Funding for this work was provided by Shriners Hospitals and CIRM fellowships to AMC and AM. We would also like to acknowledge Plemel et al.7 for first designing and publishing the calibrated forceps model.

Tüm hayvan prosedürleri ve hayvan bakım yöntemleri kurumun Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (IACUC) tarafından onaylanmış olması gerekmektedir. 1. Cerrahi Hazırlık <ol><li> Forseps, vana makas, roungeurs, toplayıcı, neşter, makas, dikiş, cilt zımba, Q-tips, steril tuzlu su, cerrahi süngerler ve izofluran: gerekli tüm cerrahi aletler ve reaktifler birleştirin. Hazırlayın ve ameliyat öncesinde cerrahi araçları tam bir paketi otoklav. Birden fazla fare cerrahisine ise, hazırlamak ve hayvan başına araçlarından biri paket otoklav, ya da cerrahi aletlerin bir paket otoklav ve ameliyatlar arasında bir aracı sterilizatörlü sterilize. Bir cam boncuk aracı terilizer arada ameliyatlar (5 sonra hayvanlar araç tekrar temizlenmesi gerekir ve kullanımdan önce sterilize edilmiş) araçları temizlenmesi için kullanıldığında, genellikle, steril araç bir paket 5 fareye kadar kullanılabilir. Instituti için yerel IACUC yönetici ile kontrol edinBelirli kurallar üzerinde. </li><li> % 70 izopropil alkol mendil ile cerrahi alan sterilize. Steril bir alan ameliyat sırasında korunmasını sağlamak için cerrahi örtüler ayarlayın. </li><li> Ameliyat öncesinde her fare tartılır. Deri altından, buprenorfin, 0.05 mg / kg vücut ağırlığı arasında bir dozunun tatbik edilmesi. </li><li> Izofluran makinenin endüksiyon bölmesi içinde% 4 arasında bir dozda tatbik izofluran hayvansal anestezisi. </li><li> Hayvan anestezi sonra, dehidratasyonu önlemek 37 ° C&#39;de ısıtma yastığı hayvan ayarlamak ve farenin kafası düzgün anestezi koni yer sağlamak için gözlere merhem uygulayın. (Not: termal yanıklara neden olmayacak bir ısıtma kaynağı kullanın; yani, bir sirkülasyon su battaniye, sıcak su şişesi veya eşdeğeri..) Bu noktada hayvana% 2 izofluran bir dozunu. </li><li> , Fare amaçlanan kesi konum etrafında yaklaşık 1 cm dorsal yüzeyini Tıraş. </li><li> Kesi s dezenfekteBir iyot çözeltisi (% 10 Povidon-iyot,% 1 elde edilebilir iyot) ile, daha sonra% 70 izopropil alkol mendil ile yıkanarak ite. 3 kez tekrarlayın. </li></ol> 2. Dorsal Laminektomi <ol><li> Bir kesi yapmadan önce, hayvan düzgün ayak veya kuyruk tutam yöntemi kullanılarak refleksleri denetleyerek anestezi emin olun. </li><li> Neşter ve bıçak ile dorsal omurga boyunca bir kesi yapmak ve daha sonra tekrar refleksleri kontrol edin. Düzgün yardım gibi omurları arasındaki sınırları gibi yerler, görselleştirmek için kamburunu. </li><li> Deri yoluyla kesin. Geri omurilikten cilt ve fasya tutmak için retraktör yerleştirin. Omurgayı kapsayan kasları ortaya çıkarmak için omurilik iki tarafında doku temizleyin. NOT: Cerrah anatomik noktalara aşina olmalıdır. Örneğin, skapula alt açı T7 ile gelir. Farenin spinal doğal eğrisinin üst T12 ve referans noktası olarak kullanılabilir. </li><li> Proper aydınlatma, omurlar arasındaki boşluğu belirler. T10 arka ucunu bulun ve intervertebral disk alanı dik kasları ve fasya kesti. T10 spinöz proses ve posterior lamina maruz yeterli kesin. </li><li> İnce uçlu Dumont # 5 forseps bir çift kullanarak, omurilik küçük bir şerit maruz lamina ve spinöz süreçten doku bazı kaldırın. Gerektiğinde, omurga stabilize etmek doku forseps kullanabilir. </li><li> Vertebra dorsolateral kenarı boyunca ve sadece lamina altında küçük vana bir makasla bir tarafını sokarak laminektomi gerçekleştirin. <ol><li> Küçük, dikkatli snips vertebra lamina yan tarafına kesmek için emin olun. Herhangi bir baskı omuriliğe uygulanan emin olun. </li><li> Diğer tarafta tekrarlayın. </li><li> Omuriliğe baskı uygulamak değildir özen, bir Q-ucu veya cerrahi sünger ile gerekli kanama durdurmak için hafif bir baskı uygulayın. NOT: jel köpük hazırlamakkanama ihtiyaçları kontrol edilmesi halinde, steril tuzlu su içinde ıslatılmış. </li><li> Kesiler yapıldıktan sonra, vertebra dorsal yönünü kaldırın ve yavaşça herhangi bir doku eklerini temizleyin. Gerekirse kanama kontrolü için uygun araçları kullanın. </li></ol></li></ol> 3. Omurilik Sıkıştırma <ol><li> Roungeurs veya laminektomi forseps kullanılarak, sıkıştırma yaralanma için kalibre forseps omuriliğin iki tarafında yerleştirmek, böylece omurilik yan yüzler, vertebral kemik serbest olduğundan emin olun. forseps kolları vertebra kanalın yere ulaşmak gerekir bitişik omurilik kenarlarında ve forseps ipuçları epidural içinde yer gerekir. <ol><li> Omuriliğin o görünürlük iyi olduğundan emin olun. </li></ol></li><li> Omurilik maruz parçasının ortasında 5 forseps yaklaşık kalibre Dumont # yerleştirin. Hatırlayın kuvvet kollarıps bitişik tarafta epidural içinde yerleştirilmelidir ve ipuçları tekrarlanabilir yaralanmaları oluşturmak için omur kanalının değmelidir. </li><li> Aralama bağlamak kadar dikkatlice omuriliği sıkıştırmak. 