Agradecemos a Virginia Doherty y Junmei Yao para la asistencia técnica. Esta investigación fue financiada por el NIMH (R01 MH084966), y la Oficina de Investigación del Ejército de Estados Unidos y la Agencia de Proyectos de Investigación Avanzada de Defensa (conceder W911NF-10-1-0059) a KAG.

Todos los experimentos se realizaron utilizando adulto ratas macho Long-Evans. Todos los procedimientos fueron de acuerdo con los Institutos Nacionales de Salud (NIH) Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio y fueron aprobados por el Comité Institucional Cuidado de Animales y el empleo del Instituto de Tecnología de Massachusetts y el Cuidado de Animales y el Empleo Oficina de Revisión de el USAMRMC. 1. Preparación <ol><li> Heparinise el catéter y la jeringa mediante la colocación de la aguja blindado en un tubo que contenía heparina 500 l (1.000 unidades USP / ml) y, a continuación aspirando y expulsando solución de heparina a través de la aguja. <ol><li> Adjuntar un catéter de mariposa a la jeringa. Mantenga el escudo sobre la aguja del catéter para proteger la punta afilada de los daños. </li><li> Retirar un volumen de heparina que es ligeramente mayor que el volumen de sangre que se recoge. Separe la jeringa y llenarlo con aire. </li><li> Vuelva a colocar la jeringa al catéter y utilizar elde aire para expulsar el exceso de solución de heparina; garantizan solamente trazas permanecen en los tubos, agujas y jeringas. </li><li> Coloque el catéter estéril, con la jeringa todavía unida, sobre una superficie estéril. </li></ol></li><li> Asegurar rápidamente la rata en un paño limpio asegurando que delanteras y patas traseras se encuentran en una posición cómoda y la respiración es irrestricta. <ol><li> Asegure la envoltura con gancho y lazo de cinta; asegurar que los genitales externos no están constreñidos. </li><li> Tener un ayudante con suavidad y firmeza frenar la rata (abdomen y base de la cola) sobre una superficie sólida con la cola colgando del borde del mostrador. </li></ol></li></ol> Muestreo 2. Sangre <ol><li> Sumerja la cola de 42 ° C el agua para 40 a 50 segundos para dilatar los vasos sanguíneos y seque la cola con una toalla de papel. Localice la vena de la cola para ser desangrado (girar todo el cuerpo con la cola para evitar torcer la cola). Nota: el calentamiento suficiente de la cola es crítico para la rápida collection de una muestra de sangre. Si se estrecha la vasculatura, la colocación apropiada del catéter es difícil, y el flujo sanguíneo se reduce enormemente. Una almohadilla de calentamiento puede ser utilizado como una alternativa a la inmersión en agua. </li><li> Identificar el punto de muestreo. Nota: La arteria se encuentra a lo largo del aspecto mediados de dorsal de la cola; no utilice este para el muestreo. <ol><li> Objetivo, ya sea las venas de la cola izquierda y derecha que se encuentran lateral a la arteria. La pigmentación de la cola, que varía por la tensión y aumenta con la edad, puede oscurecer algunos de la vasculatura. Objetivo a una porción de la vena en la parte inferior de la cola. </li><li> Limpie el área objetivo con clorhexidina al 2% solución antiséptica. </li></ol></li><li> Crear una presión negativa en la jeringa y el catéter al retirar el émbolo de cero a aproximadamente 50 l. </li><li> Mantenga la cola suave y firmemente cerca de la punta para mantener la cola recta durante la recogida de muestras. Asegúrese de que el flujo sanguíneo no está ocluida por un agarre demasiado apretado.