Wir danken Virginia Doherty und Junmei Yao für die technische Unterstützung. Diese Arbeit wurde von NIMH (R01 MH084966) und der US Army Research Office und der Defense Advanced Research Projects Agency finanziert (gewähren W911NF-10-1-0059) bis KAG.

Alle Experimente wurden unter Verwendung von ausgewachsenen männlichen Long-Evans-Ratten durchgeführt. Alle Verfahren wurden in Übereinstimmung mit den US National Institutes of Health (NIH) Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren und wurden von der Institutional Animal Care und Verwenden Committee des Massachusetts Institute of Technology und der Animal Care und Verwenden schreiben Amt zugelassener die USAMRMC. 1. Vorbereitung <ol><li> Heparinise der Katheter und der Spritze, indem das abgeschirmte Nadel in einer 500 ul Röhrchen mit Heparin (1000 USP-Einheiten / ml) und dann Ansaugen und Ausstoßen von Heparin-Lösung durch die Nadel. <ol><li> Bringen Sie einen Schmetterling Katheter an der Spritze. Halten Sie das Schild über der Nadel des Katheters, um die scharfe Spitze vor Beschädigungen zu schützen. </li><li> Zurückzuziehen ein Volumen von Heparin, der etwas größer als das Volumen des Blutes, das gesammelt werden soll. Trennen Sie die Spritze und füllen Sie es mit Luft. </li><li> Bringen Sie die Spritze mit dem Katheter und verwenden Sie dieLuft, um überschüssige Heparin-Lösung zu vertreiben; sicherzustellen, nur Spuren in der Rohrleitung, Nadel und Spritze bleiben. </li><li> Legen Sie die sterile Katheter, mit der Spritze noch angebracht, auf eine sterile Oberfläche. </li></ol></li><li> Sichern Sie schnell die Ratte in einem sauberen Tuch um sicherzustellen, dass Vorder- und Hinterpfoten sind in einer komfortablen Position und Atmung ist nicht beschränkt. <ol><li> Sichern Sie den Wrap mit Klettband; sicherzustellen, dass äußeren Genitalien sind nicht eingeschnürt. </li><li> Einen Assistenten sanft und fest zurückhalten die Ratte (Bauch und Rutenansatz) auf einer festen Arbeitsfläche mit der Schwanz hängen über den Rand des Zählers. </li></ol></li></ol> 2. Blutentnahme <ol><li> Tauchen Sie das Heck in 42 ° C Wasser für 40-50 Sek Blutgefäße erweitern und trocknen Sie den Schwanz mit einem Papiertuch. Suchen Sie die Schwanzvene entlüftet werden (drehen Sie den ganzen Körper mit dem Schwanz verdrehen den Schwanz zu verhindern). Hinweis: Eine ausreichende Erwärmung des Schwanzes ist entscheidend für die rasche collection einer Blutprobe. Wenn der Gefäß verengt ist, ist die richtige Plazierung des Katheters schwierig, und der Blutfluss in beträchtlichem Ausmaß verringert. Heizkissen kann als Alternative zum Eintauchen in Wasser verwendet werden. </li><li> Identifizieren Sie die Entnahmestelle. Anmerkung: Die Arterie liegt entlang der Mitte der dorsalen Seite des Schwanzes; verwenden Sie nicht diese für die Probenahme. <ol><li> Ziel entweder die linke und rechte Schwanzvenen, die lateral der Arterie liegen. Pigmentierung der Schwanz, der durch den Stamm variiert und mit dem Alter zunimmt, kann ein Teil des Gefäßsystems zu verdunkeln. Ziel einen Abschnitt der Vene in dem unteren Abschnitt des Schwanzes. </li><li> Wischen Sie den Zielbereich mit 2% Chlorhexidin antiseptischen Lösung. </li></ol></li><li> Erzeugen Unterdruck in der Spritze und dem Katheter durch Herausziehen des Kolbens von Null bis ungefähr 50 &amp; mgr; l. </li><li> Halten Sie den Schwanz sanft und fest in der Nähe der Spitze, um den Schwanz gerade ganzen Probensammlung zu halten. Stellen Sie sicher, dass der Blutfluss nicht durch eine zu enge Griff verschlossen.</li><li> Langsam setzen Sie den Katheter in die Vene in einem flachen Winkel von ungefähr 5 cm von der Schwanzspitze. Wenn die Vene eingedrungen ist, wird Blut in den Katheter fließt. Ziehen Sie langsam den Kolben der Spritze zu sammeln Sie die gewünschte Lautstärke mit einer konstanten Rate (~ 20 &amp; mgr; l pro Sekunde). <ol><li> Wenden Sie sich an Tierärzten für Informationen über die maximale Blutvolumen, die gesammelt werden können. Die maximale Blutmenge, die gesammelt werden soll, hängt von dem Gewicht und dem Gesundheitszustand der Ratte. Mehr als 15% der Gesamtblutvolumen in einem Zeitraum von 14 Tagen widerrufen Sie nicht. Hinweis: Das Blut ist viel schwieriger, von Tieren, die akut in den Minuten vor der Proben weil Stresshormone verengen die Gefäße betont wurden zu sammeln. Zum Beispiel bewegt Heimkäfig der Ratte auf ein neues Zimmer, wobei einige Minuten, um das Tier, oder wiederholte Einführen des Katheters in eine Vene wickeln werden wahrscheinlich eine akute Stressreaktion auslösen. </li><li> Erleichtern blood Fluss durch &quot;Melken&quot; der Vene. Führen einen Finger entlang der Länge der Vene von der Basis zur Spitze des Schwanzes, bleiben jedoch mehr als 2 cm von der Spitze des eingesteckten Nadel oder des Katheters kann abgelöste aus der Vene zu werden. </li><li> Wenn Blut nicht erfolgreich von der ersten Seite des Katheters Eindringen gesammelt werden, weitere Wieder führen Sie die Nadel bis die Vene. Wenn Blut wurde in der Anfangs Website gesammelt, re-Druck die Nadel durch Trennen und anschließendem Verbinden des Katheters und Spritze vor dem Wiedereinsetzen in die Vene. In der Regel vermeiden, zusätzliche Durchführungen. </li><li> Wie mehrere Durchdringungen können Schwanzvene Zusammenbruch, in dem die Blutversorgung der Schwanz abgeschnitten und die weiche Schwanzgewebe wird nekrotisiert verursachen, einschläfern die Ratte, wenn es Schwanzvene Zusammenbruch. </li></ol></li><li> Wenn eine ausreichende Probenmenge erhoben werden, freigeben Druck in der Spritze durch Trennen und Wiederverbinden des Katheters. Saugen Sie leicht mit dem Spritzenkolben (~ 50 &amp; #181; l), und die Nadel aus der Vene zurücktreten. Hinweis: Wenn die Nadel, ohne vorher die Druckentlastungs in die Spritze gezogen wird Blut von der Nadel tropft. </li><li> Druck auf die Einstichstelle kurzzeitig gelten die Blutung zu stoppen, und wischen Sie den Bereich mit antiseptischen Lösung. Gibt die Ratte in seinen Heimkäfig. </li></ol> 3. Verarbeitung der Blutprobe <ol><li> Saugen Luft, um sicherzustellen, kein Blut im Katheter Nadel bleibt, und mit einer Schere, um den Katheterschlauch direkt über der Nadel zu schneiden. Vertreibt das Blut in ein steriles 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen. Hinweis: Wenn das Blut durch die Nadel geschoben wird, kann die Scherkraft roten Blutkörperchen führen zu Bruch, die mit vielen stromabwärts Assays stören können. Entfernen Sie die Nadel, um eine Hämolyse zu vermeiden. <ol><li> Zu sammeln Blutplasma, Nutzung Rohre, die EDTA als Antikoagulans (hier enthalten, verwenden Sie 10 ul 0,1 M EDTA für 200-400 ul Blut; sicherzustellen, die Konzentration von EDTA verwendet wird, nicht stören wit der nachgeschalteten Test) und auf Eis. <ol><li> Spin Blutproben bei 2.100 × g in einer gekühlten Zentrifuge (4 ° C) für 10 Minuten innerhalb von 10 Minuten der Sammlung. Elution des Plasmas, die Vermeidung der roten und weißen Blutzellschichten zu stören. </li></ol></li><li> Um Blutserum, Ort Proben (ohne Antikoagulans) bei Raumtemperatur für bis zu 30 min zu sammeln, um die Gerinnung zu ermöglichen. Dreh die Sammelröhrchen in einer Kühlzentrifuge (4ºC) bei 2000 x g. Das Serum kann dann eluiert werden. </li></ol></li><li> Verwenden Proben sofort oder bei -80 ° C für bis zu einem Jahr. </li></ol>

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	<li>Vausort, M., Wagner, D. R., Devaux, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long+Noncoding+RNAs+in+Patients+with+Acute+Myocardial+Infarction.">Long Noncoding RNAs in Patients with Acute Myocardial Infarction.</a> Circ Res. 115 (7), 668-677 (2014).</li><li>Shah, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biomarkers+for+Early+Detection+of+Colorectal+Cancer+and+Polyps:+Systematic+Review.">Biomarkers for Early Detection of Colorectal Cancer and Polyps: Systematic Review.</a> Cancer Epidemiol Biomarkers Prev. 23 (9), 1712-1728 (2014).</li><li>Chan, M. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Applications+of+blood-based+protein+biomarker+strategies+in+the+study+of+psychiatric+disorders.">Applications of blood-based protein biomarker strategies in the study of psychiatric disorders.</a> Prog Neurobiol. , (2014).</li><li>Cao, L., Li, L., Lin, D., Zuo, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isoflurane+induces+learning+impairment+that+is+mediated+by+interleukin+1beta+in+rodents.">Isoflurane induces learning impairment that is mediated by interleukin 1beta in rodents.</a> PLoS One. 7 (12), e51431 (2012).</li><li>Culley, D. J., Baxter, M. G., Yukhananov, R., Crosby, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+impairment+of+acquisition+of+a+spatial+memory+task+following+isoflurane-nitrous+oxide+anesthesia+in+rats.">Long-term impairment of acquisition of a spatial memory task following isoflurane-nitrous oxide anesthesia in rats.</a> Anesthesiology. 100 (2), 309-314 (2004).</li><li>Vahl, T. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+analysis+of+ACTH+and+corticosterone+sampling+methods+in+rats.">Comparative analysis of ACTH and corticosterone sampling methods in rats.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 289 (5), E823-E828 (2005).</li><li>Kalinichenko, L. S., Koplik, E. V., Pertsov, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cytokine+profile+of+peripheral+blood+in+rats+with+various+behavioral+characteristics+during+acute+emotional+stress.">Cytokine profile of peripheral blood in rats with various behavioral characteristics during acute emotional stress.</a> Bull Exp Biol Med. 156 (4), 441-444 (2014).</li><li>McEwen, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+effects+of+stress+hormones+in+health+and+disease:+Understanding+the+protective+and+damaging+effects+of+stress+and+stress+mediators.">Central effects of stress hormones in health and disease: Understanding the protective and damaging effects of stress and stress mediators.</a> Eur J Pharmacol. 583 (2-3), 174-185 (2008).</li><li>Sanchez, A., Toledo-Pinto, E. A., Menezes, M. L., Pereira, O. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+norepinephrine+and+epinephrine+concentrations+in+adrenal+gland+of+the+rats+submitted+to+acute+immobilization+stress.">Changes in norepinephrine and epinephrine concentrations in adrenal gland of the rats submitted to acute immobilization stress.</a> Pharmacol Res. 48 (6), 607-613 (2003).</li><li>Meyer, R. M., Burgos-Robles, A., Liu, E., Correia, S. S., Goosens, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+ghrelin-growth+hormone+axis+drives+stress-induced+vulnerability+to+enhanced+fear.">A ghrelin-growth hormone axis drives stress-induced vulnerability to enhanced fear.</a> Mol Psychiatry. , (2013).</li><li>Knoll, A. T., Carlezon, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynorphin,+stress,+and+depression.">Dynorphin, stress, and depression.</a> Brain Res. 1314 (56-73), (2010).</li><li>Harvey, B. H., Brand, L., Jeeva, Z., Stein, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortical/hippocampal+monoamines,+HPA-axis+changes+and+aversive+behavior+following+stress+and+restress+in+an+animal+model+of+post-traumatic+stress+disorder.">Cortical/hippocampal monoamines, HPA-axis changes and aversive behavior following stress and restress in an animal model of post-traumatic stress disorder.</a> Physiol Behav. 87 (5), 881-890 (2006).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Hier beschreiben wir ein schnelles und einfaches Verfahren zur Aufnahme einer Blutprobe von einer Ratte, die gegenüber anderen üblicherweise verwendeten Techniken erhebliche Vorteile bietet erhalten wurde. Erstens erfordert sie keine Narkose im Gegensatz Probenahme aus der Jugularvene oder retroorbitalen Sinus. Wenn Blutproben gesammelt umgebenden Verhaltens Verfahren ist die Verabreichung von Anästhetika unerwünscht, da sie mit Lernen und Gedächtnis 4,5 stören. Zweitens bietet es die Möglichkeit, größeres Blutvolumen als andere Venenpunktionstechniken wie das Erheben von den Vena oder Rückenpedal Venen zu sammeln. Unter Verwendung der hier beschriebenen Verfahren bis zu 1,5 ml Blut können von einer Ratte an einem einzigen Zeitpunkt gesammelt werden, ein Volumen, das leicht ermöglicht mehrere Tests parallel ausgeführt werden. Schließlich minimiert dieses Verfahren das Potenzial für Gewebeschäden im Vergleich zu Amputation der Schwanzspitze oder retroorbitale Blutung. Die Verwendung dieses Verfahrens erleichtert die Einhaltung der Tier Welfare Act und der Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren, die Minimierung der Schmerzen und Leiden, die von Laborverfahren an Tieren durchgeführt, führen müssen. Es wird empfohlen, dass die Ermittler neu in diesem Verfahren die Zurückhaltung zu üben und Schwanz Blutungen Techniken, um die Zeit, die Versuchstiere sind zurückhaltend zu minimieren. Blut in weniger als 3 min vom Beginn der Zurückhaltung gesammelt bietet optimale Ergebnisse. Das hier beschriebene Protokoll kann zum Abtasten 1-4 Mal pro Woche verwendet werden, aber nicht mehr als zweimal pro Tag. Während wiederholte Blutentnahmen durchgeführt werden, sollten verschiedene Messstellen, nach oben bewegt von der Basis des Schwanzes verwendet werden und die linken und rechten Schwanzvenen sollten Probenahmestellen abgewechselt werden. Das Gesamtblutvolumen von Nagetieren ist 6-7% ihres Körpergewichts, und nicht mehr als 15% des gesamten Blutvolumens innerhalb eines Zeitraum von 2 Wochen gesammelt werden. Serumoder Plasma enthält etwa 40-60% des gesammelten Probenvolumen. Blutentnahme über die seitlichen Schwanzvenen können auch in der Maus als hier mit einigen kleineren Modifikationen durchgeführt werden, beschrieben. Erstens können nur kleine Überdruck (27 G) Katheter verwendet werden. Zweitens ist es empfehlenswert, eine Rohrrückhalteeinrichtung zu verwenden, statt einer Verpackung, um die Mäuse zu immobilisieren. Das Volumen an Blut, die aus der Maus unter Verwendung der Venenpunktion der Unterkiefergefäßbündel (200-500 ul) erhalten werden kann, ist größer als sicher aus der Schwanzvene (200 ul maximal) gesammelt werden. Da Probenahme von Blut aus dem Unterkieferspeichelgefäßbündel erfordert minimale Zurückhaltung und kann mehr Blut zu erhalten, ist dies der bevorzugte Weg für die Probenahme in der Maus. Die Schnelligkeit, mit der dieses Verfahren durchgeführt werden kann, zusammen mit seiner minimal invasive Art, minimiert auch das Potential Störung der Blut basierenden Maßnahmen der akuten Stressreaktion 6. Dieakuter Stressantwort zirkulierenden Spiegel von vielen Molekülen, einschließlich Interleukinen und anderen Immun aktiven Faktoren 7, Hormone der Hypothalamus-Hypophysen-Nebennieren-Achse 8, Hormone im sympathischen Nervensystem 9, Ghrelin 10, endogene Opioide 11, Dopamin zu ändern und Serotonin-12. Wenn Ruhe zirkulierenden Maßnahmen dieser Moleküle oder andere von diesen Molekülen reguliert erwünscht sind, ist es wichtig, die Stressreaktion, die innerhalb von weniger als einer Minute nach dem Beginn der Belichtung Stressor ausgelöst wird, zu minimieren. Stressreaktionen nicht nur die Zusammensetzung des Blutes verändern, sondern auch eine technische Hindernis zur Blutentnahme wegen der Verengung der Blutgefäße darstellen über erhöhte Fahrt vom sympathischen Nervensystems. Es wird schwierig, stetige Erhöhung des Blutflusses von einer Ratte, die Montage ist eine akute Stressreaktion zu erhalten. Daher muss das Tier Not minim seinized, um schnell zu erhalten Proben, die den physiologischen Zustand von Interesse zu reflektieren.

Biomarker aus dem Blut erhalten nützliche diagnostische, vorausschauende und Stratifizierung von Maßnahmen in vielen klinischen Zusammenhängen, einschließlich Herz-Kreislauf-Krankheit 1, Krebs Wissenschaften 2 und psychiatrische Erkrankungen 3. Sie können auch in der Grundlagenforschung verwendet, um den &quot;Zustand&quot; eines Organismus zu bewerten, einschließlich des Grades der Hunger, Entzündung oder vorhanden Stress werden. Solche Maßnahmen können durch Variablen, oder auch nicht entscheidend für die Frage von Interesse, darunter die Tageszeit, die die Probe erhalten wird, und das Geschlecht der Probanden sein kann beeinflusst werden. Es kann auch durch die Belastung während der Blutentnahme Verfahren selbst induzierten beeinflusst werden. Stresshormonen und die Wahrnehmung von Schmerz schnell verändern die Zusammensetzung des Blutes. Nagetiere sind die am häufigsten verwendeten Labortieren und mehrere Verfahren wurden für die Blutentnahme entwickelt. Die ideale Methode der Blutentnahme sollte minimal Physiologica habenl Einfluss auf das Tier, erfordert keine Narkose, erlauben eine schnelle und wiederholte Probenahme erfolgen, und eine ausreichende Blutmenge für zahlreiche Downstream-Anwendungen. Beliebte Techniken zum Sammeln von Blut, wie Katheterisierung der Halsschlagader oder Amputation der Schwanzspitze diese Kriterien nicht erfüllen. Das Ziel des Protokolls ist es, eine Blutentnahmetechnik zur Verwendung bei Ratten, die minimal belastenden beschreiben, erfordert keine Anästhesie, ermöglicht mehrere Blutsammlungen innerhalb eines einzelnen Subjekts, und eine relativ große Probenmenge, so dass mehrere Tests durchgeführt werden, an einer einzigen Probe. Das Ziel dieser Methode ist, um Blutproben, die minimal von der akuten Stressreaktion beeinflußt werden erhalten.

<table><tbody><tr><td>Sodium heparin (1,000 USP units/ml)</td><td>Patternson Veterinary Supply</td><td>25021040010</td><td></td></tr><tr><td>Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA)</td><td>JT Taylor</td><td>JT2020-01</td><td></td></tr><tr><td>Dermachlor rinse-chlorhexadine</td><td>Butler Schein</td><td>6356</td><td>Topical antiseptic solution, 2% chlorhexidine gluconate</td></tr><tr><td>SURFLO Winged Infusion Sets, Terumo, butterfly catheters</td><td>VWR Scientific</td><td>TESV25BLK</td><td></td></tr><tr><td>BD Tuberculin 1 cc syringes</td><td>VWR Scientific</td><td>BD309659</td><td></td></tr><tr><td>1.5 ml microcentrifuge tubes</td><td>VWR Scientific</td><td>89202-682</td><td></td></tr><tr><td>500 &amp;mu;l microcentrifuge tubes</td><td>VWR Scientific</td><td>21150-330</td><td></td></tr><tr><td>Scissors, stainless steel, 5&quot;</td><td>VWR Scientific</td><td>82027-586</td><td></td></tr><tr><td>500 ml plastic beaker</td><td>VWR Scientific</td><td>414004-149</td><td></td></tr><tr><td>Clean cloth wrap</td><td>Butler Schein</td><td>2993</td><td></td></tr><tr><td>Velcro tape, 0.75 in width</td><td>Monoprice</td><td>B004AF9II6</td><td>Hook and loop tape</td></tr><tr><td>Timer</td><td>VWR Scientific</td><td>62344-641</td><td></td></tr></tbody></table>

sampling blood from the lateral tail vein of the rat

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, proteins, and glucose, yet the composition of the blood is dynamically regulated and easily perturbed. One factor that can change the blood composition is the stress response triggered by the sampling procedure, which can contribute to variability in the measures of interest. Here we describe a procedure for blood sampling from the lateral tail vein in the rat. This procedure offers significant advantages over other more commonly used techniques. It permits rapid sampling with minimal pain or invasiveness, without anesthesia or analgesia. Additionally, it can be used to obtain large volume samples (upwards of 1 ml in some rats), and it may be used repeatedly across experimental days. By minimizing the stress response and pain resulting from blood sampling, measures can more accurately reflect the true basal state of the animal, with minimal influence from the sampling procedure itself.

Blutplasma von der lateralen Schwanzvene wie in dem Protokoll beschrieben gesammelt gibt eine Plasmaprobe, die durchscheinend hellgelb im Aussehen war. Wie in 1 gezeigt, Hämolyse in einer Probe vermittelt einen roten Farbton zu dem Plasma. Die akute Stressreaktion schnell verändern die Zusammensetzung des Blutes. Beispielsweise kann zirkulierenden Corticosteron Konzentration deutlich erhöht innerhalb von 10 min der Stressor Belichtung, wie in Abbildung 2 dargestellt. Die niedrige basale Niveaus von Corticosteron bei diesem Verfahren vor der Belichtung Stressor erhalten zeigen, dass sich die Abtastung selbst nicht eine signifikante Quelle von Stress. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/52766/52766fig1.jpg" /> Abb. 1: Beispielbild (A) A hämolysierten Probe gezeigt. Nach der Zentrifugation durch die schwarze ar angegeben das Plasma oder Serum Schicht (OberflächenReihe) erscheint mit rosa oder rot gefärbt. Dunklere Farbtöne zeigen ein höheres Maß an Hämolyse. (B) Nach der Zentrifugation wird eine einwand gesammelten Probe eine klare, gelbliche Erscheinung zum oberen Band (Oberfläche durch den schwarzen Pfeil angedeutet), die mit dem nicht-hämolysierten Plasma oder Serum entspricht. Beim Entfernen dieser Schicht ist es wichtig, um die zugrunde liegende Vollblut nicht stören, entweder, indem der Pipettenspitze in die Vollblut-Schicht oder durch Absaugen ein Teil des Vollbluts in die Spitze. Alle Plasma oder Serum mit Vollblut kontaminiert ist zu verwerfen. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/52766/52766fig2.jpg" /> Abbildung 2: Plasma-Corticosteron schnell Anschluss an eine stressige Erfahrung erhöhten Blut wurde aus der laterale Schwanzvene der erwachsenen weiblichen Long-Evans-Ratten vor erhalten und 10 Minuten nach Exposition mit 4 Tönen (10 sec, 2 kHz, 85 dB) Co-Abschluss. mit footshocks (1 sec, 350 &amp; mgr; A). Blutplasma Corticosteron zu Studienbeginn (290,4 ± 138,8 pg / ml) deutlich weniger als die Niveaus beobachtet 10 min nach Vorlage des Fußschock Stress war (2204,8 ± 454,5 pg / ml, p = 0,02, n = 4), geändert durch die gepaarten t bestimmt -test. *, P &lt;0,05

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Sampling Blood from the Lateral Tail Vein of the Rat

Blood samples are useful for assessing biomarkers of physiological states or disease in vivo. Here we describe the methodology to sample blood from the lateral tail vein in the rat. This method provides rapid samples with minimal pain and invasiveness.

Blutprobenentnahme aus der laterale Schwanzvene der Ratte

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, ...

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Research

JoVE Journal

Biology

102.4K Aufrufe.  Massachusetts Institute of Technology. Blood samples are useful for assessing biomarkers of physiological states or disease in vivo. Here we describe the methodology to sample blood from the lateral tail vein in the rat. This method provides rapid samples with minimal pain and invasiveness.

Serie: Sampling Blood from the Lateral Tail Vein of the Rat

Drawing Blood from Rats through the Saphenous Vein and by Cardiac Puncture

Drawing blood from rodents is necessary for a large number of both in vitro and in vivo studies. Sites of blood draws are numerous in rodents: retro-orbital sinus, jugular vein, maxillary vein, saphenous vein, heart. Each technique has its advantages and disadvantages, and some are not approved any more in some countries (e.g., retro-orbital draws in Holland). A discussion of different techniques for drawing blood are available 1-3.
Here, we present two techniques for drawing blood from rats, each with its specific applications.
Blood draw from the saphenous vein, provided it is done properly, induces minimal distress in animals and does not require anesthesia. This technique allows repeated draws of small amounts of blood, such as needed for pharmacokinetic studies 4,5, determining plasma chemistry, or blood counts 6.
Cardiac puncture allows the collection of large amounts of blood from a single animal (up to 10 ml of blood can be drawn from a 150 g rat). This technique is therefore very useful as a terminal procedure when drawing blood from the saphenous would not provide a large enough sample. We use cardiac puncture when we need sufficient amounts of serum from a specific strain of rats to grow T lymphocyte lines in vitro 4-9.

Blood draws are necessary in a large number of studies, for example to study the pharmacokinetics profile of a compound. Here, we demonstrate how to draw blood from rats using two techniques: blood draw from the saphenous vein or by cardiac puncture.

Drawing Blood von Ratten durch die Vena saphena und durch Herzpunktion

Drawing blood from rodents is necessary for a large number of both in vitro and in vivo studies. Sites of blood draws are numerous in rodents: ...

Forschung

Biologie

Modified Blood Collection from Tail Veins of Non-anesthetized Mice with a Vacuum Blood Collection System and Eyeglass Magnifier

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. The tail veins of mice are small, and it is sometimes difficult to obtain the required blood volume by conventional puncture methods. This study investigates the superiority of repeated blood sample collection from tail veins of mice through use of a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier (experimental group) compared to conventional blood sampling methods (conventional group), performed by beginners and experts, respectively. With the help of an eyeglass magnifier, a butterfly needle tip is inserted into the tail vein of each mouse in the experimental group. When the vein is penetrated successfully, a blood sample is collected in the vacuum collection tube by insertion of the rubber end of a butterfly needle into the vacuum blood collection tube. The plunger is then used to collect blood without the help of the eyeglass magnifier in the conventional group. Success rates of blood sample collection by the beginners and experts were shown to be 70% vs. 100% (p &#60; 0.01) in the experimental group and 35% vs. 85% (p &#60; 0.01) in the conventional group. For both beginners and experts, puncture times required for obtaining required blood sample were significantly lower in the experimental group compared to the conventional group (2.40 &#177; 0.75 vs. 2.90 &#177; 0.31, p &#60; 0.05; 1.15 &#177; 0.37 vs. 1.55 &#177; 0.76, p &#60; 0.05). In conclusion, the presented blood sampling technique is feasible and easy to practice and enables frequent sampling of adequate blood volumes from non-anesthetized mice.&#160;

This study reports blood sampling from tail vein in mice using a vacuum extraction tube system with eyeglass magnifier. Our method is easy to practice and could be used for repeat blood sampling in mice.

Modifizierte Blutentnahme aus Tail Venen nicht narkotisierten Mäuse mit einem Vakuum Blut Sammelsystem und Brillen Lupe

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. ...

Verhalten

Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the tail vein is thin so that it is sometimes hard to puncture. In addition, the tail vein has low blood flow and requires a long sampling time to get sufficient blood. The present report describes a simple blood sampling method, the vacuum blood collection method, which is usually used to obtain blood samples from patients, here used for non-anesthetized rats. The 22 G butterfly needle tip was inserted into one of the lateral tail veins approximately 2-3 cm from the tip of the tail at an angle of approximately 20&#176;, and blood was collected in the vacuum collection tube by inserting the rubber end of the butterfly needle into the vacuum blood collection tube. The present experimental results show that the success rate was 95% in the experimental group and 90% in the beginner group. The success rate and puncture times were similar between two groups. The sampling duration was significantly shorter in the experimental group compared to beginner group. In conclusion, this vacuum blood collection method for sequential blood sampling from the tail vein of non- anesthetized rats is feasible and easy-to-learn, which might serve as a reliable alternative to other conventionally used blood sampling techniques for rats.

Here, we describe a simple tail vein blood sampling method in non-anesthetized rats using a vacuum extraction tube system. This method reduces the risk of direct exposure to blood and simplifies taking multiple samples from a single venipuncture.

Wiederholte Blutentnahme aus Tail Vene nicht betäubt Ratten mit einem Vakuum Blut-Sammelsystem

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the ...

Medizin

Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful compared to other more aggressive methods such as retro-orbital plexus sample collection. However, this blood collection method is sometimes limited by an unsatisfactory success rate. Here, we introduce a method for blood collection through the subclavian vein puncture. The subclavian vein is located just under the clavicle and this vein is large enough to fulfill the volume requirements of blood collection. Our results show that this method is safe and applicable for blood collection sampling with the required blood volume. Blood collection through the subclavian vein puncture could serve as an alternative blood collection method in case of failed tail vein blood sampling in rats.

Here, we present a protocol to collect blood samples from the rat subclavian vein.

Vene subclavia Punktion als eine Alternative Methode zur Probe Blutentnahme bei Ratten

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful ...

Liquor- und Blutentnahme bei Ratten mit gleichzeitiger EEG-Aufzeichnung

Sampling Cerebrospinal Fluid and Blood from Lateral Tail Vein in Rats During EEG Recordings

Because the composition of body fluids reflects many physiological and pathological dynamics, biological liquid samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure molecules of interest, such as hormones, growth factors, proteins, or small non-coding RNAs. A specific example is the sampling of biological liquids in the research of biomarkers for epilepsy. In these studies, it is desirable to compare the levels of molecules in cerebrospinal fluid (CSF) and in plasma, by withdrawing CSF and plasma in parallel and considering the time distance of the sampling from and to seizures. The combined CSF and plasma sampling, coupled with video-EEG monitoring in epileptic animals, is a promising approach for the validation of putative diagnostic and prognostic biomarkers. Here, a procedure of combined CSF withdrawal from cisterna magna and blood sampling from the lateral tail vein in epileptic rats that are continuously video-EEG monitored is described. This procedure offers significant advantages over other commonly used techniques. It permits rapid sampling with minimal pain or invasiveness, and reduced time of anesthesia. Additionally, it can be used to obtain CSF and plasma samples in both tethered and telemetry EEG recorded rats, and it may be used repeatedly across multiple days of experiment. By minimizing the stress due to sampling by shortening isoflurane anesthesia, measures are expected to reflect more accurately the true levels of investigated molecules in biofluids. Depending on the availability of an appropriate analytical assay, this technique may be used to measure the levels of multiple, different molecules while performing EEG recording at the same time.