15 saniye yerinde tutun. </li><li> Yavaşça basınç kuvveti serbest bırakmak ve omurilikten kalibre forseps çıkarın. Steril tuzlu su, yara kapanmadan önce homeostazı yeniden elde etmek için kullanılmalıdır. </li></ol> 4. Yara Kapanış <ol><li> Dikkatle bozabilir veya omuriliğe baskı uygulamak değildir özen, omurilik üzerinde kas tabakası sütür. </li><li> Yara üzerindeki deriyi kapatmak için sütür veya zımba kullanın. </li><li> Gaz anestezi kullanıyorsanız, / konik anestezik kapatmak başlar. </li><li> Ameliyat sırasında, hayvan uyuşuk ve yaralanma sonrası iyileşme olduğu ameliyat sonrası su kaybı açıklanması için 10 g vücut ağırlığı başına laktatlı Ringer 0.1 ml uygulayın. Çözelti warme olmalıdırEnjeksiyon öncesinde vücut ısısı d. </li><li> Bir yatak-serbest kafeste fare yerleştirin. Diğer yarım RT sayacı üzerinde iken kafes vermek üzere, kafes alanının yarısından pedi olması için izin veren bir şekilde (1.1.5 tarif edildiği gibi), bir ısıtma yastığı üst kısmına olmalıdır Fare iklim seçenekleri, ayaktan bir kez. &quot;Kurtarma kafesi&quot; sessiz bir ortamda yer almaktadır sağlamak için özen gösterin. Fare yatak ile düzenli bir kafese transfer edilebilir hangi zaman bilinci, kavuşana kadar yakından hayvan izlemek. </li></ol> 5. Post-operatif Bakım <ol><li> Ağrı belirtileri yönetmek için gerektiği gibi Ameliyattan sonra, daha sonra ameliyat sonrası ilk 3 gün için buprenorfın subkutan her 12 saat / kg vücut ağırlığı 0.05 mg dozunu ve. </li><li> Ameliyat sonrası 5 gün - ilk 3 laktatlı Ringer (10 g vücut ağırlığı deri altından 0.1 mi) içindeki bir dozunun tatbik edilmesi. Bu doz ver olduğunda bir eğer /proksimal bu başlangıç ​​süresi dışında dehidrasyon belirtileri gösterirler başlar. </li><li> Elle günde iki kez Crede manevra kullanarak hayvanların mesane ifade eder. Yavaşça mesaneyi bulmak için hayvanın karın palpe ve mesane boş olana kadar nazik aşağı yönlü baskı uygulayın. <ol><li> Mesane boş değil veya idrar kanlı veya bulanık ise, 10 gün süreyle interperitonal enjeksiyon yoluyla hayvana Baytril vücut ağırlığına göre 50 mg / kg yönetmek. </li></ol></li><li> Otofaji, dehidrasyon ve aşırı kilo kaybı (vücut ağırlığının% 20&#39;den fazla) işaretleri için hayvanların izleyin. Bir hayvan, bu belirtilerden herhangi yaşarsa tedavi seçenekleri açısından derhal bir veteriner danışın veya IACUC yönergeleri izleyerek bir insani şekilde hayvan euthanize lütfen. <ol><li> Hareketlilik sağ ameliyattan sonra sınırlı olabileceği göz önüne alındığında, emin hayvanlar yiyecek ve suya erişimi sağlamak için gerekli adımları atın. Yanı sıra bir ıslak gıda Ön paketlenmişs hidrojel, bu gibi durumlarda hayvanlara uygun hale getirilebilir. </li></ol></li></ol> 6. Sıkıştırma Sakatlık Kaynaklanan Doku Hasar değerlendirin <ol><li> Adım 1.4 ve 1.5 de tarif edildiği gibi hayvan anestezisi. Ayak tutam ve izleme kornea göz kırpma refleksleri ile anestezi derinliğini kontrol edin. Hayvan uyaranlara duyarsız olduğunda, 6.2 adıma geçin. </li><li> Bir Intracardial perfüzyon 10 gerçekleştirin. <ol><li> Göğüs boşluğunu Açığa ve sol ventrikül içine bir iğne takın. Buz soğukluğunda% 4 paraformaldehit (PFA), 25 ml - 15, ardından 30 ml buz gibi soğuk fosfat tamponlu salin (PBS) - 20 mevcut sıvıları çalkalayın. </li></ol></li><li> Omuriliği çıkarın. <ol><li> Omuriliğe cilt dorsal kesin ve omurganın uzunluğunu çevreleyen herhangi bir aşırı doku kaldırmak. </li><li> Vergi omurga ve kalan doku kesip. laminektomi ve i gerçek seviyesinjury kaburga sayılarak doğrulanabilir. </li><li> Bir kuyruk-to-Rostral yönde omurganın küçük bölümler yerini almaya vanna makas ve forseps kullanın. Kord güvenli kaldırma yetecek kadar maruz kadar kesmeye devam. Kesim konumu ve işlemin Görselleştirme Stereoskop kullanılmasıyla kolaylaştırılabilir. </li></ol></li><li> % 4 PFA omurilik dokusu yerleştirin. 4 ° C&#39;de 24 saat boyunca bu çözelti içinde sonrası düzeltme için doku izin verir. </li><li> 4 ° C&#39;de 24 saat boyunca% 30 sukroz içinde inkübe edilerek cryoprotect dokusudur. </li><li> OCT doku gömün. Kısaca,% 30 sakaroz inkübasyon doku almak ve herhangi bir aşırı çözüm kaldırmak. Ekim ile dolu bir cryomold halinde doku yerleştirin ve 4 ° C &#39;de 1 saat süre ile inkübe edilir. <ol><li> 4 ° C kalıp çıkarın, doku yönlü yönünü teyit (kuru buz üzerinde 1 saat süre ile önceden soğutulmuş) 2-metilbütan basit bir çanak içinde kalıp gelecek ve Ekim tamamen katılaşmasını sağlar. Hemen veya sto kullanıyorsanız kuru buz üzerinde tutun-80 ° C&#39;de yeniden. </li></ol></li><li> Bir sirostat kullanılarak 20 mikron sagital bölüme doku kesin. Slaytlar doğrudan Dağı doku. Kullanılıncaya kadar -20 ° C&#39;de saklayın. </li><li> Hematoksilen ve eozin (H &amp; E) leke gerçekleştirin. <ol><li> Kısaca, bir doku (5 dakika, 2 kez), Hematoksilin (2.5 dakika) ile leke rehidrate, ve su (1 dakika, 2 kez) ile yıkanır. </li><li> % 50 doku inkübe ve daha sonra% 70 etanol (3 dk), Eozin (45 sn), leke ve% 90 (5 saniye), 95 (% 5 saniye) içinde inkübe edilerek, dihidrat,% 100 etanol (2 dakika) ve izopropanol (2 dakika). </li><li> Ksilen (5 dakika, 3 kez) ile açık. NOT: H &amp; E boyama spesifik doku kalınlığı ve şartlara göre değişir. Bu nedenle, standardizasyon deneysel doku numuneleri ile devam etmeden önce gereklidir. </li></ol></li><li> Ince Permount şerit (~ 100 mikron) ve lamel ile doku örtün. Sıvının düzgün dağılımını sağlamak için lamel her tarafta aşağı doğru bastırın. Slaytlar O / N kurumasını bekleyin. </li><li> VisEkteki yazılım kullanarak bir dijital mikroskop ve yakalama görüntüleri kullanarak doku bölümleri ualize. </li></ol>

<ol><li>McDonough, A., Martinez-Cerdeno, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endogenous+proliferation+after+SCI+in+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells+Int%22%5BJournal%5D)">Endogenous proliferation after SCI in animal models.</a> Stem Cells Int. 2012, 387513(2012).</li>
<li>Onifer, S. M., Rabchevsky, A. G., Scheff, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+models+of+traumatic+SCI+to+assess+motor+recovery%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+J%22%5BJournal%5D)">Rat models of traumatic SCI to assess motor recovery.</a> ILAR J. 48 (4), 385-395 (2007).</li>
<li>Bunge, R. P., Puckett, W. R., Becerra, J. L., Marcillo, A., Quencer, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Observations+on+the+pathology+of+human+SCI.+A+review+and+classification+of+22+new+cases+with+details+from+a+case+of+chronic+cord+compression+with+extensive+focal+demyelination%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Neurol%22%5BJournal%5D)">Observations on the pathology of human SCI. A review and classification of 22 new cases with details from a case of chronic cord compression with extensive focal demyelination.</a> Adv Neurol. 59, 75-89 (1993).</li>
<li>Beattie, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endogenous+repair+after+spinal+cord+contusion+injuries+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Endogenous repair after spinal cord contusion injuries in the rat.</a> Exp Neurol. 148 (2), 453-463 (1997).</li>
<li>Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Graded+histological+and+locomotor+outcomes+after+spinal+cord+contusion+using+the+NYU+weight-drop+device+versus+transection%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Neurology%22%5BJournal%5D)">Graded histological and locomotor outcomes after spinal cord contusion using the NYU weight-drop device versus transection.</a> Experimental Neurology. 139 (2), 244-256 (1996).</li>
<li>Krishna, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+contusion+model+of+severe+SCI+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">A contusion model of severe SCI in rats.</a> J Vis Exp. 78, (2013).</li>
<li>Plemel, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+graded+forceps+crush+SCI+model+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">A graded forceps crush SCI model in mice.</a> J Neurotrauma. 25 (4), 350-370 (2008).</li>
<li>Wu, D., Shibuya, S., Miyamoto, O., Itano, T., Yamamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increase+of+NG2-positive+cells+associated+with+radial+glia+following+traumatic+SCI+in+adult+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurocytol%22%5BJournal%5D)">Increase of NG2-positive cells associated with radial glia following traumatic SCI in adult rats.</a> J Neurocytol. 34 (6), 459-469 (2005).</li>
<li>Namiki, J., Tator, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+proliferation+and+nestin+expression+in+the+ependyma+of+the+adult+rat+spinal+cord+after+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuropathology+and+Experimental+Neurology%22%5BJournal%5D)">Cell proliferation and nestin expression in the ependyma of the adult rat spinal cord after injury.</a> Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 58 (5), 489-498 (1999).</li>
<li>Teletin, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histopathology+in+Mouse+Metabolic+Investigations%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Histopathology in Mouse Metabolic Investigations.</a> Current Protocols in Molecular Biology. 29, (2007).</li>
<li>McDonough, A., Hoang, A. N., Monterrubio, A. M., Greenhalgh, S., Martinez-Cerdeno, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compression+injury+in+the+mouse+spinal+cord+elicits+a+specific+proliferative+response+and+distinct+cell+fate+acquisition+along+rostro-caudal+and+dorso-ventral+axes%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Compression injury in the mouse spinal cord elicits a specific proliferative response and distinct cell fate acquisition along rostro-caudal and dorso-ventral axes.</a> Neuroscience. 254, 1-17 (2013).</li>
<li>Basso, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basso+Mouse+Scale+for+locomotion+detects+differences+in+recovery+after+SCI+in+five+common+mouse+strains%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after SCI in five common mouse strains.</a> J Neurotrauma. 23 (5), 635-659 (2006).</li>
<li>Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+assessment+of+tactile+allodynia+in+the+rat+paw%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw.</a> J Neurosci Methods. 53 (1), 55-63 (1994).</li>
</ol>

