Les modèles expérimentaux de don d’organes imitent généralement des situations isolées de lésions tissulaires liées au processus de mort et/ou d’événements liés à la préservation et à l’implantation de l’organe. Ces modèles sont très utiles dans le développement de thérapies qui cherchent à augmenter le nombre de dons, et par conséquent à diminuer la liste de pondération des receveurs potentiels. En conséquence, il est devenu important de développer différents modèles, tels que ceux induisant la mort cérébrale et la mort circulatoire.
Étant donné que ces événements sont associés à différents processus délétères qui compromettent la fonctionnalité des organes et des tissus donnés. Anesthésie et préparation préchirurgicale. Placez le rat dans une chambre fermée avec 5% d’isoflurane pendant une à quatre minutes.
Confirmez l’anesthésie appropriée en vérifiant le réflexe de pincement des orteils. En l’absence de réactions réflexes, effectuer une intubation orotrachéale, une angioch de calibre 14 à l’aide d’un laryngoscope pédiatrique. Avec un ventilateur mécanique préalablement réglé et un volume courant de 10 millilitres par kilogramme, 90 cycles par minute et PEEP 3,0 centimètres H2O, connectez le cathéter trachéal au ventilateur et ajustez la concentration d’anesthésique à 2%Retirez la fourrure des régions d’intérêt, de la tête, du cou, de la poitrine et de l’abdomen.
Ensuite, à l’aide d’une gaze, nettoyez le champ chirurgical et la queue de l’animal avec une solution alcoolique de digluconate de chlorhexidine, 2%La procédure de désinfection a été répétée trois fois. Coupez le bout de la queue de l’animal, placez le pouce et l’index sur la base de la queue, puis appuyez et faites-les glisser loin de la base. Prélevez un échantillon de sang périphérique, 20 microlitres par la queue pour le nombre total de leucocytes. Trachéotomie.
Effectuez une dissection longitudinale de la trachée cervicale, en partant du tiers moyen du cou jusqu’à l’encoche sus-sternale. Incision d’environ 1,5 centimètre. Après l’incision de la peau et du tissu sous-cutané, disséquez les muscles cervicaux jusqu’à ce que la trachée soit exposée.
Placez la ligature de soie 2.0 sous la trachée. À l’aide de micro-ciseaux, trachéostomie le tiers supérieur de la trachée pour obtenir une ventilation uniforme. Coupez horizontalement la trachée entre deux anneaux cartilagineux pour accueillir le diamètre d’une canule métallique, 3,5 centimètres.
Insérez le tube de ventilation et fixez-le avec des ligatures préparées. Connectez le tube de ventilation au système de ventilation des petits animaux. Ventilez le rat avec un volume courant de 10 millilitres par kilogramme, un taux de 70 cycles par minute et une PEEP de 3 centimètres H2O.
Cathétérisme de l’artère fémorale et des veines. Ainsi, exposez le triangle fémoral par une petite incision, d’environ 1,5 centimètre dans la région inguinale. Identifier et isoler les vaisseaux fémoraux.
Pour cette procédure, utilisez un stéréomicroscope à un grossissement de 3,2 fois. Placez deux ligatures de soie 4.0 sous les vaisseaux sanguins, la veine ou l’artère, l’une distale et l’autre proximale. Fermez la ligature la plus distale et placez un nœud pré-ajusté dans la ligature proximale et tirez.
Insérez le cathéter à travers une petite incision préformée dans les vaisseaux. Fixez la canule pour éviter la luxation. Connectez le cathéter artériel à un transducteur de pression et à un système de surveillance des signes vitaux pour enregistrer le MAP.
Le transducteur doit être positionné au niveau du cœur de l’animal. Connectez le cathéter de tir à l’arc à un transducteur de pression et à un système de surveillance des signes vitaux pour enregistrer le MAP. Le transducteur doit être positionné au niveau du cœur de l’animal.
Placez le cathéter seringue de 3 millilitres dans la veine, en visant l’hydratation et l’exsanguination si nécessaire. Induction d’un choc hémorragique. À travers l’axe veineux et à l’aide d’une seringue héparinisée, prélever de petits volumes de sang jusqu’à ce que des valeurs MAP d’environ 50 millimètres de mercure soient atteintes.
