Biz teknik yardım için Virginia Doherty ve Junmei Yao teşekkür ederiz. Bu araştırma NIMH (R01 MH084966) ve Amerikan Ordusu Araştırma Ofisi ve Savunma İleri Araştırma Projeleri Ajansı tarafından finanse edildi KAG için (W911NF-10-1-0059 hibe).

Bütün deneyler, yetişkin erkek Long-Evans sıçanları kullanılarak yapıldı. Tüm işlemler Laboratuvar Hayvanları Bakım ve Kullanım Sağlık (NIH) Rehberi ABD Ulusal Sağlık Enstitüleri ile uyumlu idi ve Massachusetts Institute of Technology Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi ve Hayvan Bakımı ve Kullanımı İnceleme Bürosu tarafından kabul edildi USAMRMC. 1. Hazırlık <ol><li> Iğne ile heparin çözeltisi (1000 USP birim / ml) 500 ul tüpü ihtiva eden heparin korunan iğne yerleştirilmesi ve daha sonra aspire edilmesiyle ve atarak kateter ve şırınga Heparinise. <ol><li> Şırıngaya bir kelebek kateter takın. Hasardan keskin ucu korumak için kateterin iğne üzerine kalkanını tutun. </li><li> Toplanacaktır kan hacmi biraz daha büyüktür heparin bir hacim çıkarın. Şırınga ayırın ve hava ile doldurun. </li><li> Yeniden takın kateter şırınga ve kullanımıHava aşırı heparin çözüm sınırdışı etmek; Sadece tutarlar boru, iğne, şırınga ve iz kalmasını sağlamak. </li><li> Steril bir yüzey üzerinde, hala bağlı şırınga ile steril kateter yerleştirin. </li></ol></li><li> Hızla ön ve pençelerin rahat bir konumda ve nefes sınırsız olmasını sağlamak temiz bir bez sıçan sabitleyin. <ol><li> Kanca ve halka bant ile sarın sabitleyin; Dış genital ş değil emin olun. </li><li> Yavaşça bir asistana sahip ve sıkıca kuyruk sayaç kenarına asılı olan katı bir çalışma yüzeyine sıçan (karın ve kuyruk tabanı) dizginlemek. </li></ol></li></ol> 2. Kan Alınması <ol><li> Kan damarlarını genişletmek ve bir kağıt havlu ile kuyruk kurumasını 40-50 saniye 42 ° C su içinde kuyruk daldırın. (Kuyruk büküm önlemek için kuyruk ile bütün vücudu döndürmek) kanadı olan kuyruk ven bulun. Not: kuyruk yeterli ısınma hızlı collectio için kritik öneme sahiptirBir kan numunesinin n. Damar ş ise, kateter doğru yerleştirilmesi güçtür ve kan akımı büyük ölçüde azalır. Bir ısıtma yastığı suya daldırma için bir alternatif olarak kullanılabilir. </li><li> Örnekleme noktasını tanımlayın. Not: arter kuyruk orta dorsal boyunca yatıyor; örnekleme için bu kullanmayın. <ol><li> Arterin lateral yalan sol ve sağ kuyruk damarları ya hedefleyin. Suşu göre değişir ve yaşla birlikte artar kuyruk, pigmentasyon, damarsal bazı gizleyebilir. Kuyruk alt kısmında ven bir kısmını hedef. </li><li> % 2 klorheksidin antiseptik solüsyonla hedef alan silin. </li></ol></li><li> Yaklaşık 50 ul sıfırdan pistonu çekerek şırınga ve kateter negatif basınç oluşturur. </li><li> Düz numune toplama boyunca kuyruk tutmak için ucuna yakın yavaşça ve sıkıca kuyruk tutun. Kan akımı aşırı sıkı tutuş ile tıkalı olmadığından emin olun.</li><li> Yavaşça yaklaşık 5 cm kuyruğun ucundan eğik bir açıda damar içine kateter yerleştirin. Damar nüfuz edildiğinde, kan kateterin akacaktır. Yavaş yavaş (~ saniyede 20 ul) sabit bir hızda istenen hacmi toplamak için şırınga pistonu geri çekin. <ol><li> Tahsil edilebilir maksimum kan hacmi hakkında bilgi için veteriner personel danışın. toplanması gereken kan maksimum miktarı sıçan ağırlığı ve sağlık durumuna bağlıdır. 14 günlük bir süre içinde toplam kan hacminin% 15&#39;den fazla çekmeyin. Not: Kan akut stres hormonları damar sıkmak çünkü toplama örnek öncesinde dakikada vurguladı hayvanlardan toplamak çok daha zordur. Örneğin, bir damar içine hayvan veya kateterin tekrarlayan sokulmasını sarmak için birkaç dakika alarak, yeni bir odaya sıçan ev kafes hareketli tüm akut stres yanıtı tetiklemek için muhtemeldir. </li><li> Bloo kolaylaştırılması&#39;sağım&#39; ven yoluyla d akışı. Kuyruğun ucuna doğru tabanından, damar uzunluğu boyunca parmak başlat ama damarından yerinden olabilir yerleştirilen iğne veya kateter ucundan 2 cm ve daha kalır. </li><li> Kan başarıyla kateter penetrasyon ilk siteden tahsil edilemezse, ven daha da yukarı iğne yeniden takın. Kan, ilk yerinde toplandı Eğer çıkarmadan sonra ven-sokulmasını yeniden öncesinde kateter ve şırınga yeniden bağlamadan tarafından iğne yeniden basınç. Genel olarak, ilave girmeler kaçının. </li><li> Birden girmeler kuyruk kan akımı kesilir ve yumuşak doku kuyruk ölen bir hale geldiği kuyruk ven çökmesine neden olabilir gibi kuyruk damar çöküşü varsa, sıçan euthanize. </li></ol></li><li> Yeterli örnek hacmi toplandığı zaman ayırmadan ve kateter yeniden bağlantı yoluyla şırınga basıncı bırakın. Aspire biraz şırınga pistonu kullanarak (~ 50 &amp; #181; l) ve damardan iğneyi çıkartın. Not: İğne ilk şırınga basınç bırakmadan geri edilirse, kan iğneden damla olacaktır. </li><li> Kısaca kanamayı durdurmak ve antiseptik solüsyon ile bölgeyi silin ekleme siteye basınç uygulayın. Kendi ev kafesine sıçan dönün. </li></ol> 3. Kan Örnek İşleme <ol><li> Aspire hava kan kateter iğne içine kalmasını sağlamak ve sadece iğne üstünde kateter boru kesmek için makas kullanın. Steril 1.5 ml mikrosantrifüj tüp içine kan sınırdışı. Not: Kan iğne ile basıldığında, kesme kuvveti çok sayıda alt analizlere müdahalede hangi rüptüre kırmızı kan hücrelerinin sebep olabilir. Hemoliz önlemek için iğneyi çıkarın. <ol><li> , Kan plazması, burada pıhtılaşma önleyici (olarak EDTA ihtiva kullanımı tüpleri toplar kan 200-400 ul 0.1 M EDTA, 10 ul kullanmak için, temin w karışmaz kullanılan EDTA konsantrasyonununBuz üzerinde aşağı tahlil) ve yerine i. <ol><li> Toplama, 10 dakika içinde, 10 dakika boyunca, bir soğutmalı santrifüj (4 ° C) &#39;de 2,100 xg&#39;de tam kan numuneleri dönerler. Kırmızı ve beyaz kan hücresi katmanları rahatsız kaçınarak, plazma Zehir. </li></ol></li><li> Pıhtılaşmayı sağlamak için en fazla 30 dakika boyunca oda sıcaklığında kan serumu, (antikoagülan) olmadan yer numuneleri toplamak için. 2000 x g&#39;de soğutuculu santrifüj (4 ° C) &#39;de toplama tüpleri dönerler. Serum daha sonra ayrılabilir. </li></ol></li><li> Kullanım derhal numuneler veya mağaza en fazla bir yıl süreyle -80 ° C&#39;de. </li></ol>

<ol>
	<li>Vausort, M., Wagner, D. R., Devaux, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long+Noncoding+RNAs+in+Patients+with+Acute+Myocardial+Infarction.">Long Noncoding RNAs in Patients with Acute Myocardial Infarction.</a> Circ Res. 115 (7), 668-677 (2014).</li><li>Shah, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biomarkers+for+Early+Detection+of+Colorectal+Cancer+and+Polyps:+Systematic+Review.">Biomarkers for Early Detection of Colorectal Cancer and Polyps: Systematic Review.</a> Cancer Epidemiol Biomarkers Prev. 23 (9), 1712-1728 (2014).</li><li>Chan, M. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Applications+of+blood-based+protein+biomarker+strategies+in+the+study+of+psychiatric+disorders.">Applications of blood-based protein biomarker strategies in the study of psychiatric disorders.</a> Prog Neurobiol. , (2014).</li><li>Cao, L., Li, L., Lin, D., Zuo, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isoflurane+induces+learning+impairment+that+is+mediated+by+interleukin+1beta+in+rodents.">Isoflurane induces learning impairment that is mediated by interleukin 1beta in rodents.</a> PLoS One. 7 (12), e51431 (2012).</li><li>Culley, D. J., Baxter, M. G., Yukhananov, R., Crosby, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+impairment+of+acquisition+of+a+spatial+memory+task+following+isoflurane-nitrous+oxide+anesthesia+in+rats.">Long-term impairment of acquisition of a spatial memory task following isoflurane-nitrous oxide anesthesia in rats.</a> Anesthesiology. 100 (2), 309-314 (2004).</li><li>Vahl, T. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+analysis+of+ACTH+and+corticosterone+sampling+methods+in+rats.">Comparative analysis of ACTH and corticosterone sampling methods in rats.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 289 (5), E823-E828 (2005).</li><li>Kalinichenko, L. S., Koplik, E. V., Pertsov, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cytokine+profile+of+peripheral+blood+in+rats+with+various+behavioral+characteristics+during+acute+emotional+stress.">Cytokine profile of peripheral blood in rats with various behavioral characteristics during acute emotional stress.</a> Bull Exp Biol Med. 156 (4), 441-444 (2014).</li><li>McEwen, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+effects+of+stress+hormones+in+health+and+disease:+Understanding+the+protective+and+damaging+effects+of+stress+and+stress+mediators.">Central effects of stress hormones in health and disease: Understanding the protective and damaging effects of stress and stress mediators.</a> Eur J Pharmacol. 583 (2-3), 174-185 (2008).</li><li>Sanchez, A., Toledo-Pinto, E. A., Menezes, M. L., Pereira, O. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+norepinephrine+and+epinephrine+concentrations+in+adrenal+gland+of+the+rats+submitted+to+acute+immobilization+stress.">Changes in norepinephrine and epinephrine concentrations in adrenal gland of the rats submitted to acute immobilization stress.</a> Pharmacol Res. 48 (6), 607-613 (2003).</li><li>Meyer, R. M., Burgos-Robles, A., Liu, E., Correia, S. S., Goosens, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+ghrelin-growth+hormone+axis+drives+stress-induced+vulnerability+to+enhanced+fear.">A ghrelin-growth hormone axis drives stress-induced vulnerability to enhanced fear.</a> Mol Psychiatry. , (2013).</li><li>Knoll, A. T., Carlezon, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynorphin,+stress,+and+depression.">Dynorphin, stress, and depression.</a> Brain Res. 1314 (56-73), (2010).</li><li>Harvey, B. H., Brand, L., Jeeva, Z., Stein, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortical/hippocampal+monoamines,+HPA-axis+changes+and+aversive+behavior+following+stress+and+restress+in+an+animal+model+of+post-traumatic+stress+disorder.">Cortical/hippocampal monoamines, HPA-axis changes and aversive behavior following stress and restress in an animal model of post-traumatic stress disorder.</a> Physiol Behav. 87 (5), 881-890 (2006).</li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

Burada, yaygın olarak kullanılan diğer tekniklere göre önemli avantajlar sunan bir sıçan, bir kan örneği elde etmek için hızlı ve basit bir prosedürü açıklar. İlk olarak, juguler ven veya retroorbital sinüsten örnekleme ile tersine, anestezi gerektirmez. Kan örnekleri davranışsal prosedürleri çevreleyen toplanan zaman öğrenme ve bellek, 4,5 ile karışabilir, çünkü anestezik yönetimi istenmeyen bir durumdur. İkincisi, bu tür safen veya dorsal pedal damarlar koleksiyon gibi diğer venipunktür teknikleri, daha büyük kan hacimleri toplamak için yeteneği sunar. Kan 1,5 mi kadar burada tarif edilen teknik kullanılarak, tek bir zaman noktasında bir sıçandan toplanabilir, hali hazırda birden çok deneyler, paralel olarak çalışmasına izin veren bir birim. Son olarak, bu yordamı kuyruk ucu amputasyon veya retroorbital kanama ile karşılaştırıldığında doku hasarı olasılığını en aza indirir. Bu prosedürün kullanılması Hayvan W uyumu kolaylaştırırelfare Kanunu ve hayvanlar üzerinde yapılan laboratuar prosedürlerine kaynaklanan acı ve sıkıntı minimize gerektiren Laboratuvar Hayvanları Bakım ve Kullanım için Kılavuzu. Bu yönteme yeni araştırmacılar deney hayvanları tutulmuştur zamanı en aza indirmek amacıyla kısıtlama ve kuyruk kanama tekniklerini uygulama önerilir. Kısıtlama başlangıcından itibaren en az 3 dakika içinde toplanan kan optimum sonuçlar sağlar. Burada açıklanan protokol haftada 1-4 kez numune için kullanılır, ancak günde iki defa daha fazla olabilir. Tekrar kan toplama gerçekleştirilebilir olsa da, kuyruk tabanından yukarı doğru hareket farklı örnekleme siteleri kullanılmalıdır ve sol ve sağ arka damarları numune alanı olarak değişmelidir. kemirgenler, toplam kan hacmi vücut ağırlığının% 6-7, ve toplam kan hacminin en fazla% 15, bir 2 haftalık süre içinde alınmalıdır. Serumya da plazma toplanmış numune hacminin yaklaşık% 40-60 ihtiva etmektedir. Bir kaç küçük modifikasyonlarla burada açıklandığı gibi yanal kuyruk venleri yoluyla kan örneği alınması, aynı zamanda fare içinde gerçekleştirilebilir. İlk olarak, sadece küçük göstergesi (27 g) kateter kullanılabilmektedir. İkinci olarak, bu fareler hareketsiz hale getirmek için, daha ziyade, bir sargı yerine bir boru koruyucularını kullanılması tavsiye edilir. submandibuler vasküler demet (200-500 ul) Damara kullanılarak fareden elde edilebilir kan hacmi güvenli bir şekilde kuyruk damarından (200 ul maksimum) alınabilir daha büyüktür. Submandibuler damar paket kan örnekleme az kısıtlama gerektiren ve daha fazla kan verebilir, çünkü bu fare örnekleme için tercih edilen yoldur. Bu prosedür, minimal invaziv doğası ile birlikte yapılabilir hangi hız, aynı zamanda akut stres tepkisi 6 kan esaslı tedbirlerin potansiyel pertürbasyon en aza indirir.akut stres tepkisi interlökinler ve diğer immün aktif faktörlerin 7, hipotalamus-hipofiz-adrenal ekseninin 8 hormonlar, sempatik sinir sisteminin 9 hormonlar, ghrelin 10, endojen opioidler 11, dopamin gibi birçok moleküllerin dolaşımdaki düzeyleri, değiştirebilir ve olabilir Serotonin 12. Bu moleküllerin düzenlenir, bu moleküllerin veya başkalarının dinlenme dolaşımdaki önlemler arzu edildiği takdirde, bir stres maruz bırakılmanın başlamasından bir dakika gibi kısa bir süre içinde tetiklenir stres cevabı, en aza indirmek için önemlidir. Stres tepkiler sadece kan kompozisyonunu değiştirmek değil, aynı zamanda sempatik sinir sistemi artan sürücü ile nedeniyle damar daralması kan örneklemesi için bir teknik engel teşkil değil. Bu akut stres yanıtı montaj olduğunu bir sıçan sürekli kan akışını elde etmek zor artan olur. Bu nedenle, hayvanın sıkıntı minim olmalıHızla ilgi fizyolojik durumunu yansıtır örnekleri elde etmek için ized.

Kanından elde edilen Biyomarkörler yararlı tanı, prediktif sağlamak ve kardiyovasküler hastalık 1, kanser bilimleri 2, ve psikiyatrik hastalık 3 dahil olmak üzere birçok klinik bağlamda önlemler stratifying. Onlar da açlık, inflamasyon, ya da stres mevcut derecesi de dahil olmak üzere, bir organizmanın &quot;devlet&quot; değerlendirmek için temel bilimlerdeki kullanılabilir. Bu tür önlemler ya da örnek elde edilir günün saatine ve konuların cinsiyet de dahil olmak üzere ilgi sorusuna, kritik olmayabilir değişkenler tarafından etkilenebilir. Aynı zamanda kan örnekleme prosedürleri kendini sırasında uyarılan strese etkilenebilir. Stres hormonları ve ağrı algısı hızla kan bileşimini değiştirebilir. Kemirgenler en sık kullanılan laboratuar hayvanları, ve birden çok yöntem, kan toplama için geliştirilmiştir. kan örneklemesi ideal yöntem asgari physiologica olmalıdırHayvansal l etkisi, anestezi gerektirmez, hızlı ve tekrarlanan örnekleme izin ve çok sayıda downstream uygulamalar için yeterli kan hacmi sağlar. Bu tür kriterlere uymayan şahdamarı veya kuyruk ucu amputasyon kateterizasyon olarak kan toplamak için Popüler teknikleri. Bu protokolün amacı, anestezi gerektirmez, minimal stresli farelerde kullanılmak üzere bir kan numunesi alma tekniği açıklamak için bir tek bir konu içinde birden fazla kan alma sağlar ve çok sayıda deneyler gerçekleştirilebilir, öyle ki nispeten büyük bir numune hacmi sağlar Tek bir numune üzerinde. Bu yöntemin amacı, minimal akut stres tepkisi etkilenmektedir kan örnekleri elde etmektir.

<table><tbody><tr><td>Sodium heparin (1,000 USP units/ml)</td><td>Patternson Veterinary Supply</td><td>25021040010</td><td></td></tr><tr><td>Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA)</td><td>JT Taylor</td><td>JT2020-01</td><td></td></tr><tr><td>Dermachlor rinse-chlorhexadine</td><td>Butler Schein</td><td>6356</td><td>Topical antiseptic solution, 2% chlorhexidine gluconate</td></tr><tr><td>SURFLO Winged Infusion Sets, Terumo, butterfly catheters</td><td>VWR Scientific</td><td>TESV25BLK</td><td></td></tr><tr><td>BD Tuberculin 1 cc syringes</td><td>VWR Scientific</td><td>BD309659</td><td></td></tr><tr><td>1.5 ml microcentrifuge tubes</td><td>VWR Scientific</td><td>89202-682</td><td></td></tr><tr><td>500 &amp;mu;l microcentrifuge tubes</td><td>VWR Scientific</td><td>21150-330</td><td></td></tr><tr><td>Scissors, stainless steel, 5&quot;</td><td>VWR Scientific</td><td>82027-586</td><td></td></tr><tr><td>500 ml plastic beaker</td><td>VWR Scientific</td><td>414004-149</td><td></td></tr><tr><td>Clean cloth wrap</td><td>Butler Schein</td><td>2993</td><td></td></tr><tr><td>Velcro tape, 0.75 in width</td><td>Monoprice</td><td>B004AF9II6</td><td>Hook and loop tape</td></tr><tr><td>Timer</td><td>VWR Scientific</td><td>62344-641</td><td></td></tr></tbody></table>

sampling blood from the lateral tail vein of the rat

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, proteins, and glucose, yet the composition of the blood is dynamically regulated and easily perturbed. One factor that can change the blood composition is the stress response triggered by the sampling procedure, which can contribute to variability in the measures of interest. Here we describe a procedure for blood sampling from the lateral tail vein in the rat. This procedure offers significant advantages over other more commonly used techniques. It permits rapid sampling with minimal pain or invasiveness, without anesthesia or analgesia. Additionally, it can be used to obtain large volume samples (upwards of 1 ml in some rats), and it may be used repeatedly across experimental days. By minimizing the stress response and pain resulting from blood sampling, measures can more accurately reflect the true basal state of the animal, with minimal influence from the sampling procedure itself.

Protokolde tarif edildiği gibi, yan kuyruk damarından alınan kan, plazma yarı saydam ve görünüm olarak soluk sarı bir plazma örneği sağlar. Şekil 1 &#39;de gösterildiği gibi, bir numunedeki hemoliz plazma kırmızı bir renk tonu verir. Akut stres tepkisi hızla kan bileşimini değiştirebilir. Şekil 2&#39;de görüldüğü gibi, örneğin, dolaşımdaki kortikosteron konsantrasyonu belirgin, stres maruz kalma 10 dakika içinde artabilir. Pozu stres öncesinde bu yöntemle elde edilen kortikosteron düşük bazal seviyeleri örnekleme prosedürü kendisi stres önemli bir kaynak olmadığını ortaya koymaktadır. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/52766/52766fig1.jpg" /> Şekil 1:. Örnek görünüm (A) pıhtılaşmış numuneler gösterilmektedir. Santrifüjlemeden sonra, plazma ya da serum katmanı (yüzey siyah ar ile gösterilensatır) pembe ya da kırmızı ile renklendirilmiş görünür. Koyu renk tonları hemoliz daha seviyelerini göstermektedir. (B) Santrifüj işleminden sonra, uygun bir şekilde, toplanmış numune olmayan pıhtılaşmış plazma ya da serum karşılık gelen üst bant (siyah okla gösterilen bir yüzey), bir berrak, sarımsı bir görünüme sahip olur. Bu tabakanın uzaklaştırılması, bu, ya da bütün kan tabakası içine pipet iterek veya ucu içine tam kan, bazı aspire yatan tam kan rahatsız önemlidir. Tam kan ile kirlenmiş herhangi bir plazma veya serum atılmalıdır. <img alt="Şekil 2," src="/files/ftp_upload/52766/52766fig2.jpg" /> Şekil 2: Plazma kortikosteron hızla stresli bir deneyim şu yükselir Kan önce yetişkin dişi Long-Evans sıçanlarda lateral kuyruk damarından alınan ve 10 dakika 4 sesleri (10 sn, 2 kHz, 85 dB) maruz kaldıktan sonra eş sonlandırma oldu. foo iletshocks (1 sn, 350 uA). Taban (290,4 ± 138.8 pg / ml) Kan plazma kortikosteron seviyeleri ayak şoku stresi sunumu takip eden 10 dakika gözlenenden daha belirgin olarak daha düşük (2204,8 ± 454.5 pg / ml, p = 0.02, n = 4), eşleştirilmiş t ile belirlendiği gibi -testi. * P &lt;0.05

Watch this Scientific Journal Video about Sampling Blood from the Lateral Tail Vein of the Rat at JoVE.com

Sampling Blood from the Lateral Tail Vein of the Rat

Blood samples are useful for assessing biomarkers of physiological states or disease in vivo. Here we describe the methodology to sample blood from the lateral tail vein in the rat. This method provides rapid samples with minimal pain and invasiveness.

Rat Yanal Kuyruk Ven gelen Kan Örnekleme

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, ...

sampling-blood-from-the-lateral-tail-vein-of-the-rat

Research

JoVE Journal

Biology

102.4K Görüntüleme.  Massachusetts Institute of Technology. Blood samples are useful for assessing biomarkers of physiological states or disease in vivo. Here we describe the methodology to sample blood from the lateral tail vein in the rat. This method provides rapid samples with minimal pain and invasiveness.

Video: Sampling Blood from the Lateral Tail Vein of the Rat

Drawing Blood from Rats through the Saphenous Vein and by Cardiac Puncture

Drawing blood from rodents is necessary for a large number of both in vitro and in vivo studies. Sites of blood draws are numerous in rodents: retro-orbital sinus, jugular vein, maxillary vein, saphenous vein, heart. Each technique has its advantages and disadvantages, and some are not approved any more in some countries (e.g., retro-orbital draws in Holland). A discussion of different techniques for drawing blood are available 1-3.
Here, we present two techniques for drawing blood from rats, each with its specific applications.
Blood draw from the saphenous vein, provided it is done properly, induces minimal distress in animals and does not require anesthesia. This technique allows repeated draws of small amounts of blood, such as needed for pharmacokinetic studies 4,5, determining plasma chemistry, or blood counts 6.
Cardiac puncture allows the collection of large amounts of blood from a single animal (up to 10 ml of blood can be drawn from a 150 g rat). This technique is therefore very useful as a terminal procedure when drawing blood from the saphenous would not provide a large enough sample. We use cardiac puncture when we need sufficient amounts of serum from a specific strain of rats to grow T lymphocyte lines in vitro 4-9.

Blood draws are necessary in a large number of studies, for example to study the pharmacokinetics profile of a compound. Here, we demonstrate how to draw blood from rats using two techniques: blood draw from the saphenous vein or by cardiac puncture.

Safen Ven ve Kardiyak Delinme Ratlarda Kan Alma

Drawing blood from rodents is necessary for a large number of both in vitro and in vivo studies. Sites of blood draws are numerous in rodents: ...

Biyoloji

Modified Blood Collection from Tail Veins of Non-anesthetized Mice with a Vacuum Blood Collection System and Eyeglass Magnifier

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. The tail veins of mice are small, and it is sometimes difficult to obtain the required blood volume by conventional puncture methods. This study investigates the superiority of repeated blood sample collection from tail veins of mice through use of a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier (experimental group) compared to conventional blood sampling methods (conventional group), performed by beginners and experts, respectively. With the help of an eyeglass magnifier, a butterfly needle tip is inserted into the tail vein of each mouse in the experimental group. When the vein is penetrated successfully, a blood sample is collected in the vacuum collection tube by insertion of the rubber end of a butterfly needle into the vacuum blood collection tube. The plunger is then used to collect blood without the help of the eyeglass magnifier in the conventional group. Success rates of blood sample collection by the beginners and experts were shown to be 70% vs. 100% (p &#60; 0.01) in the experimental group and 35% vs. 85% (p &#60; 0.01) in the conventional group. For both beginners and experts, puncture times required for obtaining required blood sample were significantly lower in the experimental group compared to the conventional group (2.40 &#177; 0.75 vs. 2.90 &#177; 0.31, p &#60; 0.05; 1.15 &#177; 0.37 vs. 1.55 &#177; 0.76, p &#60; 0.05). In conclusion, the presented blood sampling technique is feasible and easy to practice and enables frequent sampling of adequate blood volumes from non-anesthetized mice.&#160;

This study reports blood sampling from tail vein in mice using a vacuum extraction tube system with eyeglass magnifier. Our method is easy to practice and could be used for repeat blood sampling in mice.

Kuyruk damarlar bir vakum kan toplama sistemi ve gözlük büyüteç ile sigara anestezi farelerin koleksiyonundan değiştirilmiş kan

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. ...

Davranış

Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the tail vein is thin so that it is sometimes hard to puncture. In addition, the tail vein has low blood flow and requires a long sampling time to get sufficient blood. The present report describes a simple blood sampling method, the vacuum blood collection method, which is usually used to obtain blood samples from patients, here used for non-anesthetized rats. The 22 G butterfly needle tip was inserted into one of the lateral tail veins approximately 2-3 cm from the tip of the tail at an angle of approximately 20&#176;, and blood was collected in the vacuum collection tube by inserting the rubber end of the butterfly needle into the vacuum blood collection tube. The present experimental results show that the success rate was 95% in the experimental group and 90% in the beginner group. The success rate and puncture times were similar between two groups. The sampling duration was significantly shorter in the experimental group compared to beginner group. In conclusion, this vacuum blood collection method for sequential blood sampling from the tail vein of non- anesthetized rats is feasible and easy-to-learn, which might serve as a reliable alternative to other conventionally used blood sampling techniques for rats.

Here, we describe a simple tail vein blood sampling method in non-anesthetized rats using a vacuum extraction tube system. This method reduces the risk of direct exposure to blood and simplifies taking multiple samples from a single venipuncture.

Kuyruk damar anestezi sıçan bir vakum kan toplama sistemi ile kan koleksiyonundan tekrarlanan

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the ...

Tıp

Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful compared to other more aggressive methods such as retro-orbital plexus sample collection. However, this blood collection method is sometimes limited by an unsatisfactory success rate. Here, we introduce a method for blood collection through the subclavian vein puncture. The subclavian vein is located just under the clavicle and this vein is large enough to fulfill the volume requirements of blood collection. Our results show that this method is safe and applicable for blood collection sampling with the required blood volume. Blood collection through the subclavian vein puncture could serve as an alternative blood collection method in case of failed tail vein blood sampling in rats.

Here, we present a protocol to collect blood samples from the rat subclavian vein.

Subklaviyan ven ponksiyon kan örnek fareleri koleksiyonunda alternatif bir yöntem olarak

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful ...

Eş Zamanlı EEG Kaydı ile Sıçanlardan Beyin Omurilik Sıvısı ve Kan Çekilmesi

Sampling Cerebrospinal Fluid and Blood from Lateral Tail Vein in Rats During EEG Recordings

Because the composition of body fluids reflects many physiological and pathological dynamics, biological liquid samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure molecules of interest, such as hormones, growth factors, proteins, or small non-coding RNAs. A specific example is the sampling of biological liquids in the research of biomarkers for epilepsy. In these studies, it is desirable to compare the levels of molecules in cerebrospinal fluid (CSF) and in plasma, by withdrawing CSF and plasma in parallel and considering the time distance of the sampling from and to seizures. The combined CSF and plasma sampling, coupled with video-EEG monitoring in epileptic animals, is a promising approach for the validation of putative diagnostic and prognostic biomarkers. Here, a procedure of combined CSF withdrawal from cisterna magna and blood sampling from the lateral tail vein in epileptic rats that are continuously video-EEG monitored is described. This procedure offers significant advantages over other commonly used techniques. It permits rapid sampling with minimal pain or invasiveness, and reduced time of anesthesia. Additionally, it can be used to obtain CSF and plasma samples in both tethered and telemetry EEG recorded rats, and it may be used repeatedly across multiple days of experiment. By minimizing the stress due to sampling by shortening isoflurane anesthesia, measures are expected to reflect more accurately the true levels of investigated molecules in biofluids. Depending on the availability of an appropriate analytical assay, this technique may be used to measure the levels of multiple, different molecules while performing EEG recording at the same time.

Yazar Spotlight: Epilepsi Biyobelirteç Keşfi için Yüksek Kaliteli BOS ve Kan Örnekleri Alma 

The protocol shows repeated cerebrospinal fluid and blood collections from epileptic rats performed in parallel with continuous video-electroencephalogram (EEG) monitoring. These are instrumental for exploring possible links between changes in various body fluid molecules and seizure activity.

EEG Kayıtları Sırasında Sıçanlarda Lateral Kuyruk Veninden Beyin Omurilik Sıvısı ve Kan Örneği Alınması

Because the composition of body fluids reflects many physiological and pathological dynamics, biological liquid samples are commonly obtained in many ...

Nörobilim

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to detect drug exposure. The rat blood sampling method determines the quality of the plasma and further affects the precision of the test results. The subclavian vein blood collection method described in this protocol collects blood samples repeatedly in the conscious state of animals to meet the needs of PK and TK tests. The skills of restraint handling and appropriate procedure of needle incision ensure the success rate of blood collection. It is easy to operate while ensuring the quality of plasma and at the same time catering to animal welfare. However, this method requires skilled operation, and an improper one may cause animal weakness, pain, lameness, and even mortality. The current method has been used in the testing facility for a 4-week oral toxicity study in Sprague Dawley (SD) rats with TK. The maximum amount of blood collected within 24 h did not exceed 20% of the animal's total blood. The animals' body weight was more than 200 g for males and females. The data showed that the animals' bodyweight increased steadily every week, and the clinical observation was normal after repetitive sample collection.

The present protocol describes a simple and efficient method for collecting blood from the subclavian vein in rats. It enables rapid, timely, and easily identifiable sampling without anesthesia and obtains high-quality blood through repetitive sample collection.

Bilinçli Sıçan Subklaviyen Veninden Tekrarlayan Kan Örneklemesi

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...

Sıçanlarda Kan Alma Tekniklerinin Karşılaştırmalı Çalışması

Modified Tail Vein and Penile Vein Puncture for Blood Sampling in the Rat Model

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood collection in rats: the lateral tail vein puncture and the dorsal penile vein puncture, which offer significant advantages over other previously described techniques. This study shows that these two procedures allow for fast sampling (under 10 min) and yield sufficient blood volumes for most assays (202 &#956;L &#177; 67.7 &#956;L). The dorsal penile vein puncture must be done under anesthesia, whereas the lateral tail vein puncture can be done on a conscious, restrained animal.
Alternating these two techniques, therefore, enables blood draw in any situation. While it is always recommended for an operator to be assisted during a procedure to ensure animal welfare, these techniques require only a single operator, unlike most blood sampling methods that require two. Moreover, whereas these previously described methods (e.g., jugular stick, subclavian vein blood draw) require extensive prior training to avoid harm to or death of the animal, tail vein and dorsal penile vein puncture are rarely fatal. For all these reasons, and according to the context (e.g., for studies including male rats, during the perioperative or immediate postoperative period, for animals with thin tail veins), both techniques can be used alternately to enable repeated blood draws.

Yazar Spotlight: Sıçanlarda Bağlama Bağlı Kan Alma Yöntemleri 

Here, we present a protocol to offer rapid, easy, and reliable blood collection alternatives for the rat model. We describe three different blood sampling methods according to the context: tail vein puncture under anesthesia or on a conscious animal, and dorsal penile vein puncture under anesthesia.

Sıçan Modelinde Kan Örneklemesi için Modifiye Kuyruk Veni ve Penil Ven Delinmesi

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood ...

Rat Yanal Kuyruk Ven gelen Kan Örnekleme

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Safen Ven ve Kardiyak Delinme Ratlarda Kan Alma

Kuyruk damarlar bir vakum kan toplama sistemi ve gözlük büyüteç ile sigara anestezi farelerin koleksiyonundan değiştirilmiş kan

Kuyruk damar anestezi sıçan bir vakum kan toplama sistemi ile kan koleksiyonundan tekrarlanan

Subklaviyan ven ponksiyon kan örnek fareleri koleksiyonunda alternatif bir yöntem olarak

EEG Kayıtları Sırasında Sıçanlarda Lateral Kuyruk Veninden Beyin Omurilik Sıvısı ve Kan Örneği Alınması

EEG Kayıtları Sırasında Sıçanlarda Lateral Kuyruk Veninden Beyin Omurilik Sıvısı ve Kan Örneği Alınması

EEG Kayıtları Sırasında Sıçanlarda Lateral Kuyruk Veninden Beyin Omurilik Sıvısı ve Kan Örneği Alınması

Bilinçli Sıçan Subklaviyen Veninden Tekrarlayan Kan Örneklemesi

Sıçan Modelinde Kan Örneklemesi için Modifiye Kuyruk Veni ve Penil Ven Delinmesi

Sıçan Modelinde Kan Örneklemesi için Modifiye Kuyruk Veni ve Penil Ven Delinmesi