Funding for this work was provided by Shriners Hospitals and CIRM fellowships to AMC and AM. We would also like to acknowledge Plemel et al.7 for first designing and publishing the calibrated forceps model.

Tüm hayvan prosedürleri ve hayvan bakım yöntemleri kurumun Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (IACUC) tarafından onaylanmış olması gerekmektedir. 1. Cerrahi Hazırlık <ol><li> Forseps, vana makas, roungeurs, toplayıcı, neşter, makas, dikiş, cilt zımba, Q-tips, steril tuzlu su, cerrahi süngerler ve izofluran: gerekli tüm cerrahi aletler ve reaktifler birleştirin. Hazırlayın ve ameliyat öncesinde cerrahi araçları tam bir paketi otoklav. Birden fazla fare cerrahisine ise, hazırlamak ve hayvan başına araçlarından biri paket otoklav, ya da cerrahi aletlerin bir paket otoklav ve ameliyatlar arasında bir aracı sterilizatörlü sterilize. Bir cam boncuk aracı terilizer arada ameliyatlar (5 sonra hayvanlar araç tekrar temizlenmesi gerekir ve kullanımdan önce sterilize edilmiş) araçları temizlenmesi için kullanıldığında, genellikle, steril araç bir paket 5 fareye kadar kullanılabilir. Instituti için yerel IACUC yönetici ile kontrol edinBelirli kurallar üzerinde. </li><li> % 70 izopropil alkol mendil ile cerrahi alan sterilize. Steril bir alan ameliyat sırasında korunmasını sağlamak için cerrahi örtüler ayarlayın. </li><li> Ameliyat öncesinde her fare tartılır. Deri altından, buprenorfin, 0.05 mg / kg vücut ağırlığı arasında bir dozunun tatbik edilmesi. </li><li> Izofluran makinenin endüksiyon bölmesi içinde% 4 arasında bir dozda tatbik izofluran hayvansal anestezisi. </li><li> Hayvan anestezi sonra, dehidratasyonu önlemek 37 ° C&#39;de ısıtma yastığı hayvan ayarlamak ve farenin kafası düzgün anestezi koni yer sağlamak için gözlere merhem uygulayın. (Not: termal yanıklara neden olmayacak bir ısıtma kaynağı kullanın; yani, bir sirkülasyon su battaniye, sıcak su şişesi veya eşdeğeri..) Bu noktada hayvana% 2 izofluran bir dozunu. </li><li> , Fare amaçlanan kesi konum etrafında yaklaşık 1 cm dorsal yüzeyini Tıraş. </li><li> Kesi s dezenfekteBir iyot çözeltisi (% 10 Povidon-iyot,% 1 elde edilebilir iyot) ile, daha sonra% 70 izopropil alkol mendil ile yıkanarak ite. 3 kez tekrarlayın. </li></ol> 2. Dorsal Laminektomi <ol><li> Bir kesi yapmadan önce, hayvan düzgün ayak veya kuyruk tutam yöntemi kullanılarak refleksleri denetleyerek anestezi emin olun. </li><li> Neşter ve bıçak ile dorsal omurga boyunca bir kesi yapmak ve daha sonra tekrar refleksleri kontrol edin. Düzgün yardım gibi omurları arasındaki sınırları gibi yerler, görselleştirmek için kamburunu. </li><li> Deri yoluyla kesin. Geri omurilikten cilt ve fasya tutmak için retraktör yerleştirin. Omurgayı kapsayan kasları ortaya çıkarmak için omurilik iki tarafında doku temizleyin. NOT: Cerrah anatomik noktalara aşina olmalıdır. Örneğin, skapula alt açı T7 ile gelir. Farenin spinal doğal eğrisinin üst T12 ve referans noktası olarak kullanılabilir. </li><li> Proper aydınlatma, omurlar arasındaki boşluğu belirler. T10 arka ucunu bulun ve intervertebral disk alanı dik kasları ve fasya kesti. T10 spinöz proses ve posterior lamina maruz yeterli kesin. </li><li> İnce uçlu Dumont # 5 forseps bir çift kullanarak, omurilik küçük bir şerit maruz lamina ve spinöz süreçten doku bazı kaldırın. Gerektiğinde, omurga stabilize etmek doku forseps kullanabilir. </li><li> Vertebra dorsolateral kenarı boyunca ve sadece lamina altında küçük vana bir makasla bir tarafını sokarak