</li><li> Lentamente insertar el catéter en la vena en un ángulo superficial de aproximadamente 5 cm de la punta de la cola. Cuando se penetra la vena, la sangre fluirá en el catéter. Retire lentamente el émbolo de la jeringa para recoger el volumen deseado a un ritmo constante (~ 20 l por segundo). <ol><li> Consulte al personal veterinario para obtener información sobre el volumen de sangre máxima que se puede recoger. La cantidad máxima de sangre que debe ser recogido depende del estado de peso y la salud de la rata. No retirar más de 15% del volumen total de sangre en un período de 14 días. Nota: La sangre es mucho más difícil de cobrar a los animales que se destacaron de forma aguda en los minutos previos a la recogida de muestras, porque las hormonas del estrés constriñen los vasos. Por ejemplo, mover jaula de la rata a una habitación novela, teniendo varios minutos para envolver el animal, o inserción repetida del catéter en una vena son todos propensos a desencadenar una respuesta de estrés agudo. </li><li> Facilitar blooflujo d por &quot;ordeñar&quot; la vena. Ejecutar un dedo a lo largo de la longitud de la vena, desde la base hacia la punta de la cola, pero siguen siendo más de 2 cm desde la punta de la aguja que se inserta el catéter o puede desprenderse de la vena. </li><li> Si la sangre no puede ser recogido con éxito desde el sitio inicial de la penetración del catéter, vuelva a insertar la aguja más arriba en la vena. Si la sangre se recogió en el lugar inicial, re-presurizar la aguja desconectando y volviendo a conectar el catéter y la jeringa antes de la re-inserción en la vena. En general, evitar las penetraciones adicionales. </li><li> Como múltiples penetraciones pueden causar colapso vena de la cola, en el que el suministro de sangre a la cola se corta y el tejido blando de la cola se vuelve necrotizado, la eutanasia la rata si hay cola colapso vena. </li></ol></li><li> Cuando se recoge el volumen de muestra adecuado, liberar la presión en la jeringa al desconectar y volver a conectar el catéter. Aspirar ligeramente mediante el émbolo de la jeringa (~ 50 &amp; #181; l), y retirar la aguja de la vena. Nota: Si se retira la aguja sin primero liberando la presión en la jeringa, la sangre gotea desde la aguja. </li><li> Brevemente aplique presión en el sitio de inserción para detener el sangrado, y limpie el área con solución antiséptica. Regreso a la rata a su jaula. </li></ol> 3. Procesamiento de la muestra de sangre <ol><li> Aspirar el aire para asegurar que no sangre permanece dentro de la aguja del catéter, y el uso de las tijeras para cortar el tubo del catéter justo por encima de la aguja. Expulsar la sangre en un tubo de microcentrífuga de 1,5 ml estéril. Nota: Si la sangre es empujada a través de la aguja, la fuerza de cizallamiento puede causar que las células rojas de la sangre a la ruptura que puede interferir con muchos ensayos aguas abajo. Retire la aguja para evitar la hemólisis. <ol><li> Para recoger el plasma sanguíneo, las trompas de uso que contienen EDTA como anticoagulante (en este caso, utilice 10 l de EDTA 0,1 M de 200 a 400 l de sangre; garantizar la concentración de EDTA empleada no interfiere won el ensayo de aguas abajo) y el lugar en el hielo. <ol><li> Girar muestras de sangre entera a 2100 xg en una centrífuga refrigerada (4 ° C) durante 10 min a menos de 10 min de la recolección. Eluir el plasma, evitando molestar a las capas de glóbulos rojos y blancos. </li></ol></li><li> Para recoger el suero sanguíneo, lugar muestras (sin anticoagulante) a temperatura ambiente durante un máximo de 30 minutos para permitir la coagulación. Haga girar los tubos de recogida en una centrífuga refrigerada (4 ° C) a 2000 x g. El suero puede entonces ser eluido. </li></ol></li><li> Use muestras de inmediato, o tienda a -80 ° C durante un máximo de un año. </li></ol>

