АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

SEM анализ является эффективным методом для помощи в идентификации видов или фенотипические дискриминации. Этот протокол описывает методы для изучения морфологические особенности трех представительных видов организмов и будет широко применяться для изучения особенностей многие научные и типы тканей.

Аннотация

Сканирующая электронная микроскопия (SEM) является метод широко доступны, который был применен для изучения биологических образцов, начиная от индивидуальных белков клеток, тканей, органеллы, и даже целые организмы. Этот протокол фокусируется на двух химических методов сушки, Гексаметилдисилазан (ГМДО) и t бутиловый спирт (TBA) и их применение к визуализации прокариот и эукариот организмов, используя SEM. В этой статье мы опишем, как исправить, мыть, обезвоживанию, сухой, монтировать, распыления Пальто и изображения трех видов организмов: цианобактерий (Toxifilum mysidocida, Golenkina sp. и неизвестных sp.), два euglenoids из рода Monomorphina (М. aenigmatica и м. pseudopyrum) и плодовой мушки (Drosophila melanogaster). Цель настоящего Протокола заключается в быстрый, недорогой и простой способ для получения подробной информации о структуре, размер и характеристики поверхности образцов, которые могут широко применяться для широкого спектра видов организмов для описания морфологической оценки. Успешное завершение этого протокола позволит другим пользователям использовать SEM для визуализации образцы, применяя эти методы для их системы.

Введение

Сканирующий электронный микроскоп (SEM) использует фокусированный луч электронов для создания изображения из вторичных электронов, которые показывает, морфология и топографии образца1. SEM может использоваться непосредственно определить физический размер выборки, структура поверхности и трехмерную форму, и предлагает большее разрешение и более высокой глубине резкости по сравнению с световой микроскопии. Еще одной формой электронной микроскопии (EM), просвечивающей электронной микроскопии (ТЕА) использует целенаправленный электронов, которые проходят через образец, генерации изображения с мелких деталей внутренней структуры. ТЕА имеет высокое разрешение, чем свет или SEM и может быть использован для разрешения структуры как единого атомов, у него есть три основных недостатка: обширные пробоподготовки, небольшое поле зрения и глубине поля2,3. Хотя другие визуализирована протоколы существуют с помощью SEM для изучения конкретных ячеек, органеллы или ткани4,5,6,7,8,9, 10 , этот протокол является уникальным в том, что мы описываем методы, которые могут широко применяться для широкого спектра видов организмов для морфологической оценки.

SEM нашла широкое применение для изучения неорганических материалов, включая наночастиц11,12, полимеры13и многочисленные приложения в геологических, промышленных и материальной науки14, 15,16. В биологии SEM уже давно используется как метод для изучения биологических образцов от индивидуальных белков до всего организмов17,18. SEM имеет особое значение, потому что морфологические поверхности детали могут использоваться для информирования научных открытий. SEM анализ-это быстрый, недорогой и простой способ для получения подробной информации о структуре, размер и характеристики поверхности широкого спектра биологических образцов.

Потому что SEM обычно работает под высоким вакуумом (10-6 Торр минимум) для поддержки согласованного луча высокоскоростной электронов, без жидкостей (воды, масла, спирты), допускаются в палате образец, как жидкости предотвратить вакуум от формирования. Таким образом все образцы, рассмотрели, с использованием SEM должны обезвоженной, обычно с помощью градуированных этанола серии последовал процесс сушки для удаления этанола. Существует несколько способов сушки биологических тканей для использования в SEM, включая воздушной сушки, лиофилизация, использования критической точки сушки (CPD) устройства, или химического вещества, сушки, используя t бутиловый спирт (TBA) или Гексаметилдисилазан (ГМДО)19, 20 , 21 , 22. наиболее часто, выбор метода сушки эмпирические, поскольку каждый биологический образец может по-разному реагируют на каждый метод сушки. Для любого заданного образца все эти методы могут быть уместно, поэтому сравнивать преимущества и недостатки каждого из них является полезным при выборе соответствующего метода.

