אנו מודים וירג&#39;יניה דוהרטי וJunmei יאו לקבלת סיוע טכני. מחקר זה מומן על ידי NIMH (R01 MH084966), ומשרד המחקר של צבא ארה&quot;ב והמתקדמת ביטחון מחקרי הסוכנות (להעניק W911NF-10-1-0059) לבחביונת.

כל הניסויים נעשו שימוש בחולדות הארוך אוונס זכר בוגר. כל הנהלים בהתאם למוסד האמריקאי הלאומי לבריאות (NIH) מדריך לטיפול והשימוש בחי מעבדה ואושרו על ידי הוועדה המוסדית טיפול בבעלי חיים ושימוש במכון טכנולוגי של מסצ&#39;וסטס והטיפול בבעלי החיים ולמשרד סקירת שימוש ב USAMRMC. 1. הכנה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Heparinise קטטר ומזרק על ידי הצבת המחט מוגנות בהפרין המכיל 500 צינור μl (1,000 יחידות USP / מיליליטר) ולאחר מכן aspirating וגירוש פתרון הפרין דרך המחט. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף קטטר פרפר למזרק. שמור את המגן על המחט של קטטר כדי להגן על הקצה החד מנזק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לסגת נפח של הפרין שהוא מעט גדול יותר מנפח דם שייאסף. לנתק את המזרק ולמלא אותו באוויר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחדש לצרף את המזרק לקטטר ולהשתמש באוויר לגרש פתרון הפרין עודף; להבטיח רק כמויות זעירות להישאר בצינור, המחט, והמזרק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את צנתר סטרילי, עם המזרק עדיין מחובר, על משטח סטרילי. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במהירות לאבטח את העכברוש במטלית נקייה להבטיח כי קדמי וhindpaws נמצאים בעמדה נוחה והנשימה היא בלתי מוגבלת. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Secure לעטוף עם וו ולולאה; להבטיח שאברי מין חיצוניים אינם מכווצים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יש עוזר בעדינות ובתקיפות לרסן את העכברוש (בטן ובסיס הזנב) על משטח עבודה יציב עם הזנב תלוי מקצה הנגדי. </li></ol></li></ol> דגימת דם 2. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לטבול את הזנב במי 42 מעלות צלזיוס במשך 40-50 שניות להרחבת כלי דם ולייבש את הזנב עם מגבת נייר. אתר את וריד הזנב לדמם (לסובב את כל הגוף עם הזנב למנוע מסובב את הזנב). הערה: התחממות מספיקה של הזנב היא קריטית עבור collectio המהירn של דגימת דם. אם כלי הדם הוא מכווץ, מיקום נכון של הצנתר הוא קשה, וזרימת דם מופחתת בהרבה. כרית חימום יכולה לשמש כתחליף לטבילה במים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את נקודת הדגימה. הערה: העורק נמצא לאורך היבט אמצע הגב-הזנב; אל תשתמשו בזה לדגימה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקד או ורידי זנב שמאלה וימינה ששוכבים לרוחב לעורק. פיגמנטציה של הזנב, שמשתנה לפי זן ועולה עם גיל, עלולה לטשטש חלק מכלי הדם. מקד את חלק של הווריד בחלק התחתון של הזנב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נגב את אזור היעד עם תמיסת חיטוי chlorhexidine 2%. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ליצור לחץ שלילי במזרק וקטטר על ידי משיכת בוכנת מאפס עד כ -50 μl. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזק את הזנב בעדינות ובתקיפות ליד הקצה כדי לשמור על הזנב ישר לאורך אוסף מדגם. ודא שזרימת דם לא האפילה על ידי אחיזה הדוקה מדי.</li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאט לאט להכניס את הצנתר לווריד בזווית רדודה כ 5 סנטימטר מקצה הזנב. כאשר הווריד חדר, דם יזרום לקטטר. לאט לאט למשוך את הבוכנה של המזרק כדי לאסוף את הנפח הרצוי בקצב קבוע (~ 20 μl לשניות). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התייעץ עם צוות הוטרינרים לקבלת מידע על מרבי הדם שניתן לאסוף נפח. הסכום המרבי של דם שצריך להיות שנאסף תלוי במצב המשקל ובריאות של החולדה. אל תיסוג יותר מ -15% מכלל נפח דם בתקופה של 14 יום. הערה: הדם הוא הרבה יותר קשה לגבות מבעלי החיים שהדגישו בחריפות בדקות לפני לטעום אוסף בגלל הורמוני לחץ להצר כלי הדם. לדוגמא, העברת כלוב בבית של החולדה לחדר רומן, לוקח כמה דקות כדי לעטוף את החיה, או החדרה חוזרת ונשנית של הצנתר לוריד כל סיכוי לעורר תגובת לחץ אקוטית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להקל blooזרימת ד על ידי &#39;חליבה&#39; הווריד. הפעל את האצבע לאורכו של הווריד, מהבסיס לכיוון קצה הזנב, אבל להישאר יותר מ 2 סנטימטר מקצה המחט המוחדרת הצנתר או עשוי להיות שנעקר מהווריד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם דם לא יכול להיות שנאסף בהצלחה מהאתר הראשוני של חדירת צנתר, מחדש להכניס את המחט במעלה הווריד. אם הדם נאסף באתר הראשוני, מחדש חצים על המחט על ידי ניתוק וחיבור מחדש אז קטטר והמזרק לפני מחדש הכנסה בווריד. באופן כללי, למנוע חדירות נוספות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כחדירות מרובות יכולות לגרום לקריסת וריד זנב, שבו אספקת הדם לזנב מנותקת והרקמות הרכות הזנב הופכת necrotized, להרדים את העכברוש אם יש קריסת וריד זנב. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר נאות נפח דגימה שנאסף, לשחרר לחץ במזרק על ידי ניתוק וחיבור מחדש את הקטטר. לשאוב מעט באמצעות בוכנת המזרק (~ 50 &amp; #181; יב), ולמשוך את המחט מהווריד. הערה: אם המחט נסוגה מבלי לשחרר את הלחץ הראשון במזרק, דם לטפטף מהמחט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בקצרה להפעיל לחץ לאתר ההכנסה כדי לעצור את הדימום, ולנגב את האזור עם תמיסת חיטוי. להחזיר את החולדה לכלוב בבית שלה. </li></ol> 3. עיבוד דגימת הדם <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אוויר לשאוב כדי להבטיח שאין דם נשאר בתוך מחט קטטר, ולהשתמש במספריים לחתוך את צינור הצנתר בדיוק מעל המחט. לגרש את הדם לתוך צינור microcentrifuge 1.5 מיליליטר סטרילי. הערה: אם הדם נדחף דרך המחט, כוח הגז עלול לגרום לתאי דם אדומים להתפקע שיכול להפריע לרבי מבחני במורד הזרם. הסר את המחט, כדי למנוע המוליזה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאסוף פלזמה דם, צינורות שימוש המכילים EDTA כנוגד קרישה (כאן, להשתמש 10 μl של 0.1 מ &#39;EDTA ל200-400 μl דם; להבטיח הריכוז של EDTA המשמש לא מפריע wה- i assay במורד הזרם) ומניחים על קרח. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ספין דגימות דם כל ב2,100 XG בצנטריפוגה בקירור (4 מעלות צלזיוס) במשך 10 דקות בתוך 10 דקות של אוסף. Elute הפלזמה, הימנעות מפריע שכבות תאי דם האדומות ולבנה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לאסוף סרום דם, דגימות מקום (ללא נוגד קרישה) בטמפרטורת חדר למשך עד 30 דקות כדי לאפשר קרישה. ספין צינורות האיסוף בצנטריפוגה בקירור (4 מעלות צלזיוס) ב2,000 x גרם. הסרום עשוי אז להיות eluted. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגימות שימוש באופן מיידי, או בחנות ב -80 ° C עד שנה אחת. </li></ol>

<ol>
	<li>Vausort, M., Wagner, D. R., Devaux, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long+Noncoding+RNAs+in+Patients+with+Acute+Myocardial+Infarction.">Long Noncoding RNAs in Patients with Acute Myocardial Infarction.</a> Circ Res. 115 (7), 668-677 (2014).</li><li>Shah, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biomarkers+for+Early+Detection+of+Colorectal+Cancer+and+Polyps:+Systematic+Review.">Biomarkers for Early Detection of Colorectal Cancer and Polyps: Systematic Review.</a> Cancer Epidemiol Biomarkers Prev. 23 (9), 1712-1728 (2014).</li><li>Chan, M. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Applications+of+blood-based+protein+biomarker+strategies+in+the+study+of+psychiatric+disorders.">Applications of blood-based protein biomarker strategies in the study of psychiatric disorders.</a> Prog Neurobiol. , (2014).</li><li>Cao, L., Li, L., Lin, D., Zuo, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isoflurane+induces+learning+impairment+that+is+mediated+by+interleukin+1beta+in+rodents.">Isoflurane induces learning impairment that is mediated by interleukin 1beta in rodents.</a> PLoS One. 7 (12), e51431 (2012).</li><li>Culley, D. J., Baxter, M. G., Yukhananov, R., Crosby, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+impairment+of+acquisition+of+a+spatial+memory+task+following+isoflurane-nitrous+oxide+anesthesia+in+rats.">Long-term impairment of acquisition of a spatial memory task following isoflurane-nitrous oxide anesthesia in rats.</a> Anesthesiology. 100 (2), 309-314 (2004).</li><li>Vahl, T. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+analysis+of+ACTH+and+corticosterone+sampling+methods+in+rats.">Comparative analysis of ACTH and corticosterone sampling methods in rats.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 289 (5), E823-E828 (2005).</li><li>Kalinichenko, L. S., Koplik, E. V., Pertsov, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cytokine+profile+of+peripheral+blood+in+rats+with+various+behavioral+characteristics+during+acute+emotional+stress.">Cytokine profile of peripheral blood in rats with various behavioral characteristics during acute emotional stress.</a> Bull Exp Biol Med. 156 (4), 441-444 (2014).</li><li>McEwen, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+effects+of+stress+hormones+in+health+and+disease:+Understanding+the+protective+and+damaging+effects+of+stress+and+stress+mediators.">Central effects of stress hormones in health and disease: Understanding the protective and damaging effects of stress and stress mediators.</a> Eur J Pharmacol. 583 (2-3), 174-185 (2008).</li><li>Sanchez, A., Toledo-Pinto, E. A., Menezes, M. L., Pereira, O. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+norepinephrine+and+epinephrine+concentrations+in+adrenal+gland+of+the+rats+submitted+to+acute+immobilization+stress.">Changes in norepinephrine and epinephrine concentrations in adrenal gland of the rats submitted to acute immobilization stress.</a> Pharmacol Res. 48 (6), 607-613 (2003).</li><li>Meyer, R. M., Burgos-Robles, A., Liu, E., Correia, S. S., Goosens, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+ghrelin-growth+hormone+axis+drives+stress-induced+vulnerability+to+enhanced+fear.">A ghrelin-growth hormone axis drives stress-induced vulnerability to enhanced fear.</a> Mol Psychiatry. , (2013).</li><li>Knoll, A. T., Carlezon, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynorphin,+stress,+and+depression.">Dynorphin, stress, and depression.</a> Brain Res. 1314 (56-73), (2010).</li><li>Harvey, B. H., Brand, L., Jeeva, Z., Stein, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortical/hippocampal+monoamines,+HPA-axis+changes+and+aversive+behavior+following+stress+and+restress+in+an+animal+model+of+post-traumatic+stress+disorder.">Cortical/hippocampal monoamines, HPA-axis changes and aversive behavior following stress and restress in an animal model of post-traumatic stress disorder.</a> Physiol Behav. 87 (5), 881-890 (2006).</li></ol>