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	<li>Vausort, M., Wagner, D. R., Devaux, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long+Noncoding+RNAs+in+Patients+with+Acute+Myocardial+Infarction.">Long Noncoding RNAs in Patients with Acute Myocardial Infarction.</a> Circ Res. 115 (7), 668-677 (2014).</li><li>Shah, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biomarkers+for+Early+Detection+of+Colorectal+Cancer+and+Polyps:+Systematic+Review.">Biomarkers for Early Detection of Colorectal Cancer and Polyps: Systematic Review.</a> Cancer Epidemiol Biomarkers Prev. 23 (9), 1712-1728 (2014).</li><li>Chan, M. 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Los autores no tienen nada que revelar.

Aquí se describe un procedimiento rápido y sencillo para la obtención de una muestra de sangre de una rata que ofrece importantes ventajas sobre otras técnicas de uso común. En primer lugar, no requiere anestesia, en contraste con el muestreo de la vena yugular o seno retroorbital. Cuando se recogen muestras de sangre que rodea procedimientos conductuales, la administración de anestésicos no es deseable porque puede interferir con el aprendizaje y 4,5 memoria. En segundo lugar, ofrece la posibilidad de recoger volúmenes de sangre más grandes que otras técnicas de venopunción, como la recogida de las venas safena pedal o dorsales. Usando la técnica descrita aquí, hasta 1,5 ml de sangre se puede recoger de una rata en un solo punto de tiempo, un volumen que permite fácilmente múltiples ensayos que se ejecutan en paralelo. Por último, este procedimiento minimiza el potencial de daño a los tejidos en comparación con la amputación punta de la cola o sangrado retroorbital. El uso de este procedimiento facilita el cumplimiento del Animal WLey elfare y la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio, el cual requiere reducir al mínimo el dolor y la angustia que resultan de procedimientos de laboratorio realizadas en los animales. Se recomienda que los investigadores nuevos para este método practican las técnicas de inmovilización y de sangrado de la cola con el fin de minimizar el tiempo que los animales experimentales son restringidos. La sangre recogida en menos de 3 minutos desde el inicio de la restricción proporciona resultados óptimos. El protocolo descrito aquí puede utilizarse para el muestreo de 1 a 4 veces por semana, pero no más de dos veces por día. Mientras que las colecciones de sangre repetidas pueden llevar a cabo, diferentes sitios de muestreo que se mueven hacia arriba desde la base de la cola deben ser utilizados, y las venas de la cola izquierda y derecha deben alternarse como sitios de muestreo. El volumen total de sangre de los roedores es 6-7% de su peso corporal, y no más de 15% del volumen total de la sangre se debe recoger dentro de un período de 2 semanas. Sueroo plasma comprende aproximadamente un 40-60% del volumen de muestra recogida. Las muestras de sangre a través de las venas de la cola laterales también se puede realizar en el ratón como se describe aquí con algunas modificaciones menores. En primer lugar, se pueden usar sólo pequeñas de calibre (27 G) catéteres. En segundo lugar, se recomienda utilizar un tubo de contención, en lugar de una envoltura, para inmovilizar los ratones. El volumen de sangre que se puede obtener desde el ratón usando venopunción del haz vascular submandibular (200-500 l) es mayor que se pueden recoger de forma segura desde la vena de la cola (200 l máximo). Debido a que el muestreo de sangre del paquete vascular submandibular requiere restricción mínima y puede producir más sangre, ésta es la ruta preferida para el muestreo en el ratón. La rapidez con la que se puede realizar este procedimiento, junto con su naturaleza mínimamente invasiva, también minimiza la perturbación potencial de las medidas basadas en la sangre por la respuesta de estrés agudo 6. Losrespuesta al estrés agudo puede alterar los niveles circulantes de muchas moléculas, incluyendo las interleucinas y otros factores inmunes activa 7, hormonas del eje hipotálamo-hipófisis-suprarrenal 8, hormonas en el sistema nervioso simpático 9, 10 grelina, opioides endógenos 11, dopamina, y serotonina 12. Si se desean medidas de reposo circulantes de estas moléculas u otros regulados por estas moléculas, es importante para minimizar la respuesta al estrés, que se activa dentro de tan poco como un minuto del inicio de la exposición factor estresante. Las respuestas al estrés no sólo alteran la composición de la sangre, sino que también representan un obstáculo técnico para el muestreo debido a la constricción de los vasos de la sangre a través de una mayor unidad del sistema nervioso simpático. Se vuelve cada vez mayor dificultad para obtener el flujo de sangre constante de una rata que está montando una respuesta de estrés agudo. Por lo tanto, la angustia del animal debe ser minimzado con el fin de obtener rápidamente muestras que reflejan el estado fisiológico de interés.