В то время как воздушной сушки образца при комнатной температуре или в сушильной печи (60 ° C) является самым простым методом, большинство биологических образцов показывают сушки индуцированных повреждений, таких как съежившегося и крах, что приводит к деформации образца. Процесс лиофилизации также удаляет воду (или льда) от образца, но требует образцы для флэш замороженные и помещен под вакуумом для удаления льда через процесс сублимации, потенциально опасных образца. Кроме того пользователь должен иметь доступ к лиофилизатор. Наиболее часто используемый метод для обезвоживания проб для SEM является критической точкой сушки (CPD)). В ДСП этанола в образец заменяется с жидкой двуокиси углерода (CO2) и при определенной температуре и условий давления, известный как критической точки (31,1 ° C и 1,073 psi), CO2 испаряется, тем самым создавая поверхностное натяжение, эффективное поддержание морфологических и структурных особенностей образца. В то время как ДСП, как правило, является стандартным методом, он имеет несколько недостатков. Во-первых этот процесс требует доступа к критической точки осушитель, который не только дорогой, но также требует использования жидкой двуокиси углерода. Во-вторых размер образца, который можно сушить ограничен размер камеры сушки критической точки. В-третьих обмен жидкости во время CPD может вызвать турбулентность, которая может повредить образец.

Химические сушки предлагает много преимуществ по сравнению с ДСП и служит подходящей альтернативой, которая становится широко используется в SEM пробоподготовки. Использование химических dehydrants ТБА и HMDS предлагает быстрый, недорогой и простой альтернативой другим методам, сохраняя при этом структурной целостности образца. Недавно мы показали, что нет никакой разницы в целостности тканей или качество конечного изображения, захваченные при использовании ДСП или TBA как метод сушки в взрослых дрозофилы ткани сетчатки23. В отличие от ДСП TBA и HMDS не требуют сушки инструмента или жидкие CO2 , и нет никаких ограничений на размер образца, чтобы высушить. Помимо получения химических веществ, для завершения процесса сушки требуются только стандартный Химический вытяжной шкаф и соответствующие средства индивидуальной защиты (перчатки, лабораторный халат и защитные очки). Хотя та и HMDS легковоспламеняющиеся, TBA менее токсичные и менее дорогим (примерно 1/3 стоимости ГМДО) чем HMDS.

В этой статье мы опишем, как исправить, мыть, обезвоживанию, сухой, монтировать, распыления Пальто и изображения трех видов организмов: цианобактерий (Toxifilum mysidocida, Golenkina sp. и неизвестных sp.), два euglenoids из рода Monomorphina (М. aenigmatica и м. pseudopyrum) и плодовой мушки (Drosophila melanogaster). Эти организмы представляют широкий диапазон в размер (0,5 мкм до 4 мм) и клеточных разнообразия (одиночные celled для многоклеточных), но все легко поддаются анализу SEM с только небольшие изменения, необходимые для подготовки образцов. Этот протокол описывает методы для использования химических обезвоживания и SEM анализ для изучения морфологических детали трех видов организмов и будет широко применяться для изучения многие научные и типы тканей.

