Funding for this work was provided by Shriners Hospitals and CIRM fellowships to AMC and AM. We would also like to acknowledge Plemel et al.7 for first designing and publishing the calibrated forceps model.

Alle tierischen Verfahren und Tierpflege Methoden sollten durch Institutional Animal Care und Usage Ausschuss der Institution (IACUC) genehmigt werden. 1. Chirurgische Vorbereitung <ol><li> Montieren Sie alle notwendigen chirurgischen Instrumente und Reagenzien: Zangen, vana Schere, roungeurs, Aufroller, Skalpelle, Scheren, Nähte, Hautklammern, Q-Tips, steriler Kochsalzlösung, chirurgischen Schwämmen und Isofluran. Vorbereitung und Autoklaven eine komplette Packung von chirurgischen Instrumenten vor der Operation. Bei Durchführung Operationen auf mehr als einer Maus, vorzubereiten und im Autoklaven ein Paket von Werkzeugen pro Tier oder Autoklaven ein Paket von chirurgischen Instrumenten und Sterilisieren mit einem Werkzeug Sterilisator zwischen Operationen. Im Allgemeinen kann eine Packung sterilisiert Werkzeuge auf bis zu 5 Mäuse verwendet werden, wenn ein Glasperlenwerkzeug terilizer dient zur Reinigung von Werkzeugen in-zwischen Operationen (nach 5 Tieren die Werkzeuge müssen erneut gereinigt werden und vor der Verwendung sterilisiert). Bitte fragen Sie Ihren lokalen IACUC Administrator Institutiauf spezifische Richtlinien. </li><li> Sterilisieren Sie das Operationsfeld mit 70% igem Isopropylalkohol Tücher. Einrichtung OP-Abdeckungen, um sicherzustellen, ein steriles Feld ist während der Operation erhalten. </li><li> Wiegen jeder Maus vor der Operation. Verabreichung einer Dosis von 0,05 mg / kg Körpergewicht von Buprenorphin, subkutan. </li><li> Betäuben des Tieres durch Verabreichung von Isofluran in einer Dosierung von 4% in der Ansaugkammer von Isofluran Maschine. </li><li> Sobald das Tier betäubt, gelten Salbe für die Augen, um eine Austrocknung zu verhindern, stellen Sie das Tier auf einem Heizkissen bei 37 ° C, und sicherzustellen, dass der Kopf des Maus richtig in der Anästhesie Kegel entfernt. (Hinweis: Verwenden Sie eine Wärmequelle, die keine Verbrennungen verursachen wird, das heißt, ein Kreislaufwasser Decke, Wärmflasche, oder gleichwertig..) An dieser Stelle zu verwalten eine Dosis von 2% Isofluran für das Tier. </li><li> Rasur die dorsale Oberfläche der Maus, etwa 1 cm auf der beabsichtigten Inzision Lage. </li><li> Desinfizieren Sie die Inzision site durch Waschen mit 70% igem Isopropylalkohol Tücher, dann mit einer Iod-Lösung (10% Povidon-Jod, 1% verfügbares Iod). 3-mal wiederholen. </li></ol> 2. Rücken Laminektomie <ol><li> Bevor ein Einschnitt, sicherzustellen, dass das Tier richtig durch Prüfen Reflexe mit der Zehe oder Schwanzklemm Verfahren anästhesiert. </li><li> Einen Einschnitt entlang der Brustwirbelsäule mit Skalpell und Messer, und dann für die Reflexe prüfen erneut. Arch den Rücken, um richtig zu visualisieren Sehenswürdigkeiten, wie die Grenzen zwischen den Wirbeln. </li><li> Durch die Haut geschnitten. Legen Aufroller die Haut und Faszie aus dem Rückenmark zurückzuhalten. Deaktivieren Sie das Gewebe auf beiden Seiten des Rückenmarks, die Muskeln für den Rücken aus. HINWEIS: Der Operateur sollte mit den anatomischen Merkmalen vertraut sein. Beispielsweise kann der untere Winkel des Schulterblattes entspricht T7. Der obere Teil der natürlichen Krümmung der Maus die Rücken ist T12 und kann als Bezugspunkt verwendet werden. </li><li> Mit proper Beleuchtung, bestimmen den Abstand zwischen den Wirbeln. Findet die hintere Ende T10 und schneiden Muskeln und Faszien senkrecht zum Bandscheibenraum. Schneiden Sie gerade genug, um den Dornfortsatz und posterioren Lamina von T10 aus. </li><li> Mit einem Paar feiner Spitze Dumont # 5 Zange, entfernen Sie einige der das Gewebe aus der Lamina und Dornfortsatz, um einen kleinen Splitter des Rückenmarks aus. Wenn nötig, verwenden Sie Gewebe Pinzette, um die Wirbelsäule zu stabilisieren. </li><li> Führen die Laminektomie durch Einfügen einer Seite eines