Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.
Method Article
Описан способ получения и живой визуализации неразбавленных цитоплазматических экстрактов из яиц Xenopus laevis .
Традиционно используемые для объемных биохимических анализов, экстракты яиц Xenopus laevis стали мощным инструментом на основе визуализации для изучения цитоплазматических явлений, таких как цитокинез, формирование митотического веретена и сборка ядра. Основываясь на ранних методах, которые изображали фиксированные экстракты, отобранные в редкие временные точки, последние подходы изображают живые экстракты с использованием покадровой микроскопии, выявляя более динамические особенности с улучшенным временным разрешением. Эти методы обычно требуют сложной обработки поверхности сосуда визуализации. Здесь мы представляем альтернативный метод живой визуализации экстрактов яиц, которые не требуют химической обработки поверхности. Он прост в реализации и использует серийные лабораторные расходные материалы для визуализации. Описана система, которая может быть использована как для широкоугольной, так и для конфокальной микроскопии. Он предназначен для визуализации экстрактов в 2-мерном (2D) поле, но может быть легко расширен до визуализации в 3D. Он хорошо подходит для изучения формирования пространственного рисунка в цитоплазме. С репрезентативными данными мы демонстрируем типичную динамическую организацию микротрубочек, ядер и митохондрий в интерфазных экстрактах, приготовленных с использованием этого метода. Эти данные изображения могут предоставить количественную информацию о цитоплазматической динамике и пространственной организации.
Цитоплазма составляет основной объем клетки и имеет четкую организацию. Ингредиенты эукариотической цитоплазмы могут самособираться в широкий спектр пространственных структур, таких как микротрубочки и аппарат Гольджи, которые, в свою очередь, динамически располагаются и переворачиваются в зависимости от идентичности клетки и физиологического состояния. Таким образом, понимание пространственной организации цитоплазмы и ее связи с клеточными функциями важно для понимания того, как работает клетка. Экстракты яиц Xenopus laevis традиционно использовались для объемных биохимических анализов 1,2,3,4,5,6,7,8, но недавняя работа устанавливает их как мощную живую систему визуализации для механистических исследований цитоплазматических структур и их клеточных функций 9,10,11, 12,13,14,15,16,17,18. Эти неразбавленные экстракты сохраняют многие структуры и функции цитоплазмы, позволяя при этом прямые манипуляции с цитоплазматическим содержимым, недостижимые в обычных клеточных моделях19,20. Это делает их идеальными для характеристики цитоплазматических явлений и препарирования их механистических основ.
Существующие методы визуализации экстрактов требуют химической модификации поверхности или изготовления микрофлюидных устройств. Один метод на основе чехла требует пассивации полиэтиленгликолем (ПЭГ) стеклянных покровных пластин21. Метод, основанный на микроэмульсии, требует осаждения из пара трихлор(1H,1H,2H,2H-перфтороктил)силана на стеклянных поверхностях22,23. Системы на основе микрофлюидов позволяют точно контролировать объем, геометрию и состав капель экстракта, но требуют специализированных средств микропроизводства 11,12,24.
Здесь мы представляем альтернативный метод визуализации экстрактов яиц, который прост в реализации и использует легкодоступные, недорогие материалы. Это включает в себя подготовку камеры визуализации с затвором и крышкой, покрытой фторированной этиленпропиленовой лентой (FEP). Камера может быть использована для визуализации экстрактов с различными системами микроскопии, включая стереоскопы и вертикальные и инвертированные микроскопы. Этот метод не требует химической обработки поверхностей при достижении аналогичной оптической чистоты, полученной с помощью существующих методов на основе стекла, рассмотренных выше. Он предназначен для изображения слоя экстрактов с равномерной толщиной в 2D-поле и может быть легко расширен для изображения 3D-объема экстрактов. Он хорошо подходит для покадровой визуализации коллективного цитоплазматического поведения в большом поле зрения.