протокол

1. Подготовка и закрепление

  1. Подготовьте цианобактерий.
    1. Растут unialgal культур в СМИ F/224,25 при температуре 28 ° C на 14:10 h светло темная цикла. Передачи достаточно культуры пробки microcentrifuge 1,5 мл, что после позволяя 15 min урегулировать, бактериальный гранулы примерно 0,05 мл в размер. Удалите средства массовой информации и заменить 1,5 мл фиксатором (1,25% глютаральдегид, 0,1 М фосфатного буфера рН 7,0), осторожно перевернуть несколько раз и инкубировать на ночь при 4 ° C.
    2. Передача фиксированные ячейки с стеклянной пипетки в буровой установки фильтрации 10 мл (рис. 1), содержащие фильтр 25 мм поликарбоната с порами 0,8 или 0,2 мкм, в зависимости от размера ячейки. Воронка с резиновыми пробками содержать культуру в воронку и уплотнением стороне руки. Снимите фиксатор мягкий вакуум на колбу фильтрации, после удаления обоих пробок.
      Примечание: Если плотность клеток на поликарбонат фильтр не является оптимальным, отрегулируйте количество начиная культуры используется.
  2. Подготовьте одноклеточных водорослей (euglenoids).
    1. Расти unialgal культур в АФ-6 СМИ26 с 150 мл L-1 коммерчески доступных почва вода среднего добавлен к средствам массовой информации, при температуре 22 ° C на 14:10 h светло темная цикла. Перевод 2 мл низкой плотности (OD600 < 0.5) культуры с стеклянной пипетки в буровой установки фильтрации 10 мл (рис. 1), содержащий фильтр 25 мм поликарбоната с 8 мкм поры. Воронка с резиновыми пробками содержать культуру в воронку и уплотнением стороне руки.
      Примечание: Если плотность клеток на поликарбонат фильтр не является оптимальным, отрегулируйте количество начиная культуры используется.
    2. Добавьте три капли 4% осмия тетраоксид (4OsO) непосредственно к культуре и позволяют инкубировать на 30 мин снять фиксатор мягкий вакуум на колбу фильтрации, после удаления обоих пробок.
      Примечание: OsO4 является острый токсин (кожный, Оральный и ингаляции маршруты), коррозионное воздействие на кожу, повредив глаз и дыхательных сенсибилизатор. OsO4 должно быть обработано в Химический вытяжной шкаф, используя надлежащие средства личной защиты, включая перчатки, лабораторный халат и защиты глаз.
  3. Подготовьте Drosophila melanogaster (плодовая муха)23.
    1. Анестезировать взрослых мух, с использованием 100% углекислого газа. Место под наркозом взрослых (около 10-30 мухи) в небольшой пластиковый колпачок флакона или 1,5 мл пластиковых пробирок.
    2. Погружать наркотизированных мух в 1 мл фиксатором (1,25% глютаральдегид, 0,1 М фосфатного буфера рН 7,2) для 2 h (или ночь) на 4 ° C. Если мухи плавают на поверхности фиксатором, добавьте несколько капель 2,5% полиэтиленгликоль трет octylphenyl эфира для ослабления поверхностного натяжения фиксатором, позволяя для полного погружения в ткани. Удалите с помощью пипетки стеклянные фиксатором.

2. мытье и обезвоживания

  1. Вымойте и обезвоживанию цианобактерий.
    1. Вымойте фиксированной образца три раза с 5 мл 0,1 М фосфатного буфера рН 7.0 при комнатной температуре в течение 10 мин. Храните настой и воронка, закупоренной провести промывку. Удаление каждого мытья нежные вакуум на колбу фильтрации, после удаления обоих пробок.
    2. Обезвоживает образца при сохранении постоянного погружения с помощью серии градуированных этанола, для 10 минут в объеме 5 мл в воронку. Градуированные этанола концентрации: 25%, 50%, 75%, 95% и 2 изменения 100% этанола. Держать колбу и воронка, закупоренной содержит этанол в воронку, предотвращая потери обоих через испарение и пассивного потока через фильтр.
    3. Удаление этанола, нежный вакуумный на колбу фильтрации, после удаления обоих пробок. Передать образец фильтра одноразовые алюминиевые весом блюдо, содержащие достаточно просто 100% этанола для покрытия образца до сушки.
  2. Вымойте и обезвоживанию одноклеточных водорослей (euglenoids).
    1. Вымойте фиксированной образца три раза с 5 мл деионизованной воды при комнатной температуре в течение 10 мин. Держите колбу и воронка, закупоренной содержать мыть в воронку. Удаление каждого мытья нежные вакуум на колбу фильтрации, после удаления обоих пробок.
    2. Обезвоживает образца при сохранении постоянного погружения с использованием градуированных этанола серии по 10 мин в объеме 5 мл в воронку. Градуированные этанола концентрации: 25%, 50%, 75%, 95% и 2 изменения 100% этанола. Держать колбу и воронка, закупоренной содержит этанол в воронку, предотвращая потери обоих через испарение и пассивного потока через фильтр.
    3. Удаление этанола, нежный вакуумный на колбу фильтрации, после удаления обоих пробок. Передать образец фильтра одноразовые алюминиевые весом блюдо, содержащие достаточно просто 100% этанола для покрытия образца до сушки.
  3. Вымойте и обезвоживанию Drosophila melanogaster (плодовая муха).
    1. Вымойте фиксированной образца три раза с 1 мл 0,1 М фосфатного буфера рН 7,2 при комнатной температуре в течение 10 минут в пробки microcentrifuge 1,5 мл. Удаление каждого мытья с стеклянной пипетки, соблюдая осторожность, чтобы не удалить мух.
    2. Обезвоживает образца с помощью серии градуированных этанола, для 10 минут в объеме 1 мл в трубу отцентрифугировать. Концентрации этанола: 25%, 50%, 75%, 80%, 95%, 100%. Удаление этанола с стеклянной пипетки, соблюдая осторожность, чтобы не удалить мух.
    3. Сохранение образца в пробки microcentrifuge 1,5 мл с достаточно просто 100% этанола для покрытия образца до сушки.