Ainsi, l’établissement d’un choc hémorragique. Notez que les aliquotes de sang doivent être prélevées à des intervalles de 10 minutes. Maintenez la pression stable à environ 50 millimètres de mercure pendant une période de 360 minutes.
Pour ce faire, retirez ou ajoutez des aliquotes de sang si la pression augmente ou diminue respectivement. Placez une source de chaleur à proximité pour éviter l’hypothermie. À la fin du protocole, prélever le bloc pulmonaire à sa capacité pulmonaire totale pour le prélèvement, et soit le congeler dans de l’azote liquide, soit le placer dans une solution de fixation pour des études plus approfondies.
Induction de la mort circulatoire. Pour induire la mort circulatoire, administrer 150 milligrammes par kilogramme de thiopental de sodium par voie veineuse. Ensuite, éteignez le système de ventilation.
Notez la diminution progressive du MAP. L’animal doit rester en ischémie chaude à température ambiante pendant 180 minutes. À la fin du protocole, rebranchez les poumons au ventilateur mécanique et prélevez le bloc pulmonaire à la capacité pulmonaire totale pour le prélèvement.
Et soit la congélation éclair dans de l’azote liquide, soit la mise en solution de fixation pour des études plus approfondies. Induction de la mort cérébrale. Placez le rat en position couchée.
Retirez la peau du crâne à l’aide de ciseaux chirurgicaux. Percez un trou de forage de calibre 1 millimètre, 2,8 millimètres antérieur, et 10 millimètres ventral et 1,5 millimètre latéral à la suture sagittale. Insérez l’ensemble du cathéter à ballonnet dans la cavité crânienne et assurez-vous que le ballonnet est pré-rempli de solution saline de 500 microlitres.
À l’aide d’une seringue, gonflez rapidement le cathéter. Confirmez la mort cérébrale en observant une élévation brutale de la MAP. Le réflexe de Cushing, l’absence de réflexes, la mydriase bilatérale et l’apnée.
Après confirmation, arrêtez l’anesthésie et maintenez l’animal sous ventilation mécanique pendant 360 minutes. Placez une source de chaleur à proximité pour éviter l’hypothermie. À la fin du protocole, prélever le bloc pulmonaire à sa capacité pulmonaire totale pour le prélèvement. Résultats.
Après l’insufflation du cathéter, le groupe de mort cérébrale a connu une augmentation soudaine des niveaux de pression artérielle. Le pic hypertensif est un événement particulier lié à l’augmentation de la pression intracrânienne et peut être considéré comme la première preuve de l’établissement de la mort cérébrale. Ce pic de pression a été suivi d’une diminution rapide de la MAP.
L’hypotension a persisté pendant environ 50 minutes, après quoi les niveaux de MAP sont revenus à des valeurs proches de celles du départ. Contrairement au groupe en état de mort cérébrale, la diminution de la MAP dans le groupe en état de choc hémorragique est associée au retrait des aliquotes sanguines dans les 10 premières minutes de l’expérience. Le choc hypovolémique a été maintenu pendant 360 minutes.
Six heures après le début du choc hémorragique, les animaux ont présenté une résistance accrue des tissus pulmonaires, suivie d’une diminution de l’observance du système respiratoire. Pour évaluer les changements dans l’œdème pulmonaire, le rapport poids humide/poids sec a été examiné. Dans ce contexte, la mort cérébrale a montré un œdème plus important par rapport au groupe choc hémorragique et mort circulatoire.
Enfin, le groupe choc hémorragique a été associé à une augmentation du nombre total de leucocytes systémiques par rapport aux valeurs initiales, et par rapport au groupe de mort cérébrale. Cela s’est accompagné d’une augmentation des niveaux d’expression de l’IL1 bêta dans le groupe de mort cérébrale et le groupe de choc hémorragique que dans le groupe de mort circulatoire. Le groupe de choc hémorragique a également montré des niveaux plus élevés de TNF Alpha par rapport au groupe de mort cérébrale et au groupe de mort circulatoire.
Les modèles de donneurs d’organes décrits ici sont des outils potentiels dans l’étude des changements associés aux différentes méthodologies de prélèvement de greffons, et pourraient fournir des moyens d’obtenir une compréhension complète de l’impact de la qualité de ces organes sur les résultats post-transplantation. Compte tenu de la reproductibilité et de la fiabilité des méthodologies présentées ici.
