تمويل أبحاث الكلى من المملكة المتحدة، والكلية الملكية للجراحين في ادنبره والجمعية الأوروبية لزراعة الأعضاء دعمت هذه الدراسة.

يجب أن تكون الأخلاق المؤسسية الوطنية والمحلية المناسبة في المكان قبل تنفيذ التجارب على الحيوانات. وتحديدا في المملكة المتحدة أجريت التجارب التالية تحت الحيوانات (الإجراءات العلمية) قانون 1986. أين هما microsurgeons المتاحة للعمل في وقت واحد الجراح المانحة يجب تنفيذ الخطوات 1،1-1،16 ثم 3،1-3،5، بينما الجراح يقوم المتلقي 2،1-2،8 . لمشغل واحد الخطوات يمكن اتباعها بالتسلسل. 1. المانحة إعداد ملاحظة: الإجراء المقدمة هنا هو لالمانحة C57BL / 6 BM12 والمتلقي C57BL / 6 الفئران الذكور الذين تتراوح أعمارهم بين 8 إلى 16 أسابيع من العمر مع وزن الجسم أكبر من 20 غراما. بيد أن هذا الإجراء لا يمكن أن يؤديها بتكاثر على مجموعة متنوعة من سلالات الماوس. تم الحصول على البيانات المقدمة في قسم نتائج ممثلة من C57BL / 6، C57BL / 6 BM12 وBALB / ج الفئران. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراءات سير النقيبز الأدوات الجراحية المعقمة والمواد الاستهلاكية (تعقيمها)، مع المساعي للحفاظ على منطقة التشغيل معقمة قدر الإمكان. أداء إعداد المانحين بالتزامن مع إعداد المتلقي إذا نوعان من الجراحين المتاحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الفأر مع حقنة داخل الصفاق (31G إبرة) من medetomidine (0.5 ملغ / كلغ) والكيتامين هيدروكلوريد (200 ملغ / كغ). هذه النتائج في طائرة التخدير التي يتم الاحتفاظ لمدة 4 ساعة توفير ما يكفي من الوقت لإجراء العملية كلها التي يتعين القيام بها. التخدير التكميلي ليست ضرورية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكد من أن الفأر هو إفقاد إحساس (أي استجابة لقرصة أخمص قدميه). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حلق البطن الماوس وإزالة أي الشعر فضفاض مع شريط لاصق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس على ظهرها على حصيرة ساخنة رايات sterilely وفضفاضة لشل حركة أطرافه مع معقم اخفاء الشريط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مراقبة الماوس في جميع أنحاء الداخلي للحروق الحرارية. إذا أمكن استخدام مصدر حرارة غير كهربائي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق مواد التشحيم العين وساnitize جدار البطن بمحلول مخفف من اليود. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل شق خط الوسط في البطن لدخول التجويف البريتوني وإدراج 3 سم Calibri ضام البطن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق المالحة استعد للحفاظ على الأمعاء ومنطقة الجراحية رطبة وتجنب تجفيف لزوم لها من الأحشاء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغطية الماوس مع الستائر معقمة وتحريك الأمعاء إلى اليسار المشغل (يمين الماوس) لفضح الشريان الأبهر، الوريد الأجوف والكلية اليسرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق forcep صعد إلى المعدة وسحب متفوق لفضح السفن الكبرى والكلية اليسرى بالكامل. حزمة مسحات معقمة رطبة (2 ملم × 2 ملم) في البطن لسحب الأنسجة بعيدا عن المنطقة الجراحية، مثل فصوص الكبد، والحويصلات المنوية، والأمعاء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عزل الكلية اليسرى من adventia المحيطة والدهون والغدة الكظرية اليسرى في التجويف البريتوني عن طريق تشريح بصراحة النسيج الضام باستخدام ملقط غيض غرامة. وضع نصائح مغلقة من ملقط بين المناطق التي شمال شرقإد لفصلها والسماح ببطء نصائح forcep لفتح لتشريح الفضاء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عزل الوريد الكلوي الأيسر من ligating ثم تقسيم اليسار الوريد الكظرية والغدد التناسلية مع ترك الوريد 9 / O النايلون. وضع خياطة قريبة من الوريد الكلوي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Ligate وتقسيم الحالب مع 7 / O الحرير خياطة قريبة من المثانة ترك خياطة تنتهي طويلة. وسوف تستخدم هذه الغايات خياطة طويلة عندما يتم حصاد الكلى والتي تكون ضرورية لمفاغرة الحالب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعبئة وتشريح الشريان الأورطي بالكامل والوريد الأجوف متفوق وأدنى من الشريان والوريد الكلوي استخدام ملقط غيض غرامة لتشريح بصراحة الأوعية اللمفاوية والدهون من الأمام والجانبين من السفن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> العثور على طائرة الأنسجة بين الشريان الأبهر والوريد الأجوف وتنتشر ببطء ملقط. فتح ببطء نصائح من الرؤوس ملقط غرامة لنشر الأنسجة مع الحد الأدنى من الصدمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ربط فضفاضة 7 / O الحرير حول الشريان الأورطي متميز وأقل شأنا من الشريان الكلوي عن طريق تمرير غرامة الزاويةالملقط تلميح حول الجزء الخلفي من السفن ورسم خياطة من خلال. سيتم تشديد هذه الغرز قبل استرجاع الكلى للسماح نضح الوراء من جامعة ويسكونسن الحل. </li></ol> 2. مستلم إعداد وفقا لمتابعة إعداد المانحة الخطوات 1،2-1،8. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحريك الأمعاء إلى اليمين المشغل (يسار الماوس) لفضح الشريان الأبهر، الوريد الأجوف. تغطية الأمعاء مع ملحي معقم غارقة مسحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء استئصال الكلية اليمنى بواسطة ligating الشريان الكلوي الأيمن والوريد مع 7/0 الحرير خياطة ثم تقسيم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Ligate الحالب الأيمن مع 7 / O خياطة الحرير والانقسام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعبئة وتشريح الشريان الأورطي بالكامل والوريد الأجوف السفلي إلى الشريان الكلوي والوريد كما هو موضح في الخطوة 1.14 و 1.15. ضمان تشريح كامل بين الشريان الأبهر والوريد الأجوف. العناية للحفاظ على الشريان المنوي الداخلي الذي يمتد الأمامي إلى الوريد الأجوف وaortوجنبا إلى جنب مع حزمة اللمفاوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد السفن قطني تعمل في الحيز خلف الصفاق من الوريد الأجوف والوريد إلى العمود الفقري، مع ligate 9 / O الحرير في الاستمرارية، وليس هناك حاجة لتقسيم السفن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد مساحة كافية لوضع المشابك الاوعية الدموية الدقيقة مع الفضاء بين لanastomoses الأوعية الدموية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدارة الهيبارين عن طريق الحقن الوريدي (5 وحدات) عن طريق الوريد الظهري القضيب. </li></ol> 3. المانحة الكلى استرجاع تشديد العلاقات الحرير 7 / O التي وضعت حول الشريان الأورطي أدنى وأعلى لعزل الكلى من التداول الشرياني. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لبث الوراء الباردة 0،2-0،5 مل من جامعة ويسكونسن حل مع إبرة (31G) في الشريان الأورطي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقسيم الشريان الأورطي داخل الغرز وتقسيم الوريد الكلوي في تقاطع مع الوريد الأجوف لإزالة الكلى والشريان الكلوي بطول الشريان الأبهر. تقسيم السفن أسفل الظهر الناتجة عن الشريان الأبهر، إذا كانت موجودة، ثithout ربط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الكلى في المياه المالحة الباردة على مسحة معقمة في صحن الثقافة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الموت ببطء الماوس المانحة خلع عنق الرحم. </li></ol> 4. زرع الكلى - إعداد الكلى <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تهيئة التصحيح الأبهر بقسمة جدار الشريان الأورطي طوليا مباشرة قبالة الشريان الكلوي. تحديد أي شمعة سفينة في التصحيح التي يجب تجنبها و ligated أو عند إجراء مفاغرة شريانية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع خياطة 10 / O من الخارج إلى داخل التجويف الوريد الكلوي متفوق وخياطة منفصلة الثانية دون المستوى. الغرز المستخدمة لتقسيم الوريد الكظرية والغدد التناسلية الوريد يمكن استخدامها لتوجيه السفينة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الكلى في الجهة اليمنى من المتلقي (الشكل 1.1)، وضمان وضع الغرز جيدا لضمان anastomoses الأوعية الدموية يمكن أن تكتمل دون أن تصبح خيوط تتشابك في مسحات أو غيرها من الصكوك. </li></ol> 5. الكلى Transplanالكساء - التحام الأوعية الدموية تطبيق المشابك الاوعية الدموية الدقيقة الأولى دون المستوى ثم متفوق تشمل الوريد الأجوف والشريان الأورطي. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل ventomy بإبرة (31G) من خلال ثقب في الجدار الأمامي من الوريد الأجوف. تدفق الدم من الوريد الأجوف عن طريق ضخ ما يقرب من 50 ميكرولتر من كلوريد الصوديوم 0.9٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توسيع فصد باستخدام ملقط غيض غرامة من خلال فتح لهم داخل فصد بحيث يكون طول ما يعادل قطر الوريد الكلوي المانحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع خياطة متفوقة 10 / O (التي هي بالفعل في تجويف الوريد الكلوي) لأول مرة في ذروة فصد (الشكل 1.2) والانضمام إلى الجدار الخلفي للمفاغرة في خياطة تشغيل حتى يتم الوصول إلى قمة أدنى (الشكل 1.3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع 10 / O خياطة رديئة وربطة عنق أولا مع عقدة واحدة (الشكل 1.4) ثم ادراك التعادل لخياطة يمتد من الحائط الخلفي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام خياطة أدنى خلق وول الأماميلتر من مفاغرة (الشكل 1.5) مع خياطة تشغيل وربطة عنق حتى نهاية خياطة متفوقة على قمة أعلى (الشكل 1.6). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إنشاء بضع الأبهر عن طريق التقاط جدار الشريان الأورطي مع ملقط وقطع التصحيح بيضاوي الشكل مع مقص (ما يقرب من بضع الأبهر يجب أن تكون خمس محيط الشريان الأورطي وثلاث مرات لمعة الشريان الكلوي في الطول). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع 10 / O خياطة عند نقطة متفوقة من التصحيح الأبهر من الخارج إلى الداخل (الشكل 1.7) ويمر عبر الشريان الأورطي إلى التعادل خارج الأوعية في ذروة أعلى من بضع الأبهر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إنشاء مفاغرة شريانية مع خياطة تبدأ تشغيل متفوق (الشكل 1.8) anastomosing التصحيح المانحة إلى الشريان الأورطي المتلقي، والحرص على عدم تقليص مفاغرة من خلال ربط الخيط ضيقة جدا (الشكل 1.9). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة المشابك الأوعية الدموية أدنى أولا ثم المشبك متفوقة على reperfuse الكلى (الرقم 1.10 و 1.11). التمعج المرئي من الحالب ينظر ربما لو يتحقق يكفي من الدم إلى الحالب. </li></ol> 6. زرع الكلى - التحام الحالبي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقسيم أي مرفقات المثانة من جدار البطن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تمرير إبرة (21G) من اليسار إلى اليمين من المثانة عن طريق كل الجدران. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع نصائح forcep متتالية في التجويف إبرة وتمرير كل مرة أخرى من خلال المثانة بحيث ملقط تمر الآن من اليمين إلى اليسار من الجانب الأيسر من المثانة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رسم خياطة على المانحين من خلال الحالب المثانة بحيث يمر الحالب في المثانة الخلل الأيسر ثم من الجانب الأيمن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خياطة البرانية من الحالب إلى المثانة البرانية مع ثلاثة خيوط متقطعة واحدة حول نقطة الدخول مع 9 / O النايلون خياطة على إبرة ذهابا وجسديا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع الحالب الأقرب إلى ضمد، مما فتح الالبريد الحالب للسماح لتدفق البول والسماح للنهاية الحالب ليتراجع إلى الجسم من المثانة. ويمكن ملاحظة إنتاج المرئي من البول مع نزيف من شبه الحالبي السفن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إغلاق الصحيح الخلل الجانب المثانة مع واحدة انقطاع 9 / O خياطة الحرير. </li></ol> 7. الإنعاش والعناية بعد الجراحة استبدال الأحشاء الهضمي في البطن في توجهها الأصلي وإغلاق جدار البطن عن طريق تقريب العضلات المستقيمة مع 6 / O خياطة للامتصاص. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقريب الجلد مع الجلد مقاطع معدنية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عكس جزئيا التخدير مع الحقن تحت الجلد من هيدروكلوريد atipamazole (10 ميكرولتر / ز). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدارة التسكين تحت الجلد بواسطة هيدروكلوريد البوبرينورفين (0.05 ملغ / كلغ) ودعم للحقن السوائل تحت الجلد 1 مل من كلوريد الصوديوم 0.9٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استرداد الماوس في خزانة ارتفاع درجة حرارة عند 28 درجة مئوية لمدة 24 إلى 48 ساعة. مراقبة الماوس للمرض حتىالانتهاء من التجربة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة مقاطع جلد معدن 7 - 10 أيام مرحلة ما بعد الجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وبمجرد اكتمال التجربة الموت ببطء الماوس عن طريق خلع عنق الرحم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة وجمع الكلى المقابل وطعم خيفي للتحليل النسيجي. </li></ol>