יש המחברים אין לחשוף.

כאן אנו מתארים הליך מהיר ופשוט לקבלת דגימת דם מעכברוש המציע יתרונות משמעותיים על פני טכניקות נפוצות אחרות. ראשית, היא אינה דורשת הרדמה, בניגוד לדגימה מוריד הצוואר או בסינוסים retroorbital. כאשר דגימות דם נאספות סביב נהלי התנהגות, ממשל של הרדמה הוא לא רצוי, כי זה יכול להפריע ללמידה וזכרון 4,5. שנית, היא מציעה את היכולת לאסוף כמויות דם גדולות יותר מאשר טכניקות venipuncture אחרות, כגון גבייה מורידי דוושת saphenous או גב. באמצעות עד 1.5 מיליליטר של דם הטכניקה המתוארת כאן, ניתן לגבות מחולדה בנקודת זמן אחת, נפח שמאפשר בקלות מבחני מרובים כדי להפעיל במקביל. לבסוף, הליך זה מקטין את הפוטנציאל לנזק לרקמות בהשוואה לקטיעת קצה זנב או דימום retroorbital. השימוש בהליך זה מאפשר תאימות עם W בעלי החייםelfare חוק והמדריך לטיפול והשימוש בחי מעבדה, אשר דורש מזעור הכאב והמצוקה שנובע מהנהלים מעבדה שבוצעו על בעלי חיים. מומלץ כי חוקרים חדשים לשיטה זו לתרגל טכניקות איפוק ודימום זנב כדי למזער את הזמן שחיות ניסוי מרוסנות. דם שנאסף בפחות מ 3 דקות מפתיחת האיפוק מספק תוצאות אופטימליות. הפרוטוקול המתואר כאן עשוי לשמש לדגימת 1 עד 4 פעמים בשבוע, אך לא יותר מפעמיים ביום. בעוד אוספי דם חוזרים ונשנים עשויות להתבצע, יש להשתמש באתרי דגימה שונים נעו כלפי מעלה מבסיס הזנב, והוורידים זנב שמאלה וימינה צריכים להיות לסירוגין כאתרי דגימה. סך נפח הדם של מכרסמים הוא 6-7% ממשקל גופם, ולא יותר מ -15% מכלל נפח הדם צריכים להיות שנאספו בתקופה 2 בשבוע. סרוםאו פלזמה מהווה כ 40-60% מנפח הדגימה שנאסף. דגימת דם דרך ורידי זנב לרוחב עשויה גם להתבצע בעכבר כפי שמתוארת כאן עם כמה שינויים קלים. ראשית, ניתן להשתמש בצנתרים רק מד קטן (27 G). שנית, זה מומלץ להשתמש עוצר צינור, ולא לעטוף, כדי לשתק את העכברים. נפח דם שניתן לקבל מהעכבר באמצעות venipuncture של חבילת כלי דם submandibular (200-500 μl) הוא גדול יותר מאשר ניתן לאסוף בבטחה מוריד הזנב (200 מרבי μl). בגלל דגימת דם מכלי הדם הצרור submandibular דורשת איפוק מינימאלי ועשויה להניב יותר דם, זה המסלול המועדף לדגימה בעכבר. המהירות שבה הליך זה עשויה להתבצע, יחד עם הטבע פולשנית שלה, גם ממזערת את ההפרעה הפוטנציאלית של אמצעים המבוסס על דם על ידי תגובת הלחץ האקוטית 6.תגובת לחץ אקוטית יכולה לשנות את הרמות במחזור של מולקולות רבות, כוללים אינטרלויקינים וגורמי חיסון פעילים אחרים 7, הורמונים של ציר ההיפותלמוס-יותרת המוח-יותרת הכליה 8, הורמונים במערכת העצבים הסימפתטית 9, גרלין 10, אופיואידים אנדוגני 11, דופמין, ו סרוטונין 12. אם צעדי מנוחה במחזור של מולקולות או אחרים אלה מוסדרים על ידי מולקולות אלה רצויים, חשוב למזער את תגובת הלחץ, אשר מופעלת בתוך מעט ככל דקות של תחילת חשיפת לחץ. תגובות דחק לא רק לשנות את ההרכב של הדם, אלא גם מהוות מכשול טכני לדגימה בגלל ההתכווצות של כלי דם דם באמצעות כונן מוגבר ממערכת העצבים הסימפתטית. הוא הופך להיות קשה להשיג הגדלת זרימת דם יציבה מעכברוש שגובר תגובת לחץ אקוטית. לכן, המצוקה של בעלי החיים חייבת להיות מיניםized כדי להשיג במהירות דגימות המשקפות את המצב הפיזיולוגי של עניין.

סמנים ביולוגיים המתקבלים מהדם לספק שימושי אבחון, חיזוי, ויצרו רבדי אמצעים בהקשרים רבים קליניים, כולל מחלות לב וכלי דם 1, מדעי סרטן 2, ומחלה פסיכיאטרית 3. גם הם עשויים לשמש במדע בסיסי על מנת להעריך את &quot;המדינה&quot; של האורגניזם, כולל התואר של רעב, דלקת, או בהווה לחץ. יכולים להיות מושפעים בצעדים כאלה על ידי משתנים שעשויות או לא עשוי להיות קריטי לשאלה של עניין, כולל את השעה ביום שהמדגם מתקבל והמגדר של הנושאים. גם זה יכול להיות מושפע מהלחץ המושרה במהלך הליכי דגימת הדם עצמו. הורמוני לחץ ותפיסת כאב יכולים במהירות לשנות את ההרכב של הדם. מכרסמים הם חיות מעבדה הנפוצה ביותר, ומספר שיטות פותחו לאיסוף דם. השיטה האידיאלית של דגימת דם צריכה physiologica המינימליהשפעת l על בעלי החיים, לא דורשת הרדמה, מאפשרת דגימה מהירה וחזרה, ולספק מספיק נפח דם ליישומים במורד הזרם רבים. טכניקות העממיות לאיסוף דם כגון צנתור של קטיעת קצה וריד או זנב הצוואר אינו עומדים בקריטריונים אלה. המטרה של פרוטוקול זה היא לתאר טכניקת דגימת דם לשימוש בחולדות שהן מינימאלי מלחיץ, אינו דורשת הרדמה, מאפשרת לאוספים דם מרובים בנושא אחד, ומספקת גדול יחסית מדגם כך שמבחנים מרובים ניתן לבצע נפח על מדגם יחיד. מטרתה של שיטה זו היא להשיג דגימות דם שמושפעות באופן מינימאלי על ידי תגובת לחץ האקוטית.