The authors have nothing to disclose.

Bir SCI modelinin seçimi SCI insan vakalarının tedavilerinin etkinliğini belirlemek için deney tasarlama önemlidir. Bu tür deneyler sonuçsuz verileri neden olabilir değişkenliği sınırlamak için yüksek tekrarlanabilir bir hayvan modeli gerektirir. Onlar da doğru onlar modelleme insan durumunu değerlendirmek için klinik önemi olmalıdır. Bu amaçla, bir transeksiyonu üzerinde bir sıkıştırma ya da çürük hasarı seçme daha klinik 3 ile ilgilidir. Bununla birlikte, kontüzyon yaralanmalarının için Kırıcılar ve ağırlık damla cihazları pahalı ve karmaşık makinelerin kullanımını gerektirir. Buna karşılık, SCI kalibre forseps model ortak laboratuar malzemelerinden montajı kolay olan forseps modifiye faydalanan ve cerrahi omuriliği ortaya çıkarmak için bir standart dorsal laminektomi sonrası yalnızca bir ek adım gerektirir. Ancak, bu yöntemi kullanarak bir dezavantajı basınç kuvveti her zaman olduğu gibi, yanal yerine dorsal daha uygulanır olmasıdırEn sık yöntem kontüzyon modelleri 1,2 den dokusunun büyük bir rostral-kaudal ölçüde etkileyecek kullanılarak oluşturulan SCI 9 ve basınç yaralanmaların insan klinik durumlarda görülür. Bu model, teknik düzenleyicileri tarafından ortaya konmuştur, ve bize, yeniden üretilebilir SCI 7,11 oluşturmak için, ve farelerde boyutu için de çok uygundur. Hayvanlar hayvanların bir kohort aynı yaralanma şiddetini paylaşan doğrulamak için böyle Locomotion için Basso Fare Ölçeği ve Frey saç testi gibi davranış testleri, çok sayıda kullanılarak ameliyat ve tedavi tedavilerden sonra değerlendirilecek için Ayrıca, bu yaralanma modeli veriyor ve nörolojik defisit 7,11-13. Bu teknikleri, aynı zamanda omurilik yaralanması 2,7 tedavilerin değerlendirmek için kullanılan hayvan modelleri için genel kriterleri karşılayan, araştırma çalışmalarında hayvanlara tatbik tedavilerin etkisini değerlendirmek için kullanılabilir. kalibre forcep üretmek için bir yöntemYaralanma modeli için basit ve farklı çeşitli yöntemler ile gerçekleştirilebilir. Biz Plemel 7 tarafından yayınlanan, boşluk yöntemi 11 kullandık, ve aynı zamanda sıkıştırma aygıtı oluşturmak için kolay bir yöntem sağlar sadece küçük bir vida kullanarak forseps değiştirilmiş, ancak aynı zamanda, son sıkıştırma genişliğini ayarlayarak çok yönlülük sağlar karşılaştırmalı çalışmalar için fayda. forseps yaratma seçenekleri yelpazesi çok uzun boşluk (ler) her zaman aynı mesafeye forseps kapanış istikrarlı yolunu sağlamak ve otoklav ve sterilizasyonu dayanabilir neredeyse sınırsızdır. Bu videoda anlatılan cerrahi yöntemler ancak laminektomi performans ve omurilik artırabilir herhangi bir ek sıkıştırma kuvvetleri zarar vermez, böylece işlem yapıldıktan sonra hayvan dikilmesi sırasında dikkat edilmesi gereklidir, kullanıcılar arasında oldukça tekrarlanabilir yaralanma şiddeti ve gelecek deneyler bulandırabilir. </p&gt; Uygun eğitim ve uygulama ile, sıkıştırma yaralanma kalibre forseps modeli insanlarda 2,3,7 gözlenen klinik vakalar taklit farelerde omurilik gerçekleştirmek için uygundur. Nedeniyle yaralanma şiddeti, farklı derecelerde fareler, forseps oluşturma üretme kolaylığı kolayca yapılabilir. Bu transgenik farelerde şiddeti farklı derecelerde SCI genetik etkilerin gözlenmesine ve farelerde kök hücre nakli etkinliğini değerlendirmek için büyük bir fayda sağlayacaktır. literatürdeki çalışmaların çoğunluğu nedeniyle genellikle gerçekleştirmek için ameliyatlar kolaylaştırır boylarına için fareler üzerinde yapılmıştır. Ancak bu video Plemel ark. 7 tarafından yayınlanan ve bizim tarafımızdan açıklanan yöntem büyük kolaylık ve tekrarlanabilirlik ile fareler üzerinde gerçekleştirilecek SCI imkan vermelidir.

SCI hayvan modelleri omurilik travma sonucunda hasar azaltmak için tasarlanmış tedavi paradigmalar etkinliğini değerlendirmek için değerli araçlardır. Deneysel zorunluluk dışında, bu modeller, lokomotor ve duyusal davranışları tekrarlanabilir açıklarını sağlamak şiddetini farklı yaralanmaları üretmek için ayarlanabilir ve bu yaralanma şiddeti nörolojik hasar derecesi ile ilişkilidir göstermek zorundadır. Transeksiyon, kontüzyon, ve sıkıştırma 1: farklı yaralanma özellikleri ile SCI üç ana tipi vardır. Kısaca, bir transeksiyon yaralanması, omurilik bir yırtık olan bir Kontüzyon yaralanmasının sırt omurilik uygulanan kısa bir odak kuvvet ortaya çıkar, ve kompresyon hasarı zedelenmesi, omurilik kuvvet tatbik edildiği zaman meydana gelir ve aynı zamanda olabilir ezilme yaralanması 2 olarak anılacaktır. Tam transeksiyonu yaralanmaları kontüzyon bir süre, insanlarda 3 klinik olarak nadirdird sıkıştırma yaralanmalar daha sık görülür. sıkıştırma yaralanma örneğin, tümör sıkıştırma ya da diğer zararlı basınç kuvvetleri için, neden insan SCI bulunan ne benzer bir sonuç üretir ve araçları basit bir dizi kullanılarak yapılabilir. Kontüzyon ve sıkıştırma yaralanmalar bir sıkıştırma kuvveti olan ve her ikisi de bu sitoarkitektonik düzensizlik benzer patolojik özelliklere sahip olması ile benzerdir ve yaralanma 1,4 benzer endojen yanıtı ortaya. çürük hasarı içeren model, genellikle, omuriliğin 2,5,6 bir çarpma kaynaklanan SCI insan durumlarda benzer bir şekilde, özel bir aparat kullanılarak sırt omuriliğe bu kuvvet uygular. Bunun tersine, basınç yaralanmaları dorsal ya da yanal kuvvet uygulanarak çeşitli yöntemler ile üretilebilir. Bir sıkıştırma yaralanma Yöntemleri forseps 7, anevrizma klipleri 2 kalibre, veya omurilik 8 üzerine doğrudan bir ağırlık yerleştirerek içerir. Bir avantajıAnevrizma klipleri onlar kuvvet 9 farklı miktarlarda sağlamak mümkün olmasıdır. omurilik doğrudan 8 dorsal yüzeyine ağırlıkları ekleme yöntemi büyük ölçüde nedeniyle solunumu nedeniyle ağırlık ve hareket yerleştirme ameliyat süresini artırarak ve tutarsızlıklar sonuçlanan, 10 dakika boyunca yerde olması ağırlık gerektirir hayvan. Bu gibi kontüzyon yaralanmalarının için Kırıcılar olarak farelerde kullanılmak üzere tasarlanmış özel tertibatlarda hayvanlar yerleştirilmesi farelerin küçük boyutu, zor olabilir veya tutarsız yaralanma 7 neden olur. Ancak, fareler SCI araştırma için yararlı olan bu tür sıçan veya tavşan gibi daha büyük hayvanlarda farklı olarak, transjenik soyların geniş bir yelpazesi mevcuttur. Omuriliği sıkıştırmak için kalibre forseps kullanarak Plemel yöntemi yaralanma şiddeti ve nörolojik defisit 7 arasındaki korelasyon yüksek derecede bir tekrarlanabilir SCI oluşturur. Bu cerrahi SCI modeliya da metal epoksi ya da tamamen kapanmasını önlemek için başka bir engel nedeniyle belirli bir mesafe ile birbirinden uzağa yapılacak modifiye No 5 Dumont forseps bir çift ile oluşturulan. Bu mühendislik boşluk sağlar ki olacak her zaman birden fazla ameliyatlarda belirli bir genişliğe yakın ve farklı kullanıcılar tarafından forseps. Plemel yöntemin avantajı kalibre forseps üretmek için malzemeler kolaylıkla satın alınır ve özel ekipman gerek kalmadan laboratuarda monte edilebilir olmasıdır. Bu forseps otoklav ve sterilizasyon birden tur dayanabilir, ve ayrı, hantal cihazın eksikliği ameliyatları düzenler. Bu videoda bir sıkıştırma yaralanma oluşturmak için fare omurilik kalibre forseps bir çift cerrahi kullanımını göstermektedir. Biz de post-operatif yaşam kalitesini artırmak ve mortaliteyi azaltmak için omurilik yaralı laboratuvar hayvanlarının bakımı ile ilgili benzersiz endişeleri gidermek.

