Experimentelle Organspendemodelle imitieren im Allgemeinen isolierte Situationen von Gewebeverletzungen im Zusammenhang mit dem Todesprozess und/oder Ereignissen im Zusammenhang mit der Erhaltung und Implantation des Organs. Diese Modelle sind sehr nützlich bei der Entwicklung von Therapien, die darauf abzielen, die Anzahl der Spenden zu erhöhen und folglich die Gewichtungsliste potenzieller Empfänger zu verringern. Dementsprechend ist es wichtig geworden, verschiedene Modelle zu entwickeln, wie z.B. solche, die den Hirntod und den Kreislauftod herbeiführen.
Da diese Ereignisse mit verschiedenen schädlichen Prozessen verbunden sind, die die Funktionalität der gespendeten Organe und des Gewebes beeinträchtigen. Anästhesie und präoperative Vorbereitung. Legen Sie die Ratte für ein bis vier Minuten in eine geschlossene Kammer mit 5%igem Isofluran.
Bestätigen Sie die richtige Anästhesie, indem Sie den Zehenkneifreflex überprüfen. Wenn keine Reflexreaktionen auftreten, führen Sie eine orotracheale Intubation mit 14 Gauge Angiokath mit Hilfe eines pädiatrischen Laryngoskops durch. Schließen Sie mit einem zuvor eingestellten mechanischen Beatmungsgerät und einem Atemzugvolumen von 10 Millilitern pro Kilogramm, 90 Zyklen pro Minute und einem PEEP von 3,0 Zentimetern H2O den Trachealkatheter an das Beatmungsgerät an und stellen Sie die Anästhesiekonzentration auf 2 % ein.
Reinigen Sie dann mit Gaze das Operationsfeld und den Schwanz des Tieres mit einer alkoholischen Lösung von Chlorhexidindigluconat, 2% Desinfektionsvorgang wurde dreimal wiederholt. Schneiden Sie die Schwanzspitze des Tieres ab, legen Sie Daumen und Zeigefinger über den Schwanzansatz und drücken Sie sie dann von der Basis weg und schieben Sie sie weg. Entnehmen Sie eine periphere Blutprobe, 20 Mikroliter durch den Schwanz, um die Gesamtleukozytenzahl zu ermitteln. Tracheostomy.
Führen Sie eine Längsdissektion der zervikalen Luftröhre durch, beginnend mit dem mittleren Drittel des Halses bis zur suprasternalen Kerbe. Etwa 1,5 Zentimeter Einschnitt. Nach der Inzision der Haut und des Unterhautgewebes wird die Halsmuskulatur präpariert, bis die Luftröhre freiliegt.
Platzieren Sie die 2.0-Seidenligatur unter der Luftröhre. Mit Hilfe einer Mikroschere wird das obere Drittel der Luftröhre in die Tracheostomie versetzt, um eine gleichmäßige Belüftung zu erreichen. Schneiden Sie die Luftröhre horizontal zwischen zwei Knorpelringen, um den Durchmesser einer Metallkanüle von 3,5 Zentimetern aufzunehmen.
Führen Sie den Belüftungsschlauch ein und fixieren Sie ihn mit vorbereiteten Ligaturen. Schließen Sie den Belüftungsschlauch an das Kleintierbelüftungssystem an. Beatmung der Ratte mit einem Atemzugvolumen von 10 Millilitern pro Kilogramm, einer Rate von 70 Zyklen pro Minute und einem PEEP von 3 Zentimetern H2O.
Katheterisierung der Oberschenkelarterie und -vene. Legen Sie also das Oberschenkeldreieck durch einen kleinen Schnitt frei, etwa 1,5 Zentimeter in der Leistenregion. Identifizieren und isolieren Sie die Oberschenkelgefäße.
Verwenden Sie für dieses Verfahren ein Stereomikroskop mit 3,2-facher Vergrößerung. Platzieren Sie zwei 4.0-Seidenligaturen unter den Blutgefäßen, der Vene oder der Arterie, eine distal und die andere proximal. Schließen Sie die distalste Ligatur und setzen Sie einen voreingestellten Knoten in die proximale Ligatur und ziehen Sie daran.
Führen Sie den Katheter durch einen kleinen vorgeformten Schnitt in die Gefäße ein. Fixieren Sie die Kanüle, um eine Verrenkung zu vermeiden. Schließen Sie den Arterienkatheter an einen Druckaufnehmer und ein Vitalparameterüberwachungssystem an, um den MAP aufzuzeichnen.
Der Schallkopf sollte auf Höhe des Herzens des Tieres positioniert werden. Schließen Sie den Bogenschießkatheter an einen Druckwandler und ein Vitalparameterüberwachungssystem an, um den MAP aufzuzeichnen. Der Schallkopf sollte auf Höhe des Herzens des Tieres positioniert werden.
Führen Sie den Spritzenkatheter 3 Milliliter in die Vene ein und zielen Sie bei Bedarf auf Flüssigkeitszufuhr und Blutausblutung ab. Induktion eines hämorrhagischen Schocks. Durch die venöse Achse und mit einer heparinisierten Spritze kleine Blutmengen entnehmen, bis MAP-Werte von etwa 50 Millimetern Quecksilbersäule erreicht sind.
Dadurch wird ein hämorrhagischer Schock festgestellt. Beachten Sie, dass Aliquoten von Blut in Abständen von 10 Minuten entnommen werden müssen. Halten Sie den Druck 360 Minuten lang stabil bei etwa 50 Millimetern Quecksilbersäule.
Entfernen oder fügen Sie dazu Aliquots von Blut hinzu, wenn der Druck zu- bzw. abnimmt. Stellen Sie eine Wärmequelle in die Nähe, um eine Unterkühlung zu vermeiden. Am Ende des Protokolls wird der Lungenblock mit der gesamten Lungenkapazität für die Entnahme entnommen und entweder in flüssigem Stickstoff schockgefroren oder für weitere Untersuchungen in eine Fixierlösung gegeben.
Induktion des Kreislauftodes. Um den Kreislauftod herbeizuführen, verabreichen Sie 150 Milligramm pro Kilogramm Natriumthiopental durch den venösen Zugang. Schalten Sie dann das Lüftungssystem aus.
Beachten Sie die fortschreitende Abnahme des MAP. Das Tier sollte 180 Minuten lang bei Raumtemperatur in warmer Ischämie bleiben. Am Ende des Protokolls schließen Sie die Lunge wieder an das mechanische Beatmungsgerät an und entnehmen Sie den Lungenblock mit voller Lungenkapazität zur Entnahme.
Und entweder in flüssigem Stickstoff einfrieren oder für weitere Studien in eine Fixierungslösung geben. Induktion des Hirntods. Setze die Ratte in die Bauchlage.
Entfernen Sie die Haut vom Schädel mit einer chirurgischen Schere. Bohren Sie ein Bohrloch im Kaliber 1 Millimeter, 2,8 Millimeter vorder, 10 Millimeter ventral und 1,5 Millimeter lateral der sagittalen Naht. Führen Sie den gesamten Ballonkatheter in die Schädelhöhle ein und stellen Sie sicher, dass der Ballon mit Kochsalzlösung von 500 Mikrolitern vorgefüllt ist.
Mit Hilfe einer Spritze wird der Katheter schnell aufgeblasen. Bestätigen Sie den Hirntod, indem Sie eine abrupte MAP-Erhöhung beobachten. Cushing-Reflex, das Fehlen von Reflexen, bilaterale Mydriasis und Apnoe.
Beenden Sie nach der Bestätigung die Anästhesie und lassen Sie das Tier 360 Minuten lang mechanisch beatmet. Stellen Sie eine Wärmequelle in die Nähe, um eine Unterkühlung zu vermeiden. Entnehmen Sie am Ende des Protokolls den Lungenblock mit der gesamten Lungenkapazität für die Entnahme. Befund.
Nach einer Katheterinsufflation kam es in der Hirntodgruppe zu einem abrupten Anstieg des Blutdrucks. Der hypertensive Peak ist ein besonderes Ereignis, das mit einem erhöhten Hirndruck zusammenhängt und als erster Beweis für die Etablierung des Hirntods angesehen werden kann. Auf diesen Spitzendruck folgte ein rascher Abfall des MAP.
Die Hypotonie hielt etwa 50 Minuten an, danach kehrten die MAP-Spiegel zu Werten zurück, die denen des Ausgangswerts nahe kamen. Anders als in der Hirntodgruppe ist die Abnahme des MAP in der hämorrhagischen Schockgruppe mit der Entnahme von Blutaliquoten in den ersten 10 Minuten des Experiments verbunden. Der hypovolämische Schock wurde 360 Minuten lang aufrechterhalten.
Sechs Stunden nach Beginn des hämorrhagischen Schocks zeigten die Tiere einen erhöhten Widerstand gegen das Lungengewebe, gefolgt von einer verminderten Compliance des Atmungssystems. Um Veränderungen des Lungenödems zu bewerten, wurde das Verhältnis von Nass- zu Trockengewicht untersucht. In diesem Zusammenhang zeigte der Hirntod im Vergleich zur Gruppe mit hämorrhagischem Schock und Kreislauftod größere Ödeme.
Schließlich war die hämorrhagische Schockgruppe mit einer erhöhten Gesamtzahl systemischer Leukozyten im Vergleich zu den Ausgangswerten und in Bezug auf die Hirntodgruppe assoziiert. Dies ging einher mit einer erhöhten IL1 Beta-Expression in der Hirntodgruppe und der hämorrhagischen Schockgruppe als in der Kreislauftodgruppe. Die hämorrhagische Schockgruppe zeigte auch höhere TNF-Alpha-Spiegel im Vergleich zur Hirntodgruppe und der Kreislauftodgruppe.
Die hier beschriebenen Organspendermodelle sind potenzielle Werkzeuge bei der Untersuchung der Veränderungen, die mit verschiedenen Transplantatentnahmemethoden verbunden sind, und könnten Mittel liefern, mit denen ein vollständiges Verständnis des Einflusses der Qualität dieser Organe auf die Ergebnisse nach der Transplantation gewonnen werden kann. Angesichts der Reproduzierbarkeit und Zuverlässigkeit der hier vorgestellten Methoden.