laminektomi gerçekleştirin. <ol><li> Küçük, dikkatli snips vertebra lamina yan tarafına kesmek için emin olun. Herhangi bir baskı omuriliğe uygulanan emin olun. </li><li> Diğer tarafta tekrarlayın. </li><li> Omuriliğe baskı uygulamak değildir özen, bir Q-ucu veya cerrahi sünger ile gerekli kanama durdurmak için hafif bir baskı uygulayın. NOT: jel köpük hazırlamakkanama ihtiyaçları kontrol edilmesi halinde, steril tuzlu su içinde ıslatılmış. </li><li> Kesiler yapıldıktan sonra, vertebra dorsal yönünü kaldırın ve yavaşça herhangi bir doku eklerini temizleyin. Gerekirse kanama kontrolü için uygun araçları kullanın. </li></ol></li></ol> 3. Omurilik Sıkıştırma <ol><li> Roungeurs veya laminektomi forseps kullanılarak, sıkıştırma yaralanma için kalibre forseps omuriliğin iki tarafında yerleştirmek, böylece omurilik yan yüzler, vertebral kemik serbest olduğundan emin olun. forseps kolları vertebra kanalın yere ulaşmak gerekir bitişik omurilik kenarlarında ve forseps ipuçları epidural içinde yer gerekir. <ol><li> Omuriliğin o görünürlük iyi olduğundan emin olun. </li></ol></li><li> Omurilik maruz parçasının ortasında 5 forseps yaklaşık kalibre Dumont # yerleştirin. Hatırlayın kuvvet kollarıps bitişik tarafta epidural içinde yerleştirilmelidir ve ipuçları tekrarlanabilir yaralanmaları oluşturmak için omur kanalının değmelidir. </li><li> Aralama bağlamak kadar dikkatlice omuriliği sıkıştırmak. 15 saniye yerinde tutun. </li><li> Yavaşça basınç kuvveti serbest bırakmak ve omurilikten kalibre forseps çıkarın. Steril tuzlu su, yara kapanmadan önce homeostazı yeniden elde etmek için kullanılmalıdır. </li></ol> 4. Yara Kapanış <ol><li> Dikkatle bozabilir veya omuriliğe baskı uygulamak değildir özen, omurilik üzerinde kas tabakası sütür. </li><li> Yara üzerindeki deriyi kapatmak için sütür veya zımba kullanın. </li><li> Gaz anestezi kullanıyorsanız, / konik anestezik kapatmak başlar. </li><li> Ameliyat sırasında, hayvan uyuşuk ve yaralanma sonrası iyileşme olduğu ameliyat sonrası su kaybı açıklanması için 10 g vücut ağırlığı başına laktatlı Ringer 0.1 ml uygulayın. Çözelti warme olmalıdırEnjeksiyon öncesinde vücut ısısı d. </li><li> Bir yatak-serbest kafeste fare yerleştirin. Diğer yarım RT sayacı üzerinde iken kafes vermek üzere, kafes alanının yarısından pedi olması için izin veren bir şekilde (1.1.5 tarif edildiği gibi), bir ısıtma yastığı üst kısmına olmalıdır Fare iklim seçenekleri, ayaktan bir kez. &quot;Kurtarma kafesi&quot; sessiz bir ortamda yer almaktadır sağlamak için özen gösterin. Fare yatak ile düzenli bir kafese transfer edilebilir hangi zaman bilinci, kavuşana kadar yakından hayvan izlemek. </li></ol> 5. Post-operatif Bakım <ol><li> Ağrı belirtileri yönetmek için gerektiği gibi Ameliyattan sonra, daha sonra ameliyat sonrası ilk 3 gün için buprenorfın subkutan her 12 saat / kg vücut ağırlığı 0.05 mg dozunu ve. </li><li> Ameliyat sonrası 5 gün - ilk 3 laktatlı Ringer (10 g vücut ağırlığı deri altından 0.1 mi) içindeki bir dozunun tatbik edilmesi. Bu doz ver olduğunda bir eğer /proksimal bu başlangıç ​​süresi dışında dehidrasyon belirtileri gösterirler başlar. </li><li> Elle günde iki kez Crede manevra kullanarak hayvanların mesane ifade eder. Yavaşça mesaneyi bulmak için hayvanın karın palpe ve mesane boş olana kadar nazik aşağı yönlü baskı uygulayın. <ol><li> Mesane boş değil veya idrar kanlı veya bulanık ise, 10 gün süreyle interperitonal enjeksiyon yoluyla hayvana Baytril vücut ağırlığına göre 50 mg / kg