<table><tbody><tr><td>Isoflurane machine</td><td>Smiths Medical PM, Inc</td><td>VCT302</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Phoenix Pharmaceutical</td><td>NDC: 66794-013-25</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting Scope</td><td>Seiler Precision Microscopes</td><td>SSI 202/402</td><td></td></tr><tr><td>Germinator-500 (tool sterilizer)</td><td>Thomas Scientific</td><td>3885A20</td><td></td></tr><tr><td>Puralube (eye ointment)</td><td>Dechra</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel handle (#3)</td><td>Fine Science Tools</td><td>10003-12</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel blade (#11)</td><td>Fisher Scientific</td><td>&amp;nbsp;08-914B</td><td></td></tr><tr><td>Retractor (Colibri)</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000-03</td><td></td></tr><tr><td>Friedman Pearson roungeur</td><td>Fine Science Tools</td><td>16021-14</td><td></td></tr><tr><td>Vanna (Castroviejo) scissors</td><td>Roboz</td><td>RS-5658</td><td></td></tr><tr><td>Tissue forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11029-14</td><td></td></tr><tr><td>Laminectomy forceps (Dumont #2)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11223-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-20</td><td></td></tr><tr><td>Stapler</td><td>Fine Science Tools</td><td>12031-07</td><td></td></tr><tr><td>Staples (wound clips)</td><td>Reflex7</td><td>203-1000</td><td></td></tr><tr><td>Sutures</td><td>Henry Schein</td><td>101-2636</td><td></td></tr><tr><td>Needles (30 G x &amp;frac12;)</td><td>BD Biomedical</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>Syringe (1 ml)</td><td>BD Biomedical</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>Baytril (enrofloxacin)</td><td>Bayer</td><td>NADA 140-913</td><td></td></tr><tr><td>Buprenex (buprenorphine)</td><td>Cardinal Health</td><td>NDC 12496-0757-1</td><td></td></tr></tbody></table>

calibrated forceps model of spinal cord compression injury

Kemirgen omurilik yaralanmaları Sıkıştırma omurilik yaralanması (SKY) ve spinal rejeneratif tedavinin çalışma için değerli hayvan modelleri vardır. sıkıştırma yaralanma kalibre forseps modeli SCI için uygun, düşük maliyetli ve çok tekrarlanabilir hayvan modeli. Bu Plemel ve arkadaşları tarafından yayınlanmış yönteme uygun olarak tadil edilmiş bir çift forseps kullanılır. (2008) yanal olarak 0.35 mm&#39;lik bir mesafeye omurilik sıkıştırmak. Bu videoda, biz modifiye forseps ile omurilik bası ardından omuriliği, maruz dorsal laminektomi gösterecektir. Videoda, biz de felçli laboratuvar hayvanlarının bakımı ile ilgili konuları ele alacak. Bu yaralanma modeli hissi bozukluğu, yanı sıra engelli bacak hareket fonksiyonunu sergileyen fareler üretiyor. Imünohistokimyasal yöntemlerle belirlenebilir Bundan başka, yaralanma, bu yöntem olup, omurilik yaralanması patolojisinde tutarlı sapmaları üretir. Bu vid izledikten sonraeo, izleyiciler yaralanma sonrası bozukluğunu azaltmak için tasarlanmış SCI ve / veya tedaviler üzerinde çalışmalar için fare çeşitli ağırlıktaki SCI üretmek için gerekli malzemeleri ve yöntemleri belirlemek gerekir.

0.25 mm (n = 4), 0.35 mm (n = 4) ve 0.55 mm omurilik sıkıştırma ve ardından yukarıda tarif edildiği gibi - (30 gram 25), (n = 4) 12 fareler üzerinde laminektomi gerçekleştirilmiştir. Biz üç hayvanların kurban (n = 6) ve yedi (n = 6) intrakardiyak perfüzyon ile gün sonrası yaralanma. omurilik omurilikten uzaklaştırılmış ve doku hazırlanmış ve yukarıda anlatıldığı gibi işlenmiştir. Bütün omurilik görüntüleri Leica EZ4 dijital mikroskop ve beraberindeki yazılım ile alınmıştır. Spinal kord bölümlerinin görüntüleri Olympus dijital mikroskop kullanılarak ve yazılım eşlik 2X büyütme alındı. Biz omurilik sıkıştırma sıkıştırma (Şekil 1) yerinde merkez üssü olan bir yaralanma üretir bulundu. Yaralanma etkileri rostral ve kaudal yönde birkaç milimetre uzatmak. aralama arasındaki mesafe azaldıkça yaralanma şiddeti arttı (0.25 mm&gt; 0.35 mm&gt;0.55 mm, Şekil 2). Üç gün sonra sıkıştırma yaralanma merkez üssü kan ve yaralanma sonrası 7 gün sunmak değildi çevreleyen bölgeler vardı. 0.25 mm, 0.35 mm bir boşluk sıkıştırma değil, 0.55 mm&#39;lik bir model üretilir. 7 gün sonra, dorsal ve ventral beyaz cevher büyük ölçüde gri cevher örgütü son derece tahrif edilmiş, merkez üssünde boyutu azalmış, ve kavitasyon kalıcı oldu. Bu cytoarchitectonical değişiklikler motor ve hayvan davranışları duyusal değişiklikler çevrilmiştir önceki yayınlarda 8 gösterildiği gibi Lokomotor Fonksiyon Basso Fare Ölçeği ve duyusal fonksiyon için Frey saç ve etil klorür testleri gibi uygun testler kullanılarak değerlendirildi. <img alt="Şekil 1," src="/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" width="500" /> Sağlam omurilik Şekil 1. Temsilcisi görüntüleri öncesi ve af hemter yaralanması. (A) Bozulmamış omurilik. (B) 0.35 mm sıkıştırma sonra Omurilik. Oklar yaralanma sınırını gösterir. Asterisk yaralanma üssü eder.Birinci. D = Sırt, L = Yanal. Ölçek çubuğu:. 0.50 mm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" target="_blank">, bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 2," src="/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" width="650" /> Önce ve değişen sıkıştırma genişlikleri sıkıştırma yaralanma sonrası fare omurilik 2. Temsilcisi görüntüleri Şekil. (A) Kontrol omuriliğin Sagital bölümü. (B) 0.35 mm SCI 7 gün sonrası sıkıştırma yaralanma (dpi) merkez üssü koronal kesit. (C, E, G) 3 dpi 0.25 genişliğinde omurilik Sagital bölümler , 0.35 veya 0.55 mm arasındadır. (D, F, H), H &amp; E sagital kesitler lekeli omuriliks 7 0.25, 0.35 veya 0.55 mm genişliğinde dpi. Asterisk yaralanma üssü eder.Birinci. Bütün bölümler, H &amp; E ile boyandı. D = Sırt, L = Yanal. Ölçek çubuğu:. 1.25 mm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" target="_blank">, bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury at JoVE.com

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Omurilik Sıkıştırma Yaralanma Kalibre Forseps Modeli

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

calibrated-forceps-model-of-spinal-cord-compression-injury

Research

JoVE Journal

Medicine

18.5K Görüntüleme.  University of California, Davis. Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Video: Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

Sonsuz Horizon Darbeli kullanarak tek taraflı Servikal Spinal Kord Yaralanması bir Contusive Modeli

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

Tıp

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

Sıçanlarda Şiddetli Spinal Kord Yaralanması bir bere modeli

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

A Novel Vertebral Stabilization Method for Producing  Contusive Spinal Cord Injury

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing reliable cervical SCI is difficult due to lack of satisfactory methods of vertebral stabilization. The conventional method to stabilize the spine is to suspend the rostral and caudal cervical spine via clamps attached to cervical spinous processes. &#160;However, this method of stabilization fails to prevent tissue yielding during the contusion as the cervical spinal processes are too short to be effectively secured by the clamps (Figure 1). &#160;Here we introduce a new method to completely stabilize the cervical vertebra at the same level of the impact injury. &#160;This method effectively minimizes movement of the spinal column at the site of impact, which greatly improves the production of consistent SCIs. &#160;We provide visual description of the equipment (Figure 2-4), methods, and a step-by-step protocol for the stabilization of the cervical 5 vertebra (C5) of adult rats, to perform laminectomy (Figure 5) and produce a contusive SCI thereafter. &#160;Although we only demonstrate a cervical hemi-contusion using the NYU/MASCIS impactor device, this vertebral stabilization technique can be applied to other regions of the spinal cord, or be adapted to other SCI devices. &#160;Improving spinal cord exposure and fixation through vertebral stabilization may be valuable for producing consistent and reliable injuries to the spinal cord. &#160;This vertebral stabilization method can also be used for stereotactic injections of cells and tracers, and for imaging using two-photon microscopy in various neurobiological studies.

Vertebral stabilization is necessary for minimizing variability, and for producing consistent experimental spinal cord injuries.&#160; Using a customized stabilizing apparatus in conjunction with the NYU/MASCIS impactor device, we have demonstrated here the proper equipment and procedure for generating reproducible hemi-contusive cervical (C5) spinal cord injuries in adult rats.

Kontuzif omurilik hasarın üretmek için Yeni Bir Omurga Stabilizasyon Yöntemi

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

Omurilik Yaralanması Deneysel Kontuzif Modelinde Sinir Kök Hücre Nakli

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal cord. A major current area of research is focused on the mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous or induced functional recovery following SCI. Spontaneous functional recovery is reported to be greater early in life, raising interesting questions about how adaptive plasticity changes as the spinal cord develops. To facilitate investigation of this dynamic, we have developed a SCI model in the neonatal mouse. The model has relevance for pediatric SCI, which is too little studied. Because neural plasticity in the adult involves some of the same mechanisms as neural plasticity in early life1, this model may potentially have some relevance also for adult SCI. Here we describe the entire procedure for generating a reproducible spinal cord compression (SCC) injury in the neonatal mouse as early as postnatal (P) day 1. SCC is achieved by performing a laminectomy at a given spinal level (here described at thoracic levels 9-11) and then using a modified Yasargil aneurysm mini-clip to rapidly compress and decompress the spinal cord. As previously described, the injured neonatal mice can be tested for behavioral deficits or sacrificed for ex vivo physiological analysis of synaptic connectivity using electrophysiological and high-throughput optical recording techniques1. Earlier and ongoing studies using behavioral and physiological assessment have demonstrated a dramatic, acute impairment of hindlimb motility followed by a complete functional recovery within 2 weeks, and the first evidence of changes in functional circuitry at the level of identified descending synaptic connections1.

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

Bir Yenidoğan Fare Omurilik Sıkıştırma Yaralanması Modeli

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between experimental animals. Several contusive SCI models have been developed to produce injuries using different mechanisms. The severity of the SCI is based on the height that a given weight is dropped, the injury force, or the spinal cord displacement. In the current study, we introduce a novel mouse contusive SCI device, the Louisville Injury System Apparatus (LISA) impactor, which can create a displacement-based SCI with high injury velocity and accuracy. This system utilizes laser distance sensors combined with advanced software to produce graded and highly-reproducible injuries. We performed a contusive SCI at the 10th thoracic vertebral (T10) level in mice to demonstrate the step-by-step procedure. The model can also be applied to the cervical and lumbar spinal levels.