Biomarcadores obtenidos a partir de sangre proporcionan utilidad de diagnóstico, predicción y estratificación medidas en muchos contextos clínicos, incluyendo la enfermedad cardiovascular 1, ciencias cáncer 2 y enfermedad psiquiátrica 3. También pueden ser utilizados en la ciencia básica para evaluar el &quot;estado&quot; de un organismo, incluyendo el grado de hambre, la inflamación, o el estrés presente. Estas medidas pueden ser influenciados por variables que pueden o no pueden ser críticos a la pregunta de interés, incluyendo la hora del día en que se obtiene la muestra y el sexo de los sujetos. También puede estar influenciada por la tensión inducida durante el propio procedimiento de muestreo de sangre. Las hormonas del estrés y la percepción del dolor pueden alterar rápidamente la composición de la sangre. Los roedores son el animal de laboratorio más comúnmente utilizado, y múltiples métodos han sido desarrollados para la recogida de sangre. El método ideal de muestreo de sangre debe tener physiologica mínimol impacto sobre el animal, no requieren anestesia, permite muestreo rápido y repetido, y proporcionar el volumen de sangre suficiente para numerosas aplicaciones posteriores. Técnicas populares para la recogida de la sangre, como la cateterización de la vena yugular o la amputación de la cola de punta no cumplen con estos criterios. El objetivo de este protocolo es describir una técnica de muestreo de sangre para su uso en ratas que es mínimamente estresante, no requiere anestesia, permite múltiples colecciones de sangre dentro de un mismo tema, y ​​ofrece un volumen de muestra relativamente grande tal que varios ensayos pueden realizarse en una sola muestra. El objetivo de este método es la obtención de muestras de sangre que están mínimamente influenciados por la respuesta de estrés agudo.

<table><tbody><tr><td>Sodium heparin (1,000 USP units/ml)</td><td>Patternson Veterinary Supply</td><td>25021040010</td><td></td></tr><tr><td>Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA)</td><td>JT Taylor</td><td>JT2020-01</td><td></td></tr><tr><td>Dermachlor rinse-chlorhexadine</td><td>Butler Schein</td><td>6356</td><td>Topical antiseptic solution, 2% chlorhexidine gluconate</td></tr><tr><td>SURFLO Winged Infusion Sets, Terumo, butterfly catheters</td><td>VWR Scientific</td><td>TESV25BLK</td><td></td></tr><tr><td>BD Tuberculin 1 cc syringes</td><td>VWR Scientific</td><td>BD309659</td><td></td></tr><tr><td>1.5 ml microcentrifuge tubes</td><td>VWR Scientific</td><td>89202-682</td><td></td></tr><tr><td>500 &amp;mu;l microcentrifuge tubes</td><td>VWR Scientific</td><td>21150-330</td><td></td></tr><tr><td>Scissors, stainless steel, 5&quot;</td><td>VWR Scientific</td><td>82027-586</td><td></td></tr><tr><td>500 ml plastic beaker</td><td>VWR Scientific</td><td>414004-149</td><td></td></tr><tr><td>Clean cloth wrap</td><td>Butler Schein</td><td>2993</td><td></td></tr><tr><td>Velcro tape, 0.75 in width</td><td>Monoprice</td><td>B004AF9II6</td><td>Hook and loop tape</td></tr><tr><td>Timer</td><td>VWR Scientific</td><td>62344-641</td><td></td></tr></tbody></table>

sampling blood from the lateral tail vein of the rat

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, proteins, and glucose, yet the composition of the blood is dynamically regulated and easily perturbed. One factor that can change the blood composition is the stress response triggered by the sampling procedure, which can contribute to variability in the measures of interest. Here we describe a procedure for blood sampling from the lateral tail vein in the rat. This procedure offers significant advantages over other more commonly used techniques. It permits rapid sampling with minimal pain or invasiveness, without anesthesia or analgesia. Additionally, it can be used to obtain large volume samples (upwards of 1 ml in some rats), and it may be used repeatedly across experimental days. By minimizing the stress response and pain resulting from blood sampling, measures can more accurately reflect the true basal state of the animal, with minimal influence from the sampling procedure itself.

Plasma de la sangre obtenida de la vena lateral de la cola como se describe en el protocolo da una muestra de plasma que era translúcida y de color amarillo pálido en apariencia. Como se muestra en la Figura 1, la hemólisis en una muestra imparte un tinte rojo a la plasma. La respuesta de estrés agudo puede alterar rápidamente la composición de la sangre. Por ejemplo, la concentración de corticosterona circulante puede aumentar notablemente dentro de 10 minutos de exposición factor de estrés, como se muestra en la Figura 2. Los bajos niveles basales de corticosterona obtenidos con este método antes de la exposición estresores revelan que el procedimiento de muestreo en sí no es una fuente significativa de estrés. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52766/52766fig1.jpg" /> Figura 1: se muestra el aspecto de la muestra (A) Una muestra hemolizada.. Después de la centrifugación, el plasma o suero capa (superficie indicada por la ar negrofila) aparece teñida de color rosa o rojo. Tintes más oscuros indican mayores niveles de hemólisis. (B) Después de la centrifugación, una muestra recogida correctamente tendrá un claro, aspecto amarillento a la banda superior (superficie indicada por la flecha negro), que corresponde a la del plasma no hemolizado o suero. Cuando la eliminación de esta capa, es importante para no molestar a la sangre entera subyacente, ya sea empujando la punta de la pipeta en toda la capa de sangre o por aspiración de algunos de toda la sangre en la punta. Cualquier plasma o suero contaminado con sangre entera deben desecharse. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52766/52766fig2.jpg" /> Figura 2: corticosterona plasma se eleva rápidamente después de una experiencia estresante Se obtuvo sangre de la vena lateral de la cola de ratas adultas Long-Evans hembra antes y 10 min tras la exposición a 4 tonos (10 seg, 2 kHz, 85 dB) co-terminación. con footshocks (1 seg, 350 mu). Corticosterona en plasma de sangre al inicio del estudio (290,4 ± 138,8 pg / ml) fue significativamente menor que los niveles observados 10 min después de la presentación de la tensión de descarga en las patas (2204,8 ± 454,5 pg / ml, p = 0,02, n = 4), según lo determinado por t pareada -test. *, P &lt;0,05