<ol>
	<li>Guild, W. R., Harrison, J. H., Merrill, J. P., Murray, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+homotransplantation+of+the+kidney+in+an+identical+twin.">Successful homotransplantation of the kidney in an identical twin.</a> Trans. Am. Clin. Climatol Assoc. 67, 167-173 (1955).</li><li>Wolfe, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+mortality+in+all+patients+on+dialysis,+patients+on+dialysis+awaiting+transplantation,+and+recipients+of+a+first+cadaveric+transplant.">Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant.</a> N. Engl. J. Med. 341, 1725-1730 (1999).</li><li>Nankivell, B. J., Alexander, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Rejection of the Kidney Allograft. N. Engl. J. Med. 363, 1451-1462 (2010).</li><li>Tse, G. H., Hughes, J., Marson, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systematic+review+of+mouse+kidney+transplantation.">Systematic review of mouse kidney transplantation.</a> Transplant International. 26, 1149-1160 (2013).</li><li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity.+Transplant.">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity. Transplant.</a> Proc. 5, 721-725 (1973).</li><li>Zhang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pattern+of+liver,+kidney,+heart,+and+intestine+allograft+rejection+in+different+mouse+strain+combinations.">Pattern of liver, kidney, heart, and intestine allograft rejection in different mouse strain combinations.</a> Transplantation. 62, 1267-1272 (1996).</li><li>Qi, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Depletion+of+cells+of+monocyte+lineage+prevents+loss+of+renal+microvasculature+in+murine+kidney+transplantation.">Depletion of cells of monocyte lineage prevents loss of renal microvasculature in murine kidney transplantation.</a> Transplantation. 86, 1267-1274 (2008).</li><li>Dang, Z., Mackinnon, A., Marson, L. P., Sethi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tubular+atrophy+and+interstitial+fibrosis+after+renal+transplantation+is+dependent+on+galectin-3.">Tubular atrophy and interstitial fibrosis after renal transplantation is dependent on galectin-3.</a> Transplantation. 93, 477-484 (2012).</li><li>Jabs, W. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterogeneity+in+the+Evolution+and+Mechanisms+of+the+Lesions+of+Kidney+Allograft+Rejection+in+Mice.">Heterogeneity in the Evolution and Mechanisms of the Lesions of Kidney Allograft Rejection in Mice.</a> Am. J. Transplant. 3, 1501-1509 (2003).</li><li>Lin, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deficiency+of+C4+from+Donor+or+Recipient+Mouse+Fails+to+Prevent+Renal+Allograft+Rejection.">Deficiency of C4 from Donor or Recipient Mouse Fails to Prevent Renal Allograft Rejection.</a> Am. J. Pathol. 168, 1241-1248 (2006).</li></ol>