Autor im Rampenlicht: Gewinnung hochwertiger Liquor- und Blutproben für die Entdeckung von Epilepsie-Biomarkern 

The protocol shows repeated cerebrospinal fluid and blood collections from epileptic rats performed in parallel with continuous video-electroencephalogram (EEG) monitoring. These are instrumental for exploring possible links between changes in various body fluid molecules and seizure activity.

Entnahme von Liquor und Blut aus der seitlichen Schwanzvene bei Ratten während EEG-Aufzeichnungen

Because the composition of body fluids reflects many physiological and pathological dynamics, biological liquid samples are commonly obtained in many ...

Neurowissenschaften

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to detect drug exposure. The rat blood sampling method determines the quality of the plasma and further affects the precision of the test results. The subclavian vein blood collection method described in this protocol collects blood samples repeatedly in the conscious state of animals to meet the needs of PK and TK tests. The skills of restraint handling and appropriate procedure of needle incision ensure the success rate of blood collection. It is easy to operate while ensuring the quality of plasma and at the same time catering to animal welfare. However, this method requires skilled operation, and an improper one may cause animal weakness, pain, lameness, and even mortality. The current method has been used in the testing facility for a 4-week oral toxicity study in Sprague Dawley (SD) rats with TK. The maximum amount of blood collected within 24 h did not exceed 20% of the animal's total blood. The animals' body weight was more than 200 g for males and females. The data showed that the animals' bodyweight increased steadily every week, and the clinical observation was normal after repetitive sample collection.

The present protocol describes a simple and efficient method for collecting blood from the subclavian vein in rats. It enables rapid, timely, and easily identifiable sampling without anesthesia and obtains high-quality blood through repetitive sample collection.

Wiederholte Blutentnahme aus der Vena subclavia einer bewussten Ratte

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...

Vergleichende Studie zu Blutentnahmetechniken bei Ratten

Modified Tail Vein and Penile Vein Puncture for Blood Sampling in the Rat Model

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood collection in rats: the lateral tail vein puncture and the dorsal penile vein puncture, which offer significant advantages over other previously described techniques. This study shows that these two procedures allow for fast sampling (under 10 min) and yield sufficient blood volumes for most assays (202 &#956;L &#177; 67.7 &#956;L). The dorsal penile vein puncture must be done under anesthesia, whereas the lateral tail vein puncture can be done on a conscious, restrained animal.
Alternating these two techniques, therefore, enables blood draw in any situation. While it is always recommended for an operator to be assisted during a procedure to ensure animal welfare, these techniques require only a single operator, unlike most blood sampling methods that require two. Moreover, whereas these previously described methods (e.g., jugular stick, subclavian vein blood draw) require extensive prior training to avoid harm to or death of the animal, tail vein and dorsal penile vein puncture are rarely fatal. For all these reasons, and according to the context (e.g., for studies including male rats, during the perioperative or immediate postoperative period, for animals with thin tail veins), both techniques can be used alternately to enable repeated blood draws.

Autor im Rampenlicht: Kontextabhängige Blutentnahmemethoden bei Ratten 

Here, we present a protocol to offer rapid, easy, and reliable blood collection alternatives for the rat model. We describe three different blood sampling methods according to the context: tail vein puncture under anesthesia or on a conscious animal, and dorsal penile vein puncture under anesthesia.

Modifizierte Schwanzvenen- und Penisvenenpunktion zur Blutentnahme im Rattenmodell

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood ...

Blutprobenentnahme aus der laterale Schwanzvene der Ratte

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Drawing Blood von Ratten durch die Vena saphena und durch Herzpunktion

Modifizierte Blutentnahme aus Tail Venen nicht narkotisierten Mäuse mit einem Vakuum Blut Sammelsystem und Brillen Lupe

Wiederholte Blutentnahme aus Tail Vene nicht betäubt Ratten mit einem Vakuum Blut-Sammelsystem

Vene subclavia Punktion als eine Alternative Methode zur Probe Blutentnahme bei Ratten

Entnahme von Liquor und Blut aus der seitlichen Schwanzvene bei Ratten während EEG-Aufzeichnungen

Entnahme von Liquor und Blut aus der seitlichen Schwanzvene bei Ratten während EEG-Aufzeichnungen

Entnahme von Liquor und Blut aus der seitlichen Schwanzvene bei Ratten während EEG-Aufzeichnungen

Wiederholte Blutentnahme aus der Vena subclavia einer bewussten Ratte

Modifizierte Schwanzvenen- und Penisvenenpunktion zur Blutentnahme im Rattenmodell

Modifizierte Schwanzvenen- und Penisvenenpunktion zur Blutentnahme im Rattenmodell