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In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

SEM-Analyse ist eine effektive Methode um Speziesidentifizierung oder phänotypischen Diskriminierung zu unterstützen. Dieses Protokoll beschreibt die Methoden zur Untersuchung der morphologischer Besonderheiten der drei repräsentative Arten von Organismen und zur Untersuchung der Eigenschaften von vielen organismal breit anwendbar wäre und Gewebetypen.

Zusammenfassung

Rasterelektronenmikroskopie (SEM) ist eine verbreitete Technik, die angewendet wurden, um biologische Proben von einzelne Proteine, Zellen, Gewebe, Organellen und sogar ganze Organismen bis hin zu untersuchen. Dieses Protokoll konzentriert sich auf zwei chemischen Trocknungsmethoden, Hexamethyldisilazane (HMDS) und t-Butyl-Alkohol (TBA) und deren Anwendung auf Bildgebung der prokaryotischen und eukaryotischen Organismen mit SEM In diesem Artikel beschreiben wir, wie zu reparieren, waschen, entwässern, trocknen, montieren, sputter-Mantel und Bild drei Arten von Organismen: Cyanobakterien (Toxifilum Mysidocida, Golenkina SP., und eine unbekannte SP.), zwei Euglenoids aus der Gattung Monomorphina (M. Aenigmatica und M. Pseudopyrum), und der Taufliege (Drosophila Melanogaster). Dieses Protokoll soll beschreiben, eine schnelle, preiswerte und einfache Methode, um erhalten detaillierte Informationen über die Struktur, Größe und Oberflächenbeschaffenheit der Exemplare, die im großen und ganzen auf eine große Auswahl an Organismen für angewendet werden können morphologische Bewertung. Erfolgreichen Abschluss dieses Protokolls können andere SEM verwenden Proben durch Anwendung dieser Techniken, um ihr System zu visualisieren.

Einleitung

Ein Rasterelektronenmikroskop (REM) nutzt einen fokussierten Strahl von hochenergetischen Elektronen erzeugen ein Bild von Sekundärelektronen, die Morphologie und die Topographie von Beispiel1zeigt. SEM kann verwendet werden, um direkt die physische Größe einer Probe, die Oberflächenstruktur und die dreidimensionale Form, und bietet höhere Auflösung und größere Schärfentiefe im Vergleich zu Lichtmikroskopie bestimmen. Eine andere Form der Elektronenmikroskopie (EM), nutzt Transmissions-Elektronenmikroskopie (TEM) fokussierte Elektronen, die durch die Probe, erzeugen Bilder mit feinen Details der internen Struktur übergeben. TEM hat höhere Auflösung als Licht oder SEM und kann verwendet werden, um Strukturen so klein wie einzelne Atome zu lösen, hat es drei große Nachteile: umfangreiche Probenvorbereitung, ein kleines Sichtfeld und einer geringen Tiefe von Feld2,3. Obwohl andere visualisiert Protokolle gibt es mit SEM zu bestimmten Zellen, Organellen oder Gewebe4,5,6,7,8,9, 10 , dieses Protokoll ist einzigartig, da wir Methoden beschreiben, die im großen und ganzen auf eine Vielzahl von Organismen zur morphologischen Beurteilung angewendet werden können.

SEM findet breite Anwendungen für die Prüfung von anorganischer Materialien einschließlich Nanopartikel11,12, Polymere13und zahlreiche Anwendungen in geologischen, industriellen und materiellen Wissenschaften14, 15,16. In der Biologie wurde SEM lange als eine Methode zur Untersuchung von biologischer Proben von einzelnen Proteine bis hin zu ganzen Organismen17,18eingesetzt. SEM ist von besonderem Wert, weil morphologische Oberflächendetails verwendet werden, um wissenschaftliche Entdeckung informieren. SEM-Analyse ist eine schnelle, preiswerte und einfache Methode, um detaillierte Informationen über die Struktur, Größe und Oberflächenbeschaffenheit eine Vielzahl von biologischen Proben.

Da ein SEM normalerweise im Hochvakuum (10-6 minimale Torr arbeitet), einen kohärenten Strahl von High-Speed-Elektronen zu unterstützen, dürfen keine Flüssigkeiten (Wasser, Öle, Alkohole) in die Probenkammer, wie Flüssigkeiten ein Vakuum zu verhindern. Somit müssen alle Proben mit SEM untersucht dehydriert werden in der Regel mit einer abgestuften Ethanol-Reihe gefolgt von einem Trocknungsprozess, um das Ethanol zu entfernen. Es gibt mehrere Methoden der Trocknung biologischer Gewebes für den Einsatz in der SEM, einschließlich Lufttrocknung, Gefriertrocknung, Verwendung eines kritischen Punkt Trocknungseinrichtung (CPD) oder chemische Trocknung mit t-Butyl-Alkohol (TBA) oder Hexamethyldisilazane (HMDS)19, 20 , 21 , 22. in den meisten Fällen Auswahl an einem Trocknungsverfahren ist empirisch, da jede biologische Probe auf jedes Trocknungsverfahren unterschiedlich reagieren kann. Für jede Probe kann all diesen Methoden geeignet also vergleicht die vor- und Nachteile der einzelnen nützlich ist bei der Auswahl der geeigneten Methode.

Während Lufttrocknung eine Probe bei Raumtemperatur oder in einem Trockenschrank (60 ° C) die einfachste Methode ist, die meisten biologische Proben trocknen-induzierten Schäden wie Ausdörrende zeigen und zusammenbrechen, was zu Verzerrungen der Probe. Der Prozess der Lyophilisation entfernt Wasser (oder Eis) aus dem Beispiel, aber erfordert Proben Blitz eingefroren werden und platziert unter Vakuum zu entfernen, das Eis über den Prozess der Sublimation, potenziell schädliche Probe. Darüber hinaus muss der Benutzer über ein Gefriertrockner verfügen. Die am häufigsten verwendete Methode für das Austrocknen von Proben für SEM ist kritischer Punkt trocknen (CPD). In CPD wird das Ethanol in einer Probe mit flüssigem Kohlendioxid (CO2) und unter bestimmten Temperatur- und Druckbedingungen bekannt, da der kritische Punkt (31,1 ° C und 1.073 Psi), CO2 verdampft ohne Oberflächenspannung, wodurch ersetzt effektiv Erhaltung der morphologischen und strukturellen Eigenschaften der Probe. Während der CPD im Allgemeinen die Standardmethode ist, hat es einige Nachteile. Der Prozess erfordert zunächst, Zugang zu einem kritischen Punkt Trockner, die ist nicht nur teuer, sondern erfordert auch die Verwendung von flüssigem Kohlendioxid. Zweitens ist die Größe der Stichprobe, die getrocknet werden kann auf die Kammergröße des kritischen Punktes Trockner beschränkt. Drittens kann der Austausch von Flüssigkeiten während der CPD Turbulenzen verursachen, die die Probe beschädigen können.

Chemische Trocknung bietet viele Vorteile gegenüber CPD und dient als eine geeignete Alternative, die in SEM Probenvorbereitung verbreitet werden. Die Verwendung von chemischen Dehydrants wie TBA und HMD bietet eine schnelle, preiswerte und einfache Alternative zu anderen Methoden, unter Beibehaltung der strukturellen Integritätdes der Probe. Wir haben vor kurzem gezeigt, es keinen Unterschied in die Integrität des Gewebes oder die Qualität des fertigen Bildes erfasst gab bei der Verwendung von CPD oder TBA als Trocknungsverfahren in Erwachsenen Drosophila Netzhautgewebe23. Im Gegensatz zu CPD TBA und HMD erfordern keine Trocknung Instrument oder flüssiges CO2 und es gibt keine Beschränkung der Größe der Stichprobe, die getrocknet werden. Neben die Chemikalien, sind nur ein standard chemische Dampfhaube und geeigneter persönlicher Schutzausrüstung (Schutzbrille, Handschuhe und Kittel) erforderlich, um den Trocknungsprozess zu vervollständigen. TBA und HMD brennbar sind, TBA ist weniger giftig und weniger teuer (ca. 1/3 der Kosten des HMDS) als HMD.

In diesem Artikel beschreiben wir, wie zu reparieren, waschen, entwässern, trocknen, montieren, sputter-Mantel und Bild drei Arten von Organismen: Cyanobakterien (Toxifilum Mysidocida, Golenkina SP., und eine unbekannte SP.), zwei Euglenoids aus der Gattung Monomorphina (M. Aenigmatica und M. Pseudopyrum), und der Taufliege (Drosophila Melanogaster). Diese Organismen repräsentieren ein breites Spektrum an Größe (0,5 µm bis 4 mm) und zelluläre Vielfalt (einzellige, mehrzelligen), doch alles sind SEM-Analyse leicht zugänglicher mit nur kleinen Variationen für Probenvorbereitung erforderlich. Dieses Protokoll beschreibt die Methoden für die Verwendung von chemischen Dehydrierung und SEM Analyse um morphologische Details der drei Arten von Organismen zu untersuchen und zu prüfen viele organismal breit anwendbar wäre und Gewebetypen.

Protokoll

1. Vorbereitung und Fixierung

  1. Cyanobakterien vorzubereiten.
    1. Unialgal Kulturen in f/2 Medien24,25 bei einer Temperatur von 28 ° C auf einem 14:10 h wachsen Licht-dunklen Zyklus. Übertragen Sie ausreichend Kultur zu einem 1,5 mL Microcentrifuge Schlauch, so dass nach Abzug der 15 min zu begleichen, die bakterielle Pellet ca. 0,05 mL Größe. Entfernen Sie den Datenträger ersetzen mit 1,5 mL Fixativ (1,25 % Glutaraldehyd, 0,1 M Phosphat-Puffer pH 7,0), sanft mehrmals umkehren und über Nacht bei 4 ° c inkubieren
    2. Die festen Zellen mit einer Glaspipette in ein 10 mL-Filtration-Rig (Abbildung 1) mit einer Polycarbonat-25 mm-Filter mit 0,8 oder 0,2 µm-Poren, abhängig von der Größe der Zellen zu übertragen. Der Seitenarm verschließen und Trichter mit Gummistopfen, die Kultur in den Trichter zu enthalten. Entfernen Sie das Fixiermittel durch sanfte Vakuum auf die Filtration Kolben, nach dem Entfernen der beiden Stopper.
      Hinweis: Wenn die Zelldichte auf dem Polycarbonat-Filter nicht optimal ist, passen Sie die Menge der verwendeten Kultur ab.
  2. Bereiten Sie die einzelligen Algen (Euglenoids).
    1. Wachsen Unialgal Kulturen in AF-6 Medien26 mit 150 mL L-1 von handelsüblichen Bodenwasser Medium hinzugefügt zu den Medien, bei einer Temperatur von 22 ° C auf einem 14:10 h Licht-dunklen Zyklus. Transfer von 2 mL mit niedriger Dichte (OD600 < 0,5) Kultur mit einer Glaspipette in ein 10 mL-Filtration-Rig (Abbildung 1), einen Polycarbonat 25 mm Filter mit 8 µm-Poren enthält. Der Seitenarm verschließen und Trichter mit Gummistopfen, die Kultur in den Trichter zu enthalten.
      Hinweis: Wenn die Zelldichte auf dem Polycarbonat-Filter nicht optimal ist, passen Sie die Menge der verwendeten Kultur ab.
    2. Fügen Sie drei Tropfen 4 % Osmium ausgefällt (OsO4) direkt an die Kultur und inkubieren Sie für 30 min. entfernen das Fixiermittel durch sanfte Vakuum auf die Filtration-Flasche nach dem Entfernen der beiden stopfen lassen.
      Hinweis: OsO4 ist eine akute Toxin (dermal, Oral und Inhalation Routen), ätzend auf die Haut, die schädlich für die Augen und Atemwege sensibilisierend. OsO4 sollten in einem chemischen Abzug mit geeigneter persönlicher Schutzausrüstung wie Handschuhe, Kittel und Augenschutz behandelt werden.
  3. Drosophila Melanogaster (Fruchtfliege)23vorzubereiten.
    1. Fliegen mit 100 % Kohlendioxid zu betäuben. Platz betäubt Erwachsene (etwa 10 bis 30 fliegen) in einem kleinen Kunststoff-Schraubverschluss Vial oder 1,5 mL Zentrifugenröhrchen.
    2. Tauchen Sie narkotisierten fliegen in 1 mL Fixativ (1,25 % Glutaraldehyd, 0,1 M Phosphat-Puffer pH 7,2) für 2 Stunden (oder über Nacht) bei 4 ° C. Wenn die fliegen an der Oberfläche des Fixiermittels schweben, Tropfen Sie ein paar 2,5 % Polyethylenglykol Tert-Octylphenyl Ether, die Oberflächenspannung des das Fixiermittel für totale Überflutung des Gewebes zu schwächen. Entfernen Sie das Fixiermittel mit einem Glas pipettieren.

2. Waschen und Austrocknung

  1. Waschen und Cyanobakterien zu entwässern.
    1. Waschen Sie die feste Probe dreimal mit 5 mL 0,1 M Phosphat-Puffer pH 7,0 bei Raumtemperatur für 10 Minuten. Halten Sie die Flasche und Trichter verschlossen um die Wäsche zu halten. Entfernen Sie jedem Waschgang durch sanfte Vakuum auf die Filtration-Flasche nach dem Entfernen der beiden Stopper.
    2. Die Probe unter Beibehaltung der kontinuierlichen eintauchen mit einer abgestuften Ethanol-Reihe, für 10 min in einem Volumen von 5 mL in den Trichter zu entwässern. Die abgestufte Ethanol-Konzentrationen sind: 25 %, 50 %, 75 %, 95 % und 2 Änderungen von 100 % Ethanol. Halten Sie die Flasche und Trichter verschlossen um das Ethanol in den Trichter verhindert Verlust enthalten beide über Verdunstung und passive Durchströmung des Filters.
    3. Entfernen Sie Ethanol durch sanfte Vakuum auf die Filtration-Flasche nach dem Entfernen der beiden Stopper. Übertragen Sie die Filter/Probe auf eine Einweg-Aluminium mit einem Gewicht von Schale mit gerade genug 100 % Ethanol zur Deckung die Probe vor der Trocknung.
  2. Waschen Sie und trocknen Sie einzelligen Algen (Euglenoids).
    1. Waschen Sie die feste Probe dreimal mit 5 mL entionisiertem Wasser bei Raumtemperatur für 10 Minuten. Halten Sie die Flasche und Trichter verschlossen um die Wäsche in den Trichter enthalten. Entfernen Sie jedem Waschgang durch sanfte Vakuum auf die Filtration-Flasche nach dem Entfernen der beiden Stopper.
    2. Die Probe unter Beibehaltung der kontinuierlichen eintauchen mit einer abgestuften Ethanol-Reihe für 10 min in einem Volumen von 5 mL in den Trichter zu entwässern. Die abgestufte Ethanol-Konzentrationen sind: 25 %, 50 %, 75 %, 95 % und 2 Änderungen von 100 % Ethanol. Halten Sie die Flasche und Trichter verschlossen um das Ethanol in den Trichter verhindert Verlust enthalten beide über Verdunstung und passive Durchströmung des Filters.
    3. Entfernen Sie das Ethanol durch sanfte Vakuum auf die Filtration Kolben, nach dem Entfernen der beiden Stopper. Übertragen Sie die Filter/Probe auf eine Einweg-Aluminium mit einem Gewicht von Schale mit gerade genug 100 % Ethanol zur Deckung die Probe vor der Trocknung.
  3. Waschen und Drosophila Melanogaster (Fruchtfliege) zu entwässern.
    1. Waschen Sie die feste Probe dreimal mit 1 mL 0,1 M Phosphat-Puffer pH 7,2 bei Raumtemperatur für 10 min in einem 1,5 mL Microcentrifuge Schlauch. Entfernen Sie jedem Waschgang mit einer Glaspipette, wobei Sie darauf achten, nicht um die fliegen zu entfernen.
    2. Die Probe mit Hilfe einer abgestuften Ethanol-Reihe für 10 min in ein Volumen von 1 mL in einem Microfuge Rohr zu entwässern. Die Ethanol-Konzentrationen sind: 25 %, 50 %, 75 %, 80 %, 95 %, 100 %. Entfernen Sie das Ethanol mit einer Glaspipette, wobei Sie darauf achten, nicht um die fliegen zu entfernen.
    3. Behalten Sie die Probe in den 1,5 mL Microcentrifuge Schlauch mit gerade genug 100 % Ethanol auf die Probe vor der Trocknung zu decken.

3. Trocknung

  1. Führen Sie die chemische Trocknung mit t-Butyl-Alkohol (TBA)-27.
    1. Ersetzen Sie die 100 %-Ethanol-Lösung mit einer 1:1 Lösung von TBA und 100 % Ethanol für 20 min. ersetzen die 1:1-Lösung mit 100 % TBA für 20 min. zweimal wiederholen. Halten Sie die Lösung bei 37 ° C, so dass TBA nicht einfriert.
      Hinweis: 100 % TBA hat einen Gefrierpunkt von 25,5 ° C; die 1:1-Lösung wird bei Raumtemperatur nicht einfrieren. TBA ist brennbar, verursacht schwere Augenreizung ist gesundheitsschädlich beim Einatmen und Reizung der Atemwege, Schläfrigkeit und Benommenheit verursachen. TBA sollten in einem chemischen Abzug mit geeigneter persönlicher Schutzausrüstung wie Handschuhe, Kittel und Augenschutz behandelt werden.
    2. Übertragen Sie Probe in TBA, wenn in einem 1,5 mL Microcentrifuge Schlauch in eine Einweg-Aluminium mit einem Gewicht von Gericht. Einmal in der mit einem Gewicht von Aluminium-Schale, TBA entfernen und ersetzen mit gerade genug frische 100 % TBA um die Probe zu decken. Einfrieren der TBA bei 4 ° C für 10 Minuten.
    3. Übertragen Sie auf ein Vakuum Exsikkator (Bell Jar) mit gefrorenen Gel-Packs, TBA gefroren zu halten. Evakuieren und Vakuum mit einer Kreiselpumpe erlauben die Probe trocken durch Vakuum Sublimierung des gefrorenen TBA für mindestens 3 Stunden oder über Nacht zu erhalten.
  2. Führen Sie die chemische Trocknung mit Hexamethyldisilazane (HMDS)20.
    1. Ersetzen Sie die 100 %-Ethanol-Lösung mit einer 1:2-Lösung von HMDS und 100 % Ethanol für 20 min. ersetzt die 1:2-Lösung mit einer 2:1 Lösung von HMDS und 100 % Ethanol für 20 min. ersetzen das 2:1-Lösung mit 100 % HMDS für 20 min. einmal wiederholen.
      Hinweis: HMD ist entzündlich und eine akute Toxin (dermal Route). HMDS sollten in einem chemischen Abzug mit geeigneter persönlicher Schutzausrüstung wie Handschuhe, Kittel und Augenschutz behandelt werden.
    2. Übertragen Sie Probe in HMDS, wenn in einem 1,5 mL Microcentrifuge Schlauch in eine Einweg-Aluminium mit einem Gewicht von Gericht. Sobald das Aluminium mit einem Gewicht von Gericht, ersetzen Sie in 100 % HMDS mit gerade genug frische 100 % HMDS um die Probe zu decken.
    3. Übertragen Sie die Probe auf ein Kunststoff oder Glas-Vakuum-Exsikkator mit frischen Trockenmittel (ca. 5-6 cm tief) und setzen Sie in einem chemischen Abzug. Alternativ legen Sie die Probe direkt in einem chemischen Abzug mit einem losen Deckel, z. B. ein Feld, um zu verhindern, dass Schmutz fallen auf die Probe zu trocknen. Lassen Sie die Probe für 12 bis 24 h trocknen.

4. Montage

  1. Montieren Sie Cyanobakterien und Euglenoids.
    1. Beschriften Sie unten entweder eine 12 - 25 mm Aluminium Montage Stub um anzugeben, was an der Spitze platziert wird. Vierteln des Polycarbonat-Filters mit den getrockneten Zellen mit einer sauberen Rasierklinge oder einem Skalpell benutzen einen 12 mm-Stub, oder ganzen Filter einsetzen, wenn einen Stub 25 mm zu verwenden.
    2. Legen Sie jeden Filter auf Kleber oder ein Carbon Klebstoff Tab sicherte sich an die Spitze der a Stummel.
  2. Montieren Sie Drosophila Melanogaster (Fruchtfliege).
    1. Beschriften Sie unten Aluminium Montage Stub um anzugeben, was an der Spitze platziert wird.
      Legen Sie die getrockneten fliegen in die gewünschte Position auf Klebstoff oder Carbon Klebstoff Tab an die Spitze der einen Stub unter dem sezierenden Mikroskop mit Präzision Pinzette gesichert.
    2. Gelten Sie Silber Leitkleber, d.h., Silber Farbe, an den äußeren Rändern der die Stubs. Schließen Sie die silberne Farbe an die fliegen mit einem Zahnstocher um die Leitfähigkeit zu gewährleisten. Lassen Sie sich nicht die Farbe der gewünschten imaging-Bereich zu berühren.
    3. Die Stubs in eine Stub-Halter-Box und der offenen Stub Halter Box in den Exsikkator gestellt. Die silberne Farbe trocknen mindestens 3 Stunden oder über Nacht für beste Ergebnisse zu ermöglichen.

5. sputter-Beschichtung

  1. Vorbereiten der Sputter-Beschichtung-Apparat durch Ausführen von vier bis fünf Leerungen von Argongas. Wenn die Luftfeuchtigkeit hoch ist (d. h. die Raumluft fühlt sich feucht, in der Regel etwa 50 % Relative Luftfeuchtigkeit), sechs bis sieben Spülungen durchführen. Sputter-Mantel die Stubs, die Anweisungen des Herstellers.
  2. Mantel-Proben anhand der Probe verwendet:
    1. Stellen Sie für Filter mit Cyanobakterien den Timer zu Mantel für 180 s gerade an zu stottern.
    2. Stellen Sie für Filter mit eukaryotischen Algen, d. h. Euglenoids den Timer, sputter-Mantel für 120 s geradeaus, dann 20 s auf drei Seiten in einem Winkel von 45°.
    3. Stellen Sie für große Proben, d.h. fliegen Köpfe den Timer, sputter-Mantel für 60 s geradeaus, dann 30 s auf jeder Seite in einem Winkel von 45°.
      Hinweis: Nach der Beschichtung abgeschlossen ist, sollte Stubs hellgrau in Farbe sein.

6. Bildgebung

  1. Bildbeispiele, die mit einem Rasterelektronenmikroskop enthält, einen Sekundär-Elektronen (SE)-Detektor.
    1. Für Cyanobakterien, gelten die folgenden Einstellungen: 3-5 kV Beschleuniger Spannung (AC), 20-30 Sonde Strom (PC) und 5 mm Arbeitsabstand (WD). Verwenden Sie für Euglenoids, 3 kV AC 30 PC und 5 mm WD. Verwenden Sie für fliegen, 5 kV AC 30 PC und 5 bis 10 mm WD.
  2. Passen Sie die Vergrößerung abhängig von der Größe des einzelnen oder des Objekts visualisiert werden. Passen Sie die Stigmators, Öffnungen und Fokus, bis ein klares Bild entsteht. Das Bild mit hoher Auflösung Einstellungen entsprechend den Anweisungen des Herstellers des SEM

Ergebnisse

Cyanobakterien sind eine prokaryotische Gruppe von Organismen, die für die globale Kohlenstoff, Sauerstoff und Stickstoff Zyklen28,29von entscheidender Bedeutung sind. Von den geschätzten 6000 Arten von Cyanobakterien30die meisten haben eine schleimigen Hülle, die Decken und die Zellen miteinander verbinden und zu anderen Strukturen gelöst31, die zusammen mit der Form kann mikros...

Diskussion

Hier haben wir ein Protokoll mit SEM detaillierte Informationen über externe morphologischen Charakteristika der drei Arten von Organismen, die anderen anwenden können, um Eigenschaften von vielen Arten von Organismen oder Gewebe zu untersuchen. In jedem Schritt des Protokolls gibt es mögliche Punkte der Fehler, der auftreten und werden nachfolgend ausführlich erläutert.

Während die Volumina für Fixiermittel und Waschungen, die hier gegeben sind, sollte im allgemeinen Fixiermittel und W...

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch einen Zuschuss an MLS und ein Sommer Scholar Award, MAK aus dem Office of Research und Graduate Studies an der Central Michigan University finanziert. Cyanobakterien waren von der Zimba und Plankton Lab, Teil des Zentrums für Coastal Studien, Texas A & M University an Fronleichnam bereitgestellt. Euglenoids wurden von Triemer Lab, Michigan State University geliefert.

Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
gold–palladiumTed Pella, Inc.91212
Silver conductive adhesive 503Electron Microscopy Sciences12686-15
Whatman Nuclepore Track-Etched Membranes; diam. 25 mm, pore size 8 μm, polycarbonateSigmaWHA110614
Whatman Nuclepore Track-Etched Membranes; diam. 25 mm, pore size 0.8 μm, polycarbonate, blackSigmaWHA110659
Whatman Nuclepore Track-Etched Membranes; diam. 25 mm, pore size 0.2 μm, polycarbonateSigmaWHA110606
aluminum weighing dish Fisher Scientific08-732-100
aluminum mounting stubs (12 mm)Electron Microscopy Sciences75210
aluminum mounting stubs (25 mm)Electron Microscopy Sciences75186
Adhesive tabs Electron Microscopy Sciences76760
conductive carbon adhesive tabsElectron Microscopy Sciences77825
F/2 mediaCulture Collection of Algae at the University of Texas at Austinhttps://utex.org/products/f_2-mediumNo Catalog number given - see link 
AF6 mediaBigelow - National Center for Marin Algae and Microbiotahttps://ncma.bigelow.org/media/wysiwyg/Algal_recipes/NCMA_algal_medium_AF6_1.pdfNo Catalog number given - see link 
Soil water mediumCarolina Biological Supply Company153785
Polyethylene glycol tert-octylphenyl ether (Triton X-100)VWR97062-208
Hummer 6.2 Sputter CoaterAnatech USAhttp://www.anatechusa.com/hummer-sputter-systems/4No Catalog number given - see link 
Hitachi 3400N-II SEM Hitachihttps://www.hitachi-hightech.com/us/product_list/?ld=sms2&md=sms2-1&sd=sms2-1
-2&gclid=EAIaIQobChMIpq_jtJfj3A
IVS7jACh2mdgkPEAAYASAAEgKA
nfD_BwE		The company doesn't appear to sell this model any longer 

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