Paares von kleinen vana Scheren entlang der dorsolateralen Seite des Wirbels und der unmittelbar unter der Lamina. <ol><li> Machen Sie kleine, vorsichtige Schere durch die Seitenfläche des Wirbel Lamelle geschnitten. Sicherzustellen, dass kein Druck auf das Rückenmark angewendet. </li><li> Wiederholen auf der anderen Seite. </li><li> Drücken Sie vorsichtig zu stoppen Blutungen bei Bedarf mit einem Q-Tip oder chirurgische Schwamm, kümmert sich um Druck auf das Rückenmark nicht. HINWEIS: Bereiten Gelschaumin steriler Kochsalzlösung in dem Fall, dass Blutungen kontrolliert werden muß eingeweicht. </li><li> Nachdem die Einschnitte vorgenommen wurden, heben Sie die Dorsalseite des Wirbels und alle Gewebe Anhänge sanft klar. Geeignete Mittel zur Kontrolle Blutungen, wenn nötig. </li></ol></li></ol> 3. Kompression des Rückenmarks <ol><li> Verwendung roungeurs oder Laminektomie Pinzetten, sicherzustellen, dass die lateralen Seiten des Rückenmarks sind frei von Wirbelknochen, so daß die kalibrierte Pinzette für die Kompressionsverletzung kann auf beiden Seiten der Wirbelsäule anzuordnen. Die Arme der Zange muss im Epiduralraum an benachbarten Seiten des Rückenmarks und die Spitzen der Pinzette angeordnet sind in der Lage, den Boden des Wirbelkanals zu erreichen sein. <ol><li> Stellen Sie sicher, dass die Sicht des Rückenmarks ist gut. </li></ol></li><li> Situate die kalibrierte Dumont # 5 Zange etwa in der Mitte des freiliegenden Abschnitt des Rückenmarks. Erinnern, dass die Arme des Kraftps muß im Epiduralraum an benachbarten Seiten angeordnet werden und die Spitzen muss der Boden des Wirbelkanals berühren, um reproduzierbare Verletzungen erzeugen. </li><li> Vorsichtig zusammen, die das Rückenmark, bis die Abstandshalter zu verbinden. Halten Sie ihn für 15 Sekunden. </li><li> Vorsichtig lassen Sie die Druckkraft, und entfernen Sie die kalibrierten Pinzette aus dem Rückenmark. Sterile Saline verwendet, um die Homöostase wiederzuerlangen, bevor die Wunde verschlossen wird. </li></ol> 4. Wundschluss <ol><li> Sorgfältig Naht der Muskelschicht über dem Rückenmark, wobei darauf zu achten nicht zu stören oder Druck auf das Rückenmark. </li><li> Verwenden Sie entweder Nähten oder Klammern, um die Haut über der Wunde zu schließen. </li><li> Bei der Verwendung von Gasnarkose, beginnen zu verjüngen / Ausschalten der Betäubung. </li><li> Verwalten 0,1 ml Ringer-Laktat pro 10 g Körpergewicht zu berücksichtigen, für die Dehydratisierung während der Operation und nach der Operation, wenn das Tier lethargisch und Erholung von der Verletzung zu helfen. Die Lösung sollte warme seind, die Körpertemperatur vor der Injektion. </li><li> Platzieren Sie die Maus in einer Bettwäsche freien Käfig. Der Käfig sollte auf einem Heizkissen (wie in 1.1.5 beschrieben) in einer Weise, die die Hälfte der Käfigfläche, auf der Unterlage sein können ruhen, während die andere Hälfte auf einer RT-Zähler ruhen, um das zu geben Maus Klima Optionen, sobald sie ambulante ist. Achten Sie darauf, dass die &quot;Erholungskäfig&quot; befindet sich in einer ruhigen Umgebung. Das Tier genau zu überwachen, bis es das Bewußtsein, zu welcher Zeit die Maus zu einem regulären Käfig mit Betten übertragen werden wiedergewonnen. </li></ol> 5. Postoperative Pflege <ol><li> Nach der Operation, Administration eine Dosis von 0,05 mg / kg Körpergewicht Buprenorphin subkutan alle 12 Stunden für die ersten 3 Tage nach der Operation, und dann je nach Bedarf, um die Symptome von Schmerzen zu verwalten. </li><li> Verabreichung einer Dosis von Ringer-Laktat (0,1 ml pro 10 g Körpergewicht subkutan) für die ersten 3 - 5 Tage nach der Operation. Geben Sie diese Dosis aus, wenn / wenn der eineimal beginnt, Anzeichen von Austrocknung außerhalb dieses Anfangszeitperiode aufweisen. </li><li> Manuell drücken die Blase der Tiere mit der Crede Manöver zweimal täglich. Tasten vorsichtig Bauch des Tieres, um die Blase zu suchen, und dann gilt sanften Druck nach unten, bis die Blase leer. <ol><li> Wenn die Blase nicht leer oder der Urin blutig oder bewölkt, verwalten 50 mg / kg Körpergewicht von Baytril dem Tier über interperitoneale Injektion für 10 Tage. </li></ol></li><li> Überwachen Tiere auf Anzeichen von autophagy, Dehydrierung und mäßiger Gewichtsverlust (mehr als 20% des Körpergewichts). Wenn ein Tier erlebt eines dieser Symptome bitte Rücksprache mit einem Tierarzt sofort in Bezug auf Behandlungsoptionen, oder das Tier einschläfern auf humane Weise folgende IACUC Richtlinien. <ol><li> Da die Mobilität kann direkt nach der Operation beschränkt werden, die notwendigen Schritte unternehmen, um sicherzustellen, Tiere haben Zugang zu Nahrung und Wasser. Abgepackte Nassfutter sowie eins Hydrogel kann den Tieren zur Verfügung in diesen Beispielen hergestellt werden. </li></ol></li></ol> 6. Beurteilen Sie Tissue Schäden durch Compression Injury <ol><li> Anesthetize Tier wie bei den Schritten 1.4 und 1.5 beschrieben. Überprüfen Narkosetiefe von toe Prise und Überwachungshornhaut blink Reflexe. Wenn das Tier ist unempfindlich gegenüber Reizen, fahren Sie mit Schritt 6.2. </li><li> Führen Sie eine intrakardiale Perfusion 10. <ol><li> Setzen Sie den Brustkorb und legen Sie eine Nadel in die linke Herzkammer. Spülen Sie vorhandene Flüssigkeiten mit 20 - 30 ml eiskalter phosphatgepufferter Salzlösung (PBS), gefolgt von 15 - 25 ml eiskaltem 4% Paraformaldehyd (PFA). </li></ol></li><li> Entfernen Sie das Rückenmark. <ol><li> Schneiden Sie die Haut Rücken zum Rückenmark und beseitigen jede die Länge der Wirbelsäule umgebenden überschüssiges Gewebe. </li><li> Verbrauch Wirbelsäule und alle verbleibenden Gewebe weggeschnitten. Die tatsächliche Höhe der Laminektomie und injury durch Zählen Rippen bestätigt werden. </li><li> Verwenden vanna Schere und Pinzette, um kleine Abschnitte der Wirbelsäule in einem caudal zu rostral Richtung zu verschieben. Weiter zu schneiden, bis das Kabel genug ist, um ein sicheres Entfernen ermöglichen ausgesetzt. Visualisierung der Schneidstelle und Verfahren kann durch den Gebrauch eines Stereoskops erleichtert werden. </li></ol></li><li> Zeigen Rückenmarksgewebe in 4% PFA. Lassen Gewebe post-fix in dieser Lösung für 24 Stunden bei 4 ° C. </li><li> Cryoprotect Gewebe durch Inkubation in 30% Sucrose für 24 h bei 4 ° C. </li><li> Embed Gewebe in Oktober Kurz gesagt, nehmen Gewebe aus dem 30% Saccharose Inkubation und entfernen Sie überschüssige Lösung. Legen Sie das Gewebe in eine cryomold mit Oktober gefüllt und Inkubation für 1 Stunde bei 4 ° C. <ol><li> Entfernen Form von 4 ° C, bestätigen Richtungsorientierung des Gewebes, legen Sie die Form in eine flache Schale von 2-Methyl (vorgekühlte 1 Stunde auf Trockeneis) und erlauben Oktober vollständig erstarren. Halten Sie auf Trockeneis bei Verwendung sofort oder stoerneut bei -80 ° C. </li></ol></li><li> Schneiden Sie das Gewebe in 20 &amp; mgr; m Sagittalschnitten mit Hilfe eines Kryostaten. Berg Gewebe direkt auf Folien. Lagerung bei -20 ° C bis zur Verwendung. </li><li> Führen Hämatoxylin und Eosin (H &amp; E) Fleck. <ol><li> Kurz gesagt, rehydrieren das Gewebe (5 min, 2-mal), Fleck mit Hämatoxylin (2,5 min) und mit Wasser (1 min, 2 mal). </li><li> Inkubieren Gewebe in 50% und dann 70% Ethanol (3 min) gemessen, mit Eosin-Färbung (45 sec), und Dehydratisierung durch Inkubation in 90% (5 sec), 95% (5 sec), 100% iges Ethanol (2 min) und Isopropanol (2 min). </li><li> Klar mit Xylol (5 min, 3-mal). HINWEIS: H &amp; E Färbung mit spezifischen Gewebedicke und Bedingungen variieren. Deshalb wird vor der Standardisierung mit experimentellen Gewebeproben fortfahren erforderlich. </li></ol></li><li> Bedecken Sie Gewebe mit einem dünnen Streifen Permount (~ 100 &amp; mgr; m) und Deckglas. Drücken Sie auf allen Seiten des Deckglases, um die ordnungsgemäße Verteilung der Flüssigkeit zu gewährleisten. Lassen Sie Folien trocknen O / N. </li><li> Visualize Gewebeschnitten unter Verwendung eines Digital-Mikroskop und die Aufnahmen mit Hilfe der mitgelieferten Software. </li></ol>

<ol>
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R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+assessment+of+tactile+allodynia+in+the+rat+paw.">Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw.</a> J Neurosci Methods. 53 (1), 55-63 (1994).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Die Wahl einer SCI-Modell ist in der Gestaltung Experimente zur Bestimmung der Wirksamkeit von Therapien für menschliche Fälle von SCI bestimmen wichtig. Solche Experimente erfordern ein Tiermodell, die hohe Reproduzierbarkeit der Variabilität, die in nicht schlüssigen Daten ergeben kann ist. Sie sollten auch von klinischer Relevanz sein, den menschlichen Zustand sie modelliert genau zu bewerten. Zu diesem Zweck ist die Wahl eines Druck- oder kontusiven Verletzungen über einen Durchtrennung ist klinisch relevantere 3. Impaktoren und Gewichtsabfall Vorrichtungen zur Quetschung Verletzungen erfordern jedoch die Verwendung von teuren und komplizierten Maschinen. Im Gegensatz dazu ist die kalibrierte Pinzette Modell SCI nutzt modifizierten Zange, die leicht von üblichen Labormaterialien montieren sind, und die Operation erfordert nur einen zusätzlichen Schritt nach einer Standard dorsalen Laminektomie des Rückenmarks freizulegen. Allerdings ist ein Nachteil bei der Verwendung dieser Methode, dass die Druckkraft immer seitlich anstatt dorsal, angewendet alswird häufig in klinischen Fällen von SCI 9 und Druckverletzungen, die unter Verwendung der Verfahren betreffen eine größere rostral-caudale Ausmaß der Gewebe als Quetschung Modelle 1,2 gesehen. Dieses Modell wurde von den Urhebern der Technik gezeigt, und uns, um reproduzierbare SCI 7,11 zu erzeugen und ist gut geeignet, um die Größe von Mäusen. Darüber hinaus ermöglicht diese Verletzungsmodell für die Tiere nach der Operation und therapeutischen Behandlungen mit einer Vielzahl von Verhaltenstests, wie dem Basso Maus Skala für Fortbewegung und der von-Frey-Haar-Test, um sicherzustellen, dass eine Gruppe von Tieren teilen sich die gleiche Verletzungsschwere bewertet werden und neurologische Defizite 7,11-13. Die gleichen Techniken können auch verwendet werden, um die Wirksamkeit von Behandlungen von Tieren während den Untersuchungen verabreicht auszuwerten, die die allgemeinen Kriterien für Tiermodelle verwendet werden, um Therapien für SCI 2,7 bewerten. Das Verfahren zur Herstellung des geeichten forceps für die Schadensmodell ist einfach und kann mit einer Vielzahl von verschiedenen Verfahren erreicht werden. Wir haben die Abstands Verfahren 11 verwendet, wie durch Plemel 7 veröffentlicht und sind auch modifizierte Zange mit einer kleinen Schraube, die nicht nur eine einfachere Methode zum Erstellen der Druckvorrichtung, sondern ermöglicht auch die Vielseitigkeit beim Einstellen der abschließenden Verdichtungsbreite, der Nutzen für Vergleichsstudien. Die Optionen, die in die Erstellung der Zange ist nahezu unbegrenzt, solange der Abstandshalter (s) ein stabiles mittels stets Schließen der Zange, um die gleiche Distanz und Autoklavieren und Sterilisieren zu widerstehen. Die in diesem Video beschrieben chirurgischen Methoden sind sehr gut reproduzierbar über Nutzer, ist es jedoch erforderlich, dass Sie beim Durchführen der Laminektomie und Vernähen des Tieres, nachdem das Verfahren durchgeführt wurde, so dass das Rückenmark keine zusätzlichen Druckkräfte, die erhöhen kann leiden genommen werden die Schwere der Verletzungen und verwechseln zukünftige Experimente. </p&gt; Mit der richtigen Ausbildung und Praxis ist die kalibrierte Zange Modell Kompressionsverletzung zum Durchführen von SCI bei Mäusen, die klinische Fälle beim Menschen beobachteten 2,3,7 imitieren gut geeignet. Aufgrund der Einfachheit, mit der Pinzette Herstellung Mäusen unterschiedliche Grade der Verletzungsschwere ist leicht durchführbar. Dies wird von großem Nutzen für die Beobachtung genetische Effekte auf SCI von verschieden streng in transgenen Mäusen sowie die Beurteilung der Wirksamkeit von Stammzelltransplantationen bei Mäusen ist. Die meisten Studien in der Literatur wurden an Ratten aufgrund ihrer Größe, die in der Regel macht Operationen leichter auszuführen geführt. Jedoch ist die durch Plemel et al. Veröffentlicht 7 und in diesem Video von uns beschriebenen Verfahren sollte SCI ermöglichen, an Mäusen mit großer Leichtigkeit und Reproduzierbarkeit durchgeführt werden.

Tiermodelle der SCI sind wertvolle Werkzeuge für die Beurteilung der Wirksamkeit von therapeutischen Paradigmen zur Beschädigung als Folge von Trauma des Rückenmarks zu mildern. Aus experimentellen Notwendigkeit, müssen diese Modelle reproduzierbare Defizite in Bewegungs- und Sinnes Verhaltensweisen bieten, einstellbar sein, um Verletzungen unterschiedlicher Schweregrad zu produzieren, und zeigen, dass die Verletzungsschwere korreliert mit dem Grad der neurologischen Ausfällen beobachtet. Es gibt drei Haupttypen von SCI mit unterschiedlichen Merkmalen der Verletzung: Durchtrennung, Quetschungen und Druck 1. Kurz gesagt, ist ein Durchtrennung Verletzung einer Platzwunde an das Rückenmark, entsteht eine Quetschung Verletzung aus einer an der dorsalen Rückenmarks angelegten kurzen, Brennkraft und eine Kompressionsverletzung auftritt, wenn eine schädliche Kraft auf das Rückenmark angewendet und kann auch als Quetschverletzung 2 bezeichnet. Vollständige Durchtrennung Verletzungen sind beim Menschen 3 klinisch selten, während eine Prellungd Kompression Verletzungen sind häufiger. Die Kompressionsverletzung erzeugt ein Ergebnis ähnlich zu dem, was in der menschlichen SCI gefunden verursacht beispielsweise Tumorkompression oder anderen schädigenden Druckkräfte und kann unter Verwendung einer einfachen Anordnung von Werkzeugen durchgeführt werden. Quetschungen und Druckverletzungen sind insofern ähnlich, als beide eine Druckkraft und beide ähnliche pathologische Merkmale wie zytoarchitektonischen Desorganisation und evozieren ähnliche endogenen Reaktionen auf Verletzungen 1,4. Die Quetschung Verletzungsmodell Regel gilt dieser Kraft auf den dorsalen Rückenmark mit Hilfe einer speziellen Vorrichtung in einer Weise ähnlich der menschlichen Fälle von SCI aus einer Einklemmung der Wirbelsäule 2,5,6 resultieren. Im Gegensatz dazu kann die Komprimierung Verletzungen durch eine Vielzahl von Verfahren Aufbringen einer Kraft von dorsal oder lateral erzeugt werden. Methoden einer Druck Verletzungen gehören kalibriert Zange 7, Aneurysmen-Clips 2, oder indem ein Gewicht direkt auf das Rückenmark 8. Ein Vorteil derAneurysmen-Clips ist, dass sie in der Lage, unterschiedliche Mengen an Kraft 9 erbringen. Das Verfahren der Zugabe von Gewichten an der dorsalen Oberfläche des Rückenmarks unmittelbar 8 verlangt das Gewicht an Ort und Stelle für 10 min betragen, wobei die Länge der Operation erheblich verbessern sowie die resultierende Inkonsistenzen wegen Anordnung des Gewicht und die Bewegung aufgrund der Atmung des Tier. Aufgrund der geringen Größe von Mäusen, Situierung Tiere in spezialisierten Vorrichtungen zur Verwendung bei der Ratte, wie Impaktoren zum Quetschung Verletzungen ausgelegt ist, kann schwierig sein oder sich in inkonsistenten Verletzungen 7. Jedoch sind Mäuse in einer breiten Palette von transgenen Linien, im Gegensatz zu größeren Tieren wie Ratten oder Kaninchen, die sehr nützlich für SCI Forschung sind. Die Plemel Verfahren der Verwendung kalibriert Pinzette komprimiert das Rückenmark erzeugt eine reproduzierbare SCI mit einem hohen Grad der Korrelation zwischen Verletzungsschwere und neurologisches Defizit 7. Dieses chirurgische SCI Modellerzeugt, indem ein Paar von No. 5 Dumont Zange modifiziert, um in einem definierten Abstand von beiden Metall Epoxid oder einem anderen Hindernis, um eine vollständige Schließung verhindern auseinander gehalten werden. Diese entwickelt Abstand stellt sicher, dass die Zange wird immer in der Nähe einer bestimmten Breite in mehrere Operationen und von verschiedenen Benutzern. Der Vorteil der Plemel Verfahren ist, dass die Materialien, um die kalibrierte Pinzette erzeugen kann leicht erhältlich und im Labor ohne Notwendigkeit von Spezialgeräten zusammengebaut werden. Diese Zange kann mehrere Runden von Autoklaven und Sterilisation standhalten, und der Mangel an einer separaten, sperrige Gerät optimiert Operationen. In diesem Video zeigen wir die chirurgische Verwendung eines Paares von kalibrierten Zange auf dem Rückenmark der Maus, um eine Kompressionsverletzung zu erzeugen. Wir wenden uns auch einzigartige Bedenken auf die Betreuung von querschnittgelähmten Versuchstieren im Zusammenhang mit der Lebensqualität nach der Operation zu verbessern und die Mortalität.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="350">
	<tbody>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Name</td>
			<td style="width:127px;">Company</td>
			<td style="width:123px;">Catalog No.</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Isoflurane Machine</td>
			<td style="width:127px;">Smiths Medical PM, Inc</td>
			<td style="width:123px;">VCT302</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:127px;">Phoenix Pharmaceutical</td>
			<td style="width:123px;">NDC: 66794-013-25</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Dissecting Scope</td>
			<td style="width:127px;">Seiler Precision Microscopes</td>
			<td style="width:123px;">SSI 202/402</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Germinator-500 (tool sterilizer)</td>
			<td style="width:127px;">Thomas Scientific</td>
			<td style="width:123px;">3885A20</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Puralube (Eye Ointment)</td>
			<td style="width:127px;">Dechra</td>
			<td style="width:123px;">NDC 17033-211-38</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Scalpel Handle (#3)</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">10003-12</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Scalpel Blade (#11)</td>
			<td style="width:127px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:123px;">&#160;08-914B</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Retractor (Colibri )</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">17000-03</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Friedman Pearson Roungeur</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">16021-14</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Vanna (Castroviejo) Scissors</td>
			<td style="width:127px;">Roboz</td>
			<td style="width:123px;">RS-5658</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Tissue Forceps</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11029-14</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Laminectomy Forceps (Dumont #2)&#160;</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11223-20</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Dumont #5 Forceps</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11252-20</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Stapler</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">12031-07</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Staples&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (wound clips)</td>
			<td style="width:127px;">Reflex7</td>
			<td style="width:123px;">203-1000</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Sutures</td>
			<td style="width:127px;">Henry Schein</td>
			<td style="width:123px;">101-2636</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Needles (30 G x &#189;)</td>
			<td style="width:127px;">BD Biomedical</td>
			<td style="width:123px;">305106</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Syringe (1 ml)</td>
			<td style="width:127px;">BD Biomedical</td>
			<td style="width:123px;">309659</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Baytril (enrofloxacin)</td>
			<td style="width:127px;">Bayer</td>
			<td style="width:123px;">NADA 140-913</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Buprenex (buprenorphine)</td>
			<td style="width:127px;">Cardinal Health</td>
			<td style="width:123px;">NDC 12496-0757-1</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