yönetmek. </li></ol></li><li> Otofaji, dehidrasyon ve aşırı kilo kaybı (vücut ağırlığının% 20&#39;den fazla) işaretleri için hayvanların izleyin. Bir hayvan, bu belirtilerden herhangi yaşarsa tedavi seçenekleri açısından derhal bir veteriner danışın veya IACUC yönergeleri izleyerek bir insani şekilde hayvan euthanize lütfen. <ol><li> Hareketlilik sağ ameliyattan sonra sınırlı olabileceği göz önüne alındığında, emin hayvanlar yiyecek ve suya erişimi sağlamak için gerekli adımları atın. Yanı sıra bir ıslak gıda Ön paketlenmişs hidrojel, bu gibi durumlarda hayvanlara uygun hale getirilebilir. </li></ol></li></ol> 6. Sıkıştırma Sakatlık Kaynaklanan Doku Hasar değerlendirin <ol><li> Adım 1.4 ve 1.5 de tarif edildiği gibi hayvan anestezisi. Ayak tutam ve izleme kornea göz kırpma refleksleri ile anestezi derinliğini kontrol edin. Hayvan uyaranlara duyarsız olduğunda, 6.2 adıma geçin. </li><li> Bir Intracardial perfüzyon 10 gerçekleştirin. <ol><li> Göğüs boşluğunu Açığa ve sol ventrikül içine bir iğne takın. Buz soğukluğunda% 4 paraformaldehit (PFA), 25 ml - 15, ardından 30 ml buz gibi soğuk fosfat tamponlu salin (PBS) - 20 mevcut sıvıları çalkalayın. </li></ol></li><li> Omuriliği çıkarın. <ol><li> Omuriliğe cilt dorsal kesin ve omurganın uzunluğunu çevreleyen herhangi bir aşırı doku kaldırmak. </li><li> Vergi omurga ve kalan doku kesip. laminektomi ve i gerçek seviyesinjury kaburga sayılarak doğrulanabilir. </li><li> Bir kuyruk-to-Rostral yönde omurganın küçük bölümler yerini almaya vanna makas ve forseps kullanın. Kord güvenli kaldırma yetecek kadar maruz kadar kesmeye devam. Kesim konumu ve işlemin Görselleştirme Stereoskop kullanılmasıyla kolaylaştırılabilir. </li></ol></li><li> % 4 PFA omurilik dokusu yerleştirin. 4 ° C&#39;de 24 saat boyunca bu çözelti içinde sonrası düzeltme için doku izin verir. </li><li> 4 ° C&#39;de 24 saat boyunca% 30 sukroz içinde inkübe edilerek cryoprotect dokusudur. </li><li> OCT doku gömün. Kısaca,% 30 sakaroz inkübasyon doku almak ve herhangi bir aşırı çözüm kaldırmak. Ekim ile dolu bir cryomold halinde doku yerleştirin ve 4 ° C &#39;de 1 saat süre ile inkübe edilir. <ol><li> 4 ° C kalıp çıkarın, doku yönlü yönünü teyit (kuru buz üzerinde 1 saat süre ile önceden soğutulmuş) 2-metilbütan basit bir çanak içinde kalıp gelecek ve Ekim tamamen katılaşmasını sağlar. Hemen veya sto kullanıyorsanız kuru buz üzerinde tutun-80 ° C&#39;de yeniden. </li></ol></li><li> Bir sirostat kullanılarak 20 mikron sagital bölüme doku kesin. Slaytlar doğrudan Dağı doku. Kullanılıncaya kadar -20 ° C&#39;de saklayın. </li><li> Hematoksilen ve eozin (H &amp; E) leke gerçekleştirin. <ol><li> Kısaca, bir doku (5 dakika, 2 kez), Hematoksilin (2.5 dakika) ile leke rehidrate, ve su (1 dakika, 2 kez) ile yıkanır. </li><li> % 50 doku inkübe ve daha sonra% 70 etanol (3 dk), Eozin (45 sn), leke ve% 90 (5 saniye), 95 (% 5 saniye) içinde inkübe edilerek, dihidrat,% 100 etanol (2 dakika) ve izopropanol (2 dakika). </li><li> Ksilen (5 dakika, 3 kez) ile açık. NOT: H &amp; E boyama spesifik doku kalınlığı ve şartlara göre değişir. Bu nedenle, standardizasyon deneysel doku numuneleri ile devam etmeden önce gereklidir. </li></ol></li><li> Ince Permount şerit (~ 100 mikron) ve lamel ile doku örtün. Sıvının düzgün dağılımını sağlamak için lamel her tarafta aşağı doğru bastırın. Slaytlar O / N kurumasını bekleyin. </li><li> VisEkteki yazılım kullanarak bir dijital mikroskop ve yakalama görüntüleri kullanarak doku bölümleri ualize. </li></ol>

