Ringraziamo Virginia Doherty e Junmei Yao per l&#39;assistenza tecnica. Questa ricerca è stata finanziata dal NIMH (R01 MH084966), e la US Army Research Office e la Defense Advanced Research Projects Agency (concedere W911NF-10-1-0059) per KAG.

Tutti gli esperimenti sono stati fatti usando ratti maschi adulti a lungo Evans. Tutte le procedure sono state in conformità con i National Institutes of Health (NIH) Guida per la cura e l&#39;uso di animali da laboratorio e sono stati approvati dalla cura e l&#39;uso degli animali Comitato Istituzionale del Massachusetts Institute of Technology e la cura degli animali ed uso Review Ufficio il USAMRMC. 1. Preparazione <ol><li> Heparinise il catetere e la siringa inserendo l&#39;ago schermato in un tubo contenente eparina 500 microlitri (1,000 USP unità / ml) e poi aspirando ed espellendo soluzione di eparina attraverso l&#39;ago. <ol><li> Attaccare un catetere farfalla alla siringa. Mantenere la schermatura sopra l&#39;ago del catetere per proteggere la punta affilata da danni. </li><li> Prelevare un volume di eparina che è leggermente maggiore del volume di sangue che sarà incassato. Staccare la siringa e riempirlo con l&#39;aria. </li><li> Rimontare la siringa al catetere e utilizzare ilaria per espellere soluzione di eparina in eccesso; garantire solo tracce rimangono nel tubo, ago e siringa. </li><li> Posizionare il catetere sterile, con la siringa ancora attaccata, su una superficie sterile. </li></ol></li><li> Garantire rapidamente il topo in un panno pulito assicurando che anteriori e hindpaws sono in una posizione comoda e la respirazione è illimitata. <ol><li> Fissare l&#39;involucro con il gancio e le bandelle; garantire che i genitali esterni non sono ristretti. </li><li> Avere un assistente con dolcezza e fermezza frenare il ratto (addome e alla base della coda) su un piano di lavoro solido con la coda appende fuori del bordo del contatore. </li></ol></li></ol> Campionamento 2. Sangue <ol><li> Immergere la coda in acqua 42 ° C per 40-50 secondi a dilatare i vasi sanguigni e asciugare la coda con un tovagliolo di carta. Individuare la vena della coda per essere dissanguato (ruotare tutto il corpo con la coda per evitare torsioni della coda). Nota: il riscaldamento sufficiente della coda è fondamentale per la rapida collection di un campione di sangue. Se il sistema vascolare è ristretto, il corretto posizionamento del catetere è difficile, e il flusso di sangue viene notevolmente ridotto. Un rilievo di riscaldamento può essere utilizzata come alternativa alla immersione in acqua. </li><li> Identificare il punto di campionamento. Nota: L&#39;arteria si trova lungo l&#39;aspetto metà dorsale della coda; non utilizzare questo per il campionamento. <ol><li> Per oggetto sia le vene posteriori sinistro e destro che si trovano lateralmente all&#39;arteria. Pigmentazione della coda, che varia dalla tensione e aumenta con l&#39;età, può oscurare alcuni della vascolarizzazione. Obiettivo una porzione della vena nella porzione inferiore della coda. </li><li> Pulire l&#39;area di destinazione con il 2% clorexidina soluzione antisettica. </li></ol></li><li> Creare pressione negativa nella siringa e il catetere ritirando lo stantuffo da zero a circa 50 microlitri. </li><li> Tenere la coda delicatamente e saldamente vicino alla punta per mantenere la coda dritta in tutta la raccolta del campione. Assicurarsi che il flusso di sangue non è occluso da una presa troppo stretta.</li><li> Lentamente inserire il catetere nella vena con un angolo basso circa 5 cm dalla punta della coda. Quando la vena è penetrato, il sangue scorrerà nel catetere. Lentamente ritirare lo stantuffo della siringa per raccogliere il volume desiderato ad un tasso costante (~ 20 microlitri per sec). <ol><li> Consultare il personale veterinario per informazioni sul volume massimo di sangue che possono essere raccolte. La quantità massima di sangue che devono essere raccolti dipende dal peso e lo stato di salute del ratto. Non prelevare più del 15% del volume totale del sangue in un periodo di 14 giorni. Nota: Il sangue è molto più difficile da raccogliere da animali che sono stati acutamente sottolineato nel verbale prima del prelievo, perché gli ormoni dello stress restringono la vascolarizzazione. Ad esempio, lo spostamento casa gabbia del topo per una camera romanzo, prendendo diversi minuti per avvolgere l&#39;animale, o ripetuta inserimento del catetere in una vena sono tutti suscettibili di innescare una risposta allo stress acuto. </li><li> Facilitare blood flusso da &#39;mungitura&#39; la vena. Eseguire un dito lungo la lunghezza della vena, dalla base verso la punta della coda, ma rimane superiore a 2 cm dalla punta dell&#39;ago inserito o il catetere possono staccarsi dalla vena. </li><li> Se il sangue non può essere raccolto con successo dal sito iniziale di penetrazione del catetere, reinserire l&#39;ago ulteriormente la vena. Se il sangue è stato raccolto nel sito iniziale, ri-pressurizzare l&#39;ago scollegando e ricollegando il catetere e la siringa prima di reinserimento nella vena. In generale, evitare penetrazioni supplementari. </li><li> Come più penetrazioni possono causare il collasso vena della coda, in cui l&#39;afflusso di sangue alla coda viene interrotta e il tessuto molle coda diventa necrotized, eutanasia il topo se c&#39;è il collasso vena della coda. </li></ol></li><li> Quando un adeguato volume di campione viene raccolto, rilasciare la pressione nella siringa da scollegare e ricollegare il catetere. Aspirare leggermente con lo stantuffo della siringa (~ 50 &amp; #181; l), ed estrarre l&#39;ago dalla vena. Nota: Se l&#39;ago viene ritirato senza prima rilasciare la pressione nella siringa, sangue gocciolerà dall&#39;ago. </li><li> Brevemente applicare pressione al sito di inserimento per fermare l&#39;emorragia, e pulire la zona con soluzione antisettica. Riportare il topo alla sua gabbia casa. </li></ol> 3. Elaborazione del campione di sangue <ol><li> Aria Aspirare a garantire l&#39;assenza di sangue rimane dentro l&#39;ago del catetere, e usare le forbici per tagliare il tubo del catetere appena sopra l&#39;ago. Espellere il sangue in una sterile 1,5 ml provetta. Nota: Se il sangue viene spinto attraverso l&#39;ago, la forza di taglio può causare globuli rossi a rottura che possono interferire con molti saggi a valle. Rimuovere l&#39;ago per evitare emolisi. <ol><li> Per raccogliere il plasma sanguigno, tubi di uso contenenti EDTA come anticoagulante (qui, utilizzare 10 ml di 0,1 M EDTA per 200-400 ml di sangue; garantire la concentrazione di EDTA utilizzato non interferisce won il test a valle) e posto sul ghiaccio. <ol><li> Spin campioni di sangue intero a 2100 xg in una centrifuga refrigerata (4 ° C) per 10 min entro 10 minuti di raccolta. Eluire il plasma, evitando di disturbare gli strati di globuli rossi e bianchi. </li></ol></li><li> Per raccogliere siero del sangue, posto campioni (senza anticoagulante) a temperatura ambiente per un massimo di 30 minuti per consentire la coagulazione. Spin tubi di raccolta in una centrifuga refrigerata (4 ° C) a 2000 x g. Il siero può essere poi eluito. </li></ol></li><li> Utilizzare i campioni immediatamente, o conservare a -80 ° C per un massimo di un anno. </li></ol>

