level, which will induce a hemiparalysis of the diaphragm due to a deafferentation of the phrenic motoneurons from the respiratory centers located in the brainstem. The contralateral side of the injury remains intact and allows the animal recovery. Unlike other SCIs which affect the locomotor function (at the thoracic and lumbar level), the respiratory function does not require animal motivation and the quantification of the deficit/recovery can be easily performed (diaphragm and phrenic nerve recordings, whole body ventilation). This pre-clinical C2 SCI model is a powerful, useful, and reliable pre-clinical model to study various respiratory and non-respiratory neuroplasticity events at different levels (molecular to physiology) and to test diverse putative therapeutic strategies which might improve the respiration in SCI patients.

Respiratory failure is the leading cause of death following a cervical spinal cord injury. Having a reproducible, quantifiable, and reliable pre-clinical animal model of respiratory failure induced by a partial cervical injury will help to understand the subsequent respiratory and non-respiratory neuroplasticity and allow testing putative repair strategies.

Un modèle murin de la moelle épinière cervicale blessures à étude post-lésionnelle respiratoire neuroplasticité

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

Contrôlée corticale modèle d&#39;impact pour Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

Un système de radio-télémétrique de surveiller la fonction cardiovasculaire chez le rat avec la moelle épinière Transection et embryonnaires souches neurales greffes cellulaires

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

Neural Transplantation de cellules souches dans la partie expérimentale Modèle contusion de la moelle épinière des blessures

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Contrast Enhanced Ultrasound Imaging for Assessment of Spinal Cord Blood Flow in Experimental Spinal Cord Injury

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an important target for neuroprotective therapies. Although several techniques have been described to assess SCBF, they all have significant limitations. To overcome the latter, we propose the use of real-time contrast enhanced ultrasound imaging (CEU). Here we describe the application of this technique in a rat contusion model of SCI. A jugular catheter is first implanted for the repeated injection of contrast agent, a sodium chloride solution of sulphur hexafluoride encapsulated microbubbles. The spine is then stabilized with a custom-made 3D-frame and the spinal cord dura mater is exposed by a laminectomy at ThIX-ThXII. The ultrasound probe is then positioned at the posterior aspect of the dura mater (coated with ultrasound gel). To assess baseline SCBF, a single intravenous injection (400 &#181;l) of contrast agent is applied to record its passage through the intact spinal cord microvasculature. A weight-drop device is subsequently used to generate a reproducible experimental contusion model of SCI. Contrast agent is re-injected 15 min following the injury to assess post-SCI SCBF changes. CEU allows for real time and in-vivo assessment of SCBF changes following SCI. In the uninjured animal, ultrasound imaging showed uneven blood flow along the intact spinal cord. Furthermore, 15 min post-SCI, there was critical ischemia at the level of the epicenter while SCBF remained preserved in the more remote intact areas. In the regions adjacent to the epicenter (both rostral and caudal), SCBF was significantly reduced. This corresponds to the previously described &#8220;ischemic penumbra zone&#8221;. This tool is of major interest for assessing the effects of therapies aimed at limiting ischemia and the resulting tissue necrosis subsequent to SCI.

Contrast Enhanced Ultrasound imaging is a reliable in-vivo tool for quantifying spinal cord blood flow in an experimental rat spinal cord injury model. This paper contains a comprehensive protocol for application of this technique in association with a contusion model of thoracic spinal cord injury.

Contraste échographie amélioré pour l&#39;évaluation de la moelle épinière flux sanguin dans la partie expérimentale Traumatisme médullaire

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an ...

Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) below the site of injury. The secondary ischemia that develops following the initial mechanical insult is a serious complication of the SCI and severely impairs the function and viability of surviving neuronal and non-neuronal cells in the SC. In addition, ischemia is also responsible for the growth of lesion during chronic phase of injury and interferes with the cellular repair and healing processes. Thus there is a need to develop a spinal cord ischemia model for studying the mechanisms of ischemia-induced pathology. Focal ischemia induced by photothrombosis (PT) is a minimally invasive and very well established procedure used to investigate the pathology of ischemia-induced cell death in the brain. Here, we describe the use of PT to induce an ischemic lesion in the spinal cord of mice. Following retro-orbital sinus injection of Rose Bengal, the posterior spinal vein and other capillaries on the dorsal surface of SC were irradiated with a green light resulting in the formation of a thrombus and thus ischemia in the affected region. Results from histology and immunochemistry studies show that PT-induced ischemia caused spinal cord infarction, loss of neurons and reactive gliosis. Using this technique a highly reproducible and relatively easy model of SCI in mice can be achieved that would serve the purpose of scientific investigations into the mechanisms of ischemia induced cell death as well as the efficacy of neuroprotective drugs. This model will also allow exploration of the pathological changes that occur following SCI in live mice like axonal degeneration and regeneration, neuronal and astrocytic Ca2+ signaling using two-photon microscopy.

Photothrombosis is a minimally invasive and highly reproducible procedure to induce focal ischemia in the spinal cord and serves as a model of spinal cord injury in mice.

Photothrombosis induite par ischémie focale comme un modèle de lésion médullaire chez la souris

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) ...