<table><tbody><tr><td>Sodium heparin (1,000 USP units/ml)</td><td>Patternson Veterinary Supply</td><td>25021040010</td><td></td></tr><tr><td>Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA)</td><td>JT Taylor</td><td>JT2020-01</td><td></td></tr><tr><td>Dermachlor rinse-chlorhexadine</td><td>Butler Schein</td><td>6356</td><td>Topical antiseptic solution, 2% chlorhexidine gluconate</td></tr><tr><td>SURFLO Winged Infusion Sets, Terumo, butterfly catheters</td><td>VWR Scientific</td><td>TESV25BLK</td><td></td></tr><tr><td>BD Tuberculin 1 cc syringes</td><td>VWR Scientific</td><td>BD309659</td><td></td></tr><tr><td>1.5 ml microcentrifuge tubes</td><td>VWR Scientific</td><td>89202-682</td><td></td></tr><tr><td>500 &amp;mu;l microcentrifuge tubes</td><td>VWR Scientific</td><td>21150-330</td><td></td></tr><tr><td>Scissors, stainless steel, 5&quot;</td><td>VWR Scientific</td><td>82027-586</td><td></td></tr><tr><td>500 ml plastic beaker</td><td>VWR Scientific</td><td>414004-149</td><td></td></tr><tr><td>Clean cloth wrap</td><td>Butler Schein</td><td>2993</td><td></td></tr><tr><td>Velcro tape, 0.75 in width</td><td>Monoprice</td><td>B004AF9II6</td><td>Hook and loop tape</td></tr><tr><td>Timer</td><td>VWR Scientific</td><td>62344-641</td><td></td></tr></tbody></table>

sampling blood from the lateral tail vein of the rat

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, proteins, and glucose, yet the composition of the blood is dynamically regulated and easily perturbed. One factor that can change the blood composition is the stress response triggered by the sampling procedure, which can contribute to variability in the measures of interest. Here we describe a procedure for blood sampling from the lateral tail vein in the rat. This procedure offers significant advantages over other more commonly used techniques. It permits rapid sampling with minimal pain or invasiveness, without anesthesia or analgesia. Additionally, it can be used to obtain large volume samples (upwards of 1 ml in some rats), and it may be used repeatedly across experimental days. By minimizing the stress response and pain resulting from blood sampling, measures can more accurately reflect the true basal state of the animal, with minimal influence from the sampling procedure itself.

פלזמה דם שנאסף מוריד הזנב לרוחב כפי שתוארו בפרוטוקול נותנת מדגם פלזמה שהיה שקוף וצהוב חיוור בהופעה. כפי שניתן לראות באיור 1, המוליזה במדגם מקנה גוון אדום לפלזמה. תגובת הלחץ האקוטית יכולה במהירות לשנות את ההרכב של דם. לדוגמא, ריכוז corticosterone במחזור יכול להגדיל במידה ניכרת תוך 10 דקות של חשיפת לחץ, כפי שמוצג באיור 2. הרמות בסיסיות הנמוכה של corticosterone מתקבלות בשיטה זו לפני לחץ חשיפה עולות כי הליך הדגימה עצמו אינו מקור משמעותי של מתח. <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/52766/52766fig1.jpg" /> איור 1:. מדגם מראה לדוגמא () hemolyzed מוצג. לאחר צנטריפוגה, פלזמה או שכבת סרום (המשטח שצוין על ידי ar השחורשורה) מופיעה עם גוון ורוד או אדום. גוונים כהים יותר מצביעים על רמות גבוהות יותר של המוליזה. (ב) לאחר צנטריפוגה, מדגם שנאסף כראוי יהיה מראה ברור, צהבהב לרצועה העליונה (המשטח המסומן בחץ השחור), אשר תואמת את הפלזמה או בסרום-hemolyzed שאינו. בעת הסרת שכבה זו, חשוב לא להפריע את כל הדם הבסיסי, או על ידי לחיצה על קצה פיפטה לכל שכבת הדם או על ידי aspirating חלק מכל הדם לתוך הקצה. כל פלזמה או בסרום מזוהם עם כל דם צריכה להיות מושלכת. <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/52766/52766fig2.jpg" /> איור 2: corticosterone פלזמה הוא גבוה במהירות הבאה חוויה מלחיצה הדם התקבל מוריד הזנב לרוחב של חולדות ארוך אוונס נקבה בוגרות לפני 10 דקות ולאחר חשיפה ל4 גוונים (10 שניות, 2 kHz, 85 dB) שיתוף מסתיים. עם footshocks (1 שניות, 350 מיקרו-אמפר). corticosterone הפלזמה דם בתחילת המחקר (290.4 ± 138.8 pg / ml) היה פחות משמעותי מהרמות שנצפו 10 דקות לאחר הצגה של מתח footshock (2,204.8 ± 454.5 pg / ml, p = 0.02, n = 4), כפי שנקבע על ידי לא לזווג -test. * P &lt;0.05

