Agradecemos Virginia Doherty e Junmei Yao para a assistência técnica. Esta pesquisa foi financiada pelo NIMH (R01 MH084966) eo Escritório de Pesquisa do Exército dos EUA e da Agência de Projetos de Pesquisa Avançada de Defesa (conceder W911NF-10-1-0059) para KAG.

Todas as experiências foram realizadas utilizando ratos adultos machos Long-Evans. Todos os procedimentos estavam de acordo com os Institutos Nacionais de Saúde (NIH) Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório e foram aprovados pelo Comitê de Cuidado e Uso de Animal Institucional do Instituto de Tecnologia de Massachusetts e do Animal Care e Use o Office Revisão da o USAMRMC. 1. Preparação <ol><li> Heparinise o cateter e seringa através da colocação da agulha blindado em um tubo de 500 ul contendo heparina (1.000 unidades USP / ml) e, em seguida, aspirar e expelir solução de heparina, através da agulha. <ol><li> Anexar um cateter de borboleta para a seringa. Manter a blindagem sobre a agulha do cateter para proteger a ponta afiada de danos. </li><li> Retirar um volume de heparina que é ligeiramente maior do que o volume de sangue que serão recolhidos. Retire a seringa e encha-o com o ar. </li><li> Volte a ligar a seringa ao cateter e usar oar para expelir o excesso de solução de heparina; garantir que apenas quantidades vestigiais permanecer na tubagem, agulha e seringa. </li><li> Coloque o cateter estéril, com a seringa ainda fixa, em uma superfície estéril. </li></ol></li><li> Garantir rapidamente o rato em um pano limpo garantindo que previsão e patas traseiras estão em uma posição confortável e respiração é irrestrita. <ol><li> Prenda o envoltório com gancho e laço de fita; assegurar que os genitais externos não são constringido. </li><li> Peça a um assistente gentil e firmemente refrear o rato (abdômen e base da cauda) sobre uma superfície de trabalho sólida com o rabo pendurado na borda do balcão. </li></ol></li></ol> 2. Amostragem de sangue <ol><li> Imergir a cauda em 42 ° C para a água de 40-50 seg para dilatar os vasos sanguíneos e secar a cauda com uma toalha de papel. Localizar a veia da cauda para ser sangrado (girar todo o corpo, com a cauda para evitar a torção da cauda). Nota: O aquecimento suficiente da cauda é crítica para a rápida collection de uma amostra de sangue. Se a vasculatura é constringido, a colocação adequada do cateter é difícil, e o fluxo sanguíneo é muito reduzido. Uma almofada de aquecimento pode ser usada como uma alternativa à imersão em água. </li><li> Identificar o ponto de amostragem. Nota: A artéria se encontra ao longo do aspecto médio-dorsal da cauda; não use isso para amostragem. <ol><li> Alvo ambos os lados esquerdo e direito veias da cauda que se encontram lateralmente à artéria. A pigmentação da cauda, ​​que varia de acordo com a tensão e aumenta com a idade, algumas podem obscurecer da vasculatura. Alvo de um porção da veia na porção inferior da cauda. </li><li> Limpe a área de alvo com solução anti-séptica de clorexidina 2%. </li></ol></li><li> Criar uma pressão negativa na seringa e um cateter, retirando o êmbolo de zero a cerca de 50 ul. </li><li> Segure a cauda gentil e firmemente perto da ponta para manter a cauda em linha reta para coleta de amostras. Certifique-se de que o fluxo sanguíneo não for obstruído por um aperto excessivamente apertado.</li><li> Lentamente inserir o cateter na veia num ângulo raso cerca de 5 cm a partir da ponta da cauda. Quando a veia é penetrado, o sangue irá fluir para dentro do cateter. Lentamente, retirar o êmbolo da seringa para recolher o volume desejado a uma taxa constante (~ 20 ul por segundo). <ol><li> Consulte o pessoal veterinário para obter informações sobre o volume de sangue máxima que pode ser cobrada. A quantidade máxima de sangue que devem ser recolhidos depende do status de peso e saúde do rato. Não retirar mais de 15% do volume total de sangue em um período de 14 dias. Nota: O sangue é muito mais difícil de recolher a partir de animais que foram agudamente estressados ​​nos minutos antes da coleta da amostra, pois os hormônios do estresse contraem a vasculatura. Por exemplo, mover gaiola do rato a um novo quarto, levando vários minutos para embrulhar o animal, ou inserção repetida do cateter em uma veia são todos susceptíveis de desencadear uma resposta de estresse agudo. </li><li> Facilitar bloofluxo d por &quot;ordenha&quot; a veia. Passar um dedo ao longo do comprimento da veia, a partir da base para a ponta da cauda, ​​mas permanecem mais de 2 cm a partir da ponta da agulha inserida ou o cateter pode ficar desalojado da veia. </li><li> Se o sangue não pode ser recolhido com êxito a partir do local inicial de penetração do cateter, re-inserir a agulha mais acima na veia. Se o sangue foi coletado no local inicial, re-pressurizar a agulha desligando e voltando a ligar o cateter e seringa antes da re-inserção na veia. Em geral, evitar penetrações adicionais. </li><li> Como várias penetrações pode causar o colapso da veia da cauda, ​​em que o fornecimento de sangue para a cauda é cortada eo tecido macio cauda torna-se necrosada, eutanásia do rato se houver colapso veia da cauda. </li></ol></li><li> Quando o volume da amostra adequada ser coletada, liberar a pressão na seringa por desconectar e reconectar o cateter. Aspirar usando ligeiramente o êmbolo da seringa (~ 50 &amp; #181; l), e retirar a agulha da veia. Nota: Se a agulha seja retirada sem primeiro libertar a pressão na seringa, o sangue vai escorrer a partir da agulha. </li><li> Resumidamente aplicar pressão ao local de inserção para parar o sangramento, e limpe a área com solução anti-séptica. Retorne o rato à sua gaiola. </li></ol> 3. Processar a amostra de sangue <ol><li> Ar aspirado para garantir que nenhum sangue permanece dentro da agulha do cateter, e usar uma tesoura para cortar o tubo de cateter logo acima da agulha. Expelir o sangue em um estéril 1,5 ml tubo de microcentrífuga. Nota: Se o sangue é empurrado através da agulha, a força de corte pode levar as células vermelhas do sangue para romper o que pode interferir com muitos ensaios a jusante. Remover a agulha, para evitar hemólise. <ol><li> Para recolher o plasma sanguíneo, que contêm tubos de uso EDTA como anticoagulante (aqui, utilizar 10 ul de EDTA 0,1 M para 200-400 ul de sangue; garantir a concentração de EDTA utilizada não interfere wom o ensaio downstream) e colocar no gelo. <ol><li> Rotação amostras de sangue total a 2100 xg numa centrifugadora refrigerada (4 ° C) durante 10 min até 10 min de colheita. Elui-se o plasma, evitando perturbar as camadas de células de sangue vermelhas e brancas. </li></ol></li><li> Para a coleta de soro do sangue, amostras de lugar (sem anticoagulante) à temperatura ambiente por até 30 min para permitir a coagulação. Girar os tubos de recolha numa centrifugadora refrigerada (4 ° C) a 2000 x g. O soro pode então ser eluída. </li></ol></li><li> Utilize amostras imediatamente, ou armazenar a -80 ° C por até um ano. </li></ol>

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	<li>Vausort, M., Wagner, D. R., Devaux, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long+Noncoding+RNAs+in+Patients+with+Acute+Myocardial+Infarction.">Long Noncoding RNAs in Patients with Acute Myocardial Infarction.</a> Circ Res. 115 (7), 668-677 (2014).</li><li>Shah, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biomarkers+for+Early+Detection+of+Colorectal+Cancer+and+Polyps:+Systematic+Review.">Biomarkers for Early Detection of Colorectal Cancer and Polyps: Systematic Review.</a> Cancer Epidemiol Biomarkers Prev. 23 (9), 1712-1728 (2014).</li><li>Chan, M. 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Os autores não têm nada a revelar.

Aqui, nós descrevemos um processo rápido e simples para a obtenção de uma amostra de sangue de um rato que oferece vantagens significativas sobre outras técnicas vulgarmente utilizadas. Em primeiro lugar, ele não necessita de anestesia, em contraste com a amostra a partir da veia jugular ou da cavidade retro-orbital. Quando as amostras de sangue são recolhidos em torno procedimentos comportamentais, a administração de anestésicos é indesejável porque pode interferir com a aprendizagem e memória 4,5. Em segundo lugar, ele oferece a capacidade de recolher volumes de sangue maiores do que outras técnicas de punção venosa, como a recolha das veias safenas pedal ou dorsais. Utilizando a técnica descrita aqui, até 1,5 ml de sangue pode ser coletado de um rato em um único ponto do tempo, um volume que facilmente permite que vários ensaios para ser executado em paralelo. Finalmente, este procedimento minimiza o potencial de dano tecidual comparado a amputação da ponta da cauda ou sangramento retro-orbital. A utilização deste procedimento facilita o cumprimento com o animal Welfare Act eo Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório, que exigem minimizar a dor eo sofrimento que resulta de procedimentos de laboratório realizados em animais. Recomenda-se que os investigadores novas para praticar este método e as técnicas de retenção de sangramento da cauda, ​​a fim de minimizar o tempo que os animais experimentais são contidos. O sangue coletado em menos de 3 minutos do início de contenção proporciona ótimos resultados. O protocolo aqui descrito pode ser utilizado para a amostragem de 1 a 4 vezes por semana, mas não mais do que duas vezes por dia. Enquanto colecções repetidas de sangue pode ser realizado, diferentes pontos de amostragem que se deslocam para cima a partir da base da cauda deve ser usado, e as veias da cauda esquerda e direita deve ser alternado como locais de amostragem. O volume total de sangue de roedores é 6-7% do seu peso corporal, e não mais do que 15% do volume total de sangue deve ser recolhido dentro de um período de 2 semanas. Soroou plasma compreende cerca de 40-60% do volume da amostra recolhida. A amostragem de sangue através das veias da cauda laterais podem também ser executada no rato, como descrito aqui com algumas pequenas modificações. Em primeiro lugar, pode ser utilizado apenas um pequeno calibre (27 L) cateteres. Em segundo lugar, é recomendado o uso de um limitador tubo, em vez de um envoltório, para imobilizar os ratinhos. O volume de sangue que pode ser obtida a partir do ratinho usando punção venosa do feixe vascular submandibular (200-500 uL) é maior do que pode ser recolhida de forma segura a partir da veia da cauda (200 ul máxima). Porque a amostragem de sangue do feixe vascular submandibular requer contenção mínima e pode produzir mais sangue, esta é a via preferida para a amostragem no mouse. A rapidez com que este procedimento pode ser realizado, juntamente com a sua natureza minimamente invasiva, também minimiza a perturbação potencial de medidas baseadas em sangue pela resposta aguda de estresse 6. Oresposta ao estresse agudo pode alterar os níveis circulantes de muitas moléculas, incluindo interleucinas e outros fatores imunológicos-ativo 7, hormônios do eixo hipotálamo-hipófise-adrenal, 8 hormônios no sistema nervoso simpático 9, 10 grelina, opióides endógenos 11, dopamina e serotonina 12. Se são desejados repouso circulante medidas dessas moléculas ou outros reguladas por estas moléculas, é importante para minimizar a resposta ao stress, que é accionado dentro de tão pouco como um minuto do início da exposição ao stressor. As respostas ao estresse não só alterar a composição do sangue, mas também representam um obstáculo técnico para coleta de sangue por causa da constrição dos vasos através de uma maior unidade do sistema nervoso simpático. Torna-se cada vez mais difícil obter o fluxo de sangue constante de um rato que está montando uma resposta ao estresse agudo. Por isso, a angústia do animal deve ser mínimazada, a fim de se obter rapidamente as amostras que reflectem o estado fisiológico de interesse.

Biomarkers obtidos a partir de sangue fornecer informações úteis de diagnóstico, previsão, e estratificando medidas em muitos contextos clínicos, incluindo a doença cardiovascular 1, 2 ciências câncer e doença psiquiátrica 3. Eles também podem ser usados ​​em ciência básica para avaliar o &quot;estado&quot; de um organismo, incluindo o grau de fome, a inflamação, ou o stress presente. Tais medidas podem ser influenciadas por variáveis ​​que podem ou não podem ser críticos para a questão dos juros, incluindo o tempo do dia em que a amostra é obtida eo gênero dos indivíduos. Ele também pode ser influenciada pela tensão induzida durante os procedimentos de amostragem de sangue em si. Hormonas de stress e a percepção de dor pode alterar-se rapidamente a composição do sangue. Os roedores são o animal de laboratório mais utilizada, e vários métodos foram desenvolvidos para a recolha de sangue. O método ideal de coleta de sangue deve ter Physiologica mínimol impacto sobre o animal, não necessitam de anestesia, permitir a amostragem rápida e repetida, e fornecer o volume de sangue suficiente para inúmeras aplicações a jusante. Técnicas populares para recolha de sangue, como cateterização da jugular amputação da ponta da cauda veia ou não atender a esses critérios. O objectivo deste protocolo é descrever uma técnica de coleta de sangue para uso em ratos que é minimamente estressante, não requer anestesia, permite múltiplas coletas de sangue dentro de um único assunto, e fornece um volume relativamente grande amostra de tal forma que vários ensaios podem ser realizados numa única amostra. O objectivo deste método é a obtenção de amostras de sangue que são minimamente influenciado pela resposta de stress agudo.

<table><tbody><tr><td>Sodium heparin (1,000 USP units/ml)</td><td>Patternson Veterinary Supply</td><td>25021040010</td><td></td></tr><tr><td>Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA)</td><td>JT Taylor</td><td>JT2020-01</td><td></td></tr><tr><td>Dermachlor rinse-chlorhexadine</td><td>Butler Schein</td><td>6356</td><td>Topical antiseptic solution, 2% chlorhexidine gluconate</td></tr><tr><td>SURFLO Winged Infusion Sets, Terumo, butterfly catheters</td><td>VWR Scientific</td><td>TESV25BLK</td><td></td></tr><tr><td>BD Tuberculin 1 cc syringes</td><td>VWR Scientific</td><td>BD309659</td><td></td></tr><tr><td>1.5 ml microcentrifuge tubes</td><td>VWR Scientific</td><td>89202-682</td><td></td></tr><tr><td>500 &amp;mu;l microcentrifuge tubes</td><td>VWR Scientific</td><td>21150-330</td><td></td></tr><tr><td>Scissors, stainless steel, 5&quot;</td><td>VWR Scientific</td><td>82027-586</td><td></td></tr><tr><td>500 ml plastic beaker</td><td>VWR Scientific</td><td>414004-149</td><td></td></tr><tr><td>Clean cloth wrap</td><td>Butler Schein</td><td>2993</td><td></td></tr><tr><td>Velcro tape, 0.75 in width</td><td>Monoprice</td><td>B004AF9II6</td><td>Hook and loop tape</td></tr><tr><td>Timer</td><td>VWR Scientific</td><td>62344-641</td><td></td></tr></tbody></table>

sampling blood from the lateral tail vein of the rat

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, proteins, and glucose, yet the composition of the blood is dynamically regulated and easily perturbed. One factor that can change the blood composition is the stress response triggered by the sampling procedure, which can contribute to variability in the measures of interest. Here we describe a procedure for blood sampling from the lateral tail vein in the rat. This procedure offers significant advantages over other more commonly used techniques. It permits rapid sampling with minimal pain or invasiveness, without anesthesia or analgesia. Additionally, it can be used to obtain large volume samples (upwards of 1 ml in some rats), and it may be used repeatedly across experimental days. By minimizing the stress response and pain resulting from blood sampling, measures can more accurately reflect the true basal state of the animal, with minimal influence from the sampling procedure itself.

O plasma sanguíneo recolhido a partir da veia lateral da cauda, ​​tal como descrito no protocolo dá uma amostra de plasma que era translúcida e de cor amarela pálida na aparência. Como mostrado na Figura 1, numa amostra de hemólise confere uma tonalidade vermelha com o plasma. A resposta ao estresse agudo pode alterar rapidamente a composição do sangue. Por exemplo, circulando concentração de corticosterona pode aumentar significativamente dentro de 10 minutos de exposição estressor, como mostrado na Figura 2. Os baixos níveis de corticosterona basais obtidos com este método, antes da exposição a factores de stress revelam que o próprio procedimento de amostragem não é uma fonte importante de stress. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52766/52766fig1.jpg" /> Figura 1:. Aparência da amostra (A) Uma amostra hemolisada é mostrado. Após centrifugação, o plasma ou soro camada (superfície indicada pela AR pretolinha) parece tingido de rosa ou vermelho. Matizes mais escuras indicam maiores níveis de hemólise. (B) Depois de centrifugação, uma amostra adequadamente recolhido terá um aspecto límpido, amarelado a banda superior (superfície indicada pela seta preta), que corresponde ao plasma ou soro não hemolisado. Quando a remoção desta camada, é importante para não perturbar o sangue total subjacente, quer empurrando a ponta da pipeta em toda a camada de sangue ou por aspiração de alguns do sangue total para a ponta. Qualquer plasma ou soro contaminado com sangue total deve ser descartado. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52766/52766fig2.jpg" /> Figura 2: corticosterona do plasma é rapidamente elevada após uma experiência estressante Foi obtido sangue a partir da veia lateral da cauda de ratos do sexo feminino Long-Evans adultos antes e 10 min após a exposição a 4 tons (10 sec, 2 kHz, 85 dB) co-terminal. com footshocks (1 seg, 350 mA). Corticosterona no plasma de sangue na linha de base (290,4 ± 138,8 pg / ml) foi significativamente menos do que os níveis observados 10 minutos a seguir à apresentação da tensão de choque nas patas (2204,8 ± 454,5 pg / ml, p = 0,02, n = 4), tal como determinado por t emparelhado -test. *, P &lt;0,05

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Sampling Blood from the Lateral Tail Vein of the Rat

Blood samples are useful for assessing biomarkers of physiological states or disease in vivo. Here we describe the methodology to sample blood from the lateral tail vein in the rat. This method provides rapid samples with minimal pain and invasiveness.

A amostragem de sangue a partir da veia lateral da cauda do rato

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, ...

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Research

JoVE Journal

Biology

102.4K visualizações.  Massachusetts Institute of Technology. Blood samples are useful for assessing biomarkers of physiological states or disease in vivo. Here we describe the methodology to sample blood from the lateral tail vein in the rat. This method provides rapid samples with minimal pain and invasiveness.

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Drawing Blood from Rats through the Saphenous Vein and by Cardiac Puncture

Drawing blood from rodents is necessary for a large number of both in vitro and in vivo studies. Sites of blood draws are numerous in rodents: retro-orbital sinus, jugular vein, maxillary vein, saphenous vein, heart. Each technique has its advantages and disadvantages, and some are not approved any more in some countries (e.g., retro-orbital draws in Holland). A discussion of different techniques for drawing blood are available 1-3.
Here, we present two techniques for drawing blood from rats, each with its specific applications.
Blood draw from the saphenous vein, provided it is done properly, induces minimal distress in animals and does not require anesthesia. This technique allows repeated draws of small amounts of blood, such as needed for pharmacokinetic studies 4,5, determining plasma chemistry, or blood counts 6.
Cardiac puncture allows the collection of large amounts of blood from a single animal (up to 10 ml of blood can be drawn from a 150 g rat). This technique is therefore very useful as a terminal procedure when drawing blood from the saphenous would not provide a large enough sample. We use cardiac puncture when we need sufficient amounts of serum from a specific strain of rats to grow T lymphocyte lines in vitro 4-9.

Blood draws are necessary in a large number of studies, for example to study the pharmacokinetics profile of a compound. Here, we demonstrate how to draw blood from rats using two techniques: blood draw from the saphenous vein or by cardiac puncture.

Desenho de sangue de ratos através da veia safena e por punção cardíaca

Drawing blood from rodents is necessary for a large number of both in vitro and in vivo studies. Sites of blood draws are numerous in rodents: ...

Biologia

Modified Blood Collection from Tail Veins of Non-anesthetized Mice with a Vacuum Blood Collection System and Eyeglass Magnifier

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. The tail veins of mice are small, and it is sometimes difficult to obtain the required blood volume by conventional puncture methods. This study investigates the superiority of repeated blood sample collection from tail veins of mice through use of a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier (experimental group) compared to conventional blood sampling methods (conventional group), performed by beginners and experts, respectively. With the help of an eyeglass magnifier, a butterfly needle tip is inserted into the tail vein of each mouse in the experimental group. When the vein is penetrated successfully, a blood sample is collected in the vacuum collection tube by insertion of the rubber end of a butterfly needle into the vacuum blood collection tube. The plunger is then used to collect blood without the help of the eyeglass magnifier in the conventional group. Success rates of blood sample collection by the beginners and experts were shown to be 70% vs. 100% (p &#60; 0.01) in the experimental group and 35% vs. 85% (p &#60; 0.01) in the conventional group. For both beginners and experts, puncture times required for obtaining required blood sample were significantly lower in the experimental group compared to the conventional group (2.40 &#177; 0.75 vs. 2.90 &#177; 0.31, p &#60; 0.05; 1.15 &#177; 0.37 vs. 1.55 &#177; 0.76, p &#60; 0.05). In conclusion, the presented blood sampling technique is feasible and easy to practice and enables frequent sampling of adequate blood volumes from non-anesthetized mice.&#160;

This study reports blood sampling from tail vein in mice using a vacuum extraction tube system with eyeglass magnifier. Our method is easy to practice and could be used for repeat blood sampling in mice.

Coleta de sangue modificado de veias de cauda de ratos não anestesiados com um sistema de coleta de sangue do vácuo e óculos lupa

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. ...

Comportamento

Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the tail vein is thin so that it is sometimes hard to puncture. In addition, the tail vein has low blood flow and requires a long sampling time to get sufficient blood. The present report describes a simple blood sampling method, the vacuum blood collection method, which is usually used to obtain blood samples from patients, here used for non-anesthetized rats. The 22 G butterfly needle tip was inserted into one of the lateral tail veins approximately 2-3 cm from the tip of the tail at an angle of approximately 20&#176;, and blood was collected in the vacuum collection tube by inserting the rubber end of the butterfly needle into the vacuum blood collection tube. The present experimental results show that the success rate was 95% in the experimental group and 90% in the beginner group. The success rate and puncture times were similar between two groups. The sampling duration was significantly shorter in the experimental group compared to beginner group. In conclusion, this vacuum blood collection method for sequential blood sampling from the tail vein of non- anesthetized rats is feasible and easy-to-learn, which might serve as a reliable alternative to other conventionally used blood sampling techniques for rats.

Here, we describe a simple tail vein blood sampling method in non-anesthetized rats using a vacuum extraction tube system. This method reduces the risk of direct exposure to blood and simplifies taking multiple samples from a single venipuncture.

Repetiu a coleta de sangue da veia da cauda de ratos não anestesiados com um sistema de coleta de sangue do vácuo

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the ...

Medicina

Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful compared to other more aggressive methods such as retro-orbital plexus sample collection. However, this blood collection method is sometimes limited by an unsatisfactory success rate. Here, we introduce a method for blood collection through the subclavian vein puncture. The subclavian vein is located just under the clavicle and this vein is large enough to fulfill the volume requirements of blood collection. Our results show that this method is safe and applicable for blood collection sampling with the required blood volume. Blood collection through the subclavian vein puncture could serve as an alternative blood collection method in case of failed tail vein blood sampling in rats.

Here, we present a protocol to collect blood samples from the rat subclavian vein.

Punção da veia subclávia como um método alternativo de coleta de amostra de sangue em ratos

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful ...

Líquido cefalorraquidiano e retirada de sangue de ratos com registro simultâneo de EEG

Sampling Cerebrospinal Fluid and Blood from Lateral Tail Vein in Rats During EEG Recordings

Because the composition of body fluids reflects many physiological and pathological dynamics, biological liquid samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure molecules of interest, such as hormones, growth factors, proteins, or small non-coding RNAs. A specific example is the sampling of biological liquids in the research of biomarkers for epilepsy. In these studies, it is desirable to compare the levels of molecules in cerebrospinal fluid (CSF) and in plasma, by withdrawing CSF and plasma in parallel and considering the time distance of the sampling from and to seizures. The combined CSF and plasma sampling, coupled with video-EEG monitoring in epileptic animals, is a promising approach for the validation of putative diagnostic and prognostic biomarkers. Here, a procedure of combined CSF withdrawal from cisterna magna and blood sampling from the lateral tail vein in epileptic rats that are continuously video-EEG monitored is described. This procedure offers significant advantages over other commonly used techniques. It permits rapid sampling with minimal pain or invasiveness, and reduced time of anesthesia. Additionally, it can be used to obtain CSF and plasma samples in both tethered and telemetry EEG recorded rats, and it may be used repeatedly across multiple days of experiment. By minimizing the stress due to sampling by shortening isoflurane anesthesia, measures are expected to reflect more accurately the true levels of investigated molecules in biofluids. Depending on the availability of an appropriate analytical assay, this technique may be used to measure the levels of multiple, different molecules while performing EEG recording at the same time.

Autor em destaque: Obtenção de amostras de sangue e LCR de alta qualidade para descoberta de biomarcadores de epilepsia 

The protocol shows repeated cerebrospinal fluid and blood collections from epileptic rats performed in parallel with continuous video-electroencephalogram (EEG) monitoring. These are instrumental for exploring possible links between changes in various body fluid molecules and seizure activity.

Amostragem de líquido cefalorraquidiano e sangue da veia lateral da cauda em ratos durante registros de EEG

Because the composition of body fluids reflects many physiological and pathological dynamics, biological liquid samples are commonly obtained in many ...

Neurociência

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to detect drug exposure. The rat blood sampling method determines the quality of the plasma and further affects the precision of the test results. The subclavian vein blood collection method described in this protocol collects blood samples repeatedly in the conscious state of animals to meet the needs of PK and TK tests. The skills of restraint handling and appropriate procedure of needle incision ensure the success rate of blood collection. It is easy to operate while ensuring the quality of plasma and at the same time catering to animal welfare. However, this method requires skilled operation, and an improper one may cause animal weakness, pain, lameness, and even mortality. The current method has been used in the testing facility for a 4-week oral toxicity study in Sprague Dawley (SD) rats with TK. The maximum amount of blood collected within 24 h did not exceed 20% of the animal's total blood. The animals' body weight was more than 200 g for males and females. The data showed that the animals' bodyweight increased steadily every week, and the clinical observation was normal after repetitive sample collection.

The present protocol describes a simple and efficient method for collecting blood from the subclavian vein in rats. It enables rapid, timely, and easily identifiable sampling without anesthesia and obtains high-quality blood through repetitive sample collection.

Amostragem Repetitiva de Sangue da Veia Subclávia de Rato Consciente

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...

Estudo Comparativo de Técnicas de Coleta de Sangue em Ratos

Modified Tail Vein and Penile Vein Puncture for Blood Sampling in the Rat Model

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood collection in rats: the lateral tail vein puncture and the dorsal penile vein puncture, which offer significant advantages over other previously described techniques. This study shows that these two procedures allow for fast sampling (under 10 min) and yield sufficient blood volumes for most assays (202 &#956;L &#177; 67.7 &#956;L). The dorsal penile vein puncture must be done under anesthesia, whereas the lateral tail vein puncture can be done on a conscious, restrained animal.
Alternating these two techniques, therefore, enables blood draw in any situation. While it is always recommended for an operator to be assisted during a procedure to ensure animal welfare, these techniques require only a single operator, unlike most blood sampling methods that require two. Moreover, whereas these previously described methods (e.g., jugular stick, subclavian vein blood draw) require extensive prior training to avoid harm to or death of the animal, tail vein and dorsal penile vein puncture are rarely fatal. For all these reasons, and according to the context (e.g., for studies including male rats, during the perioperative or immediate postoperative period, for animals with thin tail veins), both techniques can be used alternately to enable repeated blood draws.

Autor em destaque: métodos de coleta de sangue dependentes do contexto em ratos 

Here, we present a protocol to offer rapid, easy, and reliable blood collection alternatives for the rat model. We describe three different blood sampling methods according to the context: tail vein puncture under anesthesia or on a conscious animal, and dorsal penile vein puncture under anesthesia.

Veia Caudal e Punção Peniana Modificadas para Coleta de Sangue no Modelo de Rato

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood ...

A amostragem de sangue a partir da veia lateral da cauda do rato

Resumo

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Capítulos neste vídeo

Desenho de sangue de ratos através da veia safena e por punção cardíaca

Coleta de sangue modificado de veias de cauda de ratos não anestesiados com um sistema de coleta de sangue do vácuo e óculos lupa

Repetiu a coleta de sangue da veia da cauda de ratos não anestesiados com um sistema de coleta de sangue do vácuo

Punção da veia subclávia como um método alternativo de coleta de amostra de sangue em ratos

Amostragem de líquido cefalorraquidiano e sangue da veia lateral da cauda em ratos durante registros de EEG

Amostragem de líquido cefalorraquidiano e sangue da veia lateral da cauda em ratos durante registros de EEG

Amostragem de líquido cefalorraquidiano e sangue da veia lateral da cauda em ratos durante registros de EEG

Amostragem Repetitiva de Sangue da Veia Subclávia de Rato Consciente

Veia Caudal e Punção Peniana Modificadas para Coleta de Sangue no Modelo de Rato

Veia Caudal e Punção Peniana Modificadas para Coleta de Sangue no Modelo de Rato