3. Сушка

  1. Выполните, химические сушки с использованием t бутиловый спирт (TBA)27.
    1. Замените этанола раствор 100% раствором 1:1 TBA и 100% этанола на 20 мин заменить раствор 1:1 с 100% ТП 20 мин повторить дважды. Держите решение при 37 ° C, таким образом, чтобы та не замерзают.
      Примечание: TBA 100% имеет точку замерзания 25.5 ° c; решение 1:1 не будет заморозить при комнатной температуре. TBA легковоспламеняющиеся, вызывает серьезное раздражение глаз, вредно при вдыхании и может вызвать раздражение дыхательных путей, сонливость или головокружение. Химический вытяжной шкаф, используя надлежащие средства личной защиты, включая перчатки, лабораторный халат и защиты глаз следует обрабатывать TBA.
    2. Перевести образца в TBA, если в трубу microcentrifuge 1,5 мл в одноразовые алюминиевые весом блюдо. Однажды в алюминиевых весом блюдо, удалите ТБА и замените достаточно свежие TBA 100% для покрытия образца. Заморозить TBA на 4 ° C на 10 мин.
    3. Переезд в вакуумного эксикатора (колпак) с замороженного геля пакеты держать TBA заморожены. Эвакуировать и поддерживать вакуум с ротационный насос, чтобы позволить образца сухие вакуумные сублимации замороженных TBA по крайней мере 3 часа или на ночь.
  2. Выполните, химические сушки с использованием Гексаметилдисилазан (ГМДО)20.
    1. Заменить 100% этанола раствор с раствором 1:2 HMDS и 100% этанола для 20 мин заменить решение 1:2 2:1 раствором HMDS и 100% этанола для 20 мин заменить 2:1 решение с 100% HMDS 20 мин повторить один раз.
      Примечание: HMDS является легковоспламеняющихся и острый токсин (дермальный маршрут). HMDS должны обрабатываться в Химический вытяжной шкаф, используя надлежащие средства личной защиты, включая перчатки, лабораторный халат и защиты глаз.
    2. Перевести образца в HMDS, если в трубу microcentrifuge 1,5 мл в одноразовые алюминиевые весом блюдо. После того как в алюминиевой весом блюдо, замените 100% HMDS с достаточно свежие 100% HMDS для покрытия образца.
    3. Передать образец пластика или стекла-вакуумные Эксикатор с свежими осушителем (5-6 см в глубину) и поместите в в химической зонта. Кроме того место образца непосредственно в химической зонт для сушки сыпучих крышкой, например, для предотвращения падения на образце мусора. Разрешить образец для просушки на 12 до 24 ч.

4. Монтаж

  1. Гора цианобактерий и euglenoids.
    1. Метка нижней части либо алюминия 12 - или 25-мм монтажные заглушки, чтобы указать, что делается на вершине. Нарезать четверти с чистым лезвием или скальпель поликарбоната фильтр с сухие клетки, если заготовка 12 мм, или место весь фильтр, если с помощью заготовка 25 мм.
    2. Поместите каждый фильтр на клей или клей вкладку углерода, прикрепленной к верхней части заготовка.
  2. Смонтировать Drosophila melanogaster (плодовая муха).
    1. Метка нижней части заглушку крепления алюминия указывают на то, что находится на вершине.
      Поместите сухие мухи в нужное положение на клей или углерода клей вкладку, прикрепленной к верхней части заготовка под микроскопом рассечения пинцетом точности.
    2. Примените Серебряный Электропроводящий клей, т.е., Серебряная краска, вокруг внешних краев заглушки. Подключите Серебряная краска для мух с помощью зубочистки для обеспечения проводимости. Не позволяйте краски коснуться области желаемого изображения.
    3. Установите заглушки держателя заглушку и поместите держатель поле Открыть заглушки в эксикатор. Разрешить Серебряная краска сухая по крайней мере 3 h или на ночь для достижения наилучших результатов.

