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In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Diese Arbeit beschreibt den Einsatz der CRISPR-Cas9 Genom-Editing-Technologie, um das endogene Gen OsABCG15 zu knockouten, gefolgt von einem modifizierten Agrobacterium-vermitteltenTransformationsprotokoll, um eine stabile männlich-sterile Linie in Reis zu produzieren.

Zusammenfassung

Männliche Sterilität ist eine wichtige agronomische Eigenschaft für die Hybridsamenproduktion, die in der Regel durch funktionelle Defekte in männlichen Fortpflanzungsorganen/Gameten gekennzeichnet ist. Jüngste Fortschritte in der CRISPR-Cas9-Genom-Editing-Technologie ermöglichen eine hohe Editing-Wirksamkeit und zeitsparende Knockout-Mutationen endogener Kandidatengene an bestimmten Standorten. Darüber hinaus ist Agrobacterium-vermittelte genetische Transformation von Reis auch eine Schlüsselmethode zur Genmodifikation, die von vielen öffentlichen und privaten Laboratorien weit verbreitet ist. In dieser Studie haben wir CRISPR-Cas9 Genombearbeitungswerkzeuge eingesetzt und erfolgreich drei männliche sterile Mutantlinien durch gezielte Genombearbeitung von OsABCG15 in einer Japonica-Sorte erzeugt. Wir verwendeten eine modifizierte Agrobacterium-vermittelteReistransformationsmethode, die hervorragende Mittel zur genetischen Easculation für die Hybridsamenproduktion in Reis bieten konnte. Transgene Pflanzen können innerhalb von 2–3 Monaten erhalten werden und homozygote Transformanten wurden durch Genotypisierung mittels PCR-Amplifikation und Sanger-Sequenzierung gescreent. Die grundlegende phänotypische Charakterisierung der männlichen sterilen homozygoten Linie wurde durch mikroskopische Beobachtung der männlichen Reisvermehrungsorgane, Pollenlebensfähigkeitsanalyse durch Jodkaliumjodid (I2-KI) durchgeführt, indem halbdünne Querschnitte von sich entwickelnden Anthern färben.

Einleitung

Reis ist die wichtigste Nahrungsmittelpflanze, insbesondere in Entwicklungsländern, und stellt für mehr als die Hälfte der Weltbevölkerung ein Grundnahrungsmittel dar. Insgesamt wächst die Nachfrage nach Reisgetreide und wird bis 2030 voraussichtlich um 50 % und bis 2050 um 100 % ansteigen1,2. Zukünftige Verbesserungen des Reisertrags müssen aus verschiedenen molekularen und genetischen Ressourcen kapitalisieren, die Reis zu einem ausgezeichneten Modell für monokotyledonöse Pflanzenforschung machen. Dazu gehören ein effizientes Transformationssystem, fortschrittliche molekulare Karte und öffentlich zugängliche Datenbank von ausgedrückten Sequenz-Tags, die über viele Jahre generiert wurden3,4. Eine Strategie zur Verbesserung des Ernteertrags ist die Hybridsaatgutproduktion5, ein zentrales Element davon ist die Fähigkeit, die männliche Fruchtbarkeit zu manipulieren. Das Verständnis der molekularen Kontrolle der männlichen Fruchtbarkeit in Getreidepflanzen kann dazu beitragen, Schlüsselwissen in praktische Techniken umzusetzen, um die Hybridsaatgutproduktion zu verbessern und die Ernteproduktivität zu verbessern6,7.

Die genetische Transformation ist ein Schlüsselinstrument für die Grundlagenforschung und die kommerzielle Landwirtschaft, da sie die Einführung fremder Gene oder die Manipulation endogener Gene in Kulturpflanzen ermöglicht und zur Erzeugung genetisch veränderter Linien führt. Ein geeignetes Transformationsprotokoll kann dazu beitragen, genetische und molekularbiologische Studien für ein grundlegendes Verständnis der Genregulation zu beschleunigen8. Bei Bakterien findet die genetische Transformation auf natürliche Weise statt; jedoch wird es in Pflanzen künstlich mit molekularbiologischen Techniken9,10durchgeführt. Agrobacterium tumefaciens ist ein bodengestütztes, gramnegatives Bakterium, das Kronengallenerkrankungen in Pflanzen verursacht, indem es T-DNA, eine Region seines Ti-Plasmids, über ein Sekretionssystem vom Typ IV11,12in die Pflanzenzelle überträgt. In Pflanzen wird die A. tumefaciens-vermittelte Transformation als weit verbreitete Methode zur Genmodifikation betrachtet, da sie zu einer stabilen und niedrigen Kopierzahl der Integration von T-DNA in das Wirtsgenom13führt. Transgener Reis wurde erstmals Mitte der 1990er Jahre durch Agrobacterium-vermittelte Gentransformation in der Japonica-Sorte14erzeugt. Mit diesem Protokoll wurden innerhalb von 4 Monaten mehrere transgene Leitungen mit einer Transformationseffizienz von 10%–30% erhalten. Die Studie zeigte, dass es zwei entscheidende Schritte für die erfolgreiche Transformation gibt: einer ist die Induktion von embryogenen Callus aus reifen Samen und ein anderer ist die Zugabe von Acetosyringon, einer Phenolverbindung, zur Bakterienkultur während der Kokultivierung, die eine höhere Transformationseffizienz in Pflanzenermöglicht 14,15. Dieses Protokoll wurde ausgiebig mit kleineren Änderungen in japonica16,17,18,19 sowie anderen Sorten wie Indica20,21,22,23 und tropischen japonica24,25verwendet. Tatsächlich verwenden über 80% der Artikel, die die Reistransformation beschreiben, Agrobacterium-vermittelte Gentransformation als Werkzeug13. Bis heute wurden mehrere genetische Transformationsprotokolle entwickelt, die Reissamen als Ausgangsmaterial für die Callusinduktion16,17,18,19verwenden. Über den jungen Blütenstand als Explants für die Callusproduktion ist jedoch nur sehr wenig bekannt. Insgesamt ist es wichtig, ein schnelles, reproduzierbares und effizientes Gentransformations- und Regenerationsprotokoll für die funktionelle Genomik und Studien zur Verbesserung von Pflanzen zu erstellen.

In den letzten Jahren hat die Weiterentwicklung der CRISPR-Cas9-Technologie zu einem präzisen Genom-Editing-Mechanismus geführt, um die Genfunktion zu verstehen und agronomisch wichtige Verbesserungen für die Pflanzenzüchtung zu liefern26,27. CRISPR bietet auch erhebliche Versprechen für die Manipulation der männlichen Reproduktionsentwicklung und Hybridproduktion. In dieser Studie nutzten wir ein Gen-Knockout-System mit CRISPR-Cas9-Technologie und koppelten es an ein effizientes Reisgentransformationsprotokoll, das junge Blütenstände als Explanten verwendete, wodurch stabile männliche sterile Linien für die Untersuchung der Reproduktionsentwicklung geschaffen wurden.

Protokoll

1. sgRNA-CAS9 Pflanzenexpressionsvektorkonstruktion und Agrobacterium-vermittelte Transformation

  1. Ziel eines männlichen sterilen Genos OsABCG15 in Reis nach der veröffentlichten Literatur28.
  2. Entwerfen Sie sgRNA für den Zielstandort zwischen 106–125 bp im zweiten Exon von OsABCG15 (Abbildung 1).
  3. Verwenden Sie T4-Polynukleotidkinase, um die sgRNA-Oligos zu synthetisieren (sgR-OsABCG15-F: 5'TGGCAAGCACATCCTCAAGGGGAT3' und 5'sgR-OsABCG15-R: AAACATCCCCTTGAGGATGTGCTT').
  4. Verwenden Sie Endonuklease BbsI, um den psgR-Cas9 Backbone-Vektor29zu verdauen.
  5. Ligate die synthetisierten sgRNA Oligos mit linearisiertem psgR-Cas9 Backbone unter Verwendung von T4 Ligase nach dem Herstellerprotokoll.
  6. Verdauen Sie mit HindIII/EcoRI die sgRNA-Kassette aus Schritt 1.5 und subklonieren Sie in die HindIII/EcoRI-Site des pCAMBIA1300 Binärvektors für eine stabile Transformation29.
  7. Bestätigen Sie das konstruierte Plasmid durch Enzymverdauung und Sequenzierung. Verwandeln Sie später das binäre Konstrukt in den Agrobacterium tumefaciens-Stamm EHA105 und wachsen Sie sie auf Kan/Rif-Selektionsplatten bei 28 °C für 2–3 Tage an.

2. Reis-Genumwandlung und Pflanzengewebekultur

  1. Callus-Induktion und Regeneration
    HINWEIS: Verwenden Sie frische junge Reisblüten als Ausgangsmaterial, um Callus zu induzieren (Abbildung 2).
    1. Sammeln Sie die jungen Blütenstände aus dem Reisfeld oder grünen Haus in der Meiose-Stufe, bestimmt durch Die Blütenlänge von 1,6-4,8 mm (Abbildung 2A)29. Stellen Sie sicher, dass die Reisblüten mit Blattscheide bedeckt sind. Wischen Sie jeden Blütenstand mit einem 70% Alkoholabstrich ab und lassen Sie ihn vor dem Schneiden trocknen.
    2. Bringen Sie den Blütenstand auf eine saubere sterile Bank. Schneiden Sie es in kleine Stücke (je kleiner desto besser) mit sterilisierter Schere und übertragen Sie dann Stecklinge auf eine Petriplatte mit NBD2 Medium (Abbildung 2B, Tabelle 1).
    3. Inkubieren Sie die Platte im Dunkeln bei 26 °C für etwa 10-14 Tage, um Callus zu induzieren (Abbildung 3A).
      HINWEIS: Verwenden Sie den neu gebildeten Callus für Agrobacterium-Infiltration (Schritt 2.2.7) direkt oder rekonditionieren Sie ein anderes Mal in frischem NBD2-Medium, um mehr Callus zu erhalten. Übertragen Sie den Callus alle 8–10 Tage in das neue NBD2-Medium.
  2. Transformation und Kokultivierung
    1. Verwenden Sie A. tumefaciens-Bakterien, die das binäre Plasmid aus Schritt 1.6 für die Transformation enthalten. Bewahren Sie die A. tumefaciens-Stämme in YEB-Medium(Tabelle 1) mit 50 % Glycerin bei -80 °C für die weitere Verwendung auf.
    2. Streifen A. tumefaciens von einem -80 °C Glycerinbestand zu YEB Agar Medium, das selektive Antibiotika enthält (Tabelle 1) und wachsen bei 25–28 °C für 48–72 h, damit Kolonien auftreten können.
    3. In einem 50 ml konischen sterilen Reagenzglas wird eine einzelne Kolonie von der YEB-Platte mit selektiven Antibiotika auf 5 ml flüssiges YEB-Medium mit denselben selektiven Antibiotika (Tabelle 1)geimpft. Schütteln Sie auf einem Orbital-Shaker bei 250 x gbei 25–28 °C, bis Bakterien auf eine OD600 von 0,5 anwachsen.
    4. 1 ml bakterielle Suspension zu 100 ml YEB-Medium (Tabelle 1) mit den gleichen selektiven Antibiotika in einem 250 ml konischen Kolben hinzufügen und auf einem Orbital-Shaker bei 250 x gschütteln, bei 28 °C für 4 h.
    5. Zentrifuge bei 4.000 x g für 10 min bei Raumtemperatur, um Bakterien zu sammeln. Entsorgen Sie den Überstand.
    6. Das bakterielle Pellet mit AAM-AS-Medium (Tabelle 1) aussetzen und die Suspension auf eine OD600 = 0,4 verdünnen.
      HINWEIS: Die perfekte OD der bakteriellen Suspension ist entscheidend für eine effiziente Transformation. Es hilft bei der Beseitigung überschüssiges bakterielles Wachstum auf dem Callus.
    7. Sammeln Sie rund 150 gesunde, leichtgelbe zerbrechliche embryogene Calli aus Schritt 2.1.3 in einen 150 ml sterilen Kolben. Fügen Sie 50–75 ml bakterielle Zellsuspension ab Schritt 2.2.6 in den sterilen Kolben und fügen Sie dann etwa 10-25 ml frisches AAM-AS-Medium hinzu, um den Calli für 10–20 min einzutauchen und gelegentlich zu schütteln.
    8. Gießen Sie die bakterielle Suspension vorsichtig aus dem Kolben und trocknen Sie die überschüssige bakterielle Suspension aus dem Callus mit sterilem Filterpapier #1 oder Tissuepapier. Dann legen Sie sie auf eine Petrischale mit NBD-AS Medium (Tabelle 1) mit einem sterilen Filterpapier #1 bedeckt. Bei 25–28 °C im Dunkeln 3 Tage lang inkubieren und auf bakterielles Überwuchern überprüfen.
  3. Auswahl für widerstandsfähigen Callus
    1. Nach 3 Tagen Kokultivierung die Calli mit einem sterilen Filterpapier in eine sterile Petrischale geben.
    2. Lufttrocknen Sie den Calli für 2 h auf einer sauberen Bank. Stellen Sie sicher, dass der Callus nicht am Filterpapier haftet.
    3. Übertragen Sie die Calli gleichmäßig mit steriler Pinzette auf das Primäreselektionsmedium NBD2 (mit 40 mg/L Hygromycin und 250 mg/L Timentin) (Tabelle 1). Kultur calli für 2 Wochen bei 25–28 °C im Dunkeln.
    4. Nach 2 Wochen Calli gleichmäßig auf eine neue Platte mit frischem Selektionsmedium NBD2 (mit 40 mg/L Hygromycin und 250 mg/L Timentin) übertragen (Tabelle 1). Kultur die Calli für weitere 2 Wochen bei 25–28 °C im Dunkeln.
  4. Callus-Differenzierung
    1. Transfer Callus auf frisches MS Medium (mit 25 mg/L Hygromycin und 150 mg/L Timentin) (Tabelle 1). Kultur unter dem Licht bei 25–28 °C für ca. 2 Wochen.
    2. Wiederholen Sie Schritt 2.4.1 noch einmal.
    3. Übertragen Sie die Triebknospen auf das neue MS-Medium (mit 10 mg/L Hygromycin), um mehr Triebe zu vermehren.
  5. Wurzelinduktion
    1. Übertragen Sie die neuen Triebe in 1/2 MS medium (Tabelle 1). Kultur unter dem Licht bei 25 °C - 28 °C. Die transformierten Pflanzen produzieren Wurzeln innerhalb von 2 Wochen.
    2. Nach 1 Woche, übertragen Sie die Pflanzen zu reinigen Töpfe, die die Pflanze zu reinigen, um Austrocknung zu verhindern.

3. Genotyp-Identifikation

  1. Sammeln Sie junge Blätter aus neu erzeugten Pflanzen für die gesamte DNA-Extraktion mit der Cetyltrimethyl-Ammoniumbromid -Methode (CTAB)31.
  2. Wählen Sie anhand der genomischen DNA als Vorlage die Primer (Hygromycin-F: 5' GATGTTGGCGACCTCGTATT 3' und Hygromycin-R: 5' CGAAGAATCTCTCTTTCA 3' in der Hygromycin-Region) aus, um die Polymerase-Kettenreaktion (PCR) durchzuführen, um die Transgenintegration und die Frequenzen zu validieren (Abbildung 4). Folgende PCR-Bedingungen: 94 °C für 5 min; 36 Zyklen (94 °C für 30 s; 56 °C für 30 s; 72 °C für 1 min ); 72 °C für 7 min. Erfolgreiche PCR-Reaktionen ergeben ein 604 bp Amplikon.
  3. Führen Sie eine weitere PCR-Datei durch, um die genomische Region um die CRISPR-Zielstandorte mit spezifischen Primern (OsABCG15-ID-F: 5' GTCTCTCTCACAACAGTTTCT 3' und OsABCG15-ID-R: 5' TTGGTGTTTAAAACATTGCTAT 3') zu verstärken, um den Genotyp der Transformatoren zu identifizieren. Die PCR-Bedingungen sind die gleichen wie in Schritt 3.2.
  4. Verwenden Sie PCR-Fragmente aus Schritt 3.3 direkt für die Sanger-Sequenzierung, um Mutationen zu identifizieren.

4. Beobachten Sie den grundlegenden Phänotyp des Mutanten

  1. Bereiten Sie die I2-KI-Lösung vor: 2 g KI (Kaliumjodid) in 10 ml destilliertem Wasser auflösen und dann 0,2 g I2 (resublimed Jod) darin hinzufügen. Nach dem Mischen das Gesamtvolumen mit destilliertem Wasser auf 100 ml bringen.
  2. Bereiten Sie die FAA-Lösung (63% wasserfreies Ethanol, 5% Eisessigsäure, 5% Formaldehyd und 27% Wasser) vor und mischen Sie vor der Verwendung.
  3. Die 0,5% Toluidin-Blaufärbungslösung vorbereiten: 0,5 g Toluidinblau in 100 ml destilliertem Wasser auflösen.
  4. Führen Sie eine vegetative phätotypische Beobachtung durch, indem Sie die ganzen Pflanzen mit einer Digitalkamera bebildern.
  5. Führen Sie reproduktive Phänotyp Beobachtung, entfernen Sie die Paläa und Lemma aus dem Florett. Nehmen Sie Fotos von ganzen Anthern unter einem Stereomikroskop auf.
  6. Beobachten Sie die Pollenlebensfähigkeit durch Jodfärbung.
    1. Wählen Sie reife Reisspieße vor der Blütenanthese, entfernen Sie die Paläa und Lemma, um die Anther freizusetzen.
    2. Nehmen Sie 6 Anther und legen Sie sie auf eine Glasrutsche. Fügen Sie 1 Tropfen destilliertes Wasser hinzu, zerkleinern Sie den Anther gut mit einer Pinzette, um die Pollenkörner freizusetzen, und fügen Sie dann 2–3 Tropfen I2-KI Lösung hinzu. Abdeckung mit dem Coverslip.
    3. Beobachten Sie unter einem Mikroskop mit niedriger Vergrößerung. Pollenkörner, die schwarz gefärbt sind, zeigen eine kräftigere Lebensfähigkeit, keine Farbe oder gelbbraun gefärbt eaktiert oder degeneriert.
  7. Führen Sie einen halbdünnen Abschnitt Reis-Anther
    1. Fixieren Sie die Reisblumen aus verschiedenen Entwicklungsstadien in eine FAA-Lösung. Vakuumieren Sie die Materialien bei 4 °C (in der Regel 15 min), damit das Fixativ in das Gewebe eindringen kann, bis das Material auf den Boden der Sammelflasche sinkt.
    2. Ersetzen Sie dies am nächsten Tag durch eine neue FAA-Lösung. Sobald das Material nach unten sinkt, mit 70% Ethanol ersetzen und bei 4 °C für den langfristigen Einsatz lagern.
    3. Dehydrieren Sie die Materialien mit unterschiedlichen Ethanolgradienten (70%, 80%, 95% jedes Mal für 30 min, 100% Ethanol für 2 h, 100% Ethanol mit etwas Safraninfarbstoff für 2 h).
      HINWEIS: Fügen Sie ein wenig Safranin Farbstoff in die zweite 100% Ethanol, um die Anther für eine einfachere Schnitt nach.
    4. Führen Sie die Einbettung durch befolgen sie der Anweisung des Herstellers (Tabelle der Materialien). Dann im Ofen bei 60 °C für 48 h vor dem Schnitt backen.
    5. Schneiden Sie die Probe mit einem Mikrotom auf eine Dicke von 2 m ab. Fügen Sie einen Tropfen Wasser auf der Glasrutsche hinzu. Nehmen Sie dann die dünnen Abschnitte, die Antherblöcke enthalten, mit Zangen auf und legen Sie sie auf die Oberfläche des Wassertropfens auf den Rutschen.
    6. Legen Sie die Rutschen auf das Wasserbad bei 50 °C, um die Abschnitte vollständig zu verteilen, damit sie fest an der Rutsche haften.
    7. Verwenden Sie 0,5% Toluidin blau Lösung Flecken die Dias für 30 min. Dann mit Wasser abspülen und in der Dunstabzugshaube trocknen. Mit neutralem Baumkleber versiegeln. Legen Sie vorsichtig einen Deckelrutsch auf die Rutsche und trocknen Sie in der Dunstabzugshaube.
    8. Beobachten und fotografieren Sie die Probe unter dem Mikroskop.

Ergebnisse

Gezeigt wird hier der Einsatz von Gen-Editing-Technologie, um eine männliche sterile Linie für zukünftige Forschung von Agrobacterium-vermittelte genetische Transformation in Reis zu schaffen. Um die männliche sterile Linie von osabcg15zu erstellen, wurde CRISPR-CAS9-vermittelte Mutagenese für die binäre Vektorkonstruktion verwendet. Die sgRNA wurde vom OsU3-Promotor angetrieben, während die Expressionskassette von hSpCas9 vom doppelten 35S-Promotor angetrieben wurde und der mittlere Vektor in ei...

Diskussion

Künstliche genegene männliche sterile Mutanten werden traditionell durch zufällige physikalische, chemische oder biologische Mutagenese erzeugt. Obwohl dies mächtige Techniken sind, kann ihre zufällige Natur nicht aus der riesigen Menge an modernem genomischem Wissen Kapital schlagen, das das Potenzial hat, maßgeschneiderte Verbesserungen in der molekularen Züchtung zu liefern32. Das CRISPR-Cas9-System ist aufgrund seiner einfachen und erschwinglichen Möglichkeiten zur Manipulation und Bea...

Offenlegungen

nichts.

Danksagungen

Die Autoren würdigen Xiaofei Chen für die Bereitstellung der jungen Reisblüten und Hilfe bei der Herstellung der Reisgewebekultur Medium. Diese Arbeit wurde von der National Natural Science Foundation of China (31900611) unterstützt.

Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
1-Naphthaleneacetic acidSigma-AldrichN0640
2，4-Dichlorophenoxyacetic AcidSigma-AldrichD7299
6-Benzylaminopurine (6-BA)Sigma-AldrichB3408
AcetosyringoneSigma-AldrichD134406
AgarSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10000561
Ammonium sulfateSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10002918
Aneurine hydrochlorideSigma-AldrichT4625
Anhydrous ethanolSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10009218
Bacteriological peptoneSangon BiotechA100636
Beef extractSangon BiotechA600114
Boric acidSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10004808
Calcium chloride dihydrateSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd20011160
Casein acid hydrolysateBeijing XMJ Scientific Co., LtdC184
Cobalt(Ⅱ) chloride hexahydrateSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10007216
Copper(Ⅱ) sulfate pentahydrateSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10008218
D(+)-Glucose anhydrousSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd63005518
D-sorbitolSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd63011037
EDTA, Disodium Salt, DihydrateSigma-AldrichE5134
EOS Digital SLR and Compact System CamerasCanonEOS 700D
FormaldehydeSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10010018
Fully Automated Rotary MicrotomeLeica BiosystemsLeica RM 2265
Glacial acetic acidSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10000208
GlycineSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd62011516
HygromycinBeijing XMJ Scientific Co., LtdH370
InositolSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd63007738
IodineSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10011517
Iron(Ⅱ) sulfate heptahydrateSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10012116
KanamycineBeijing XMJ Scientific Co., LtdK378
KinetinSigma-AldrichK0753
L-ArginineSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd62004034
L-Aspartic acidSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd62004736
L-GlutamineBeijing XMJ Scientific Co., LtdG229
L-prolineBeijing XMJ Scientific Co., LtdP698
Magnesium sulfate heptahydrateSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10013018
Manganese sulfate monohydrateSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10013418
MicroscopesNIKONEclipse 80i
MSPhytotechM519
Nicotinic acidSigma-AldrichN0765
PhytagelSigma-AldrichP8169
Potassium chlorideSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10016308
Potassium dihydrogen phosphateSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10017608
Potassium iodideSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10017160
Potassium nitrateSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd1001721933
Pyridoxine Hydrochloride (B6)Sigma-Aldrich47862
RifampicinBeijing XMJ Scientific Co., LtdR501
Sodium hydroxideSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10019718
Sodium molybdate dihydrateSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10019816
Stereo microscopesLeica MicrosystemsLeica M205 A
SucroseSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10021418
Technovit embedding Kits 7100Heraeus Teknovi, Germany14653
TimentinBeijing XMJ Scientific Co., LtdT869
Toluidine Blue OSigma-AldrichT3260
Water bath for paraffin sectionsLeica BiosystemsLeica HI1210
Yeast extractSangon BiotechA515245
Zinc sulfate heptahydrateSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10024018

Referenzen

  1. Izawa, T., Shimamoto, K. Becoming a model plant: The importance of rice to plant science. Trends in Plant Science. 1 (3), 95-99 (1996).
  2. Shimamoto, K., Kyozuka, J. Rice as a model for comparative genomics of plants. Annual Review of Plant Biology. 53 (1), 399-419 (2002).
  3. Selva, C., et al. Hybrid breeding in wheat: how shaping floral biology can offer new perspectives. Functional Plant Biology. 47 (8), 675-694 (2020).
  4. Lippman, Z. B., Zamir, D. Heterosis: revisiting the magic. Trends in Genetics. 23 (2), 60-66 (2007).
  5. Zhang, D., Liang, W. Improving food security: using male fertility for hybrid seed breeding. Science. , 45-48 (2016).
  6. Masters, A., et al. Agrobacterium-Mediated Immature Embryo Transformation of Recalcitrant Maize Inbred Lines Using Morphogenic Genes. Journal of Visualized Experiments. (156), e60782 (2020).
  7. Laurenceau, R., et al. A type IV pilus mediates DNA binding during natural transformation in Streptococcus pneumoniae. PLoS Pathogens. 9 (6), 1003473 (2013).
  8. Tzfira, T., Citovsky, V. Agrobacterium-mediated genetic transformation of plants: biology and biotechnology. Current Opinion in Biotechnology. 17 (2), 147-154 (2006).
  9. Gelvin, S. B. Agrobacterium in the genomics age. Plant Physiology. 150 (4), 1665-1676 (2009).
  10. Lacroix, B., Citovsky, V. The roles of bacterial and host plant factors in Agrobacterium-mediated genetic transformation. International Journal of Developmental Biology. 57, 467-481 (2013).
  11. Hiei, Y., Komari, T. Agrobacterium-mediated transformation of rice using immature embryos or calli induced from mature seed. Nature Protocols. 3 (5), 824 (2008).
  12. Hiei, Y., Ohta, S., Komari, T., Kumashiro, T. Efficient transformation of rice (Oryza sativa L.) mediated by Agrobacterium and sequence analysis of the boundaries of the T-DNA. The Plant Journal. 6 (2), 271-282 (1994).
  13. Hiei, Y., Komari, T., Kubo, T. Transformation of rice mediated by Agrobacterium tumefaciens. Plant Molecular Biology. 35 (1-2), 205-218 (1997).
  14. Nishimura, A., Aichi, I., Matsuoka, M. A protocol for Agrobacterium-mediated transformation in rice. Nature Protocols. 1 (6), 2796 (2006).
  15. Yara, A., et al. Production of transgenic japonica rice (Oryza sativa) cultivar, Taichung 65, by the Agrobacterium-mediated method. Plant Biotechnology. 18 (4), 305-310 (2001).
  16. Cho, S. K., et al. Efficient transformation of Korean rice cultivars (Oryza sativa L.) mediated by Agrobacterium tumefaciens. Journal of Plant Biology. 41 (4), 262-268 (1998).
  17. Toki, S. Rapid and efficient Agrobacterium-mediated transformation in rice. Plant Molecular Biology Reporter. 15, 16-21 (1997).
  18. Zhang, J., Xu, R. j., Elliott, M. C., Chen, D. F. Agrobacterium-mediated transformation of elite indica and japonica rice cultivars. Molecular Biotechnology. 8 (3), 223-231 (1997).
  19. Aldemita, R. R., Hodges, T. K. Agrobacterium tumefaciens-mediated transformation of japonica and indica rice varieties. Planta. 199 (4), 612-617 (1996).
  20. Rashid, H., Yokoi, S., Toriyama, K., Hinata, K. Transgenic plant production mediated by Agrobacterium in indica rice. Plant Cell Reports. 15 (10), 727-730 (1996).
  21. Sahoo, K. K., Tripathi, A. K., Pareek, A., Sopory, S. K., Singla-Pareek, S. L. An improved protocol for efficient transformation and regeneration of diverse indica rice cultivars. Plant Methods. 7 (1), 49 (2011).
  22. Rachmawati, D., Hosaka, T., Inoue, E., Anzai, H. Agrobacterium-mediated transformation of Javanica rice cv. Rojolele. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry. 68 (6), 1193-1200 (2004).
  23. Dong, J., Teng, W., Buchholz, W. G., Hall, T. C. Agrobacterium-mediated transformation of Javanica rice. Molecular Breeding. 2 (3), 267-276 (1996).
  24. Bortesi, L., Fischer, R. The CRISPR/Cas9 system for plant genome editing and beyond. Biotechnology Advances. 33 (1), 41-52 (2015).
  25. Li, Q., et al. Development of japonica photo-sensitive genic male sterile rice lines by editing carbon starved anther using CRISPR/Cas9. Journal of Genetics and Genomics. 43 (6), 415 (2016).
  26. Qin, P., et al. ABCG15 encodes an ABC transporter protein, and is essential for Post-Meiotic anther and pollen exine development in rice. Plant and Cell Physiology. 54, (2013).
  27. Mao, Y., et al. Application of the CRISPR-Cas system for efficient genome engineering in plants. Molecular Plant. 6 (6), 2008-2011 (2013).
  28. Itoh, J. I., et al. Rice plant development: from zygote to spikelet. Plant and Cell Physiology. 46 (1), 23-47 (2005).
  29. Gawel, N. J., Jarret, R. L. A modified CTAB DNA extraction procedure forMusa andIpomoea. Plant Molecular Biology Reporter. 9 (3), 262-266 (1991).
  30. Wei, F. J., Droc, G., Guiderdoni, E., Hsing, Y. i. C. International Consortium of Rice Mutagenesis: resources and beyond. Rice. 6 (1), 39 (2013).
  31. Feng, Z., et al. Efficient genome editing in plants using a CRISPR/Cas system. Cell Research. 23 (10), 1229 (2013).

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