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Sampling Blood from the Lateral Tail Vein of the Rat

Blood samples are useful for assessing biomarkers of physiological states or disease in vivo. Here we describe the methodology to sample blood from the lateral tail vein in the rat. This method provides rapid samples with minimal pain and invasiveness.

Toma de muestras de sangre de la vena lateral de la cola de la rata

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, ...

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Research

JoVE Journal

Biology

102.4K vistas.  Massachusetts Institute of Technology. Blood samples are useful for assessing biomarkers of physiological states or disease in vivo. Here we describe the methodology to sample blood from the lateral tail vein in the rat. This method provides rapid samples with minimal pain and invasiveness.

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Drawing Blood from Rats through the Saphenous Vein and by Cardiac Puncture

Drawing blood from rodents is necessary for a large number of both in vitro and in vivo studies. Sites of blood draws are numerous in rodents: retro-orbital sinus, jugular vein, maxillary vein, saphenous vein, heart. Each technique has its advantages and disadvantages, and some are not approved any more in some countries (e.g., retro-orbital draws in Holland). A discussion of different techniques for drawing blood are available 1-3.
Here, we present two techniques for drawing blood from rats, each with its specific applications.
Blood draw from the saphenous vein, provided it is done properly, induces minimal distress in animals and does not require anesthesia. This technique allows repeated draws of small amounts of blood, such as needed for pharmacokinetic studies 4,5, determining plasma chemistry, or blood counts 6.
Cardiac puncture allows the collection of large amounts of blood from a single animal (up to 10 ml of blood can be drawn from a 150 g rat). This technique is therefore very useful as a terminal procedure when drawing blood from the saphenous would not provide a large enough sample. We use cardiac puncture when we need sufficient amounts of serum from a specific strain of rats to grow T lymphocyte lines in vitro 4-9.

Blood draws are necessary in a large number of studies, for example to study the pharmacokinetics profile of a compound. Here, we demonstrate how to draw blood from rats using two techniques: blood draw from the saphenous vein or by cardiac puncture.

La extracción de sangre de las ratas a través de la vena safena y por punción cardiaca

Drawing blood from rodents is necessary for a large number of both in vitro and in vivo studies. Sites of blood draws are numerous in rodents: ...

Investigación

Biología

Modified Blood Collection from Tail Veins of Non-anesthetized Mice with a Vacuum Blood Collection System and Eyeglass Magnifier

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. The tail veins of mice are small, and it is sometimes difficult to obtain the required blood volume by conventional puncture methods. This study investigates the superiority of repeated blood sample collection from tail veins of mice through use of a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier (experimental group) compared to conventional blood sampling methods (conventional group), performed by beginners and experts, respectively. With the help of an eyeglass magnifier, a butterfly needle tip is inserted into the tail vein of each mouse in the experimental group. When the vein is penetrated successfully, a blood sample is collected in the vacuum collection tube by insertion of the rubber end of a butterfly needle into the vacuum blood collection tube. The plunger is then used to collect blood without the help of the eyeglass magnifier in the conventional group. Success rates of blood sample collection by the beginners and experts were shown to be 70% vs. 100% (p &#60; 0.01) in the experimental group and 35% vs. 85% (p &#60; 0.01) in the conventional group. For both beginners and experts, puncture times required for obtaining required blood sample were significantly lower in the experimental group compared to the conventional group (2.40 &#177; 0.75 vs. 2.90 &#177; 0.31, p &#60; 0.05; 1.15 &#177; 0.37 vs. 1.55 &#177; 0.76, p &#60; 0.05). In conclusion, the presented blood sampling technique is feasible and easy to practice and enables frequent sampling of adequate blood volumes from non-anesthetized mice.&#160;

This study reports blood sampling from tail vein in mice using a vacuum extraction tube system with eyeglass magnifier. Our method is easy to practice and could be used for repeat blood sampling in mice.