<ol>
	<li>McDonough, A., Martinez-Cerdeno, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endogenous+proliferation+after+SCI+in+animal+models.">Endogenous proliferation after SCI in animal models.</a> Stem Cells Int. 2012, 387513 (2012).</li><li>Onifer, S. M., Rabchevsky, A. G., Scheff, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+models+of+traumatic+SCI+to+assess+motor+recovery.">Rat models of traumatic SCI to assess motor recovery.</a> ILAR J. 48 (4), 385-395 (2007).</li><li>Bunge, R. P., Puckett, W. R., Becerra, J. L., Marcillo, A., Quencer, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Observations+on+the+pathology+of+human+SCI.+A+review+and+classification+of+22+new+cases+with+details+from+a+case+of+chronic+cord+compression+with+extensive+focal+demyelination.">Observations on the pathology of human SCI. A review and classification of 22 new cases with details from a case of chronic cord compression with extensive focal demyelination.</a> Adv Neurol. 59, 75-89 (1993).</li><li>Beattie, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endogenous+repair+after+spinal+cord+contusion+injuries+in+the+rat.">Endogenous repair after spinal cord contusion injuries in the rat.</a> Exp Neurol. 148 (2), 453-463 (1997).</li><li>Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Graded+histological+and+locomotor+outcomes+after+spinal+cord+contusion+using+the+NYU+weight-drop+device+versus+transection.">Graded histological and locomotor outcomes after spinal cord contusion using the NYU weight-drop device versus transection.</a> Experimental Neurology. 139 (2), 244-256 (1996).</li><li>Krishna, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+contusion+model+of+severe+SCI+in+rats.">A contusion model of severe SCI in rats.</a> J Vis Exp. 78, (2013).</li><li>Plemel, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+graded+forceps+crush+SCI+model+in+mice.">A graded forceps crush SCI model in mice.</a> J Neurotrauma. 25 (4), 350-370 (2008).</li><li>Wu, D., Shibuya, S., Miyamoto, O., Itano, T., Yamamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increase+of+NG2-positive+cells+associated+with+radial+glia+following+traumatic+SCI+in+adult+rats.">Increase of NG2-positive cells associated with radial glia following traumatic SCI in adult rats.</a> J Neurocytol. 34 (6), 459-469 (2005).</li><li>Namiki, J., Tator, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+proliferation+and+nestin+expression+in+the+ependyma+of+the+adult+rat+spinal+cord+after+injury.">Cell proliferation and nestin expression in the ependyma of the adult rat spinal cord after injury.</a> Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 58 (5), 489-498 (1999).</li><li>Teletin, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histopathology+in+Mouse+Metabolic+Investigations.">Histopathology in Mouse Metabolic Investigations.</a> Current Protocols in Molecular Biology. 29, (2007).</li><li>McDonough, A., Hoang, A. N., Monterrubio, A. M., Greenhalgh, S., Martinez-Cerdeno, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compression+injury+in+the+mouse+spinal+cord+elicits+a+specific+proliferative+response+and+distinct+cell+fate+acquisition+along+rostro-caudal+and+dorso-ventral+axes.">Compression injury in the mouse spinal cord elicits a specific proliferative response and distinct cell fate acquisition along rostro-caudal and dorso-ventral axes.</a> Neuroscience. 254, 1-17 (2013).</li><li>Basso, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Basso+Mouse+Scale+for+locomotion+detects+differences+in+recovery+after+SCI+in+five+common+mouse+strains.">Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after SCI in five common mouse strains.</a> J Neurotrauma. 23 (5), 635-659 (2006).</li><li>Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+assessment+of+tactile+allodynia+in+the+rat+paw.">Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw.</a> J Neurosci Methods. 53 (1), 55-63 (1994).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Bir SCI modelinin seçimi SCI insan vakalarının tedavilerinin etkinliğini belirlemek için deney tasarlama önemlidir. Bu tür deneyler sonuçsuz verileri neden olabilir değişkenliği sınırlamak için yüksek tekrarlanabilir bir hayvan modeli gerektirir. Onlar da doğru onlar modelleme insan durumunu değerlendirmek için klinik önemi olmalıdır. Bu amaçla, bir transeksiyonu üzerinde bir sıkıştırma ya da çürük hasarı seçme daha klinik 3 ile ilgilidir. Bununla birlikte, kontüzyon yaralanmalarının için Kırıcılar ve ağırlık damla cihazları pahalı ve karmaşık makinelerin kullanımını gerektirir. Buna karşılık, SCI kalibre forseps model ortak laboratuar malzemelerinden montajı kolay olan forseps modifiye faydalanan ve cerrahi omuriliği ortaya çıkarmak için bir standart dorsal laminektomi sonrası yalnızca bir ek adım gerektirir. Ancak, bu yöntemi kullanarak bir dezavantajı basınç kuvveti her zaman olduğu gibi, yanal yerine dorsal daha uygulanır olmasıdırEn sık yöntem kontüzyon modelleri 1,2 den dokusunun büyük bir rostral-kaudal ölçüde etkileyecek kullanılarak oluşturulan SCI 9 ve basınç yaralanmaların insan klinik durumlarda görülür. Bu model, teknik düzenleyicileri tarafından ortaya konmuştur, ve bize, yeniden üretilebilir SCI 7,11 oluşturmak için, ve farelerde boyutu için de çok uygundur. Hayvanlar hayvanların bir kohort aynı yaralanma şiddetini paylaşan doğrulamak için böyle Locomotion için Basso Fare Ölçeği ve Frey saç testi gibi davranış testleri, çok sayıda kullanılarak ameliyat ve tedavi tedavilerden sonra değerlendirilecek için Ayrıca, bu yaralanma modeli veriyor ve nörolojik defisit 7,11-13. Bu teknikleri, aynı zamanda omurilik yaralanması 2,7 tedavilerin değerlendirmek için kullanılan hayvan modelleri için genel kriterleri karşılayan, araştırma çalışmalarında hayvanlara tatbik tedavilerin etkisini değerlendirmek için kullanılabilir. kalibre forcep üretmek için bir yöntemYaralanma modeli için basit ve farklı çeşitli yöntemler ile gerçekleştirilebilir. Biz Plemel 7 tarafından yayınlanan, boşluk yöntemi 11 kullandık, ve aynı zamanda sıkıştırma aygıtı oluşturmak için kolay bir yöntem sağlar sadece küçük bir vida kullanarak forseps değiştirilmiş, ancak aynı zamanda, son sıkıştırma genişliğini ayarlayarak çok yönlülük sağlar karşılaştırmalı çalışmalar için fayda. forseps yaratma seçenekleri yelpazesi çok uzun boşluk (ler) her zaman aynı mesafeye forseps kapanış istikrarlı yolunu sağlamak ve otoklav ve sterilizasyonu dayanabilir neredeyse sınırsızdır. Bu videoda anlatılan cerrahi yöntemler ancak laminektomi performans ve omurilik artırabilir herhangi bir ek sıkıştırma kuvvetleri zarar vermez, böylece işlem yapıldıktan sonra hayvan dikilmesi sırasında dikkat edilmesi gereklidir, kullanıcılar arasında oldukça tekrarlanabilir yaralanma şiddeti ve gelecek deneyler bulandırabilir. </p&gt; Uygun eğitim ve uygulama ile, sıkıştırma yaralanma kalibre forseps modeli insanlarda 2,3,7 gözlenen klinik vakalar taklit farelerde omurilik gerçekleştirmek için uygundur. Nedeniyle yaralanma şiddeti, farklı derecelerde fareler, forseps oluşturma üretme kolaylığı kolayca yapılabilir. Bu transgenik farelerde şiddeti farklı derecelerde SCI genetik etkilerin gözlenmesine ve farelerde kök hücre nakli etkinliğini değerlendirmek için büyük bir fayda sağlayacaktır. literatürdeki çalışmaların çoğunluğu nedeniyle genellikle gerçekleştirmek için ameliyatlar kolaylaştırır boylarına için fareler üzerinde yapılmıştır. Ancak bu video Plemel ark. 7 tarafından yayınlanan ve bizim tarafımızdan açıklanan yöntem büyük kolaylık ve tekrarlanabilirlik ile fareler üzerinde gerçekleştirilecek SCI imkan vermelidir.