Мы использовали экстракты яиц с межфазным арестом, чтобы продемонстрировать наш метод визуализации. Подготовка экстракта осуществляется в соответствии с протоколом Деминга и Корнблута19. Короче говоря, яйца, естественно остановленные в метафазе мейоза II, измельчаются низкоскоростным вращением. Этот спин освобождает цитоплазму от мейотического ареста и позволяет экстракту переходить в интерфазу. Обычно цитохалазин B добавляют перед дробильным спином для ингибирования образования F-актина. Тем не менее, он может быть опущен, если требуется F-актин. Циклогексимид также добавляют перед дробильным спином, чтобы предотвратить попадание межфазного экстракта в следующий митоз. Экстракты впоследствии помещают в вышеупомянутые камеры визуализации и помещают на микроскоп. Наконец, изображения записываются с течением времени через определенные промежутки времени камерой, подключенной к микроскопу, создавая покадровые серии изображений, которые фиксируют динамическое поведение экстракта в 2D-поле.
Все методы, описанные здесь, были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) Стэнфордского университета.
1. Подготовка слайдов и обложек
2. Подготовка и живая визуализация межфазно-остановленных экстрактов яиц
ПРИМЕЧАНИЕ: Следующий протокол адаптирован из Деминга и Корнблута19, Мюррея20 и Смайта и Ньюпорта25 с изменениями. Все этапы должны выполняться при комнатной температуре, если не указано иное.
Экстракты яиц Xenopus laevis можно использовать для изучения самоорганизации цитоплазмы во время интерфазы. На рисунке 2А показаны результаты успешного эксперимента. Мы дополнили интерфазно-арестованные экстракты демембранированными ядрами спермато?...
Экстракты яиц Xenopus laevis стали мощной модельной системой для визуализационных исследований различных субклеточных структур 10,14,15,16,17,18,21,31,32,33,34,35,36 и цитоплазматической организации в целом
Авторам нечего раскрывать.
Мы благодарим J. Kamenz, Y. Chen и W. Y. C. Huang за комментарии к рукописи. Эта работа была поддержана грантами Национальных институтов здравоохранения (R01 GM110564, P50 GM107615 и R35 GM131792), присужденными Джеймсу Э. Ферреллу-младшему.
Name | Company | Catalog Number | Comments |
17 ml centrifuge tube | Beckman Coulter | 337986 | |
22x22 mm square #1 cover glass | Corning | 284522 | |
Aprotinin | MilliporeSigma | 10236624001 | Protease inhibitor |
Cycloheximide | MilliporeSigma | 01810 | Protein synthesis inhibitor |
Cytochalasin B | MilliporeSigma | C6762 | Actin polymerization inhibitor |
Female Xenopus laevis frogs | Nasco | LM00535MX | |
Fluorescent HiLyte 488 labeled tubulin protein | Cytoskeleton, Inc. | TL488M-A | For visualizing the microtubule cytoskeleton |
Fluorescent HiLyte 647 labeled tubulin protein | Cytoskeleton, Inc. | TL670M-A | For visualizing the microtubule cytoskeleton |
Fluorinated ethylene propylene (FEP) optically clear tape | CS Hyde company | 23-FEP-2-5 | |
Glass Pasteur pipette | Fisher Scientific | 13-678-20C | |
Human chorionic gonadotropin (hCG) | MilliporeSigma | CG10 | |
Imaging spacer | Electron Microscopy Sciences | 70327-8S | |
Leupeptin | MilliporeSigma | 11017101001 | Protease inhibitor |
Microscope slides | Fisher Scientific | 12-518-100B | |
Mineral oil | MilliporeSigma | 330760 | |
MitoTracker Red CMXRos | Thermo Fisher Scientific | M7512 | For visualizing mitochondria |
Pregnant mare serum gonadotropin (PMSG) | BioVendor | RP1782725000 | |
Roller applicator | Amazon | B07HMBJSP8 | For applying the FEP tape to the glass slides and coverslips |
Single-edged razor blades | Fisher Scientific | 12-640 | For removing excessive FEP tape |
Transfer pipette | Fisher Scientific | 13-711-7M |
Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи
Запросить разрешениеThis article has been published
Video Coming Soon
Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены