نشكر فرجينيا دوهرتي وJunmei ياو لتقديم المساعدة التقنية. وقد تم تمويل هذا البحث من قبل NIMH (R01 MH084966)، ومكتب أبحاث الجيش الأمريكي وكالة مشاريع أبحاث الدفاع المتقدمة (منح W911NF-10-1-0059) إلى KAG.

وقد أجريت التجارب باستخدام كل الذكور البالغين لونغ إيفانس الفئران. وكانت جميع الإجراءات وفقا لالمعاهد الوطنية الأميركية للصحة (NIH) دليل لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية وتمت الموافقة من قبل لجنة المؤسسي رعاية الحيوان واستخدام من معهد ماساتشوستس للتكنولوجيا ورعاية الحيوان ومكتب مراجعة استخدام وUSAMRMC. 1. إعداد <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Heparinise القسطرة والمحاقن عن طريق وضع إبرة محمية في 500 أنبوب ميكرولتر تحتوي على الهيبارين (USP 1000 وحدة / مل) ثم الشفط وطرد حل الهيبارين عن طريق إبرة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إرفاق القسطرة فراشة للحقنة. الحفاظ على الدرع خلال إبرة القسطرة لحماية طرف حاد من التلف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب وحدة من الهيبارين التي هي أكبر قليلا من حجم الدم التي سيتم جمعها. فصل حقنة وملئه بالهواء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعادة إرفاق المحقنة إلى القسطرة واستخدامالهواء لطرد حل الهيبارين الزائد. ضمان تتبع فقط تبقى المبالغ في الأنابيب، والإبرة، والمحاقن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع القسطرة العقيمة، مع الحقنة لا تزال تعلق، على سطح معقم. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأمين بسرعة الفئران في قطعة قماش نظيفة ضمان fore- وhindpaws هي في وضع مريح وتنفس غير مقيد. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأمين التفاف مع هوك وحلقة الشريط. تأكد من أن الأعضاء التناسلية الخارجية لا تتقلص. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> هل لديك مساعد بلطف وكبح جماح بحزم الفئران (البطن وقاعدة الذيل) على سطح العمل الصلبة مع ذيل شنقا قبالة حافة العداد. </li></ol></li></ol> أخذ العينات 2. الدم <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تزج الذيل في 42 ° C الماء لمدة 40-50 ثانية لتمدد الأوعية الدموية وتجف الذيل مع منشفة ورقية. تحديد موقع الوريد الذيل إلى أن نزفت (تدوير الجسم كله مع الذيل لمنع التواء الذيل). ملاحظة: الاحترار كاف من الذيل هو أمر حاسم لcollectio السريعن لعينة الدم. إذا تم مقيدة الأوعية الدموية، تحديد المكان المناسب للقسطرة أمر صعب، ويقل تدفق الدم إلى حد كبير. وسادة التدفئة يمكن أن تستخدم كبديل للمياه الغمر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد نقطة أخذ العينات. ملاحظة: الشريان تقع على طول الجانب منتصف الظهري من الذيل. لا تستخدم هذا لأخذ العينات. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استهداف إما أوردة الذيل اليسار واليمين التي تكمن الوحشي للشريان. تصبغ الذيل، والذي يختلف من التوتر ويزيد مع التقدم في السن، قد تخفي بعض الأوعية الدموية. استهداف جزء من الوريد في الجزء السفلي من الذيل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مسح المنطقة المستهدفة مع 2٪ الكلورهيكسيدين محلول مطهر. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خلق ضغط سلبي في حقنة والقسطرة عن طريق سحب الغواص من الصفر إلى ما يقرب من 50 ميكرولتر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد ذيل بلطف وبحزم بالقرب من الحافة للحفاظ على الذيل مباشرة في جميع أنحاء جمع العينات. ضمان تدفق الدم لا المغطي من قبل قبضة ضيقة للغاية.</li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج ببطء قسطرة في الوريد بزاوية حادة حوالي 5 سم من طرف الذيل. عندما يتم اختراق الوريد، وتدفق الدم إلى القسطرة. سحب ببطء المكبس من حقنة لجمع الصوت المطلوب بمعدل ثابت (~ 20 ميكرولتر لكل ثانية). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التشاور مع الموظفين البيطريين للحصول على معلومات حول حجم الدم الأقصى التي يمكن جمعها. الحد الأقصى لمقدار الدم الذي ينبغي جمع يعتمد على الوزن والحالة الصحية من الفئران. لا تسحب أكثر من 15٪ من إجمالي حجم الدم في فترة 14 يوم. ملاحظة: الدم هو أكثر بكثير من الصعب جمع من الحيوانات التي جرى التشديد تماما في الدقائق السابقة لجمع العينات لأن هرمونات التوتر انقباض الأوعية الدموية. على سبيل المثال، نقل قفص المنزل فأر إلى غرفة جديدة، مع عدة دقائق للالتفاف الحيوان، أو الإدراج المتكرر لقسطرة في الوريد من المحتمل أن تحدث استجابة للضغوط الحادة جميع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسهيل الدم ..تدفق د كتبها &#39;حلب&#39; الوريد. تشغيل الاصبع على طول الوريد، من القاعدة نحو طرف الذيل، ولكن يبقى أكثر من 2 سم من غيض من إبرة أو القسطرة قد تصبح طردت من الوريد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا الدم لا يمكن جمعها بنجاح من موقع الأولي من اختراق القسطرة، إعادة ادخال الإبرة في أعلى الوريد. إذا تم جمع الدم في موقع الأولي، وإعادة الضغط على إبرة عن طريق قطع وثم إعادة توصيل القسطرة والمحاقن مسبقة لإعادة الإدراج في الوريد. بشكل عام، وتجنب الاختراقات إضافية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كما اختراقات متعددة يمكن أن يسبب انهيار الوريد الذيل، التي يتم فيها قطع وصول الدم الى الذيل قبالة والأنسجة الرخوة ذيل يصبح necrotized، الموت ببطء الفئران إذا كان هناك ذيل انهيار الوريد. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عندما يتم جمعها حجم العينة المناسب، والإفراج عن الضغط في حقنة عن طريق قطع وإعادة توصيل القسطرة. نضح باستخدام قليلا على المكبس حقنة (~ 50 &amp; #181؛ ل)، وسحب الإبرة من الوريد. ملاحظة: إذا تم سحب الإبرة دون الإفراج عن أول الضغط في الحقنة، والدم يتقطر من الإبرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق لفترة وجيزة الضغط على الموقع الإدراج لوقف النزيف، ومسح المنطقة بمحلول مطهر. عودة الفئران إلى قفص وطنه. </li></ol> 3. تجهيز عينة من الدم <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نضح الهواء لضمان عدم بقاء أي الدموية داخل إبرة القسطرة، واستخدام المقص لقطع أنابيب القسطرة فوق الإبرة. طرد الدم إلى العقيمة 1.5 مل أنبوب microcentrifuge. ملاحظة: إذا تم دفع الدم من خلال إبرة، قد يسبب قوة القص خلايا الدم الحمراء للتمزق التي يمكن أن تتداخل مع العديد من المقايسات المصب. إزالة الإبرة لتجنب انحلال الدم. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لجمع بلازما الدم، وأنابيب استخدام التي تحتوي على EDTA كمضاد للتجلط (هنا، استخدم 10 ميكرولتر من 0.1 M EDTA عن 200-400 ميكرولتر من الدم؛ وضمان تركيز EDTA المستخدمة لا تتدخل ثإيث فحص المصب) ومكان على الجليد. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تدور عينات دم كاملة في 2100 x ج في أجهزة الطرد المركزي المبردة (4 درجة مئوية) لمدة 10 دقيقة في غضون 10 دقيقة من جمع. أزل البلازما، وتجنب إزعاج طبقات خلايا الدم الحمراء والبيضاء. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لجمع عينات من مصل الدم، وعينات من المكان (دون تخثر) في درجة حرارة الغرفة لمدة تصل إلى 30 دقيقة لتمكين التخثر. تدور أنابيب جمع في أجهزة الطرد المركزي المبردة (4 ° C) في 2000 ز س. ويمكن بعد ذلك مزال المصل. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام العينات على الفور، أو تخزينها في -80 درجة مئوية لمدة سنة واحدة. </li></ol>

<ol>
	<li>Vausort, M., Wagner, D. R., Devaux, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long+Noncoding+RNAs+in+Patients+with+Acute+Myocardial+Infarction.">Long Noncoding RNAs in Patients with Acute Myocardial Infarction.</a> Circ Res. 115 (7), 668-677 (2014).</li><li>Shah, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biomarkers+for+Early+Detection+of+Colorectal+Cancer+and+Polyps:+Systematic+Review.">Biomarkers for Early Detection of Colorectal Cancer and Polyps: Systematic Review.</a> Cancer Epidemiol Biomarkers Prev. 23 (9), 1712-1728 (2014).</li><li>Chan, M. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Applications+of+blood-based+protein+biomarker+strategies+in+the+study+of+psychiatric+disorders.">Applications of blood-based protein biomarker strategies in the study of psychiatric disorders.</a> Prog Neurobiol. , (2014).</li><li>Cao, L., Li, L., Lin, D., Zuo, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isoflurane+induces+learning+impairment+that+is+mediated+by+interleukin+1beta+in+rodents.">Isoflurane induces learning impairment that is mediated by interleukin 1beta in rodents.</a> PLoS One. 7 (12), e51431 (2012).</li><li>Culley, D. J., Baxter, M. G., Yukhananov, R., Crosby, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+impairment+of+acquisition+of+a+spatial+memory+task+following+isoflurane-nitrous+oxide+anesthesia+in+rats.">Long-term impairment of acquisition of a spatial memory task following isoflurane-nitrous oxide anesthesia in rats.</a> Anesthesiology. 100 (2), 309-314 (2004).</li><li>Vahl, T. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+analysis+of+ACTH+and+corticosterone+sampling+methods+in+rats.">Comparative analysis of ACTH and corticosterone sampling methods in rats.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 289 (5), E823-E828 (2005).</li><li>Kalinichenko, L. S., Koplik, E. V., Pertsov, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cytokine+profile+of+peripheral+blood+in+rats+with+various+behavioral+characteristics+during+acute+emotional+stress.">Cytokine profile of peripheral blood in rats with various behavioral characteristics during acute emotional stress.</a> Bull Exp Biol Med. 156 (4), 441-444 (2014).</li><li>McEwen, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+effects+of+stress+hormones+in+health+and+disease:+Understanding+the+protective+and+damaging+effects+of+stress+and+stress+mediators.">Central effects of stress hormones in health and disease: Understanding the protective and damaging effects of stress and stress mediators.</a> Eur J Pharmacol. 583 (2-3), 174-185 (2008).</li><li>Sanchez, A., Toledo-Pinto, E. A., Menezes, M. L., Pereira, O. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+norepinephrine+and+epinephrine+concentrations+in+adrenal+gland+of+the+rats+submitted+to+acute+immobilization+stress.">Changes in norepinephrine and epinephrine concentrations in adrenal gland of the rats submitted to acute immobilization stress.</a> Pharmacol Res. 48 (6), 607-613 (2003).</li><li>Meyer, R. M., Burgos-Robles, A., Liu, E., Correia, S. S., Goosens, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+ghrelin-growth+hormone+axis+drives+stress-induced+vulnerability+to+enhanced+fear.">A ghrelin-growth hormone axis drives stress-induced vulnerability to enhanced fear.</a> Mol Psychiatry. , (2013).</li><li>Knoll, A. T., Carlezon, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynorphin,+stress,+and+depression.">Dynorphin, stress, and depression.</a> Brain Res. 1314 (56-73), (2010).</li><li>Harvey, B. H., Brand, L., Jeeva, Z., Stein, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortical/hippocampal+monoamines,+HPA-axis+changes+and+aversive+behavior+following+stress+and+restress+in+an+animal+model+of+post-traumatic+stress+disorder.">Cortical/hippocampal monoamines, HPA-axis changes and aversive behavior following stress and restress in an animal model of post-traumatic stress disorder.</a> Physiol Behav. 87 (5), 881-890 (2006).</li></ol>

الكتاب ليس لديهم ما يكشف.

هنا، نحن تصف الإجراء سريع وبسيط للحصول على عينة من الدم من الفئران التي تقدم مزايا هامة على التقنيات الأخرى المستخدمة بشكل شائع. أولا، أنها لا تتطلب التخدير، على النقيض من أخذ العينات من حبل الوريد أو الجيوب الأنفية retroorbital. عندما يتم جمع عينات الدم المحيطة الإجراءات السلوكية، إدارة التخدير غير مرغوب فيها لأنها يمكن أن تتداخل مع التعلم والذاكرة 4،5. ثانيا، لأنه يتيح القدرة على جمع كميات أكبر من الدم تقنيات بزل الوريد أخرى، مثل جمع من الأوردة دواسة الصافن أو الظهرية. باستخدام تقنية الموضحة هنا، ما يصل الى 1.5 مل من الدم يمكن جمعها من الفئران عند نقطة زمنية واحدة، وبلغ حجم التداول الذي يسمح بسهولة فحوصات متعددة ليتم تشغيلها في نفس الوقت. أخيرا، هذا الإجراء يقلل من احتمال حدوث ضرر الأنسجة مقارنة بتر ذيل طرف أو نزيف retroorbital. استخدام هذا الإجراء يسهل الامتثال لW الحيوانقانون elfare ودليل لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية، والتي تتطلب التقليل من الألم والمعاناة التي تنجم عن الإجراءات المخبرية التي أجريت على الحيوانات. فمن المستحسن أن المحققين جديد إلى هذا الأسلوب ممارسة أساليب ضبط النفس والذيل النزيف من أجل تقليل الوقت الذي يتم تقييد حيوانات التجارب. الدم التي تم جمعها في أقل من 3 دقائق من بدء ضبط النفس ويوفر أفضل النتائج. بروتوكول الموصوفة هنا يمكن أن تستخدم لأخذ عينات 1-4 مرات في الأسبوع، ولكن ليس أكثر من مرتين في اليوم الواحد. بينما مجموعات الدم المتكرر يمكن القيام بها، ومواقع أخذ العينات المختلفة تتحرك صعودا من قاعدة الذيل يجب استخدام، ويجب أن يكون بالتناوب الأوردة ذيل اليسار واليمين كمواقع أخذ العينات. حجم الدم الكلي من القوارض 6-7٪ من وزن الجسم، ويجب أن تجمع ما لا يزيد عن 15٪ من حجم الدم الكلي خلال فترة أسبوع 2. مصل الدمأو يضم البلازما حوالي 40-60٪ من حجم العينة التي تم جمعها. اخذ عينات من الدم عبر الأوردة الذيل الأفقي ويمكن أيضا أن يؤديها في الماوس كما هو موضح هنا مع بعض التعديلات الطفيفة. أولا، يمكن استخدام مقياس صغير فقط (27 G) القسطرة. الثانية، فمن المستحسن استخدام رادع أنبوب، بدلا من التفاف، لشل حركة الفئران. حجم الدم التي يمكن الحصول عليها من الماوس باستخدام بزل الوريد من حزمة الأوعية الدموية تحت الفك السفلي (200-500 ميكرولتر) أكبر مما يمكن جمعها بأمان من الوريد ذيل (200 ميكرولتر كحد أقصى). لأن أخذ عينات الدم من الحزمة الوعائية تحت الفك السفلي يتطلب الحد الأدنى من ضبط النفس وربما تسفر عن المزيد من الدم، وهذا هو الطريق المفضل لأخذ العينات في الماوس. والسرعة التي قد يتم تنفيذ هذا الإجراء، جنبا إلى جنب مع طبيعته الغازية الحد الأدنى، كما يقلل من الاضطراب المحتملة للتدابير القائمة على الدم عن طريق الاستجابة للضغط النفسي الحاد 6. الالاستجابة للضغط النفسي الحاد يمكن أن يغير مستويات تداول العديد من الجزيئات، بما في ذلك المحفزة وغيرها من عوامل المناعة النشطة 7، الهرمونات من محور الغدة النخامية، الغدة الكظرية 8، الهرمونات في الجهاز العصبي الودي 9، جريلين 10، الأفيونيات الذاتية 11، الدوبامين، و السيروتونين 12. وإذا رغبت يستريح تعميم تدابير من هذه الجزيئات أو غيرها التي تنظمها هذه الجزيئات، فمن المهم للحد من الاستجابة للضغط النفسي، والتي يتم تشغيلها ضمن اقل من دقيقة من بداية التعرض للإجهاد. استجابات التوتر لا يغير فقط في تكوين الدم، ولكن أيضا تمثل عقبة فنية لأخذ عينات الدم بسبب انقباض الأوعية الدموية عن طريق زيادة الدافع من الجهاز العصبي الودي. يصبح من الصعب الحصول على زيادة تدفق الدم ثابتا من الفئران التي شن الاستجابة للضغط النفسي الحاد. لذلك، يجب أن تكون الشدة الحيوان قطرةأوتوماتيكية من أجل الحصول بسرعة العينات التي تعكس الحالة الفسيولوجية للاهتمام.

المؤشرات الحيوية التي تم الحصول عليها من دم توفر المفيد التشخيص، التنبؤية، وتقسيمها التدابير في سياقات السريرية عديدة، بما في ذلك أمراض القلب والأوعية الدموية 1، علوم السرطان 2، والمرض النفسي 3. أنها يمكن أن تستخدم أيضا في مجال العلوم الأساسية لتقييم &quot;الدولة&quot; للكائن الحي، بما في ذلك درجة من الجوع، والتهاب، أو الإجهاد الحاضر. يمكن أن تتأثر هذه التدابير من قبل المتغيرات التي قد تكون أو لا تكون حاسمة لمسألة الفائدة، بما في ذلك الوقت من اليوم الذي يتم الحصول على العينة ونوع الجنس من الموضوعات. ويمكن أيضا أن تتأثر من قبل الاجهاد الناجم خلال إجراءات أخذ عينات الدم نفسها. يمكن أن هرمونات التوتر والشعور بالألم يغير بسرعة تكوين الدم. القوارض هي الحيوانات المختبرية الأكثر شيوعا، ولقد تم تطوير أساليب متعددة لجمع الدم. الأسلوب الأمثل لأخذ عينات الدم يجب أن يكون الحد الأدنى الفيزيولوجيتأثير لتر على الحيوان، لا تحتاج إلى تخدير، والسماح أخذ العينات سريعة ومتكررة، وتوفير حجم الدم الكافي للعديد من التطبيقات المصب. تقنيات شعبية لجمع الدم مثل قسطرة للحبل الوريد أو بتر ذيل طرف لا تلبي هذه المعايير. والهدف من هذا البروتوكول هو لوصف تقنية اخذ عينات من الدم لاستخدامها في الفئران التي هي مرهقة الحد الأدنى، لا تتطلب التخدير، ويسمح لمجموعات الدم متعددة ضمن موضوع واحد، ويوفر حجم عينة كبيرة نسبيا بحيث فحوصات متعددة يمكن أداؤها على عينة واحدة. والهدف من هذه الطريقة هو الحصول على عينات الدم التي تتأثر الحد الأدنى من الاستجابة للضغط النفسي الحاد.

<table><tbody><tr><td>Sodium heparin (1,000 USP units/ml)</td><td>Patternson Veterinary Supply</td><td>25021040010</td><td></td></tr><tr><td>Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA)</td><td>JT Taylor</td><td>JT2020-01</td><td></td></tr><tr><td>Dermachlor rinse-chlorhexadine</td><td>Butler Schein</td><td>6356</td><td>Topical antiseptic solution, 2% chlorhexidine gluconate</td></tr><tr><td>SURFLO Winged Infusion Sets, Terumo, butterfly catheters</td><td>VWR Scientific</td><td>TESV25BLK</td><td></td></tr><tr><td>BD Tuberculin 1 cc syringes</td><td>VWR Scientific</td><td>BD309659</td><td></td></tr><tr><td>1.5 ml microcentrifuge tubes</td><td>VWR Scientific</td><td>89202-682</td><td></td></tr><tr><td>500 &amp;mu;l microcentrifuge tubes</td><td>VWR Scientific</td><td>21150-330</td><td></td></tr><tr><td>Scissors, stainless steel, 5&quot;</td><td>VWR Scientific</td><td>82027-586</td><td></td></tr><tr><td>500 ml plastic beaker</td><td>VWR Scientific</td><td>414004-149</td><td></td></tr><tr><td>Clean cloth wrap</td><td>Butler Schein</td><td>2993</td><td></td></tr><tr><td>Velcro tape, 0.75 in width</td><td>Monoprice</td><td>B004AF9II6</td><td>Hook and loop tape</td></tr><tr><td>Timer</td><td>VWR Scientific</td><td>62344-641</td><td></td></tr></tbody></table>

sampling blood from the lateral tail vein of the rat

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, proteins, and glucose, yet the composition of the blood is dynamically regulated and easily perturbed. One factor that can change the blood composition is the stress response triggered by the sampling procedure, which can contribute to variability in the measures of interest. Here we describe a procedure for blood sampling from the lateral tail vein in the rat. This procedure offers significant advantages over other more commonly used techniques. It permits rapid sampling with minimal pain or invasiveness, without anesthesia or analgesia. Additionally, it can be used to obtain large volume samples (upwards of 1 ml in some rats), and it may be used repeatedly across experimental days. By minimizing the stress response and pain resulting from blood sampling, measures can more accurately reflect the true basal state of the animal, with minimal influence from the sampling procedure itself.

بلازما الدم التي تم جمعها من الوريد الذيل الأفقي كما هو موضح في البروتوكول يعطي عينة البلازما التي كانت شفافة والأصفر الشاحب في المظهر. كما هو مبين في الشكل 1، انحلال الدم في عينة يضفي صبغة حمراء لالبلازما. الاستجابة للضغط النفسي الحاد يمكن أن يغير بسرعة تكوين الدم. على سبيل المثال، يمكن تعميم تركيز الكورتيزون تزيد بشكل ملحوظ في غضون 10 دقيقة من التعرض للإجهاد، كما هو مبين في الشكل (2). المستويات القاعدية المنخفضة للكورتيزون التي تم الحصول عليها مع هذا الأسلوب قبل الضغوطات التعرض تكشف عن أن إجراءات أخذ العينات في حد ذاته ليس مصدرا هاما من مصادر التوتر. <img alt="الشكل 1" src="/files/ftp_upload/52766/52766fig1.jpg" /> الشكل 1: يظهر مظهر نموذج (A) عينة hemolyzed. بعد الطرد المركزي، البلازما أو مصل طبقة (سطح تدل عليه AR الأسودصف) يبدو مشوبة مع الوردي أو الأحمر. الصبغات الداكنة تشير إلى مستويات أعلى من انحلال الدم. (B) بعد الطرد المركزي، وعينة تم جمعها بشكل صحيح يكون واضحا، والمظهر مصفر إلى الشريط العلوي (السطح الذي يشير إليه السهم الأسود)، والتي تتطابق مع البلازما غير hemolyzed أو مصل. عند إزالة هذه الطبقة، فمن المهم أن لا تخل الدم الكامل الأساسي، إما عن طريق دفع غيض ماصة في طبقة الدم الكامل أو عن طريق الشفط من الدم كله إلى الحافة. يجب التخلص من أي البلازما أو مصل ملوثة بالدم كله. <img alt="الرقم 2" src="/files/ftp_upload/52766/52766fig2.jpg" /> الشكل 2: مرتفعة كورتيزون البلازما بسرعة بعد تجربة مرهقة تم الحصول على الدم من الوريد الذيل الأفقي من الإناث البالغات الفئران الطويل ايفانز قبل و10 دقيقة بعد التعرض ل4 نغمات (10 ثانية و 2 كيلو هرتز، 85 ديسيبل) المشارك إنهاء. مع فوtshocks (1 ثانية، و 350 أمبير). كان كورتيزون بلازما الدم في الأساس (290.4 ± 138.8 غ / مل) أقل بكثير من احظت مستويات 10 دقيقة بعد عرض الإجهاد footshock (2204.8 ± 454.5 غ / مل، ص = 0.02، ن = 4)، على النحو الذي يحدده ر تقرن -test. *، P &lt;0.05

Watch this Scientific Journal Video about Sampling Blood from the Lateral Tail Vein of the Rat at JoVE.com

Sampling Blood from the Lateral Tail Vein of the Rat

Blood samples are useful for assessing biomarkers of physiological states or disease in vivo. Here we describe the methodology to sample blood from the lateral tail vein in the rat. This method provides rapid samples with minimal pain and invasiveness.

أخذ عينات الدم من الوريد الذيل الأفقي من الفئران

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, ...

sampling-blood-from-the-lateral-tail-vein-of-the-rat

Research

JoVE Journal

Biology

102.4K Views.  Massachusetts Institute of Technology. Blood samples are useful for assessing biomarkers of physiological states or disease in vivo. Here we describe the methodology to sample blood from the lateral tail vein in the rat. This method provides rapid samples with minimal pain and invasiveness.

Video: Sampling Blood from the Lateral Tail Vein of the Rat

Drawing Blood from Rats through the Saphenous Vein and by Cardiac Puncture

Drawing blood from rodents is necessary for a large number of both in vitro and in vivo studies. Sites of blood draws are numerous in rodents: retro-orbital sinus, jugular vein, maxillary vein, saphenous vein, heart. Each technique has its advantages and disadvantages, and some are not approved any more in some countries (e.g., retro-orbital draws in Holland). A discussion of different techniques for drawing blood are available 1-3.
Here, we present two techniques for drawing blood from rats, each with its specific applications.
Blood draw from the saphenous vein, provided it is done properly, induces minimal distress in animals and does not require anesthesia. This technique allows repeated draws of small amounts of blood, such as needed for pharmacokinetic studies 4,5, determining plasma chemistry, or blood counts 6.
Cardiac puncture allows the collection of large amounts of blood from a single animal (up to 10 ml of blood can be drawn from a 150 g rat). This technique is therefore very useful as a terminal procedure when drawing blood from the saphenous would not provide a large enough sample. We use cardiac puncture when we need sufficient amounts of serum from a specific strain of rats to grow T lymphocyte lines in vitro 4-9.

Blood draws are necessary in a large number of studies, for example to study the pharmacokinetics profile of a compound. Here, we demonstrate how to draw blood from rats using two techniques: blood draw from the saphenous vein or by cardiac puncture.

سحب الدم من الفئران عن طريق الوريد الصافن والبزل القلب

Drawing blood from rodents is necessary for a large number of both in vitro and in vivo studies. Sites of blood draws are numerous in rodents: ...

Modified Blood Collection from Tail Veins of Non-anesthetized Mice with a Vacuum Blood Collection System and Eyeglass Magnifier

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. The tail veins of mice are small, and it is sometimes difficult to obtain the required blood volume by conventional puncture methods. This study investigates the superiority of repeated blood sample collection from tail veins of mice through use of a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier (experimental group) compared to conventional blood sampling methods (conventional group), performed by beginners and experts, respectively. With the help of an eyeglass magnifier, a butterfly needle tip is inserted into the tail vein of each mouse in the experimental group. When the vein is penetrated successfully, a blood sample is collected in the vacuum collection tube by insertion of the rubber end of a butterfly needle into the vacuum blood collection tube. The plunger is then used to collect blood without the help of the eyeglass magnifier in the conventional group. Success rates of blood sample collection by the beginners and experts were shown to be 70% vs. 100% (p &#60; 0.01) in the experimental group and 35% vs. 85% (p &#60; 0.01) in the conventional group. For both beginners and experts, puncture times required for obtaining required blood sample were significantly lower in the experimental group compared to the conventional group (2.40 &#177; 0.75 vs. 2.90 &#177; 0.31, p &#60; 0.05; 1.15 &#177; 0.37 vs. 1.55 &#177; 0.76, p &#60; 0.05). In conclusion, the presented blood sampling technique is feasible and easy to practice and enables frequent sampling of adequate blood volumes from non-anesthetized mice.&#160;

This study reports blood sampling from tail vein in mice using a vacuum extraction tube system with eyeglass magnifier. Our method is easy to practice and could be used for repeat blood sampling in mice.

جمع الدم معدلة من الأوردة ذيل الفئران غير تخديره بنظام جمع الدم فراغ والنظارات المكبر

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. ...

Behavior

Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the tail vein is thin so that it is sometimes hard to puncture. In addition, the tail vein has low blood flow and requires a long sampling time to get sufficient blood. The present report describes a simple blood sampling method, the vacuum blood collection method, which is usually used to obtain blood samples from patients, here used for non-anesthetized rats. The 22 G butterfly needle tip was inserted into one of the lateral tail veins approximately 2-3 cm from the tip of the tail at an angle of approximately 20&#176;, and blood was collected in the vacuum collection tube by inserting the rubber end of the butterfly needle into the vacuum blood collection tube. The present experimental results show that the success rate was 95% in the experimental group and 90% in the beginner group. The success rate and puncture times were similar between two groups. The sampling duration was significantly shorter in the experimental group compared to beginner group. In conclusion, this vacuum blood collection method for sequential blood sampling from the tail vein of non- anesthetized rats is feasible and easy-to-learn, which might serve as a reliable alternative to other conventionally used blood sampling techniques for rats.

Here, we describe a simple tail vein blood sampling method in non-anesthetized rats using a vacuum extraction tube system. This method reduces the risk of direct exposure to blood and simplifies taking multiple samples from a single venipuncture.

وكرر جمع الدم من الوريد الذيل من الفئران غير تخديره مع نظام لجمع دم فراغ

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the ...

Medicine

Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful compared to other more aggressive methods such as retro-orbital plexus sample collection. However, this blood collection method is sometimes limited by an unsatisfactory success rate. Here, we introduce a method for blood collection through the subclavian vein puncture. The subclavian vein is located just under the clavicle and this vein is large enough to fulfill the volume requirements of blood collection. Our results show that this method is safe and applicable for blood collection sampling with the required blood volume. Blood collection through the subclavian vein puncture could serve as an alternative blood collection method in case of failed tail vein blood sampling in rats.

Here, we present a protocol to collect blood samples from the rat subclavian vein.

ثقب الوريد Subclavian كطريقة بديلة لجمع عينات الدم في الفئران

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful ...

السائل الدماغي الشوكي وسحب الدم من الفئران مع تسجيل EEG المتزامن

Sampling Cerebrospinal Fluid and Blood from Lateral Tail Vein in Rats During EEG Recordings

Because the composition of body fluids reflects many physiological and pathological dynamics, biological liquid samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure molecules of interest, such as hormones, growth factors, proteins, or small non-coding RNAs. A specific example is the sampling of biological liquids in the research of biomarkers for epilepsy. In these studies, it is desirable to compare the levels of molecules in cerebrospinal fluid (CSF) and in plasma, by withdrawing CSF and plasma in parallel and considering the time distance of the sampling from and to seizures. The combined CSF and plasma sampling, coupled with video-EEG monitoring in epileptic animals, is a promising approach for the validation of putative diagnostic and prognostic biomarkers. Here, a procedure of combined CSF withdrawal from cisterna magna and blood sampling from the lateral tail vein in epileptic rats that are continuously video-EEG monitored is described. This procedure offers significant advantages over other commonly used techniques. It permits rapid sampling with minimal pain or invasiveness, and reduced time of anesthesia. Additionally, it can be used to obtain CSF and plasma samples in both tethered and telemetry EEG recorded rats, and it may be used repeatedly across multiple days of experiment. By minimizing the stress due to sampling by shortening isoflurane anesthesia, measures are expected to reflect more accurately the true levels of investigated molecules in biofluids. Depending on the availability of an appropriate analytical assay, this technique may be used to measure the levels of multiple, different molecules while performing EEG recording at the same time.

تسليط الضوء على المؤلف: الحصول على عينات عالية الجودة من السائل الدماغي الشوكي والدم لاكتشاف العلامات الحيوية للصرع 

The protocol shows repeated cerebrospinal fluid and blood collections from epileptic rats performed in parallel with continuous video-electroencephalogram (EEG) monitoring. These are instrumental for exploring possible links between changes in various body fluid molecules and seizure activity.

أخذ عينات من السائل الدماغي الشوكي والدم من الوريد الذيل الجانبي في الفئران أثناء تسجيلات EEG

Because the composition of body fluids reflects many physiological and pathological dynamics, biological liquid samples are commonly obtained in many ...

Neuroscience

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to detect drug exposure. The rat blood sampling method determines the quality of the plasma and further affects the precision of the test results. The subclavian vein blood collection method described in this protocol collects blood samples repeatedly in the conscious state of animals to meet the needs of PK and TK tests. The skills of restraint handling and appropriate procedure of needle incision ensure the success rate of blood collection. It is easy to operate while ensuring the quality of plasma and at the same time catering to animal welfare. However, this method requires skilled operation, and an improper one may cause animal weakness, pain, lameness, and even mortality. The current method has been used in the testing facility for a 4-week oral toxicity study in Sprague Dawley (SD) rats with TK. The maximum amount of blood collected within 24 h did not exceed 20% of the animal's total blood. The animals' body weight was more than 200 g for males and females. The data showed that the animals' bodyweight increased steadily every week, and the clinical observation was normal after repetitive sample collection.

The present protocol describes a simple and efficient method for collecting blood from the subclavian vein in rats. It enables rapid, timely, and easily identifiable sampling without anesthesia and obtains high-quality blood through repetitive sample collection.

أخذ عينات الدم المتكررة من الوريد تحت الترقوة للفأر الواعي

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...

دراسة مقارنة لتقنيات جمع الدم في الفئران

Modified Tail Vein and Penile Vein Puncture for Blood Sampling in the Rat Model

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood collection in rats: the lateral tail vein puncture and the dorsal penile vein puncture, which offer significant advantages over other previously described techniques. This study shows that these two procedures allow for fast sampling (under 10 min) and yield sufficient blood volumes for most assays (202 &#956;L &#177; 67.7 &#956;L). The dorsal penile vein puncture must be done under anesthesia, whereas the lateral tail vein puncture can be done on a conscious, restrained animal.
Alternating these two techniques, therefore, enables blood draw in any situation. While it is always recommended for an operator to be assisted during a procedure to ensure animal welfare, these techniques require only a single operator, unlike most blood sampling methods that require two. Moreover, whereas these previously described methods (e.g., jugular stick, subclavian vein blood draw) require extensive prior training to avoid harm to or death of the animal, tail vein and dorsal penile vein puncture are rarely fatal. For all these reasons, and according to the context (e.g., for studies including male rats, during the perioperative or immediate postoperative period, for animals with thin tail veins), both techniques can be used alternately to enable repeated blood draws.

تسليط الضوء على المؤلف: طرق جمع الدم المعتمدة على السياق في الفئران 

Here, we present a protocol to offer rapid, easy, and reliable blood collection alternatives for the rat model. We describe three different blood sampling methods according to the context: tail vein puncture under anesthesia or on a conscious animal, and dorsal penile vein puncture under anesthesia.

تعديل الوريد الذيل وثقب الوريد القضيب لأخذ عينات الدم في نموذج الفئران

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood ...

أخذ عينات الدم من الوريد الذيل الأفقي من الفئران

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

سحب الدم من الفئران عن طريق الوريد الصافن والبزل القلب

جمع الدم معدلة من الأوردة ذيل الفئران غير تخديره بنظام جمع الدم فراغ والنظارات المكبر

وكرر جمع الدم من الوريد الذيل من الفئران غير تخديره مع نظام لجمع دم فراغ

ثقب الوريد Subclavian كطريقة بديلة لجمع عينات الدم في الفئران

أخذ عينات من السائل الدماغي الشوكي والدم من الوريد الذيل الجانبي في الفئران أثناء تسجيلات EEG

أخذ عينات من السائل الدماغي الشوكي والدم من الوريد الذيل الجانبي في الفئران أثناء تسجيلات EEG

أخذ عينات من السائل الدماغي الشوكي والدم من الوريد الذيل الجانبي في الفئران أثناء تسجيلات EEG

أخذ عينات الدم المتكررة من الوريد تحت الترقوة للفأر الواعي

تعديل الوريد الذيل وثقب الوريد القضيب لأخذ عينات الدم في نموذج الفئران

تعديل الوريد الذيل وثقب الوريد القضيب لأخذ عينات الدم في نموذج الفئران