calibrated forceps model of spinal cord compression injury

Kompressionsverletzungen des murinen Rückenmark sind wertvolle Tiermodelle für die Untersuchung von Verletzungen des Rückenmarks (SCI) und Rückenregenerationstherapie. Der kalibrierte Zange Modell Kompressionsverletzung ist eine bequeme, kostengünstige und sehr reproduzierbare Tiermodell für SCI. Wir verwendeten ein Paar von modifizierten Zange in Übereinstimmung mit der durch Plemel et al veröffentlichten Methode. (2008), um seitlich zu komprimieren das Rückenmark zu einem Abstand von 0,35 mm. In diesem Film werden wir eine dorsale Laminektomie zeigen, den das Rückenmark, gefolgt von Kompression des Rückenmarks mit den modifizierten Zange freizulegen. In dem Video werden wir auch Fragen im Zusammenhang mit der Betreuung von querschnittsgelähmten Versuchstieren zu bewältigen. Diese Verletzung Modell produziert Mäusen, die Wertminderung in der Empfindung, aber auch beeinträchtigt Hinterlauf Bewegungsfunktion aufweisen. Ferner kann dieses Verfahren Verletzungs konsistente Aberrationen in der Pathologie der SCI, wie durch immunhistochemische Methoden bestimmt. Nachdem ich dieses video, sollten die Zuschauer in der Lage, die nötigen Materialien und Verfahren zur Herstellung SCI verschiedener Schwere in der Maus für Studien über SCI und / oder Behandlungen zur Beeinträchtigung nach einer Verletzung zu verringern bestimmen.

Wir führten eine Laminektomie von 12 Mäusen (25-30 g), wie oben beschrieben, gefolgt von Rückenmarkkompression bei 0,25 mm (n = 4), 0,35 mm (n = 4) und 0,55 mm (n = 4). Wir geopferten Tiere an drei (n = 6) und sieben (n = 6) Tage nach der Verletzung durch intrakardiale Perfusion. Das Rückenmark wurde aus der Wirbelsäule entfernt, und das Gewebe wurde hergestellt und wie oben beschrieben verarbeitet. Bilder gesamte Rückenmark wurden mit einem Leica EZ4 Digitalmikroskop und dazugehörige Software übernommen. Bilder von Rückenmarksschnitte wurden auf 2-fache Vergrößerung mit einer Olympus Digitalmikroskop und der dazugehörigen Software übernommen. Wir fanden, dass eine Rückenmarkkompression erzeugt eine Verletzung mit dem Epizentrum der Stelle der Kompression (Abbildung 1). Die Auswirkungen der Verletzung erstrecken mehrere Millimeter in den rostralen und kaudalen Richtungen. Die Schwere der Verletzung erhöht, wenn der Abstand zwischen den Abstandshaltern verringert (0,25 mm&gt; 0,35 mm&gt;0,55 mm, 2). Drei Tage nach der Kompression war Blut im Epizentrum der Verletzung und die umliegenden Regionen, die nicht nach der Verletzung zu präsentieren wurde 7 Tagen. Die 0,25 mm und 0,35 mm Kompressionen erzeugt einen Hohlraum, aber das Modell nicht 0,55 mm. Nach 7 Tagen der dorsalen und ventralen weißen Substanz weitgehend verkleinert im Epizentrum, die graue Substanz Organisation wurde stark verzerrt, und Kavitation war hartnäckig. Diese cytoarchitectonical Änderungen werden in motorische und sensorische Veränderungen im Verhalten der Tiere ausgewertet übersetzt mit geeigneten Tests wie der Basso Maus Skala für Bewegungsapparat Funktion und die von Frey Haare und Ethylchlorid Tests für sensorische Funktion, wie wir in früheren Publikationen 8 gezeigt. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" width="500" /> Abbildung 1. Representative Bilder des intakten Rückenmark vor und after Verletzungen. (A) Intact Rückenmark. (B) Rückenmark nach 0,35 mm Kompression. Die Pfeile zeigen die Grenze von Verletzungen. Asterisk indentifies Epizentrum der Verletzung. D = Rücken, L = Seiten. Maßstab:. 0,50 mm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a> <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" width="650" /> Abbildung 2. Repräsentative Bilder der Maus Rückenmark vor und nach Kompressionsverletzung bei unterschiedlichen Druckbreiten. (A) Sagittalschnitt Steuerrückenmark. (B) Frontalschnitt im Epizentrum einer 0,35 mm SCI 7 Tage nach Kompressionsverletzung (dpi). (C, E, G) Sagittalschnitte von Rückenmark 3 dpi auf eine Breite von 0,25 , 0,35 oder 0,55 mm. (D, F, H) Sagittalschnitte von H &amp; E gefärbten Rückenmarks 7 dpi zu einer Breite von 0,25, 0,35 oder 0,55 mm. Asterisk indentifies Epizentrum der Verletzung. Alle Abschnitte mit H &amp; E gefärbt. D = Rücken, L = Seiten. Maßstab:. 1,25 mm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a>

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Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Calibrated Zange Modell Spinal Cord Injury Compression

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

18.3K Aufrufe.  University of California, Davis. Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Serie: Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

Akute und chronische taktile Sensorische Testung nach Verletzungen des Rückenmarks bei der Ratte

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

Forschung

Medizin

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

Ein Modell von gequetscht Einseitige Cervical Spinal Cord Injury Mit dem Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

Eine Prellung Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination is disrupted by spinal cord injury (SCI), control of respiratory muscles innervated below the injury level is compromised1,2 leading to respiratory muscle dysfunction and pulmonary complications. These conditions are among the leading causes of death in patients with SCI3. Standard pulmonary function tests that assess respiratory motor function include spirometrical and maximum airway pressure outcomes: Forced Vital Capacity (FVC), Forced Expiratory Volume in one second (FEV1), Maximal Inspiratory Pressure (PImax) and Maximal Expiratory Pressure (PEmax)4,5. These values provide indirect measurements of respiratory muscle performance6. In clinical practice and research, a surface electromyography (sEMG) recorded from respiratory muscles can be used to assess respiratory motor function and help to diagnose neuromuscular pathology. However, variability in the sEMG amplitude inhibits efforts to develop objective and direct measures of respiratory motor function6. Based on a multi-muscle sEMG approach to characterize motor control of limb muscles7, known as the voluntary response index (VRI)8, we developed an analytical tool to characterize respiratory motor control directly from sEMG data recorded from multiple respiratory muscles during the voluntary respiratory tasks. We have termed this the Respiratory Motor Control Assessment (RMCA)9. This vector analysis method quantifies the amount and distribution of activity across muscles and presents it in the form of an index that relates the degree to which sEMG output within a test-subject resembles that from a group of healthy (non-injured) controls. The resulting index value has been shown to have high face validity, sensitivity and specificity9-11. We showed previously9 that the RMCA outcomes significantly correlate with levels of SCI and pulmonary function measures. We are presenting here the method to quantitatively compare post-spinal cord injury respiratory multi-muscle activation patterns to those of healthy individuals.

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment RMCA in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

The purpose of this publication is to present our original work on a multi-muscle surface electromyographic approach to quantitatively characterize respiratory muscle activation patterns in individuals with chronic spinal cord injury using vector-based analysis.

Auswertung der Respiratory Muscle Activation Mit Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) bei Personen mit chronischen Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination ...

A Murine Model of Cervical Spinal Cord Injury to Study Post-lesional Respiratory Neuroplasticity

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed to improve/ameliorate the respiratory failure following high cervical spinal cord injury (SCI). Here we propose a murine pre-clinical model of high SCI at the cervical 2 (C2) metameric level to study diverse post-lesional respiratory neuroplasticity. The technique consists of a surgical partial injury at the C2 level, which will induce a hemiparalysis of the diaphragm due to a deafferentation of the phrenic motoneurons from the respiratory centers located in the brainstem. The contralateral side of the injury remains intact and allows the animal recovery. Unlike other SCIs which affect the locomotor function (at the thoracic and lumbar level), the respiratory function does not require animal motivation and the quantification of the deficit/recovery can be easily performed (diaphragm and phrenic nerve recordings, whole body ventilation). This pre-clinical C2 SCI model is a powerful, useful, and reliable pre-clinical model to study various respiratory and non-respiratory neuroplasticity events at different levels (molecular to physiology) and to test diverse putative therapeutic strategies which might improve the respiration in SCI patients.

Respiratory failure is the leading cause of death following a cervical spinal cord injury. Having a reproducible, quantifiable, and reliable pre-clinical animal model of respiratory failure induced by a partial cervical injury will help to understand the subsequent respiratory and non-respiratory neuroplasticity and allow testing putative repair strategies.

Einem Mausmodell der zervikalen Rückenmarksverletzung zu Post-läsionaler Atemneuroplastizität Studieren

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

Controlled Cortical Impact-Modell für traumatische Hirnverletzung

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

Ein Radio-Telemetrie-System zur Herz-Kreislauf-Funktion bei Ratten mit Rückenmarksdurchtrennung und embryonalen Neural Stem Cell Grafts überwachen

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Gequetscht Modell von Rückenmarksverletzungen

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Contrast Enhanced Ultrasound Imaging for Assessment of Spinal Cord Blood Flow in Experimental Spinal Cord Injury

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an important target for neuroprotective therapies. Although several techniques have been described to assess SCBF, they all have significant limitations. To overcome the latter, we propose the use of real-time contrast enhanced ultrasound imaging (CEU). Here we describe the application of this technique in a rat contusion model of SCI. A jugular catheter is first implanted for the repeated injection of contrast agent, a sodium chloride solution of sulphur hexafluoride encapsulated microbubbles. The spine is then stabilized with a custom-made 3D-frame and the spinal cord dura mater is exposed by a laminectomy at ThIX-ThXII. The ultrasound probe is then positioned at the posterior aspect of the dura mater (coated with ultrasound gel). To assess baseline SCBF, a single intravenous injection (400 &#181;l) of contrast agent is applied to record its passage through the intact spinal cord microvasculature. A weight-drop device is subsequently used to generate a reproducible experimental contusion model of SCI. Contrast agent is re-injected 15 min following the injury to assess post-SCI SCBF changes. CEU allows for real time and in-vivo assessment of SCBF changes following SCI. In the uninjured animal, ultrasound imaging showed uneven blood flow along the intact spinal cord. Furthermore, 15 min post-SCI, there was critical ischemia at the level of the epicenter while SCBF remained preserved in the more remote intact areas. In the regions adjacent to the epicenter (both rostral and caudal), SCBF was significantly reduced. This corresponds to the previously described &#8220;ischemic penumbra zone&#8221;. This tool is of major interest for assessing the effects of therapies aimed at limiting ischemia and the resulting tissue necrosis subsequent to SCI.

Contrast Enhanced Ultrasound imaging is a reliable in-vivo tool for quantifying spinal cord blood flow in an experimental rat spinal cord injury model. This paper contains a comprehensive protocol for application of this technique in association with a contusion model of thoracic spinal cord injury.

Kontrastverstärkten Ultraschall-Bildgebung zur Beurteilung der Spinal Cord Blood Flow in Experimental Rückenmark-Verletzung

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an ...

Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) below the site of injury. The secondary ischemia that develops following the initial mechanical insult is a serious complication of the SCI and severely impairs the function and viability of surviving neuronal and non-neuronal cells in the SC. In addition, ischemia is also responsible for the growth of lesion during chronic phase of injury and interferes with the cellular repair and healing processes. Thus there is a need to develop a spinal cord ischemia model for studying the mechanisms of ischemia-induced pathology. Focal ischemia induced by photothrombosis (PT) is a minimally invasive and very well established procedure used to investigate the pathology of ischemia-induced cell death in the brain. Here, we describe the use of PT to induce an ischemic lesion in the spinal cord of mice. Following retro-orbital sinus injection of Rose Bengal, the posterior spinal vein and other capillaries on the dorsal surface of SC were irradiated with a green light resulting in the formation of a thrombus and thus ischemia in the affected region. Results from histology and immunochemistry studies show that PT-induced ischemia caused spinal cord infarction, loss of neurons and reactive gliosis. Using this technique a highly reproducible and relatively easy model of SCI in mice can be achieved that would serve the purpose of scientific investigations into the mechanisms of ischemia induced cell death as well as the efficacy of neuroprotective drugs. This model will also allow exploration of the pathological changes that occur following SCI in live mice like axonal degeneration and regeneration, neuronal and astrocytic Ca2+ signaling using two-photon microscopy.

Photothrombosis is a minimally invasive and highly reproducible procedure to induce focal ischemia in the spinal cord and serves as a model of spinal cord injury in mice.

Photothrombosis induzierte fokale Ischämie als ein Modell der Rückenmarksverletzungen in Mäusen

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) ...