الكتاب ليس لديهم ما يكشف.

الطريقة الأكثر موصوفة وصفا جيدا لإجراء مفاغرة شريانية هو استخدام الأبهر القاصي من الجهات المانحة، مع الشريان الكلوي في استمرار، بطريقة نهاية إلى جانب الشريان الأورطي إلى المتلقي. وصفنا استخدام التصحيح الأبهر، على غرار النسخ المتطابق &quot;كاريل التصحيح&quot; التي أجري?...

وكان أول وصف زرع الكلى الناجحة لعلاج الفشل الكلوي في عام 1955 بين التوائم الزيجوت 1، منذ ذلك الحين أصبح علاج الثورية لمرضى الفشل الكلوي في نهاية المرحلة في جميع أنحاء العالم، وتقدم كل من التحسن في طول ونوعية الحياة 2. ومع بقاء الكسب غير المشروع على المدى الطويل قد تعوقها العديد من العمليات المرضية مما أدى إلى أضرار المزمن طعم خيفي 3. رفض الكلى المزروعة في البشر لا يزال سببا رئيسيا للاعتلال، على الرغم من التحسينات الكبيرة في نظم immunosupporessive. والهدف من تطوير نموذج الفأر من زرع الكلى هو تكرار عن كثب عملية وعلم الأمراض الموجودة في زرع الكلى البشري 4. Skoskiewicz آخرون وصفت أول نموذج الفأر من زرع الكلى في عام 1973 5. على الرغم من أن المهارات المطلوبة المجهرية المتقدمة، بل هو قيمة رمونغوشيفيتش لعدة أسباب: تم ​​جينوم الفأر تتميز بشكل جيد وهناك مجموعة كبيرة ومتنوعة من الأساليب والتقنيات المتاحة للدراسات الماوس التجريبية. وقد استخدمت العديد من المجموعات باستخدام نموذج الفأر من زرع الكلى زرع الكلى كجهاز دعم الحياة، ولكن في دراسات أخرى وفي منهجيتنا وصف أحد الكلى الماوس المستلم الأصلي تبقى في الموقع لمدة التجربة 4. صالح هو أن الماوس يخضع لتخدير واحد والعملية مما يؤدي إلى خفض معدلات الاعتلال على الماوس وخطر الموت من الإجراء الثاني. بالإضافة إلى ذلك الفأر لا يعاني من الآثار السلبية للفشل الكلوي التدريجي. على الرغم من الرفض خيفي نماذج موجودة في الأجهزة الأخرى مثل القلب والجلد، وهذه ليست دائما ذات الصلة مباشرة لزرع الكلى. هناك أدلة على أن هذه النماذج تثير سائط مختلفة ودىnamics الرفض، على سبيل المثال مدار الساعة من الرفض في القلب المزروع وطعم خيفي كلوي يختلف بشكل ملحوظ في بعض مجموعات الضغط 6. وأظهر هذا النموذج وصفناها أنماط رفض طعم خيفي كلوي حاد في BALB / ج المانحين في الفئران غير المعدلة وراثيا FVB / NJ إصابة بوساطة الخلوية مع تراكم خلايا تي والضامة 7. بدلا من ذلك وصفناها أيضا نموذجا للضرر المزمن طعم خيفي التي يسلك التليف الخلالي وضمور أنبوبي، وهذا ناتج عن زرع الكلى من C57BL / 6 BM12 المانحين في C57BL / 6 المتلقين، كما تتميز هذه الفئران عن طريق واحدة MHC الدرجة الثانية سوء مواضع -match 8. وقد تم دراسة جوانب متعددة من زرع باستخدام نموذج الفأر من زرع الكلى بما في ذلك الرفض الحاد والرفض الخلوية والخلطية، نقص التروية إصابة ضخه، وتجريب العوامل العلاجية الرواية. قمنا بتعديل ر الجراحيةechnique إلى تقليل وقت التشغيل وتحسين سهولة الجراحة. خاصة وصفناها المانحة في وقت واحد وإعداد المتلقي وتقنية مفاغرة وعائية مبسطة من خلال الاستفادة من التصحيح مستمرة مفاغرة الشريان الأبهر. وهذا الفيديو ومخطوطة توفر نقاط رئيسية للمساعدة في إنشاء هذه التقنية.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Surgical Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blunt Dissecting Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>&#160;14072-10</td>
			<td>For skin cutting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Castoviejo scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15017-10</td>
			<td>For tissue cutting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spring Scissors &#8211; straight</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15000-08</td>
			<td>For suture cutting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Toothed forceps 1x2 teeth</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11021-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 x Fine Tip forceps (Dumont No.5)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11251-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Angled Fine Tip forceps (Dumont No. 5/45)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11253-25</td>
			<td>For blunt dissecting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Fine Tip forcep (Dumont No.7)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11273-22</td>
			<td>Useful to pass around vessels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Crile Haemostat</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>1300-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro clip applicator with lock</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18056-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 x Micro serrefines spring width 2mm, jaw length 4mm</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18055-04</td>
			<td>Microvascular clamps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 x Colibri 3cm wire retractor</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>17000-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castroviejo needle holder with lock</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>120660-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wound clip applicator</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12031-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7mm wound clips</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12032-07</td>
			<td>Remove 7 to 10 days after surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OPMI pico microscope</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>S100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermal cautery unit with fine tip</td>
			<td>Geiger</td>
			<td>150A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat electronic pad</td>
			<td>Cozee Cumfort</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Euroklav 23-S</td>
			<td>Melag</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Disposable equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7/O Silk braided suture</td>
			<td>Pearsall</td>
			<td>30514</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10/O Dafilon (polyamide) suture</td>
			<td>B-Braun</td>
			<td>&#160;G1118099</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6/O Vicryl (plygalectin)</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>W9537</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Regular bevel needle, 1 inch, 21G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>305175</td>
			<td>For ureteric anastamosis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Regular bevel needle, 5/8 inch, 25G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>305122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Regular bevel needle, 1/2 inch, 30G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>304000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin needle 1ml, 29G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>324827</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin needle 0.3ml, 30G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>324826</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml syringe slip tip</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>300184</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 ml syringe slip tip</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>302187</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wypall paper swabs</td>
			<td>Kimberley-Clark</td>
			<td>L40</td>
			<td>sterilised by autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton wool buds</td>
			<td>Johnson and Johnson</td>
			<td>n/a</td>
			<td>sterilised by autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plain drapes</td>
			<td>Guardian</td>
			<td>CB03</td>
			<td>sterilised by autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell culture dish 60mm x 15mm</td>
			<td>Corning Incorporated</td>
			<td>430166</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dispensing Pin</td>
			<td>B-Braun</td>
			<td>DP3500L / 413501</td>
			<td>Used with NaCl 0.9%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Re-agents and Drugs</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Lacri-Lube) White soft paraffin 57.3%, mineral oil 42.5% and lanolin alcohols 0.2%</td>
			<td>Allergan Ltd</td>
			<td>21956GB10X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Videne) Povidone-iodine 10%</td>
			<td>Ecolab Ltd</td>
			<td>PL 04509/0041</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Vetalar V) Ketamine hydrochloride</td>
			<td>Pfizer Animal Health</td>
			<td>Vm 42058/4165</td>
			<td>100mg/ml solution (dose 200mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Domitor) Medetomidine hydrochloride&#160;</td>
			<td>Orion Pharma</td>
			<td>Vm 06043/4003</td>
			<td>1mg/ml (dose 0.5mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Vetergesic) Bupernorphine hydrochloride&#160;</td>
			<td>Alsto Animal Health</td>
			<td>Vm 00063/4002</td>
			<td>0.3mg/ml (dose 0.05mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Antisedan) Atipamezole hydrochoride</td>
			<td>Orion Pharma</td>
			<td>Vm 06043/4004</td>
			<td>5mg/ml (dose 2mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>University of Wisconsin Solution</td>
			<td>Belzer Bridge to Life</td>
			<td>n/a</td>
			<td>dose approximately 500 microlitres/mouse</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl 0.9%</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>FKE1323</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin Sulphate</td>
			<td>non-proprietary</td>
			<td>n/a</td>
			<td>5000units/ml (dose 5units/mouse)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