5. распыления покрытия

  1. Подготовьте аппарат распыления покрытия, выполнив четыре-пять сбрасывает газа аргона. При высокой влажности (т.е., воздух комнаты чувствует влажные, обычно около 50% относительная влажность), выполняют шесть-семь флеши. Распыления слой заглушки следуя инструкциям производителя.
  2. Образцы пальто на основе образца используется:
    1. Для фильтров с цианобактериями установите таймер для распыления пальто для 180 s прямо на.
    2. Для фильтров с эукариотических водорослей, т.е., euglenoids, установите таймер для распыления пальто для 120 прямо на, а затем 20 сек с трех сторон под углом 45 °.
    3. Для больших выборок т.е., Муха головы, установите таймер разбрызгивание пальто для 60 s прямо на, а затем 30 с каждой стороны под углом 45 °.
      Примечание: После завершения покрытие заглушки должны быть светло-серого цвета.

6. обработка изображений

  1. Примеры изображений с помощью сканирующего электронного микроскопа, который включает детектор средних электронов (SE).
    1. Для цианобактерий, применяются следующие параметры: 3-5 кв ускоритель напряжение (AC), 20-30 датчик тока (PC) и 5 мм Рабочее расстояние (WD). Для euglenoids, используйте 3 кВ переменного тока, 30 PC и 5 мм WD. Для мух, используйте 5 кВ переменного тока, 30 PC и 5-10 мм WD.
  2. Измените масштаб в зависимости от размера деталь или объекта для отображения. Отрегулируйте stigmators, отверстий и акцент производится четкое изображение. Захват изображения с высоким разрешением настройки согласно инструкциям производителя SEM.

Результаты

Цианобактерии являются прокариот группы организмов, которые имеют решающее значение для глобальной углерода, кислорода и азота циклов28,29. Примерно 6000 видов синезеленых водорослей30большинство из них слизистые оболочки, по...

Обсуждение

Здесь мы описали протокол, с помощью SEM для получения подробной информации о внешних морфологических характеристик трех видов организмов, которые другие могут применять для изучения особенностей многих видов организмов или тканей. В каждом шаге протокола существует потенциальных точ...

Раскрытие информации

Авторы не имеют ничего сообщать.

Благодарности

Эта работа финансировалась Грант MLS и награды академии летний Мак от управления исследований и аспирантуру в Центральный Мичиганский университет. Цианобактерии были поставлены Zimba и планктона лаборатории, частью центра для прибрежных исследований, Texas A & M University в Корпус-Кристи. Euglenoids были поставлены в лаборатории Triemer, Университет штата Мичиган.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
 gold–palladiumTed Pella, Inc.91212
Silver conductive adhesive 503Electron Microscopy Sciences12686-15
Whatman Nuclepore Track-Etched Membranes; diam. 25 mm, pore size 8 μm, polycarbonateSigmaWHA110614
Whatman Nuclepore Track-Etched Membranes; diam. 25 mm, pore size 0.8 μm, polycarbonate, blackSigmaWHA110659
Whatman Nuclepore Track-Etched Membranes; diam. 25 mm, pore size 0.2 μm, polycarbonateSigmaWHA110606
aluminum weighing dish Fisher Scientific08-732-100
aluminum mounting stubs (12 mm)Electron Microscopy Sciences75210
aluminum mounting stubs (25 mm)Electron Microscopy Sciences75186
Adhesive tabs Electron Microscopy Sciences76760
conductive carbon adhesive tabsElectron Microscopy Sciences77825
F/2 mediaCulture Collection of Algae at the University of Texas at Austinhttps://utex.org/products/f_2-mediumNo Catalog number given - see link 
AF6 mediaBigelow - National Center for Marin Algae and Microbiotahttps://ncma.bigelow.org/media/wysiwyg/Algal_recipes/NCMA_algal_medium_AF6_1.pdfNo Catalog number given - see link 
Soil water mediumCarolina Biological Supply Company153785
Polyethylene glycol tert-octylphenyl ether (Triton X-100)VWR97062-208
Hummer 6.2 Sputter CoaterAnatech USAhttp://www.anatechusa.com/hummer-sputter-systems/4No Catalog number given - see link 
Hitachi 3400N-II SEM Hitachihttps://www.hitachi-hightech.com/us/product_list/?ld=sms2&md=sms2-1&sd=sms2-1-2&gclid=EAIaIQobChMIpq_jtJfj3AIVS7jACh2mdgkPEAAYASAAEgKAnfD_BwEThe company doesn't appear to sell this model any longer 

Ссылки

  1. Bozzola, J. J., Russell, L. D. . Electron microscopy, principles and techniques for biologists. , (1999).
  2. Goldstein, J., et al. . Scanning electron microscopy and X-ray microanalysis. , (2003).
  3. Egerton, R. F. . Physical principles of electron microscopy: an introduction to TEM, SEM, and AEM. , (2005).
  4. Mukherjee, K., et al. Analysis of Brain Mitochondria Using Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy. Journal of visualized experiments. (113), (2016).
  5. Bello, M. A., Ruiz-Leon, Y., Sandoval-Sierra, J. V., Rezinciuc, S., Dieguez-Uribeondo, J. Scanning Electron Microscopy (SEM) Protocols for Problematic Plant, Oomycete, and Fungal Samples. Journal of visualized experiments. (120), (2017).
  6. Ramirez-Esquivel, F., Ribi, W. A., Narendra, A. Techniques for Investigating the Anatomy of the Ant Visual System. Journal of visualized experiments. (129), (2017).
  7. Endres, B., et al. A Protocol to Characterize the Morphological Changes of Clostridium difficile in Response to Antibiotic Treatment. Journal of visualized experiments. (123), (2017).
  8. Chan, V. B., et al. Characterization of Calcification Events Using Live Optical and Electron Microscopy Techniques in a Marine Tubeworm. Journal of visualized experiments. (120), (2017).
  9. Miquel Guennoc, ., C, , et al. A New Method for Qualitative Multi-scale Analysis of Bacterial Biofilms on Filamentous Fungal Colonies Using Confocal and Electron Microscopy. Journal of visualized experiments. (119), (2017).
  10. Bucher, T., Kartvelishvily, E., Kolodkin-Gal, I. Methodologies for Studying B. subtilis Biofilms as a Model for Characterizing Small Molecule Biofilm Inhibitors. Journal of visualized experiments. (116), (2016).
  11. Thompson, Z. S., Rijal, N. P., Jarvis, D., Edwards, A., Bhattarai, N. Synthesis of Keratin-based Nanofiber for Biomedical Engineering. Journal of visualized experiments. (108), e53381 (2016).
  12. Ponce, A., Mejia-Rosales, S., Jose-Yacaman, M. Scanning transmission electron microscopy methods for the analysis of nanoparticles. Methods in Molecular Biology. , 453-471 (2012).
  13. Wang, X. S., Tang, H. P., Li, X. D., Hua, X. Investigations on the mechanical properties of conducting polymer coating-substrate structures and their influencing factors. International Journal of Molecular Sciences. 10 (12), 5257-5284 (2009).
  14. Hortola, P. SEM examination of human erythrocytes in uncoated bloodstains on stone: use of conventional as environmental-like SEM in a soft biological tissue (and hard inorganic material). Journal of Microscopy. 218 (Pt 2), 94-103 (2005).
  15. Joy, D. C. Scanning electron microscopy for materials characterization. Current Opinion in Solid State and Materials Science. 2 (4), 465-468 (1997).
  16. Tsikouras, B., Pe-Piper, G., Piper, D. J. W., Schaffer, M. Varietal heavy mineral analysis of sediment provenance, Lower Cretaceous Scotian Basin, eastern Canada. Sedimentary Geology. 237 (3-4), 150-165 (2011).
  17. Goldberg, M. W., Fiserova, J. Immunogold Labeling for Scanning Electron Microscopy. Methods in Molecular Biology. 1474, 309-325 (2016).
  18. Hall, D. H., Hartwieg, E., Nguyen, K. C. Modern electron microscopy methods for C. elegans. Methods in Cell Biology. 107, 93-149 (2012).
  19. Heegaard, S., Jensen, O. A., Prause, J. U. Hexamethyldisilazane in preparation of retinal tissue for scanning electron microscopy. Ophthalmic Research. 18 (4), 203-208 (1986).