We introduce a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model that can produce a consistent contusive spinal cord injury in adult mice.

Farelerde Doku Yerinden Olma Esaslı Taşan Spinal Kord Yaralanması Modeli

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...

A Neuronal Apoptosis Model induced by Spinal Cord Compression in Rat

As a severe progressive degenerative disease, cervical spondylotic myelopathy (CSM) has a poor prognosis and is associated with physical pain, stiffness, motor or sensory dysfunction, and a high risk of spinal cord injury and acroparalysis. Thus, therapeutic strategies that promote efficient spinal cord regeneration in this chronic and progressive disease are urgently needed. Effective and reproducible animal spinal cord compression models are required to understand the complex biological mechanism underlying CSM. Most spinal cord injury models reflect acute and structural destructive conditions, whereas animal models of CSM present a chronic compression in the spinal cord. This paper presents a protocol to generate a rat spinal cord compression model, which was further evaluated by assessing the behavioral score and observing the compressed spinal cord region. The behavioral assessments showed decreased monitor motor disability, including joint movements, stepping ability, coordination, trunk stability, and limb muscle strength. Hematoxylin and eosin (H&#38;E) staining and immunostaining revealed considerable neuronal apoptosis in the compressed region of the spinal cord.

<meta charset="utf8"></head><body>Sıçanlarda Omurilik Sıkışmasının Neden Olduğu Bir Nöronal Apoptoz Modeli

Here, we present a protocol to generate a rat spinal cord compression model, assess its behavioral score, and observe the compressed spinal cord region. The behavioral assessments showed decreased monitor motor disability. Hematoxylin and eosin staining and immunostaining revealed considerable neuronal apoptosis in the compressed region of the spinal cord.

Sıçanlarda Omurilik Sıkışmasının Neden Olduğu Bir Nöronal Apoptoz Modeli

As a severe progressive degenerative disease, cervical spondylotic myelopathy (CSM) has a poor prognosis and is associated with physical pain, stiffness, ...

Nörobilim

Establishing a Mouse Contusion Spinal Cord Injury Model Based on a Minimally Invasive Technique

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, thereby improving the reproducibility of the experiments.
These methods need two requirements to be fulfilled: clarity of the surgical anatomical pathway and simplicity and convenience of the laboratory device. Crucially for the operator, a clear anatomical pathway provides minimally invasive exposure, which avoids additional damage to the experimental animal during the surgical procedures and allows the animal to maintain a consistent and stable anatomical morphology during the experiment.
In this study, the use of a novel integrated platform called the SCI coaxial platform for spinal cord injury in small animals to expose the T9 level spinal cord in a minimally invasive way and stabilize and immobilize the vertebra of mice using a vertebral stabilizer is researched, and, finally, a coaxial gravity impactor is used to contuse the spinal cord of mice to approach different degrees of T9 spinal cord injury. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

Minimally invasive techniques and a simple laboratory device improve the reproducibility of the spinal cord injury model by reducing operative damage to the experimental animals and allowing anatomical morphology maintenance. The method is worthwhile because the reliable results and reproducible procedure facilitate investigations of the mechanisms of disease reparation.

Minimal İnvaziv Bir Tekniğe Dayalı Bir Fare Kontüzyonu Omurilik Yaralanması Modelinin Oluşturulması

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, ...

Establishment of Central Cord Syndrome Model in C57BL/6J Mouse

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally invasive exposure approaches and reduce extra injury to experimental animals during operation, enabling the maintenance of consistent and stable anatomical morphology during experiments to minimize behavioral and histological differences between individuals to improve the reproducibility of experiments. In this study, the C6 level spinal cord was exposed using a spinal cord injury coaxial platform (SCICP) and combination with a minimally invasive technique. With the assistance of a vertebral stabilizator, we fixed the vertebrae and compressed the spinal cords of C57BL/6J mice with 5 g/mm2 and 10 g/mm2 weights with SCICP to induce different degrees of C6 spinal cord injury. In line with the previous description of CCS, the results reveal that the lesion in this model is concentrated in the gray matter around the central cord, enabling further research into CCS. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

The present protocol simulating central cord syndrome (CCS) in mice has improved repeatability and minimized operation damage to the experimental animals, avoiding disrupting the anatomical structure excessively. The strategy in this study is advantageous because it allows for research into injury mechanisms by producing consistent results.

Omurilik Sıkıştırma Yaralanma Kalibre Forseps Modeli

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Sonsuz Horizon Darbeli kullanarak tek taraflı Servikal Spinal Kord Yaralanması bir Contusive Modeli

Sıçanlarda Şiddetli Spinal Kord Yaralanması bir bere modeli

Kontuzif omurilik hasarın üretmek için Yeni Bir Omurga Stabilizasyon Yöntemi

Omurilik Yaralanması Deneysel Kontuzif Modelinde Sinir Kök Hücre Nakli

Bir Yenidoğan Fare Omurilik Sıkıştırma Yaralanması Modeli

Farelerde Doku Yerinden Olma Esaslı Taşan Spinal Kord Yaralanması Modeli

Sıçanlarda Omurilik Sıkışmasının Neden Olduğu Bir Nöronal Apoptoz Modeli

Sıçanlarda Omurilik Sıkışmasının Neden Olduğu Bir Nöronal Apoptoz Modeli

Minimal İnvaziv Bir Tekniğe Dayalı Bir Fare Kontüzyonu Omurilik Yaralanması Modelinin Oluşturulması

C57BL/6J Farede Santral Kord Sendromu Modelinin Kurulması