实验器官捐献模型通常模拟与死亡过程和/或与器官保存和植入相关的组织损伤的孤立情况。这些模型在开发旨在增加捐赠数量的疗法中非常有用，从而减少了潜在接受者的权重列表。因此，开发不同的模型变得很重要，例如那些诱导脑死亡和循环死亡的模型。
由于这些事件与不同的有害过程有关，这些过程会损害捐赠器官和组织的功能。麻醉和术前准备。将大鼠置于装有5%异氟烷的密闭室中一至四分钟。
通过检查脚趾捏反射来确认正确的麻醉。在没有反射反应的情况下，在小儿喉镜的帮助下进行口气管插管，14号血管导管。使用先前调整的机械呼吸机和潮气量 10 毫升/公斤，每分钟 90 个循环和 PEEP 3.0 厘米 H2O，将气管导管连接到呼吸机并将麻醉剂浓度调整至 2%从感兴趣的区域、头部、颈部、胸部和腹部去除毛发。
然后，使用纱布，用二葡萄糖酸氯己定的酒精溶液清洁手术区域和动物的尾巴，重复2%消毒程序三次。切开动物尾巴的尖端，将拇指和食指放在尾巴的底部，然后按压并将它们从底部滑开。收集外周血样本，通过尾部 20 微升，用于总白细胞计数。气管 切开 术。
对颈部气管进行纵向解剖，从颈部的中间三分之一开始到胸骨上切迹。约1.5厘米切口。切开皮肤和皮下组织后，解剖颈部肌肉，直到气管暴露。
将 2.0 丝结扎线放在气管下方。使用微型剪刀，气管切开术的上三分之一，以实现均匀通气。水平切割两个软骨环之间的气管，以适应金属套管的直径，3.5厘米。
插入通气管并用准备好的结扎线固定。将通风管连接到小动物通风系统。用每公斤10毫升的潮气量，每分钟70个循环的速率和3厘米H2O的PEEP给大鼠通风。
股动脉和静脉导管插入术。因此，通过腹股沟区域约 1.5 厘米的小切口暴露股骨三角。识别并隔离股血管。
对于此过程，请使用3.2倍放大倍率的体视显微镜。在血管、静脉或动脉下方放置两个 4.0 丝结扎线，一个在远端，另一个在近端。闭合最远端的结扎，并在近端结扎处打一个预先调整好的结并拉动。
通过血管中的预制小切口插入导管。固定套管以避免脱位。将动脉导管连接到压力传感器和生命体征监测系统以记录 MAP。
换能器应放置在动物心脏的水平。将射箭导管连接到压力传感器和生命体征监测系统以记录 MAP。换能器应放置在动物心脏的水平。
将注射器导管放入静脉 3 毫升，必要时进行补液和放血。失血性休克诱导。通过静脉轴和肝素化注射器，去除少量血液，直到达到约50毫米汞柱的MAP值。
因此，建立失血性休克。请注意，必须每隔 10 分钟抽取一次等分试样。将压力稳定在大约 50 毫米汞柱 360 分钟。
为此，如果压力分别增加或减少，请取出或添加等分试样的血液。在附近放置热源以避免体温过低。在方案结束时，以总肺活量收获肺阻滞以进行收集，并在液氮中快速冷冻或置于固定溶液中以进行进一步研究。
循环死亡诱导。为了诱导循环死亡，通过静脉管路给予每公斤硫喷妥钠 150 毫克。然后，关闭通风系统。
请注意 MAP 的逐渐减少。动物应在室温下保持温缺血180分钟。在方案结束时，将肺重新连接到机械呼吸机，并以总肺活量收集肺阻滞以进行收集。
并在液氮中快速冷冻，或置于固定溶液中进行进一步研究。脑死亡诱导。将老鼠置于俯卧位。
使用手术剪刀从颅骨上取下皮肤。钻一个 1 毫米口径的钻孔，前方 2.8 毫米，腹侧 10 毫米，矢状缝线外侧 1.5 毫米。将整个球囊导管插入颅腔，并确保球囊预先填充了 500 微升生理盐水。
在注射器的帮助下，迅速给导管充气。通过观察 MAP 突然升高来确认脑死亡。库欣反射、反射缺失、双侧瞳孔散大和呼吸暂停。
确认后，停止麻醉并使动物保持机械通气 360 分钟。在附近放置一个热源以避免体温过低。在方案结束时，以总肺活量收获肺阻滞以进行收集。结果。
导管吹气后，脑死亡组的血压水平突然升高。高血压峰值是与颅内压升高相关的特殊事件，可被认为是脑死亡成立的第一个证据。在此峰值压力之后，MAP迅速下降。
低血压持续约 50 分钟，之后 MAP 水平恢复到接近基线水平的值。与脑死亡组不同，失血性休克组MAP的降低与实验前10分钟内抽血等分试样有关。低血容量性休克维持360分钟。
失血性休克发作6小时后，动物表现出肺组织抵抗力增加，随后呼吸系统顺应性降低。为了评估肺水肿的变化，检查了干湿体重比。在这种情况下，与失血性休克和循环性死亡组相比，脑死亡表现出更大的水肿。
最后，与基线值相比，失血性休克组与系统性白细胞总数增加有关，并且与脑死亡组相关。与循环死亡组相比，脑死亡组和失血性休克组的IL1 Beta表达水平升高。与脑死亡组和循环死亡组相比，失血性休克组的TNF α水平也更高。
这里描述的器官供体模型是研究与不同移植物采集方法相关的变化的潜在工具，并且可以提供充分了解这些器官质量对移植后结果影响的方法。鉴于本文介绍的方法的可重复性和可靠性。