  20. Nation, J. L. A new method using hexamethyldisilazane for preparation of soft insect tissues for scanning electron microscopy. Stain Technology. 58 (6), 347-351 (1983).
  21. Wolff, T. . Preparation of Drosophila eye specimens for scanning electron microscopy. 2011 (11), 1383-1385 (2011).
  22. Fischer, E. R., Hansen, B. T., Nair, V., Hoyt, F. H., Dorward, D. W. Scanning electron microscopy. Current Protocols in Microbiology. , (2012).
  23. Trotter, M. B., Stephens, T. D., McGrath, J. P., Steinhilb, M. L. The Drosophila model system to study tau action. Methods in Cell Biology. 141, 259-286 (2017).
  24. Guillard, R. R., Ryther, J. H. Studies of marine planktonic diatoms. I. Cyclotella nana Hustedt, and Detonula confervacea (cleve) Gran. Canadian Journal of Microbiology. 8, 229-239 (1962).
  25. Guillard, R. R. L. . Culture of Marine Invertebrate Animals. , (1975).
  26. Watanabe, M. M., Kawachi, M., Hiroki, M., Kasai, F. . National Institute for Environmental Studies. , 159 (1997).
  27. Inoue, T., Osatake, H. A new drying method of biological specimens for scanning electron microscopy: the t-butyl alcohol freeze-drying method. Archives of Histology and Cytology. 51 (1), 53-59 (1988).
  28. Zurawell, R. W., Chen, H., Burke, J. M., Prepas, E. E. Hepatotoxic cyanobacteria: a review of the biological importance of microcystins in freshwater environments. Journal of Toxicology and Environmental Health. Part B, Critical Reviews. 8 (1), 1-37 (2005).
  29. Berman-Frank, I., Lundgren, P., Falkowski, P. Nitrogen fixation and photosynthetic oxygen evolution in cyanobacteria. Research in Microbiology. 154 (3), 157-164 (2003).
  30. Silva Rocha, B., Carneiro, F. M. How many species of Cyanobacteria are there? Using a discovery curve to predict the species number. Biodiversity and Conservation. (22), 2907-2918 (2013).
  31. Robins, R. J., Hall, D. O., Shi, D. J., Turner, R. J., Rhodes, M. J. C. Mucilage acts to adhere cyanobacteria and cultured plant cells to biological and inert surfaces. FEMS Microbiology Letters. (34), 155-160 (1986).
  32. Diestra, E., et al. Characterization of an oil-degrading Microcoleus consortium by means of confocal scanning microscopy, scanning electron microscopy and transmission electron microscopy. Scanning. 27 (4), 176-180 (2005).
  33. Komárek, J. Modern taxonomic revision of planktic nostocacean cyanobacteria: a short review of genera. Hydrobiologia. 639 (639), 231-243 (2010).
  34. Leander, B. S., Farmer, M. A. Comparative morphology of the euglenid pellicle. I. Patterns of strips and pores. The Journal of Eukaryotic Microbiology. 47 (5), 469-479 (2000).
  35. Leander, B. S., Farmer, M. A. Comparative morphology of the euglenid pellicle. II. Diversity of strip substructure. The Journal of Eukaryotic Microbiology. 48 (2), 202-217 (2001).
  36. Leander, B. S., Witek, R. P., Farmer, M. A. Trends in the evolution of the euglenid pellicle. Evolution. 55 (11), 2215-2235 (2001).
  37. Shulman, J. M., Feany, M. B. Genetic modifiers of tauopathy in Drosophila. Genetics. 165 (3), 1233-1242 (2003).
  38. Reinecke, J. B., et al. Implicating calpain in tau-mediated toxicity in vivo. PLoS One. 6 (8), e23865 (2011).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

143SEMeuglenoidflyt TBA

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены