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Method Article
Wir beschreiben ein Verfahren zur Herstellung und Live-Bildgebung von unverdünnten zytoplasmatischen Extrakten aus Xenopus laevis-Eiern .
Xenopus laevis-Ei-Extrakte, die traditionell für biochemische Massentests verwendet werden, haben sich zu einem leistungsstarken bildgebenden Werkzeug für die Untersuchung zytoplasmatischer Phänomene wie Zytokinese, mitotische Spindelbildung und Aufbau des Kerns entwickelt. Aufbauend auf frühen Methoden, bei denen feste Extrakte abgebildet wurden, die zu spärlichen Zeitpunkten abgetastet wurden, nähern sich neueren Ansätzen Live-Extrakten mit Zeitraffermikroskopie und zeigen dynamischere Merkmale mit verbesserter zeitlicher Auflösung. Diese Methoden erfordern in der Regel anspruchsvolle Oberflächenbehandlungen des bildgebenden Gefäßes. Hier stellen wir eine alternative Methode zur Live-Bildgebung von Ei-Extrakten vor, die keine chemische Oberflächenbehandlung erfordern. Es ist einfach zu implementieren und verwendet massenproduzierte Laborverbrauchsmaterialien für die Bildgebung. Wir beschreiben ein System, das sowohl für die Weitfeld- als auch für die konfokale Mikroskopie eingesetzt werden kann. Es ist für die Abbildung von Extrakten in einem 2-dimensionalen (2D) Feld konzipiert, kann aber leicht auf die Bildgebung in 3D erweitert werden. Es eignet sich gut zur Untersuchung der räumlichen Musterbildung im Zytoplasma. Mit repräsentativen Daten zeigen wir die typische dynamische Organisation von Mikrotubuli, Zellkernen und Mitochondrien in Interphasenextrakten, die mit dieser Methode hergestellt werden. Diese Bilddaten können quantitative Informationen über zytoplasmatische Dynamik und räumliche Organisation liefern.
Das Zytoplasma bildet das Hauptvolumen einer Zelle und hat eine ausgeprägte Organisation. Die Inhaltsstoffe des eukaryotischen Zytoplasmas können sich zu einer Vielzahl von räumlichen Strukturen wie Mikrotubuli-Astern und dem Golgi-Apparat zusammensetzen, die wiederum je nach Identität und physiologischem Zustand der Zelle dynamisch angeordnet und umgedreht werden. Das Verständnis der räumlichen Organisation des Zytoplasmas und seiner Verbindung zu zellulären Funktionen ist daher wichtig, um zu verstehen, wie die Zelle funktioniert. Xenopus laevis Ei-Extrakte wurden traditionell für biochemische Massentests 1,2,3,4,5,6,7,8 verwendet, aber neuere Arbeiten etablieren sie als leistungsfähiges Live-Bildgebungssystem für mechanistische Untersuchungen zytoplasmatischer Strukturen und ihrer zellulären Funktionen 9,10,11, 12,13,14,15,16,17,18. Diese unverdünnten Extrakte bewahren viele Strukturen und Funktionen des Zytoplasmas, während sie eine direkte Manipulation des zytoplasmatischen Inhalts ermöglichen, die in herkömmlichen zellbasierten Modellen nicht möglich sind19,20. Dies macht sie ideal für die Charakterisierung zytoplasmatischer Phänomene und die Analyse ihrer mechanistischen Grundlagen.
Bestehende Methoden zur Bildgebung von Extrakten erfordern chemische Oberflächenmodifikationen oder die Herstellung von mikrofluidischen Geräten. Ein Deckglas-basiertes Verfahren erfordert die Polyethylenglykol (PEG)-Passivierung von Glasdeckgläsern21. Ein mikroemulsionsbasiertes Verfahren erfordert die Gasphasenabscheidung von Trichlor(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silan auf Glasoberflächen22,23. Mikrofluidische Systeme ermöglichen eine präzise Kontrolle des Volumens, der Geometrie und der Zusammensetzung von Extrakttröpfchen, erfordern jedoch spezielle Mikrofabrikationsanlagen11,12,24.
Hier stellen wir eine alternative Methode zur Abbildung von Eiextrakten vor, die einfach zu implementieren ist und leicht verfügbare, kostengünstige Materialien verwendet. Dazu gehört die Vorbereitung einer Bildkammer mit einem Objektträger und einem Deckglas, das mit fluoriertem Ethylenpropylen (FEP)-Band beschichtet ist. Die Kammer kann für die Bildgebung von Extrakten mit einer Vielzahl von Mikroskopiesystemen verwendet werden, einschließlich Stereoskopen und aufrechten und inversen Mikroskopen. Dieses Verfahren erfordert keine chemische Behandlung von Oberflächen und erreicht gleichzeitig eine ähnliche optische Klarheit, die mit den oben beschriebenen glasbasierten Methoden erzielt wird. Es wurde entwickelt, um eine Schicht von Extrakten mit einer gleichmäßigen Dicke über ein 2D-Feld abzubilden, und kann leicht erweitert werden, um ein 3D-Volumen von Extrakten abzubilden. Es eignet sich gut für die Zeitrafferbildgebung des kollektiven zytoplasmatischen Verhaltens über ein großes Sichtfeld.
Wir haben Interphase-Arrest-Ei-Extrakte verwendet, um unsere bildgebende Methode zu demonstrieren. Die Extraktzubereitung folgt dem Protokoll von Deming und Kornbluth19. Kurz gesagt, Eier, die natürlich in der Metaphase der Meiose II blockiert werden, werden durch einen Spin mit niedriger Geschwindigkeit zerkleinert. Dieser Spin befreit das Zytoplasma aus dem meiotischen Stillstand und ermöglicht es dem Extrakt, in die Interphase überzugehen. Normalerweise wird Cytochalasin B vor dem zerkleinernden Spin hinzugefügt, um die Bildung von F-Aktinen zu hemmen. Es kann jedoch weggelassen werden, wenn F-Aktin gewünscht wird. Cycloheximid wird auch vor dem Zerkleinerungsspin hinzugefügt, um zu verhindern, dass der Interphasenextrakt in die nächste Mitose gelangt. Die Extrakte werden anschließend in die vorgenannten Bildgebungskammern gegeben und auf ein Mikroskop gelegt. Schließlich werden Bilder über die Zeit in definierten Intervallen von einer an das Mikroskop angeschlossenen Kamera aufgenommen, wodurch Zeitraffer-Bildserien entstehen, die das dynamische Verhalten des Extrakts in einem 2D-Feld erfassen.
Alle hier beschriebenen Methoden wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der Stanford University genehmigt.
1. Vorbereitung von Dias und Deckgläsern
2. Herstellung und Live-Bildgebung von Interphase-Arrest-Ei-Extrakten
HINWEIS: Das folgende Protokoll wurde von Deming und Kornbluth19, Murray20 und Smythe und Newport25 mit Modifikationen übernommen. Alle Schritte sollten bei Raumtemperatur durchgeführt werden, sofern nicht anders angegeben.
Xenopus laevis Ei-Extrakte können verwendet werden, um die Selbstorganisation des Zytoplasmas während der Interphase zu untersuchen. Abbildung 2A zeigt die Ergebnisse eines erfolgreichen Experiments. Wir ergänzten Interphase-Arrest-Extrakte mit demembranierten Xenopus laevis Spermienkernen19 in einer Konzentration von 27 Kernen/μL und 0,38 μM gereinigtem GST-GFP-NLS 27,28,29,30 (Fusionsprotein bestehend aus Gluta...
Xenopus laevis Ei-Extrakte haben sich als leistungsfähiges Modellsystem für bildgebende Untersuchungen verschiedener subzellulärer Strukturen 10,14,15,16,17,18,21,31,32,33,34,35,36 und zytoplasmatische Organisation insgesamt herausgestellt ...
Die Autoren haben nichts offenzulegen.
Wir danken J. Kamenz, Y. Chen und W. Y. C. Huang für die Kommentare zum Manuskript. Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse der National Institutes of Health (R01 GM110564, P50 GM107615 und R35 GM131792) unterstützt, die James E. Ferrell, Jr.
Name | Company | Catalog Number | Comments |
17 ml centrifuge tube | Beckman Coulter | 337986 | |
22x22 mm square #1 cover glass | Corning | 284522 | |
Aprotinin | MilliporeSigma | 10236624001 | Protease inhibitor |
Cycloheximide | MilliporeSigma | 01810 | Protein synthesis inhibitor |
Cytochalasin B | MilliporeSigma | C6762 | Actin polymerization inhibitor |
Female Xenopus laevis frogs | Nasco | LM00535MX | |
Fluorescent HiLyte 488 labeled tubulin protein | Cytoskeleton, Inc. | TL488M-A | For visualizing the microtubule cytoskeleton |
Fluorescent HiLyte 647 labeled tubulin protein | Cytoskeleton, Inc. | TL670M-A | For visualizing the microtubule cytoskeleton |
Fluorinated ethylene propylene (FEP) optically clear tape | CS Hyde company | 23-FEP-2-5 | |
Glass Pasteur pipette | Fisher Scientific | 13-678-20C | |
Human chorionic gonadotropin (hCG) | MilliporeSigma | CG10 | |
Imaging spacer | Electron Microscopy Sciences | 70327-8S | |
Leupeptin | MilliporeSigma | 11017101001 | Protease inhibitor |
Microscope slides | Fisher Scientific | 12-518-100B | |
Mineral oil | MilliporeSigma | 330760 | |
MitoTracker Red CMXRos | Thermo Fisher Scientific | M7512 | For visualizing mitochondria |
Pregnant mare serum gonadotropin (PMSG) | BioVendor | RP1782725000 | |
Roller applicator | Amazon | B07HMBJSP8 | For applying the FEP tape to the glass slides and coverslips |
Single-edged razor blades | Fisher Scientific | 12-640 | For removing excessive FEP tape |
Transfer pipette | Fisher Scientific | 13-711-7M |
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