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Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Qui, si descrive una procedura rapida e semplice per ottenere un campione di sangue da un topo che offre notevoli vantaggi rispetto ad altre tecniche comunemente utilizzate. In primo luogo, non richiede anestesia, in contrasto con il campionamento dalla vena giugulare o del seno retroorbitario. Quando i campioni di sangue sono raccolti circostante procedure comportamentali, la somministrazione di anestetici è indesiderabile perché può interferire con l&#39;apprendimento e la memoria 4,5. In secondo luogo, offre la possibilità di raccogliere volumi sanguigni più grandi rispetto alle altre tecniche di puntura di vena, come la raccolta dalle vene safena pedale o dorsali. Utilizzando la tecnica qui descritta, fino a 1,5 ml di sangue possono essere raccolte da un topo in un singolo punto di tempo, un volume che consente facilmente molteplici test da eseguire in parallelo. Infine, questa procedura riduce al minimo il rischio di danni ai tessuti rispetto alla punta della coda amputazione o sanguinamento retroorbitario. L&#39;uso di questa procedura permette di rispettare l&#39;animale Welfare Act e la guida per la cura e l&#39;uso di animali da laboratorio, che richiedono riducendo al minimo il dolore e l&#39;angoscia che derivano da procedure di laboratorio sugli animali. Si raccomanda che gli investigatori nuovi a questo metodo pratica le tecniche di immobilizzazione e sanguinamento coda in modo da minimizzare il tempo che gli animali sperimentali vengono immobilizzati. Il sangue raccolto in meno di 3 minuti dall&#39;inizio del contenimento fornisce risultati ottimali. Il protocollo qui descritto può essere utilizzato per il campionamento 1 a 4 volte alla settimana, ma non più di due volte al giorno. Mentre collezioni sangue ripetute possono essere eseguite, devono essere utilizzati differenti siti di campionamento si spostano verso l&#39;alto dalla base della coda, e le vene coda sinistra e destra devono essere alternate come siti di campionamento. Il volume totale del sangue di roditori è 6-7% del loro peso corporeo, e non più del 15% del volume totale del sangue deve essere raccolto in un periodo di 2 settimane. Sieroo plasma comprende circa il 40-60% del volume del campione raccolto. Campionamento del sangue attraverso le vene coda laterali può essere eseguito anche nel topo come descritto qui con alcune piccole modifiche. In primo luogo, possono essere utilizzati solo piccolo calibro (27 G) cateteri. In secondo luogo, si consiglia di utilizzare un dispositivo di immobilizzazione tubo, piuttosto che un involucro, per immobilizzare i topi. Il volume di sangue che può essere ottenuta dal mouse utilizzando venipuntura del fascio vascolare sottomandibolare (200-500 ml) è superiore possono essere raccolti in modo sicuro dalla vena caudale (200 microlitri massimo). Poiché prelievo di sangue dal fascio vascolare sottomandibolare richiede contenimento fisico minimo e può produrre più sangue, questo è il percorso preferito per il campionamento nel topo. La rapidità con cui può essere eseguita questa procedura, insieme con la sua natura minimamente invasiva, minimizza anche il potenziale perturbazione misure base di sangue dalla risposta stress acuto 6. Ilrisposta allo stress acuto può alterare i livelli circolanti di molte molecole, tra cui le interleuchine e di altri fattori immunitari-attivo 7, ormoni dell&#39;asse ipotalamo-ipofisi-surrene 8, ormoni del sistema nervoso simpatico 9, grelina 10, oppioidi endogeni 11, la dopamina, e serotonina 12. Se si desiderano riposo circolanti misure di queste molecole o altri regolate da queste molecole, è importante minimizzare la risposta allo stress, che viene attivato entro meno di un minuto del inizio dell&#39;esposizione stress. Risposte di stress non solo alterano la composizione del sangue, ma rappresentano anche un ostacolo tecnico per il prelievo di sangue a causa della costrizione dei vasi attraverso una maggiore unità dal sistema nervoso simpatico. E diventa sempre più difficile ottenere costante il flusso di sangue da un ratto che sta montando una risposta allo stress acuto. Pertanto, l&#39;angoscia degli animali deve essere minimazata per ottenere rapidamente campioni che riflettono lo stato fisiologico di interesse.

Biomarkers ottenuti da sangue forniscono utili diagnostica predittiva, e stratificando misure in molti contesti clinici, tra cui malattie cardiovascolari 1, scienze cancro 2 e malattia psichiatrica 3. Essi possono essere utilizzati anche in scienza di base per valutare lo &quot;stato&quot; di un organismo, compreso il grado di fame, infiammazione, o stress presenti. Tali misure possono essere influenzati da variabili che possono o non possono essere fondamentali per la questione degli interessi, compreso il tempo del giorno in cui si ottiene il campione e il sesso dei soggetti. Essa può anche essere influenzato dalla sollecitazione indotta durante le procedure di campionamento si sangue. Gli ormoni dello stress e la percezione del dolore possono rapidamente modificare la composizione del sangue. Roditori sono il laboratorio animale più comunemente usati, e diversi metodi sono stati sviluppati per la raccolta di sangue. Il metodo ideale di prelievo di sangue deve avere Physiologica minimol impatto sull&#39;animale, non richiedono l&#39;anestesia, permettono campionamento rapida e ripetuta, e fornire una sufficiente quantità di sangue per numerose applicazioni a valle. Tecniche popolari per la raccolta del sangue, come cateterizzazione della giugulare amputazione punta vena o della coda non soddisfano questi criteri. Lo scopo di questo protocollo è quello di descrivere una tecnica di campionamento del sangue per uso in ratti che è minimamente stressante, non richiede anestesia, permette molteplici collezioni sangue all&#39;interno di un singolo soggetto, e fornisce un volume relativamente grande di esempio tale analisi multiple possono essere eseguite su un singolo campione. L&#39;obiettivo di questo metodo è quello di ottenere campioni di sangue che sono minimamente influenzati dalla risposta stress acuto.

<table><tbody><tr><td>Sodium heparin (1,000 USP units/ml)</td><td>Patternson Veterinary Supply</td><td>25021040010</td><td></td></tr><tr><td>Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA)</td><td>JT Taylor</td><td>JT2020-01</td><td></td></tr><tr><td>Dermachlor rinse-chlorhexadine</td><td>Butler Schein</td><td>6356</td><td>Topical antiseptic solution, 2% chlorhexidine gluconate</td></tr><tr><td>SURFLO Winged Infusion Sets, Terumo, butterfly catheters</td><td>VWR Scientific</td><td>TESV25BLK</td><td></td></tr><tr><td>BD Tuberculin 1 cc syringes</td><td>VWR Scientific</td><td>BD309659</td><td></td></tr><tr><td>1.5 ml microcentrifuge tubes</td><td>VWR Scientific</td><td>89202-682</td><td></td></tr><tr><td>500 &amp;mu;l microcentrifuge tubes</td><td>VWR Scientific</td><td>21150-330</td><td></td></tr><tr><td>Scissors, stainless steel, 5&quot;</td><td>VWR Scientific</td><td>82027-586</td><td></td></tr><tr><td>500 ml plastic beaker</td><td>VWR Scientific</td><td>414004-149</td><td></td></tr><tr><td>Clean cloth wrap</td><td>Butler Schein</td><td>2993</td><td></td></tr><tr><td>Velcro tape, 0.75 in width</td><td>Monoprice</td><td>B004AF9II6</td><td>Hook and loop tape</td></tr><tr><td>Timer</td><td>VWR Scientific</td><td>62344-641</td><td></td></tr></tbody></table>

sampling blood from the lateral tail vein of the rat

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, proteins, and glucose, yet the composition of the blood is dynamically regulated and easily perturbed. One factor that can change the blood composition is the stress response triggered by the sampling procedure, which can contribute to variability in the measures of interest. Here we describe a procedure for blood sampling from the lateral tail vein in the rat. This procedure offers significant advantages over other more commonly used techniques. It permits rapid sampling with minimal pain or invasiveness, without anesthesia or analgesia. Additionally, it can be used to obtain large volume samples (upwards of 1 ml in some rats), and it may be used repeatedly across experimental days. By minimizing the stress response and pain resulting from blood sampling, measures can more accurately reflect the true basal state of the animal, with minimal influence from the sampling procedure itself.

Plasma di sangue prelevati dalla vena caudale laterale come descritto nel protocollo dà un campione di plasma che era traslucido e giallo pallido in apparenza. Come mostrato in Figura 1, emolisi nel campione conferisce una tinta rossa plasma. La risposta allo stress acuto può rapidamente modificare la composizione del sangue. Ad esempio, concentrazione circolante corticosterone può notevolmente aumentare entro 10 minuti di esposizione di stress, come mostrato nella Figura 2. I bassi livelli basali di corticosterone ottenuti con questo metodo prima stressanti dell&#39;esposizione rivelano che la procedura di campionamento per sé non è una fonte significativa di stress. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52766/52766fig1.jpg" /> Figura 1: viene mostrato l&#39;aspetto del campione (A) Un campione emolizzato.. Dopo centrifugazione, il plasma o il livello nel siero (superficiale indicato dalla ar nerafila) appare tinge di rosa o rosso. Tinte più scuri indicano maggiori livelli di emolisi. (B) Dopo centrifugazione, un campione correttamente raccolti avrà una chiara, aspetto giallastra della banda superiore (superficie indicata dalla freccia nera), che corrisponde al plasma non emolizzati o siero. Quando si rimuove questo strato, è importante non disturbare il sangue intero sottostante, sia spingendo la punta della pipetta in tutto lo strato sangue o aspirando parte del sangue intero nella punta. Qualsiasi plasma o siero contaminati da sangue intero devono essere eliminate. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52766/52766fig2.jpg" /> Figura 2: corticosterone plasma sta rapidamente elevato a seguito di una esperienza stressante Il sangue è stato prelevato dalla vena della coda laterale femmine adulte ratti lungo Evans prima e 10 minuti dopo l&#39;esposizione a 4 toni (10 sec, 2 kHz, 85 dB) co-terminazione. con footshocks (1 sec, 350 μA). Corticosterone plasma sanguigno al basale (290,4 ± 138,8 pg / ml) è risultata significativamente inferiore ai livelli osservati 10 minuti dopo la presentazione dello stress footshock (2204,8 ± 454,5 pg / ml, p = 0,02, n = 4), come determinato da paired t -test. *, P &lt;0,05

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Sampling Blood from the Lateral Tail Vein of the Rat

Blood samples are useful for assessing biomarkers of physiological states or disease in vivo. Here we describe the methodology to sample blood from the lateral tail vein in the rat. This method provides rapid samples with minimal pain and invasiveness.

Prelievo di sangue dalla vena della coda laterale del Topo

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, ...

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Research

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Biology

102.4K Views.  Massachusetts Institute of Technology. Blood samples are useful for assessing biomarkers of physiological states or disease in vivo. Here we describe the methodology to sample blood from the lateral tail vein in the rat. This method provides rapid samples with minimal pain and invasiveness.

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Drawing Blood from Rats through the Saphenous Vein and by Cardiac Puncture

Drawing blood from rodents is necessary for a large number of both in vitro and in vivo studies. Sites of blood draws are numerous in rodents: retro-orbital sinus, jugular vein, maxillary vein, saphenous vein, heart. Each technique has its advantages and disadvantages, and some are not approved any more in some countries (e.g., retro-orbital draws in Holland). A discussion of different techniques for drawing blood are available 1-3.
Here, we present two techniques for drawing blood from rats, each with its specific applications.
Blood draw from the saphenous vein, provided it is done properly, induces minimal distress in animals and does not require anesthesia. This technique allows repeated draws of small amounts of blood, such as needed for pharmacokinetic studies 4,5, determining plasma chemistry, or blood counts 6.
Cardiac puncture allows the collection of large amounts of blood from a single animal (up to 10 ml of blood can be drawn from a 150 g rat). This technique is therefore very useful as a terminal procedure when drawing blood from the saphenous would not provide a large enough sample. We use cardiac puncture when we need sufficient amounts of serum from a specific strain of rats to grow T lymphocyte lines in vitro 4-9.

Blood draws are necessary in a large number of studies, for example to study the pharmacokinetics profile of a compound. Here, we demonstrate how to draw blood from rats using two techniques: blood draw from the saphenous vein or by cardiac puncture.

Disegno di sangue di ratti attraverso la vena safena e da puntura cardiaca

Drawing blood from rodents is necessary for a large number of both in vitro and in vivo studies. Sites of blood draws are numerous in rodents: ...

Ricerca

Biologia

Modified Blood Collection from Tail Veins of Non-anesthetized Mice with a Vacuum Blood Collection System and Eyeglass Magnifier

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. The tail veins of mice are small, and it is sometimes difficult to obtain the required blood volume by conventional puncture methods. This study investigates the superiority of repeated blood sample collection from tail veins of mice through use of a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier (experimental group) compared to conventional blood sampling methods (conventional group), performed by beginners and experts, respectively. With the help of an eyeglass magnifier, a butterfly needle tip is inserted into the tail vein of each mouse in the experimental group. When the vein is penetrated successfully, a blood sample is collected in the vacuum collection tube by insertion of the rubber end of a butterfly needle into the vacuum blood collection tube. The plunger is then used to collect blood without the help of the eyeglass magnifier in the conventional group. Success rates of blood sample collection by the beginners and experts were shown to be 70% vs. 100% (p &#60; 0.01) in the experimental group and 35% vs. 85% (p &#60; 0.01) in the conventional group. For both beginners and experts, puncture times required for obtaining required blood sample were significantly lower in the experimental group compared to the conventional group (2.40 &#177; 0.75 vs. 2.90 &#177; 0.31, p &#60; 0.05; 1.15 &#177; 0.37 vs. 1.55 &#177; 0.76, p &#60; 0.05). In conclusion, the presented blood sampling technique is feasible and easy to practice and enables frequent sampling of adequate blood volumes from non-anesthetized mice.&#160;

This study reports blood sampling from tail vein in mice using a vacuum extraction tube system with eyeglass magnifier. Our method is easy to practice and could be used for repeat blood sampling in mice.

Raccolta del sangue modificate dalle vene di coda dei topi Non anestetizzati con un sistema di raccolta di sangue sotto vuoto e la lente di ingrandimento per occhiali

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. ...

Comportamento

Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the tail vein is thin so that it is sometimes hard to puncture. In addition, the tail vein has low blood flow and requires a long sampling time to get sufficient blood. The present report describes a simple blood sampling method, the vacuum blood collection method, which is usually used to obtain blood samples from patients, here used for non-anesthetized rats. The 22 G butterfly needle tip was inserted into one of the lateral tail veins approximately 2-3 cm from the tip of the tail at an angle of approximately 20&#176;, and blood was collected in the vacuum collection tube by inserting the rubber end of the butterfly needle into the vacuum blood collection tube. The present experimental results show that the success rate was 95% in the experimental group and 90% in the beginner group. The success rate and puncture times were similar between two groups. The sampling duration was significantly shorter in the experimental group compared to beginner group. In conclusion, this vacuum blood collection method for sequential blood sampling from the tail vein of non- anesthetized rats is feasible and easy-to-learn, which might serve as a reliable alternative to other conventionally used blood sampling techniques for rats.

Here, we describe a simple tail vein blood sampling method in non-anesthetized rats using a vacuum extraction tube system. This method reduces the risk of direct exposure to blood and simplifies taking multiple samples from a single venipuncture.

Ripetuto il prelievo di sangue dalla vena di coda dei ratti Non anestetizzati con un sistema di raccolta di sangue sotto vuoto

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the ...

Medicina

Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful compared to other more aggressive methods such as retro-orbital plexus sample collection. However, this blood collection method is sometimes limited by an unsatisfactory success rate. Here, we introduce a method for blood collection through the subclavian vein puncture. The subclavian vein is located just under the clavicle and this vein is large enough to fulfill the volume requirements of blood collection. Our results show that this method is safe and applicable for blood collection sampling with the required blood volume. Blood collection through the subclavian vein puncture could serve as an alternative blood collection method in case of failed tail vein blood sampling in rats.

Here, we present a protocol to collect blood samples from the rat subclavian vein.

Puntura della vena succlavia come metodo alternativo di raccolta del campione di sangue in ratti

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful ...

Prelievo di liquido cerebrospinale e sangue dai ratti con registrazione EEG concomitante

Sampling Cerebrospinal Fluid and Blood from Lateral Tail Vein in Rats During EEG Recordings

Because the composition of body fluids reflects many physiological and pathological dynamics, biological liquid samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure molecules of interest, such as hormones, growth factors, proteins, or small non-coding RNAs. A specific example is the sampling of biological liquids in the research of biomarkers for epilepsy. In these studies, it is desirable to compare the levels of molecules in cerebrospinal fluid (CSF) and in plasma, by withdrawing CSF and plasma in parallel and considering the time distance of the sampling from and to seizures. The combined CSF and plasma sampling, coupled with video-EEG monitoring in epileptic animals, is a promising approach for the validation of putative diagnostic and prognostic biomarkers. Here, a procedure of combined CSF withdrawal from cisterna magna and blood sampling from the lateral tail vein in epileptic rats that are continuously video-EEG monitored is described. This procedure offers significant advantages over other commonly used techniques. It permits rapid sampling with minimal pain or invasiveness, and reduced time of anesthesia. Additionally, it can be used to obtain CSF and plasma samples in both tethered and telemetry EEG recorded rats, and it may be used repeatedly across multiple days of experiment. By minimizing the stress due to sampling by shortening isoflurane anesthesia, measures are expected to reflect more accurately the true levels of investigated molecules in biofluids. Depending on the availability of an appropriate analytical assay, this technique may be used to measure the levels of multiple, different molecules while performing EEG recording at the same time.

Autore in primo piano: Ottenere campioni di sangue e CSF di alta qualità per la scoperta di biomarcatori dell'epilessia 

The protocol shows repeated cerebrospinal fluid and blood collections from epileptic rats performed in parallel with continuous video-electroencephalogram (EEG) monitoring. These are instrumental for exploring possible links between changes in various body fluid molecules and seizure activity.

Campionamento del liquido cerebrospinale e del sangue dalla vena caudale laterale nei ratti durante le registrazioni EEG

Because the composition of body fluids reflects many physiological and pathological dynamics, biological liquid samples are commonly obtained in many ...

Neuroscienze

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to detect drug exposure. The rat blood sampling method determines the quality of the plasma and further affects the precision of the test results. The subclavian vein blood collection method described in this protocol collects blood samples repeatedly in the conscious state of animals to meet the needs of PK and TK tests. The skills of restraint handling and appropriate procedure of needle incision ensure the success rate of blood collection. It is easy to operate while ensuring the quality of plasma and at the same time catering to animal welfare. However, this method requires skilled operation, and an improper one may cause animal weakness, pain, lameness, and even mortality. The current method has been used in the testing facility for a 4-week oral toxicity study in Sprague Dawley (SD) rats with TK. The maximum amount of blood collected within 24 h did not exceed 20% of the animal's total blood. The animals' body weight was more than 200 g for males and females. The data showed that the animals' bodyweight increased steadily every week, and the clinical observation was normal after repetitive sample collection.

The present protocol describes a simple and efficient method for collecting blood from the subclavian vein in rats. It enables rapid, timely, and easily identifiable sampling without anesthesia and obtains high-quality blood through repetitive sample collection.

Campionamento ripetitivo di sangue dalla vena succlavia del ratto cosciente

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...

Studio comparativo delle tecniche di raccolta del sangue nei ratti

Modified Tail Vein and Penile Vein Puncture for Blood Sampling in the Rat Model

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood collection in rats: the lateral tail vein puncture and the dorsal penile vein puncture, which offer significant advantages over other previously described techniques. This study shows that these two procedures allow for fast sampling (under 10 min) and yield sufficient blood volumes for most assays (202 &#956;L &#177; 67.7 &#956;L). The dorsal penile vein puncture must be done under anesthesia, whereas the lateral tail vein puncture can be done on a conscious, restrained animal.
Alternating these two techniques, therefore, enables blood draw in any situation. While it is always recommended for an operator to be assisted during a procedure to ensure animal welfare, these techniques require only a single operator, unlike most blood sampling methods that require two. Moreover, whereas these previously described methods (e.g., jugular stick, subclavian vein blood draw) require extensive prior training to avoid harm to or death of the animal, tail vein and dorsal penile vein puncture are rarely fatal. For all these reasons, and according to the context (e.g., for studies including male rats, during the perioperative or immediate postoperative period, for animals with thin tail veins), both techniques can be used alternately to enable repeated blood draws.

Autore in primo piano: Metodi di raccolta del sangue dipendenti dal contesto nei ratti 

Here, we present a protocol to offer rapid, easy, and reliable blood collection alternatives for the rat model. We describe three different blood sampling methods according to the context: tail vein puncture under anesthesia or on a conscious animal, and dorsal penile vein puncture under anesthesia.

Puntura modificata della vena della coda e della vena del pene per il prelievo di sangue nel modello di ratto

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood ...

Prelievo di sangue dalla vena della coda laterale del Topo

Riepilogo

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Capitoli in questo video

Disegno di sangue di ratti attraverso la vena safena e da puntura cardiaca

Raccolta del sangue modificate dalle vene di coda dei topi Non anestetizzati con un sistema di raccolta di sangue sotto vuoto e la lente di ingrandimento per occhiali

Ripetuto il prelievo di sangue dalla vena di coda dei ratti Non anestetizzati con un sistema di raccolta di sangue sotto vuoto

Puntura della vena succlavia come metodo alternativo di raccolta del campione di sangue in ratti

Campionamento del liquido cerebrospinale e del sangue dalla vena caudale laterale nei ratti durante le registrazioni EEG

Campionamento del liquido cerebrospinale e del sangue dalla vena caudale laterale nei ratti durante le registrazioni EEG

Campionamento del liquido cerebrospinale e del sangue dalla vena caudale laterale nei ratti durante le registrazioni EEG

Campionamento ripetitivo di sangue dalla vena succlavia del ratto cosciente

Puntura modificata della vena della coda e della vena del pene per il prelievo di sangue nel modello di ratto

Puntura modificata della vena della coda e della vena del pene per il prelievo di sangue nel modello di ratto