Watch this Scientific Journal Video about Sampling Blood from the Lateral Tail Vein of the Rat at JoVE.com

Sampling Blood from the Lateral Tail Vein of the Rat

Blood samples are useful for assessing biomarkers of physiological states or disease in vivo. Here we describe the methodology to sample blood from the lateral tail vein in the rat. This method provides rapid samples with minimal pain and invasiveness.

דגימת דם מוריד הזנב לרוחב של העכברוש

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, ...

sampling-blood-from-the-lateral-tail-vein-of-the-rat

Research

JoVE Journal

Biology

102.4K Views.  Massachusetts Institute of Technology. Blood samples are useful for assessing biomarkers of physiological states or disease in vivo. Here we describe the methodology to sample blood from the lateral tail vein in the rat. This method provides rapid samples with minimal pain and invasiveness.

Video: Sampling Blood from the Lateral Tail Vein of the Rat

Drawing Blood from Rats through the Saphenous Vein and by Cardiac Puncture

Drawing blood from rodents is necessary for a large number of both in vitro and in vivo studies. Sites of blood draws are numerous in rodents: retro-orbital sinus, jugular vein, maxillary vein, saphenous vein, heart. Each technique has its advantages and disadvantages, and some are not approved any more in some countries (e.g., retro-orbital draws in Holland). A discussion of different techniques for drawing blood are available 1-3.
Here, we present two techniques for drawing blood from rats, each with its specific applications.
Blood draw from the saphenous vein, provided it is done properly, induces minimal distress in animals and does not require anesthesia. This technique allows repeated draws of small amounts of blood, such as needed for pharmacokinetic studies 4,5, determining plasma chemistry, or blood counts 6.
Cardiac puncture allows the collection of large amounts of blood from a single animal (up to 10 ml of blood can be drawn from a 150 g rat). This technique is therefore very useful as a terminal procedure when drawing blood from the saphenous would not provide a large enough sample. We use cardiac puncture when we need sufficient amounts of serum from a specific strain of rats to grow T lymphocyte lines in vitro 4-9.

Blood draws are necessary in a large number of studies, for example to study the pharmacokinetics profile of a compound. Here, we demonstrate how to draw blood from rats using two techniques: blood draw from the saphenous vein or by cardiac puncture.

ציור דם מן החולדות דרך וריד Saphenous ועל ידי נקר לב

Drawing blood from rodents is necessary for a large number of both in vitro and in vivo studies. Sites of blood draws are numerous in rodents: ...

Modified Blood Collection from Tail Veins of Non-anesthetized Mice with a Vacuum Blood Collection System and Eyeglass Magnifier

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. The tail veins of mice are small, and it is sometimes difficult to obtain the required blood volume by conventional puncture methods. This study investigates the superiority of repeated blood sample collection from tail veins of mice through use of a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier (experimental group) compared to conventional blood sampling methods (conventional group), performed by beginners and experts, respectively. With the help of an eyeglass magnifier, a butterfly needle tip is inserted into the tail vein of each mouse in the experimental group. When the vein is penetrated successfully, a blood sample is collected in the vacuum collection tube by insertion of the rubber end of a butterfly needle into the vacuum blood collection tube. The plunger is then used to collect blood without the help of the eyeglass magnifier in the conventional group. Success rates of blood sample collection by the beginners and experts were shown to be 70% vs. 100% (p &#60; 0.01) in the experimental group and 35% vs. 85% (p &#60; 0.01) in the conventional group. For both beginners and experts, puncture times required for obtaining required blood sample were significantly lower in the experimental group compared to the conventional group (2.40 &#177; 0.75 vs. 2.90 &#177; 0.31, p &#60; 0.05; 1.15 &#177; 0.37 vs. 1.55 &#177; 0.76, p &#60; 0.05). In conclusion, the presented blood sampling technique is feasible and easy to practice and enables frequent sampling of adequate blood volumes from non-anesthetized mice.&#160;

This study reports blood sampling from tail vein in mice using a vacuum extraction tube system with eyeglass magnifier. Our method is easy to practice and could be used for repeat blood sampling in mice.

איסוף ששונה דם מן הוורידים הזנב של עכברים שאינם מרדימים עם מערכת איסוף הדם ואקום, זכוכית מגדלת מוכספת

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. ...

Behavior

Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the tail vein is thin so that it is sometimes hard to puncture. In addition, the tail vein has low blood flow and requires a long sampling time to get sufficient blood. The present report describes a simple blood sampling method, the vacuum blood collection method, which is usually used to obtain blood samples from patients, here used for non-anesthetized rats. The 22 G butterfly needle tip was inserted into one of the lateral tail veins approximately 2-3 cm from the tip of the tail at an angle of approximately 20&#176;, and blood was collected in the vacuum collection tube by inserting the rubber end of the butterfly needle into the vacuum blood collection tube. The present experimental results show that the success rate was 95% in the experimental group and 90% in the beginner group. The success rate and puncture times were similar between two groups. The sampling duration was significantly shorter in the experimental group compared to beginner group. In conclusion, this vacuum blood collection method for sequential blood sampling from the tail vein of non- anesthetized rats is feasible and easy-to-learn, which might serve as a reliable alternative to other conventionally used blood sampling techniques for rats.

Here, we describe a simple tail vein blood sampling method in non-anesthetized rats using a vacuum extraction tube system. This method reduces the risk of direct exposure to blood and simplifies taking multiple samples from a single venipuncture.

חזר על איסוף דם של וריד הזנב של חולדות שאינם מרדימים עם מערכת איסוף דם ואקום

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the ...

Medicine

Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful compared to other more aggressive methods such as retro-orbital plexus sample collection. However, this blood collection method is sometimes limited by an unsatisfactory success rate. Here, we introduce a method for blood collection through the subclavian vein puncture. The subclavian vein is located just under the clavicle and this vein is large enough to fulfill the volume requirements of blood collection. Our results show that this method is safe and applicable for blood collection sampling with the required blood volume. Blood collection through the subclavian vein puncture could serve as an alternative blood collection method in case of failed tail vein blood sampling in rats.

Here, we present a protocol to collect blood samples from the rat subclavian vein.

בריחי וריד לנקב כאמצעי חלופי של איסוף דגימת דם בחולדות

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful ...

נוזל מוחי ונסיגת דם מחולדות עם רישום EEG במקביל

Sampling Cerebrospinal Fluid and Blood from Lateral Tail Vein in Rats During EEG Recordings

Because the composition of body fluids reflects many physiological and pathological dynamics, biological liquid samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure molecules of interest, such as hormones, growth factors, proteins, or small non-coding RNAs. A specific example is the sampling of biological liquids in the research of biomarkers for epilepsy. In these studies, it is desirable to compare the levels of molecules in cerebrospinal fluid (CSF) and in plasma, by withdrawing CSF and plasma in parallel and considering the time distance of the sampling from and to seizures. The combined CSF and plasma sampling, coupled with video-EEG monitoring in epileptic animals, is a promising approach for the validation of putative diagnostic and prognostic biomarkers. Here, a procedure of combined CSF withdrawal from cisterna magna and blood sampling from the lateral tail vein in epileptic rats that are continuously video-EEG monitored is described. This procedure offers significant advantages over other commonly used techniques. It permits rapid sampling with minimal pain or invasiveness, and reduced time of anesthesia. Additionally, it can be used to obtain CSF and plasma samples in both tethered and telemetry EEG recorded rats, and it may be used repeatedly across multiple days of experiment. By minimizing the stress due to sampling by shortening isoflurane anesthesia, measures are expected to reflect more accurately the true levels of investigated molecules in biofluids. Depending on the availability of an appropriate analytical assay, this technique may be used to measure the levels of multiple, different molecules while performing EEG recording at the same time.

מחבר זרקור: השגת CSF באיכות גבוהה ודגימות דם לגילוי סמנים ביולוגיים לאפילפסיה 

The protocol shows repeated cerebrospinal fluid and blood collections from epileptic rats performed in parallel with continuous video-electroencephalogram (EEG) monitoring. These are instrumental for exploring possible links between changes in various body fluid molecules and seizure activity.

דגימת נוזל מוחי ודם מווריד זנב לטרלי בחולדות במהלך רישומי EEG

Because the composition of body fluids reflects many physiological and pathological dynamics, biological liquid samples are commonly obtained in many ...

Neuroscience

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to detect drug exposure. The rat blood sampling method determines the quality of the plasma and further affects the precision of the test results. The subclavian vein blood collection method described in this protocol collects blood samples repeatedly in the conscious state of animals to meet the needs of PK and TK tests. The skills of restraint handling and appropriate procedure of needle incision ensure the success rate of blood collection. It is easy to operate while ensuring the quality of plasma and at the same time catering to animal welfare. However, this method requires skilled operation, and an improper one may cause animal weakness, pain, lameness, and even mortality. The current method has been used in the testing facility for a 4-week oral toxicity study in Sprague Dawley (SD) rats with TK. The maximum amount of blood collected within 24 h did not exceed 20% of the animal's total blood. The animals' body weight was more than 200 g for males and females. The data showed that the animals' bodyweight increased steadily every week, and the clinical observation was normal after repetitive sample collection.

The present protocol describes a simple and efficient method for collecting blood from the subclavian vein in rats. It enables rapid, timely, and easily identifiable sampling without anesthesia and obtains high-quality blood through repetitive sample collection.

דגימת דם חוזרת מהווריד הסובקלבי של חולדה מודעת

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...

מחקר השוואתי של טכניקות איסוף דם בחולדות

Modified Tail Vein and Penile Vein Puncture for Blood Sampling in the Rat Model

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood collection in rats: the lateral tail vein puncture and the dorsal penile vein puncture, which offer significant advantages over other previously described techniques. This study shows that these two procedures allow for fast sampling (under 10 min) and yield sufficient blood volumes for most assays (202 &#956;L &#177; 67.7 &#956;L). The dorsal penile vein puncture must be done under anesthesia, whereas the lateral tail vein puncture can be done on a conscious, restrained animal.
Alternating these two techniques, therefore, enables blood draw in any situation. While it is always recommended for an operator to be assisted during a procedure to ensure animal welfare, these techniques require only a single operator, unlike most blood sampling methods that require two. Moreover, whereas these previously described methods (e.g., jugular stick, subclavian vein blood draw) require extensive prior training to avoid harm to or death of the animal, tail vein and dorsal penile vein puncture are rarely fatal. For all these reasons, and according to the context (e.g., for studies including male rats, during the perioperative or immediate postoperative period, for animals with thin tail veins), both techniques can be used alternately to enable repeated blood draws.

מחבר זרקור: שיטות איסוף דם תלויות הקשר בחולדות 

Here, we present a protocol to offer rapid, easy, and reliable blood collection alternatives for the rat model. We describe three different blood sampling methods according to the context: tail vein puncture under anesthesia or on a conscious animal, and dorsal penile vein puncture under anesthesia.

וריד זנב שונה וניקוב ורידים פין לדגימת דם במודל החולדה

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood ...

דגימת דם מוריד הזנב לרוחב של העכברוש

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

ציור דם מן החולדות דרך וריד Saphenous ועל ידי נקר לב

איסוף ששונה דם מן הוורידים הזנב של עכברים שאינם מרדימים עם מערכת איסוף הדם ואקום, זכוכית מגדלת מוכספת

חזר על איסוף דם של וריד הזנב של חולדות שאינם מרדימים עם מערכת איסוף דם ואקום

בריחי וריד לנקב כאמצעי חלופי של איסוף דגימת דם בחולדות

דגימת נוזל מוחי ודם מווריד זנב לטרלי בחולדות במהלך רישומי EEG

דגימת נוזל מוחי ודם מווריד זנב לטרלי בחולדות במהלך רישומי EEG

דגימת נוזל מוחי ודם מווריד זנב לטרלי בחולדות במהלך רישומי EEG

דגימת דם חוזרת מהווריד הסובקלבי של חולדה מודעת

וריד זנב שונה וניקוב ורידים פין לדגימת דם במודל החולדה

וריד זנב שונה וניקוב ורידים פין לדגימת דם במודל החולדה