mouse kidney transplantation: models of allograft rejection

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

يمكن تقييم الرفض طعم خيفي كلوي عن طريق التحليل النسيجي جزءا لا يتجزأ من البارافين أقسام الأنسجة الثابتة methacarn من زرع الكلى (الشكل 2). زرع الكلى طعم إسوي بين النتائج الفئران مسانج في الكلى إصابة إعادة إشباع الخلايا الدماغية، ولكن قبل 4 أسابيع وانتعشت الأنابيب ?...

Watch this Scientific Journal Video about Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection at JoVE.com

Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

الماوس زرع الكلى: نماذج من طعم خيفي رفض

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

mouse-kidney-transplantation-models-of-allograft-rejection

Research

JoVE Journal

Medicine

20.3K Views.  The University of Edinburgh. Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Video: Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

وهناك طريقة لعزل جزيرة الفئران تحت المحفظة وزراعة الكلى

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

Non-invasive Imaging of Acute Allograft Rejection after Rat Renal Transplantation Using 18F-FDG PET

The number of patients with end-stage renal disease, and the number of kidney allograft recipients continuously increases. Episodes of acute cellular allograft rejection (AR) are a negative prognostic factor for long-term allograft survival, and its timely diagnosis is crucial for allograft function 1. At present, AR can only be definitely diagnosed by core-needle biopsy, which, as an invasive method, bares significant risk of graft injury or even loss. Moreover, biopsies are not feasible in patients taking anticoagulant drugs and the limited sampling site of this technique may result in false negative results if the AR is focal or patchy. As a consequence, this gave rise to an ongoing search for new AR detection methods, which often has to be done in animals including the use of various transplantation models.
Since the early 60s rat renal transplantation is a well-established experimental method for the examination and analysis of AR 2. We herein present in addition small animal positron emission tomography (PET) using 18F-fluorodeoxyglucose (FDG) to assess AR in an allogeneic uninephrectomized rat renal transplantation model and propose graft FDG-PET imaging as a new option for a non-invasive, specific and early diagnosis of AR also for the human situation 3. Further, this method can be applied for follow-up to improve monitoring of transplant rejection 4.

Non-invasive Imaging of Acute Allograft Rejection after Rat Renal Transplantation Using 18F-FDG PET

We herein present a rat renal transplantation model to non-invasively assess acute allograft rejection using positron emission tomography with 18F-fluorodeoxyglucose.

التصوير غير الغازية الحاد رفض طعم خيفي بعد الجرذ زراعة الكلى عن طريق<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG PET

The number of patients with end-stage renal  disease, and the number of kidney allograft recipients continuously increases.  Episodes of acute cellular ...

Murine Kidney Transplant Technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

الكلى الفئران زرع تقنية

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a serious problem. Therefore, the acceptance criteria for organ donors have been extended leading to the usage of marginal kidney grafts. These marginal organs tolerate cold storage poorly resulting in increased preservation injury and higher rates of delayed graft function. To overcome the limitations of cold storage, extensive research is focused on alternative normothermic preservation methods.
Ex vivo normothermic organ perfusion is an innovative preservation technique. The first experimental and clinical trials for ex vivo lung, liver, and kidney perfusions demonstrated favorable outcomes.
In addition to the reduction of cold ischemic injury, the method of normothermic kidney storage offers the opportunity for organ assessment and repair. This manuscript provides information about kidney retrieval, organ preservation techniques, and isolated ex vivo normothermic kidney perfusion (NEVKP) in a porcine model. Surgical techniques, set up for the perfusion solution and the circuit, potential assessment options, and representative results are demonstrated.

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

The severe organ shortage has resulted in increased use of marginal kidney grafts for transplantation. This has triggered interest in alternative storage methods, since marginal grafts especially tolerate cold storage poorly. The technique of normothermic ex vivo kidney perfusion (NEVKP) represents a novel preservation method for kidney grafts prior to &#160;transplantation.

سوي الحرارة<em&gt; السابقين فيفو</em&gt; الإرواء الكلى للحفاظ على الكلى الطعوم قبل الزرع

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a ...

Assessment of Kidney Function in Mouse Models of Glomerular Disease

The use of murine models to mimic human kidney disease is becoming increasingly common. Our research is focused on the assessment of glomerular function in diabetic nephropathy and podocyte-specific VEGF-A knock-out mice; therefore, this protocol describes the full kidney work-up used in our lab to assess these mouse models of glomerular disease, enabling a vast amount of information regarding kidney and glomerular function to be obtained from a single mouse. In comparison to alternative methods presented in the literature to assess glomerular function, the use of the method outlined in this paper enables the glomerular phenotype to be fully evaluated from multiple aspects. By using this method, the researcher can determine the kidney phenotype of the model and assess the mechanism as to why the phenotype develops. This vital information on the mechanism of disease is required when examining potential therapeutic avenues in these models. The methods allow for detailed functional assessment of the glomerular filtration barrier through measurement of the urinary albumin creatinine ratio and individual glomerular water permeability, as well as both structural and ultra-structural examination using the Periodic Acid Schiff stain and electron microscopy. Furthermore, analysis of the genes dysregulated at the mRNA and protein level enables mechanistic analysis of glomerular function. This protocol outlines the generic but adaptable methods that can be applied to all mouse models of glomerular disease.

This protocol describes a full kidney work-up that should be carried out in mouse models of glomerular disease. The methods allow for detailed functional, structural, and mechanistic analysis of glomerular function, which can be applied to all mouse models of glomerular disease.

تقييم لوظيفة الكلي في نماذج الماوس من المرض الكبيبي

The use of murine models to mimic human kidney disease is becoming increasingly common. Our research is focused on the assessment of glomerular function ...

Orthotopic Rat Kidney Transplantation: A Novel and Simplified Surgical Approach

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of renal replacement therapy. Over the past few decades, the rat kidney transplantation model has been used to study the immunological phenomena of rejection and tolerance. This model has become an indispensable tool to test new immunomodulatory pharmaceuticals and regimens prior to proceeding with expensive preclinical large animal studies.
This protocol provides a detailed overview of how to reliably perform orthotopic kidney transplantation in rats. This protocol includes three distinctive steps that increase the probability of success: perfusion of the donor kidney by flushing through the portal vein and the use of a cuff system to anastomose the renal veins and ureters, thereby decreasing cold and warm ischemia times. Using this technique, we have achieved survival rates beyond 6 months with normal serum creatinine in animals with syngeneic or tolerant kidney transplants. Depending on the aim of the study, this model can be modified by pre- or posttransplant treatments to study the acute, chronic, cellular, or antibody-mediated rejection. It is a reproducible, reliable, and cost-effective animal model to study different aspects of kidney transplantation.

The purpose of this manuscript and protocol is to explain and demonstrate in detail the surgical procedure of orthotopic kidney transplantation in rats. This method is simplified to achieve the correct perfusion of the donor kidney and shorten the reperfusion time by using the venous and ureteral cuff anastomosis technique.

زرع الكلي الفئران العظام: نهج الجراحية الجديدة والمبسطة

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of ...

Optical Clearing and Imaging of Immunolabeled Kidney Tissue

Optical clearing techniques render tissue transparent by equilibrating the refractive index throughout a sample for subsequent three-dimensional (3-D) imaging. They have received great attention in all research areas for the potential to analyze microscopic multicellular structures that extend over macroscopic distances. Given that kidney tubules, vasculature, nerves, and glomeruli extend in many directions, which have been only partially captured by traditional two-dimensional techniques so far, tissue clearing also opened up many new areas of kidney research. The list of optical clearing methods is rapidly growing, but it remains difficult for beginners in this field to choose the best method for a given research question. Provided here is a simple method that combines antibody labeling of thick mouse kidney slices; optical clearing with cheap, non-toxic and ready-to-use chemical ethyl cinnamate; and confocal imaging. This protocol describes how to perfuse kidneys and use an antigen-retrieval step to increase antibody- binding without requiring specialized equipment. Its application is presented in imaging different multicellular structures within the kidney, and how to troubleshoot poor antibody penetration into tissue is addressed. We also discuss the potential difficulties of imaging endogenous fluorophores and acquiring very large samples and how to overcome them. This simple protocol provides an easy-to-setup and comprehensive tool to study tissue in three dimensions.