SCI hayvan modelleri omurilik travma sonucunda hasar azaltmak için tasarlanmış tedavi paradigmalar etkinliğini değerlendirmek için değerli araçlardır. Deneysel zorunluluk dışında, bu modeller, lokomotor ve duyusal davranışları tekrarlanabilir açıklarını sağlamak şiddetini farklı yaralanmaları üretmek için ayarlanabilir ve bu yaralanma şiddeti nörolojik hasar derecesi ile ilişkilidir göstermek zorundadır. Transeksiyon, kontüzyon, ve sıkıştırma 1: farklı yaralanma özellikleri ile SCI üç ana tipi vardır. Kısaca, bir transeksiyon yaralanması, omurilik bir yırtık olan bir Kontüzyon yaralanmasının sırt omurilik uygulanan kısa bir odak kuvvet ortaya çıkar, ve kompresyon hasarı zedelenmesi, omurilik kuvvet tatbik edildiği zaman meydana gelir ve aynı zamanda olabilir ezilme yaralanması 2 olarak anılacaktır. Tam transeksiyonu yaralanmaları kontüzyon bir süre, insanlarda 3 klinik olarak nadirdird sıkıştırma yaralanmalar daha sık görülür. sıkıştırma yaralanma örneğin, tümör sıkıştırma ya da diğer zararlı basınç kuvvetleri için, neden insan SCI bulunan ne benzer bir sonuç üretir ve araçları basit bir dizi kullanılarak yapılabilir. Kontüzyon ve sıkıştırma yaralanmalar bir sıkıştırma kuvveti olan ve her ikisi de bu sitoarkitektonik düzensizlik benzer patolojik özelliklere sahip olması ile benzerdir ve yaralanma 1,4 benzer endojen yanıtı ortaya. çürük hasarı içeren model, genellikle, omuriliğin 2,5,6 bir çarpma kaynaklanan SCI insan durumlarda benzer bir şekilde, özel bir aparat kullanılarak sırt omuriliğe bu kuvvet uygular. Bunun tersine, basınç yaralanmaları dorsal ya da yanal kuvvet uygulanarak çeşitli yöntemler ile üretilebilir. Bir sıkıştırma yaralanma Yöntemleri forseps 7, anevrizma klipleri 2 kalibre, veya omurilik 8 üzerine doğrudan bir ağırlık yerleştirerek içerir. Bir avantajıAnevrizma klipleri onlar kuvvet 9 farklı miktarlarda sağlamak mümkün olmasıdır. omurilik doğrudan 8 dorsal yüzeyine ağırlıkları ekleme yöntemi büyük ölçüde nedeniyle solunumu nedeniyle ağırlık ve hareket yerleştirme ameliyat süresini artırarak ve tutarsızlıklar sonuçlanan, 10 dakika boyunca yerde olması ağırlık gerektirir hayvan. Bu gibi kontüzyon yaralanmalarının için Kırıcılar olarak farelerde kullanılmak üzere tasarlanmış özel tertibatlarda hayvanlar yerleştirilmesi farelerin küçük boyutu, zor olabilir veya tutarsız yaralanma 7 neden olur. Ancak, fareler SCI araştırma için yararlı olan bu tür sıçan veya tavşan gibi daha büyük hayvanlarda farklı olarak, transjenik soyların geniş bir yelpazesi mevcuttur. Omuriliği sıkıştırmak için kalibre forseps kullanarak Plemel yöntemi yaralanma şiddeti ve nörolojik defisit 7 arasındaki korelasyon yüksek derecede bir tekrarlanabilir SCI oluşturur. Bu cerrahi SCI modeliya da metal epoksi ya da tamamen kapanmasını önlemek için başka bir engel nedeniyle belirli bir mesafe ile birbirinden uzağa yapılacak modifiye No 5 Dumont forseps bir çift ile oluşturulan. Bu mühendislik boşluk sağlar ki olacak her zaman birden fazla ameliyatlarda belirli bir genişliğe yakın ve farklı kullanıcılar tarafından forseps. Plemel yöntemin avantajı kalibre forseps üretmek için malzemeler kolaylıkla satın alınır ve özel ekipman gerek kalmadan laboratuarda monte edilebilir olmasıdır. Bu forseps otoklav ve sterilizasyon birden tur dayanabilir, ve ayrı, hantal cihazın eksikliği ameliyatları düzenler. Bu videoda bir sıkıştırma yaralanma oluşturmak için fare omurilik kalibre forseps bir çift cerrahi kullanımını göstermektedir. Biz de post-operatif yaşam kalitesini artırmak ve mortaliteyi azaltmak için omurilik yaralı laboratuvar hayvanlarının bakımı ile ilgili benzersiz endişeleri gidermek.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="350">
	<tbody>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Name</td>
			<td style="width:127px;">Company</td>
			<td style="width:123px;">Catalog No.</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Isoflurane Machine</td>
			<td style="width:127px;">Smiths Medical PM, Inc</td>
			<td style="width:123px;">VCT302</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:127px;">Phoenix Pharmaceutical</td>
			<td style="width:123px;">NDC: 66794-013-25</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Dissecting Scope</td>
			<td style="width:127px;">Seiler Precision Microscopes</td>
			<td style="width:123px;">SSI 202/402</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Germinator-500 (tool sterilizer)</td>
			<td style="width:127px;">Thomas Scientific</td>
			<td style="width:123px;">3885A20</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Puralube (Eye Ointment)</td>
			<td style="width:127px;">Dechra</td>
			<td style="width:123px;">NDC 17033-211-38</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Scalpel Handle (#3)</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">10003-12</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Scalpel Blade (#11)</td>
			<td style="width:127px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:123px;">&#160;08-914B</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Retractor (Colibri )</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">17000-03</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Friedman Pearson Roungeur</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">16021-14</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Vanna (Castroviejo) Scissors</td>
			<td style="width:127px;">Roboz</td>
			<td style="width:123px;">RS-5658</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Tissue Forceps</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11029-14</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Laminectomy Forceps (Dumont #2)&#160;</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11223-20</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Dumont #5 Forceps</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11252-20</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Stapler</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">12031-07</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Staples&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (wound clips)</td>
			<td style="width:127px;">Reflex7</td>
			<td style="width:123px;">203-1000</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Sutures</td>
			<td style="width:127px;">Henry Schein</td>
			<td style="width:123px;">101-2636</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Needles (30 G x &#189;)</td>
			<td style="width:127px;">BD Biomedical</td>
			<td style="width:123px;">305106</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Syringe (1 ml)</td>
			<td style="width:127px;">BD Biomedical</td>
			<td style="width:123px;">309659</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Baytril (enrofloxacin)</td>
			<td style="width:127px;">Bayer</td>
			<td style="width:123px;">NADA 140-913</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Buprenex (buprenorphine)</td>
			<td style="width:127px;">Cardinal Health</td>
			<td style="width:123px;">NDC 12496-0757-1</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

calibrated forceps model of spinal cord compression injury

Kemirgen omurilik yaralanmaları Sıkıştırma omurilik yaralanması (SKY) ve spinal rejeneratif tedavinin çalışma için değerli hayvan modelleri vardır. sıkıştırma yaralanma kalibre forseps modeli SCI için uygun, düşük maliyetli ve çok tekrarlanabilir hayvan modeli. Bu Plemel ve arkadaşları tarafından yayınlanmış yönteme uygun olarak tadil edilmiş bir çift forseps kullanılır. (2008) yanal olarak 0.35 mm&#39;lik bir mesafeye omurilik sıkıştırmak. Bu videoda, biz modifiye forseps ile omurilik bası ardından omuriliği, maruz dorsal laminektomi gösterecektir. Videoda, biz de felçli laboratuvar hayvanlarının bakımı ile ilgili konuları ele alacak. Bu yaralanma modeli hissi bozukluğu, yanı sıra engelli bacak hareket fonksiyonunu sergileyen fareler üretiyor. Imünohistokimyasal yöntemlerle belirlenebilir Bundan başka, yaralanma, bu yöntem olup, omurilik yaralanması patolojisinde tutarlı sapmaları üretir. Bu vid izledikten sonraeo, izleyiciler yaralanma sonrası bozukluğunu azaltmak için tasarlanmış SCI ve / veya tedaviler üzerinde çalışmalar için fare çeşitli ağırlıktaki SCI üretmek için gerekli malzemeleri ve yöntemleri belirlemek gerekir.

0.25 mm (n = 4), 0.35 mm (n = 4) ve 0.55 mm omurilik sıkıştırma ve ardından yukarıda tarif edildiği gibi - (30 gram 25), (n = 4) 12 fareler üzerinde laminektomi gerçekleştirilmiştir. Biz üç hayvanların kurban (n = 6) ve yedi (n = 6) intrakardiyak perfüzyon ile gün sonrası yaralanma. omurilik omurilikten uzaklaştırılmış ve doku hazırlanmış ve yukarıda anlatıldığı gibi işlenmiştir. Bütün omurilik görüntüleri Leica EZ4 dijital mikroskop ve beraberindeki yazılım ile alınmıştır. Spinal kord bölümlerinin görüntüleri Olympus dijital mikroskop kullanılarak ve yazılım eşlik 2X büyütme alındı. Biz omurilik sıkıştırma sıkıştırma (Şekil 1) yerinde merkez üssü olan bir yaralanma üretir bulundu. Yaralanma etkileri rostral ve kaudal yönde birkaç milimetre uzatmak. aralama arasındaki mesafe azaldıkça yaralanma şiddeti arttı (0.25 mm&gt; 0.35 mm&gt;0.55 mm, Şekil 2). Üç gün sonra sıkıştırma yaralanma merkez üssü kan ve yaralanma sonrası 7 gün sunmak değildi çevreleyen bölgeler vardı. 0.25 mm, 0.35 mm bir boşluk sıkıştırma değil, 0.55 mm&#39;lik bir model üretilir. 7 gün sonra, dorsal ve ventral beyaz cevher büyük ölçüde gri cevher örgütü son derece tahrif edilmiş, merkez üssünde boyutu azalmış, ve kavitasyon kalıcı oldu. Bu cytoarchitectonical değişiklikler motor ve hayvan davranışları duyusal değişiklikler çevrilmiştir önceki yayınlarda 8 gösterildiği gibi Lokomotor Fonksiyon Basso Fare Ölçeği ve duyusal fonksiyon için Frey saç ve etil klorür testleri gibi uygun testler kullanılarak değerlendirildi. <img alt="Şekil 1," src="/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" width="500" /> Sağlam omurilik Şekil 1. Temsilcisi görüntüleri öncesi ve af hemter yaralanması. (A) Bozulmamış omurilik. (B) 0.35 mm sıkıştırma sonra Omurilik. Oklar yaralanma sınırını gösterir. Asterisk yaralanma üssü eder.Birinci. D = Sırt, L = Yanal. Ölçek çubuğu:. 0.50 mm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" target="_blank">, bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 2," src="/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" width="650" /> Önce ve değişen sıkıştırma genişlikleri sıkıştırma yaralanma sonrası fare omurilik 2. Temsilcisi görüntüleri Şekil. (A) Kontrol omuriliğin Sagital bölümü. (B) 0.35 mm SCI 7 gün sonrası sıkıştırma yaralanma (dpi) merkez üssü koronal kesit. (C, E, G) 3 dpi 0.25 genişliğinde omurilik Sagital bölümler , 0.35 veya 0.55 mm arasındadır. (D, F, H), H &amp; E sagital kesitler lekeli omuriliks 7 0.25, 0.35 veya 0.55 mm genişliğinde dpi. Asterisk yaralanma üssü eder.Birinci. Bütün bölümler, H &amp; E ile boyandı. D = Sırt, L = Yanal. Ölçek çubuğu:. 1.25 mm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" target="_blank">, bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury at JoVE.com

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Omurilik Sıkıştırma Yaralanma Kalibre Forseps Modeli

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

calibrated-forceps-model-of-spinal-cord-compression-injury

Research

JoVE Journal

Medicine

18.3K Görüntüleme.  University of California, Davis. Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Video: Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

Sıçanlarda Spinal Kord Yaralanma sonrası Akut ve Kronik Dokunsal Duyu Testi

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

Tıp

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

Sonsuz Horizon Darbeli kullanarak tek taraflı Servikal Spinal Kord Yaralanması bir Contusive Modeli

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

Sıçanlarda Şiddetli Spinal Kord Yaralanması bir bere modeli

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination is disrupted by spinal cord injury (SCI), control of respiratory muscles innervated below the injury level is compromised1,2 leading to respiratory muscle dysfunction and pulmonary complications. These conditions are among the leading causes of death in patients with SCI3. Standard pulmonary function tests that assess respiratory motor function include spirometrical and maximum airway pressure outcomes: Forced Vital Capacity (FVC), Forced Expiratory Volume in one second (FEV1), Maximal Inspiratory Pressure (PImax) and Maximal Expiratory Pressure (PEmax)4,5. These values provide indirect measurements of respiratory muscle performance6. In clinical practice and research, a surface electromyography (sEMG) recorded from respiratory muscles can be used to assess respiratory motor function and help to diagnose neuromuscular pathology. However, variability in the sEMG amplitude inhibits efforts to develop objective and direct measures of respiratory motor function6. Based on a multi-muscle sEMG approach to characterize motor control of limb muscles7, known as the voluntary response index (VRI)8, we developed an analytical tool to characterize respiratory motor control directly from sEMG data recorded from multiple respiratory muscles during the voluntary respiratory tasks. We have termed this the Respiratory Motor Control Assessment (RMCA)9. This vector analysis method quantifies the amount and distribution of activity across muscles and presents it in the form of an index that relates the degree to which sEMG output within a test-subject resembles that from a group of healthy (non-injured) controls. The resulting index value has been shown to have high face validity, sensitivity and specificity9-11. We showed previously9 that the RMCA outcomes significantly correlate with levels of SCI and pulmonary function measures. We are presenting here the method to quantitatively compare post-spinal cord injury respiratory multi-muscle activation patterns to those of healthy individuals.

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment RMCA in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

The purpose of this publication is to present our original work on a multi-muscle surface electromyographic approach to quantitatively characterize respiratory muscle activation patterns in individuals with chronic spinal cord injury using vector-based analysis.

Kronik Spinal Kord Yaralanması Bireylerde Solunum Motor Kontrol Değerlendirmesi (RMCA) kullanarak Solunum Kas Aktivasyon Değerlendirilmesi

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination ...

A Murine Model of Cervical Spinal Cord Injury to Study Post-lesional Respiratory Neuroplasticity

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed to improve/ameliorate the respiratory failure following high cervical spinal cord injury (SCI). Here we propose a murine pre-clinical model of high SCI at the cervical 2 (C2) metameric level to study diverse post-lesional respiratory neuroplasticity. The technique consists of a surgical partial injury at the C2 level, which will induce a hemiparalysis of the diaphragm due to a deafferentation of the phrenic motoneurons from the respiratory centers located in the brainstem. The contralateral side of the injury remains intact and allows the animal recovery. Unlike other SCIs which affect the locomotor function (at the thoracic and lumbar level), the respiratory function does not require animal motivation and the quantification of the deficit/recovery can be easily performed (diaphragm and phrenic nerve recordings, whole body ventilation). This pre-clinical C2 SCI model is a powerful, useful, and reliable pre-clinical model to study various respiratory and non-respiratory neuroplasticity events at different levels (molecular to physiology) and to test diverse putative therapeutic strategies which might improve the respiration in SCI patients.

Respiratory failure is the leading cause of death following a cervical spinal cord injury. Having a reproducible, quantifiable, and reliable pre-clinical animal model of respiratory failure induced by a partial cervical injury will help to understand the subsequent respiratory and non-respiratory neuroplasticity and allow testing putative repair strategies.

Post-lezyonlu Solunum nöroplastisite Eğitim için Servikal Spinal Kord Yaralanması bir fare modeli

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

Travmatik Beyin Hasarı için Kontrollü Kortikal Etki Modeli

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

A Radyo-telemetrik Sistemi Omurilik transeksiyonu ve Embriyonik Nöral Hücre Greftler Kök Sıçanlarda Kardiyovasküler Fonksiyonu Monitör

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

Omurilik Yaralanması Deneysel Kontuzif Modelinde Sinir Kök Hücre Nakli

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Contrast Enhanced Ultrasound Imaging for Assessment of Spinal Cord Blood Flow in Experimental Spinal Cord Injury

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an important target for neuroprotective therapies. Although several techniques have been described to assess SCBF, they all have significant limitations. To overcome the latter, we propose the use of real-time contrast enhanced ultrasound imaging (CEU). Here we describe the application of this technique in a rat contusion model of SCI. A jugular catheter is first implanted for the repeated injection of contrast agent, a sodium chloride solution of sulphur hexafluoride encapsulated microbubbles. The spine is then stabilized with a custom-made 3D-frame and the spinal cord dura mater is exposed by a laminectomy at ThIX-ThXII. The ultrasound probe is then positioned at the posterior aspect of the dura mater (coated with ultrasound gel). To assess baseline SCBF, a single intravenous injection (400 &#181;l) of contrast agent is applied to record its passage through the intact spinal cord microvasculature. A weight-drop device is subsequently used to generate a reproducible experimental contusion model of SCI. Contrast agent is re-injected 15 min following the injury to assess post-SCI SCBF changes. CEU allows for real time and in-vivo assessment of SCBF changes following SCI. In the uninjured animal, ultrasound imaging showed uneven blood flow along the intact spinal cord. Furthermore, 15 min post-SCI, there was critical ischemia at the level of the epicenter while SCBF remained preserved in the more remote intact areas. In the regions adjacent to the epicenter (both rostral and caudal), SCBF was significantly reduced. This corresponds to the previously described &#8220;ischemic penumbra zone&#8221;. This tool is of major interest for assessing the effects of therapies aimed at limiting ischemia and the resulting tissue necrosis subsequent to SCI.

Contrast Enhanced Ultrasound imaging is a reliable in-vivo tool for quantifying spinal cord blood flow in an experimental rat spinal cord injury model. This paper contains a comprehensive protocol for application of this technique in association with a contusion model of thoracic spinal cord injury.

Deneysel Spinal Kord Yaralanmalarında Omurilik Kan Akımının Değerlendirilmesi için geliştirilmiş Ultrason Görüntüleme Kontrast

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an ...

Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) below the site of injury. The secondary ischemia that develops following the initial mechanical insult is a serious complication of the SCI and severely impairs the function and viability of surviving neuronal and non-neuronal cells in the SC. In addition, ischemia is also responsible for the growth of lesion during chronic phase of injury and interferes with the cellular repair and healing processes. Thus there is a need to develop a spinal cord ischemia model for studying the mechanisms of ischemia-induced pathology. Focal ischemia induced by photothrombosis (PT) is a minimally invasive and very well established procedure used to investigate the pathology of ischemia-induced cell death in the brain. Here, we describe the use of PT to induce an ischemic lesion in the spinal cord of mice. Following retro-orbital sinus injection of Rose Bengal, the posterior spinal vein and other capillaries on the dorsal surface of SC were irradiated with a green light resulting in the formation of a thrombus and thus ischemia in the affected region. Results from histology and immunochemistry studies show that PT-induced ischemia caused spinal cord infarction, loss of neurons and reactive gliosis. Using this technique a highly reproducible and relatively easy model of SCI in mice can be achieved that would serve the purpose of scientific investigations into the mechanisms of ischemia induced cell death as well as the efficacy of neuroprotective drugs. This model will also allow exploration of the pathological changes that occur following SCI in live mice like axonal degeneration and regeneration, neuronal and astrocytic Ca2+ signaling using two-photon microscopy.

Photothrombosis is a minimally invasive and highly reproducible procedure to induce focal ischemia in the spinal cord and serves as a model of spinal cord injury in mice.

Farelerde Omurilik Yaralanma Modeli Olarak Odak iskemisi Fototromboz kaynaklı

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) ...