Colección de sangre modificada de las venas de la cola de los ratones no anestesiados con un sistema de colección de sangre vacío y gafas lupa

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. ...

Comportamiento

Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the tail vein is thin so that it is sometimes hard to puncture. In addition, the tail vein has low blood flow and requires a long sampling time to get sufficient blood. The present report describes a simple blood sampling method, the vacuum blood collection method, which is usually used to obtain blood samples from patients, here used for non-anesthetized rats. The 22 G butterfly needle tip was inserted into one of the lateral tail veins approximately 2-3 cm from the tip of the tail at an angle of approximately 20&#176;, and blood was collected in the vacuum collection tube by inserting the rubber end of the butterfly needle into the vacuum blood collection tube. The present experimental results show that the success rate was 95% in the experimental group and 90% in the beginner group. The success rate and puncture times were similar between two groups. The sampling duration was significantly shorter in the experimental group compared to beginner group. In conclusion, this vacuum blood collection method for sequential blood sampling from the tail vein of non- anesthetized rats is feasible and easy-to-learn, which might serve as a reliable alternative to other conventionally used blood sampling techniques for rats.

Here, we describe a simple tail vein blood sampling method in non-anesthetized rats using a vacuum extraction tube system. This method reduces the risk of direct exposure to blood and simplifies taking multiple samples from a single venipuncture.

Repetidos de muestras de sangre de vena de la cola de las ratas no anestesiados con un sistema de colección de sangre vacío

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the ...

Medicina

Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful compared to other more aggressive methods such as retro-orbital plexus sample collection. However, this blood collection method is sometimes limited by an unsatisfactory success rate. Here, we introduce a method for blood collection through the subclavian vein puncture. The subclavian vein is located just under the clavicle and this vein is large enough to fulfill the volume requirements of blood collection. Our results show that this method is safe and applicable for blood collection sampling with the required blood volume. Blood collection through the subclavian vein puncture could serve as an alternative blood collection method in case of failed tail vein blood sampling in rats.

Here, we present a protocol to collect blood samples from the rat subclavian vein.

Punción de la vena subclavia como método alternativo de recogida de muestras de sangre en las ratas

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful ...

Extracción de líquido cefalorraquídeo y sangre de ratas con registro de EEG concurrente

Sampling Cerebrospinal Fluid and Blood from Lateral Tail Vein in Rats During EEG Recordings

Because the composition of body fluids reflects many physiological and pathological dynamics, biological liquid samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure molecules of interest, such as hormones, growth factors, proteins, or small non-coding RNAs. A specific example is the sampling of biological liquids in the research of biomarkers for epilepsy. In these studies, it is desirable to compare the levels of molecules in cerebrospinal fluid (CSF) and in plasma, by withdrawing CSF and plasma in parallel and considering the time distance of the sampling from and to seizures. The combined CSF and plasma sampling, coupled with video-EEG monitoring in epileptic animals, is a promising approach for the validation of putative diagnostic and prognostic biomarkers. Here, a procedure of combined CSF withdrawal from cisterna magna and blood sampling from the lateral tail vein in epileptic rats that are continuously video-EEG monitored is described. This procedure offers significant advantages over other commonly used techniques. It permits rapid sampling with minimal pain or invasiveness, and reduced time of anesthesia. Additionally, it can be used to obtain CSF and plasma samples in both tethered and telemetry EEG recorded rats, and it may be used repeatedly across multiple days of experiment. By minimizing the stress due to sampling by shortening isoflurane anesthesia, measures are expected to reflect more accurately the true levels of investigated molecules in biofluids. Depending on the availability of an appropriate analytical assay, this technique may be used to measure the levels of multiple, different molecules while performing EEG recording at the same time.

Autor destacado: Obtención de muestras de sangre y LCR de alta calidad para el descubrimiento de biomarcadores de epilepsia 

The protocol shows repeated cerebrospinal fluid and blood collections from epileptic rats performed in parallel with continuous video-electroencephalogram (EEG) monitoring. These are instrumental for exploring possible links between changes in various body fluid molecules and seizure activity.

Toma de muestras de líquido cefalorraquídeo y sangre de la vena lateral de la cola en ratas durante los registros de EEG

Because the composition of body fluids reflects many physiological and pathological dynamics, biological liquid samples are commonly obtained in many ...

Neurociencias

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to detect drug exposure. The rat blood sampling method determines the quality of the plasma and further affects the precision of the test results. The subclavian vein blood collection method described in this protocol collects blood samples repeatedly in the conscious state of animals to meet the needs of PK and TK tests. The skills of restraint handling and appropriate procedure of needle incision ensure the success rate of blood collection. It is easy to operate while ensuring the quality of plasma and at the same time catering to animal welfare. However, this method requires skilled operation, and an improper one may cause animal weakness, pain, lameness, and even mortality. The current method has been used in the testing facility for a 4-week oral toxicity study in Sprague Dawley (SD) rats with TK. The maximum amount of blood collected within 24 h did not exceed 20% of the animal's total blood. The animals' body weight was more than 200 g for males and females. The data showed that the animals' bodyweight increased steadily every week, and the clinical observation was normal after repetitive sample collection.

The present protocol describes a simple and efficient method for collecting blood from the subclavian vein in rats. It enables rapid, timely, and easily identifiable sampling without anesthesia and obtains high-quality blood through repetitive sample collection.

Muestreo repetitivo de sangre de la vena subclavia de rata consciente

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...

Estudio comparativo de las técnicas de extracción de sangre en ratas

Modified Tail Vein and Penile Vein Puncture for Blood Sampling in the Rat Model

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood collection in rats: the lateral tail vein puncture and the dorsal penile vein puncture, which offer significant advantages over other previously described techniques. This study shows that these two procedures allow for fast sampling (under 10 min) and yield sufficient blood volumes for most assays (202 &#956;L &#177; 67.7 &#956;L). The dorsal penile vein puncture must be done under anesthesia, whereas the lateral tail vein puncture can be done on a conscious, restrained animal.
Alternating these two techniques, therefore, enables blood draw in any situation. While it is always recommended for an operator to be assisted during a procedure to ensure animal welfare, these techniques require only a single operator, unlike most blood sampling methods that require two. Moreover, whereas these previously described methods (e.g., jugular stick, subclavian vein blood draw) require extensive prior training to avoid harm to or death of the animal, tail vein and dorsal penile vein puncture are rarely fatal. For all these reasons, and according to the context (e.g., for studies including male rats, during the perioperative or immediate postoperative period, for animals with thin tail veins), both techniques can be used alternately to enable repeated blood draws.

Autor destacado: Métodos de recolección de sangre dependientes del contexto en ratas 

Here, we present a protocol to offer rapid, easy, and reliable blood collection alternatives for the rat model. We describe three different blood sampling methods according to the context: tail vein puncture under anesthesia or on a conscious animal, and dorsal penile vein puncture under anesthesia.

Punción modificada de la vena de la cola y la vena del pene para el muestreo de sangre en el modelo de rata

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood ...

Toma de muestras de sangre de la vena lateral de la cola de la rata

Resumen

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Capítulos en este video

La extracción de sangre de las ratas a través de la vena safena y por punción cardiaca

Colección de sangre modificada de las venas de la cola de los ratones no anestesiados con un sistema de colección de sangre vacío y gafas lupa

Repetidos de muestras de sangre de vena de la cola de las ratas no anestesiados con un sistema de colección de sangre vacío

Punción de la vena subclavia como método alternativo de recogida de muestras de sangre en las ratas

Toma de muestras de líquido cefalorraquídeo y sangre de la vena lateral de la cola en ratas durante los registros de EEG

Toma de muestras de líquido cefalorraquídeo y sangre de la vena lateral de la cola en ratas durante los registros de EEG

Toma de muestras de líquido cefalorraquídeo y sangre de la vena lateral de la cola en ratas durante los registros de EEG

Muestreo repetitivo de sangre de la vena subclavia de rata consciente

Punción modificada de la vena de la cola y la vena del pene para el muestreo de sangre en el modelo de rata

Punción modificada de la vena de la cola y la vena del pene para el muestreo de sangre en el modelo de rata