The combination of antibody labeling, optical clearing, and advanced light microscopy allows three-dimensional analysis of complete structures or organs. Described here is a simple method to combine immunolabeling of thick kidney slices, optical clearing with ethyl cinnamate, and confocal imaging that enables visualization and quantification of three-dimensional kidney structures.

التطهير البصري والتصوير من أنسجة الكلى المسماة بالمناعة

Optical clearing techniques render tissue transparent by equilibrating the refractive index throughout a sample for subsequent three-dimensional (3-D) ...

Digital Home-Monitoring of Patients after Kidney Transplantation: The MACCS Platform

The MACCS (Medical Assistant for Chronic Care Service) platform enables secure sharing of key medical information between patients after kidney transplantation and physicians. Patients provide information such as vital signs, well-being, and medication intake via smartphone apps. The information is transferred directly into a database and electronic health record at the kidney transplant center, which is used for routine patient care and research. Physicians can send an updated medication plan and laboratory data directly to the patient app via this secure platform. Other features of the app are medical messages and video consultations. Consequently, the patient is better-informed, and self-management is facilitated. In addition, the transplant center and the patient's local nephrologist automatically exchange notes, medical reports, laboratory values, and medication data via the platform. A telemedicine team reviews all incoming data on a dashboard and takes action, if necessary. Tools to identify patients at risk for complications are under development. The platform exchanges data via a standardized secure interface (Health Level 7 (HL7), Fast Healthcare Interoperability Resources (FHIR)). The standardized data exchange based on HL7 FHIR guarantees interoperability with other eHealth solutions and allows rapid scalability to other chronic diseases. The underlying data protection concept is in concordance with the latest European General Data Protection Regulation. Enrollment started in February 2020, and 131 kidney transplant recipients are actively participating as of July 2020. Two large German health insurance companies are currently funding the telemedicine services of the project. The deployment for other chronic kidney diseases and solid organ transplant recipients is planned. In conclusion, the platform is designed to enable home monitoring and automatic data exchange, empower patients, reduce hospitalizations, and improve adherence, and outcomes after kidney transplantation.

The MACCS platform&#160;is a comprehensive telemedicine concept aiming at better outcomes after kidney transplantation by sharing key medical information between patients and physicians. A telemedicine team reviews incoming data to detect potential complications and to improve adherence in kidney transplant recipients to achieve better long-term outcomes.

المراقبة المنزلية الرقمية للمرضى بعد زرع الكلى: منصة MACCS

The MACCS (Medical Assistant for Chronic Care Service) platform enables secure sharing of key medical information between patients after kidney ...

Robot-Assisted Kidney Transplantation

This paper describes robot-assisted kidney transplantation (RAKT) from a living donor. The robot is docked between the parted legs of the patient, placed in the supine Trendelenburg position. Kidney allografts are provided by a living donor. Before vascular anastomosis, the kidney allograft is prepared by inserting a double-J stent in the ureter, and the temperature for the anastomosis is lowered by wrapping it in an ice-packed gauze. A 12 mm or 8 mm port for the robotic camera and three 8 mm ports for robotic arms are placed. A peritoneal pouch is created for the kidney allograft by raising the peritoneal flaps on both sides over the psoas muscle before dissecting the iliac vessels and bladder. A 6 cm Pfannenstiel incision is made to insert the kidney into the peritoneal pouch, lateral to the right iliac vessels. 
After clamping the external iliac vein with Bulldogs clamps, a venotomy is performed, and the graft renal vein is anastomosed to the external iliac vein in an end-to-side continuous manner with a 6/0 polytetrafluoroethylene suture. After clamping the graft renal vein, the iliac vein is declamped. This is followed by clamping of the external iliac artery, arteriotomy, arterial anastomosis with a 6/0 polytetrafluoroethylene suture, clamping of the graft renal artery, and declamping of the external iliac artery. Reperfusion is then carried out, and ureteroneocystostomy is performed using the Lich-Gregoir technique. The peritoneum is closed at a few locations with polymer locking clips, and a closed-suction drain is placed through one of the working ports. After deflating the pneumoperitoneum, all incisions are closed.

This paper provides technical details for robot-assisted kidney transplantation from a living donor.

زراعة الكلى بمساعدة الروبوت

This paper describes robot-assisted kidney transplantation (RAKT) from a living donor. The robot is docked between the parted legs of the patient, placed ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

بروتوكول زرع قلب غير متجانس من لحم الخنزير لتوصيل العلاجات إلى ألوغرافت القلب

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...