Ein Mikrostrukturierungsassay zur Messung der Zellchiralität

Zusammenfassung

Wir präsentieren ein Protokoll zur Bestimmung der multizellulären Chiralität in vitro unter Verwendung der Mikrostrukturierungstechnik. Dieser Assay ermöglicht die automatische Quantifizierung der Links-Rechts-Verzerrungen verschiedener Zelltypen und kann für Screening-Zwecke verwendet werden.

Zusammenfassung

Chiralität ist eine intrinsische zelluläre Eigenschaft, die die Asymmetrie in Bezug auf die Polarisation entlang der Links-Rechts-Achse der Zelle darstellt. Da diese einzigartige Eigenschaft aufgrund ihrer wichtigen Rolle sowohl bei der Entwicklung als auch bei der Krankheit zunehmend Aufmerksamkeit erregt, würde eine standardisierte Quantifizierungsmethode zur Charakterisierung der Zellchiralität die Forschung und mögliche Anwendungen vorantreiben. In diesem Protokoll beschreiben wir einen multizellulären Chiralitätscharakterisierungsassay, der mikrostrukturierte Zellarrays verwendet. Zelluläre Mikromuster werden auf titan/vergoldeten Glasobjektträgern mittels Mikrokontaktdruck hergestellt. Nach der Aussaat auf den geometrisch definierten (z. B. ringförmigen), proteinbeschichteten Inseln wandern die Zellen in direktionale Richtung und bilden eine verzerrte Ausrichtung entweder im Uhrzeigersinn oder gegen den Uhrzeigersinn, die automatisch analysiert und quantifiziert werden kann durch ein speziell geschriebenes MATLAB-Programm. Hier beschreiben wir detailliert die Herstellung von mikrostrukturierten Substraten, Zellaussaat, Bilderfassung und Datenanalyse und zeigen repräsentative Ergebnisse, die mit den NIH/3T3-Zellen erzielt wurden. Dieses Protokoll wurde zuvor in mehreren veröffentlichten Studien validiert und ist ein effizientes und zuverlässiges Werkzeug zur Untersuchung der Zellchiralität in vitro.

Einleitung

Die Links-Rechts-Asymmetrie (LR) der Zelle, auch bekannt als zelluläre Händigkeit oder Chiralität, beschreibt die Zellpolarität in der LR-Achse und wird als grundlegende, konservierte, biophysikalische Eigenschaft 1,2,3,4,5 anerkannt. Die Zellchiralität wurde sowohl in vivo als auch in vitro auf mehreren Skalen beobachtet. Frühere Ergebnisse zeigten chirale Verwirbelung des Aktin-Zytoskeletts in einzelnen Zellen, die auf kreisförmigen Inseln^{ausgesät waren 6}, verzerrte Migration und Ausrichtung von Zellen innerhalb begrenzter Grenzen 7,8,9,10,11 und asymmetrische Schleife der Hühnerwärmeröhre ¹².

Auf der multizellulären Ebene kann die Zellchiralität durch gerichtete Migration oder Ausrichtung, Zellrotation, Zytoskelettdynamik und Zellorganellenpositionierung 7,8,9,10,11,12,13 bestimmt werden. Wir haben einen mikrostrukturbasierten^14-Assay etabliert, um die chirale Verzerrung adhärenter Zellen ^7,8,9,10 effizient zu charakterisieren. Mit den ringförmigen Mikromustern, die Zellcluster geometrisch einschließen, weisen die Zellen zusammen eine gerichtete Migration und eine verzerrte Ausrichtung auf. Ein MATLAB-Programm wurde entwickelt, um die Zellausrichtung in Phasenkontrastbildern des Rings automatisch zu erkennen und zu messen. Die Richtung der lokalen Zellausrichtung wird mit einem vorgespannten Winkel quantifiziert, abhängig von ihrer Abweichung von der Umfangsrichtung. Nach der statistischen Analyse wird das Ringmuster der Zellen entweder als gegen den Uhrzeigersinn (CCW) Verzerrungen oder im Uhrzeigersinn (CW) als Verzerrungen bezeichnet.

Dieser Assay wurde verwendet, um die Chiralität mehrerer Zellphänotypen zu charakterisieren (Tabelle 1), und die LR-Asymmetrie von Zellen wurde als phänotypspezifisch 7,11,15 befunden. Darüber hinaus kann eine Störung der Aktindynamik und -morphologie zu einer Umkehrung der chiralen Verzerrung^{führen 7,8,} und oxidativer Stress kann auch die Zellchiralität verändern⁹. Aufgrund der Einfachheit des Verfahrens und der Robustheit des Ansatzes 7,8,9,10 bietet dieser 2D-Chiralitätsassay ein effizientes und zuverlässiges Werkzeug zur Bestimmung und Untersuchung der multizellulären Chiralität in vitro.

Der Zweck dieses Protokolls ist es, die Verwendung dieser Methode zur Charakterisierung der Zellchiralität zu demonstrieren. Dieses Protokoll beschreibt, wie gemusterte zelluläre Arrays über die Mikrokontaktdrucktechnik hergestellt und Chiralitätsanalysen automatisiert mit dem MATLAB-Programm durchgeführt werden.

Protokoll

1. Herstellung von Polydimethylsiloxan (PDMS) Stempeln¹⁶

1. Zeichnen Sie mit CAD-Software eine Reihe von Mikroskalenringen mit einem Innendurchmesser von 250 μm und einem Außendurchmesser von 450 μm. Das in diesem Protokoll verwendete Muster ist ein 10 x 10-Array mit einem Abstand von 850 μm zwischen den Ringen.
2. Drucken Sie eine Transparenzmaske des Musters in der gewünschten Auflösung mit dem Maskendruckservice eines Mikrofabrikationsunternehmens (siehe Materialverzeichnis).
   HINWEIS: Die angegebenen Abmessungen des Rings funktionieren nachweislich für viele Zelltypen⁷.
3. Führen Sie eine ultraviolette (UV) Photolithographie mit der Maske durch, die die gewünschten Merkmale enthält, um eine Negativ-Fotolackform (z. B. SU-8)⁸ herzustellen.
   1. Decken Sie einen Siliziumwafer ab, der mit Fotolack durch die in den Schritten 1.1-1.2 hergestellte Transparenzmaske geschleudert wurde.
   2. Auf einem UV-Kontakt-Aligner den Fotolack unter transparenten Bereichen der Maske durch UV-Licht polymerisieren.
      HINWEIS: Nach dem weiteren Waschen und der Entwicklung wird die Masterform mit den gewünschten Eigenschaften⁸ hergestellt. Die operativen Details hängen von der spezifischen Ausrüstung ab.
4. Bereiten Sie PDMS-Elastomer-Prepolymere vor, indem Sie mit seinem Härter im Verhältnis 10: 1 mischen und dann die Mischung in einer Petrischale auf die Form gießen.
5. Stellen Sie die Schale für 30 min in eine Vakuumkammer, um Luftblasen in PDMS zu entfernen, und backen Sie sie in einem Ofen bei 60 ° C für mindestens 2 h.
6. Nach vollständiger Aushärtung von PDMS schneiden Sie die Musterarrays in Stempel.
   HINWEIS: Dickere Stempel (ca. 1 cm) können aufgrund der einfachen Handhabung bei den späteren Schritten des Mikrokontaktdrucks bevorzugt werden.

2. Beschichtung von Glasobjektträgern

1. Reinigen Sie die Glasobjektträger. Die Objektträger in einem 100% igen Ethanolbad einweichen, 5 min beschallen und dann mit Wasser abspülen.
2. Wiederholen Sie diesen Schritt zuerst mit Aceton, dann mit Isopropanol, gefolgt von der Trocknung in einem Stickstoffstrom.
3. Verwenden Sie eine Elektronenstrahlverdampfungsausrüstung (E-Beam), um Titan- und Goldschichten auf Glasobjektträgern zu beschichten.
   HINWEIS: Für die Titanschicht beträgt die gewünschte Dicke 15 Å (1 Å = ^10-10 m). Für die Goldschicht beträgt die gewünschte Dicke 150 Å. Beschichten Sie zuerst Titan und dann Gold, da die Titanschicht als Klebstoff zwischen Gold und dem Glasobjektträger dient.
4. Legen Sie die gereinigten Objektträger in die Verdampferkammer und legen Sie Gold- und Titantiegel unter die Fensterläden.
5. Pumpen Sie die Kammer ab, um ein Vakuum von weniger als ^10-5 Pa zu erzeugen, bevor Sie Metalle schmelzen. Fokussieren Sie den Elektronenstrahl auf das Metall und passen Sie die Leistung so an, dass die Abscheiderate für die Kontrolle der Abscheidungsdicke geeignet ist.
6. Öffnen Sie den Verschluss, um die Metallabscheidung zu starten. Schließen Sie den Verschluss, wenn die gewünschte Dicke erreicht ist.
7. Wechseln Sie die Tiegel zwischen der sequentiellen Verdampfung von zwei Metallen.
8. Warten Sie, bis die Tiegel wie von der Ausrüstung gefordert abgekühlt sind, entlüften Sie die Kammer und nehmen Sie die vergoldeten Glasschienen heraus.
9. Pumpen Sie die Kammer zur Gerätewartung erneut herunter.
   HINWEIS: Betriebsdetails können von einem bestimmten E-Beam-Verdampfer abhängen. Eine gut kontrollierte, niedrige Ablagerungsrate von Titan ist wichtig. Eine dicke Titanschicht führt oft zu schlechter Sichtbarkeit, insbesondere bei der Fluoreszenzbildgebung der Zellen. Nach der Beschichtung können die titan-/goldbeschichteten Glasobjektträger mindestens 1 Monat in einer trockenen Vakuumkammer bei Raumtemperatur gelagert werden.

3. Mikrokontaktdruck

1. Schneiden Sie den titan-/vergoldeten Objektträger auf Wunsch in kleinere Stücke. Für eine typische Anwendung wird eine quadratische Form von 12 mm x 12 mm empfohlen (Abbildung 1B).
2. Verwenden Sie einen Glasschneider, um über die Oberfläche zu gleiten, um eine verbeulte Spur zu hinterlassen, halten Sie dann den Glasschieber auf beiden Seiten und biegen Sie sich an der Delle, um in kleine Viertel zu brechen. Vermeiden Sie es, die mit Gold beschichtete Oberfläche zu berühren.
   HINWEIS: Um visuell zu bestimmen, auf welcher Seite des Glases sich die beschichtete Oberfläche im Falle eines versehentlichen Umkippens befindet, vergleichen Sie die Reflexion des Lichts auf beiden Seiten. Die goldbedeckte Oberfläche zeigt eine hellere Reflexion, während die unbeschichtete Seite eine dunklere Reflexion aufweist (von der Titanschicht auf der anderen Seite des Glases). Eine alternative Möglichkeit besteht darin, die Kanten des Objektträgers zu beobachten, und die Beschichtungsseite kann aus der vertikalen Schnittfläche bestimmt werden.
3. Reinigen Sie die Objektträger, indem Sie 100% Ethanol in einer Petrischale mit der Goldseite nach oben auf einem Orbitalschüttler für mindestens 10 min einweichen. Saugen Sie das Ethanol aus und trocknen Sie dann jeden Objektträger durch Blasen mit einem Stickstoffstrom.
4. Reinigen Sie die PDMS-Stempel mit Seifenwasser und anschließend mit 100% Ethanol. Trocknen Sie die Stempel mit Stickstoffgas.
5. Bereiten Sie 2 mM Octadecanthiol (C18) -Lösung vor, indem Sie 5,74 mg C18-Pulver in 10 ml 100% Ethanol auflösen.
   HINWEIS: Verschließen und lagern Sie die C18-Lösung bei Raumtemperatur. Druckmuster mit C18 erzeugen eine selbstkonfektionierte Monoschicht mit Klebstoff, für die das Fibronektin und die Zellen bevorzugt haften.
6. Die PDMS-Stempel in C18-Lösung mit der gemusterten Oberfläche nach unten für 10 s einweichen und 60 s vorsichtig mit Stickstoffgas trocknen.
   HINWEIS: Legen Sie den Strom beim Trocknen zuerst vom Stempel weg (ca. 1 m), bis die meiste Flüssigkeit verdampft ist, und bewegen Sie den Strom dann langsam näher, um den Stempel vollständig zu trocknen. Dies soll verhindern, dass C18-Lösung weggeblasen wird, anstatt auf dem Stempel zu trocknen.
7. Legen Sie den Stempel vor dem Entfernen 60 s lang mit der Vorderseite nach unten auf die Golddias auf.
8. Um eine ordnungsgemäße Prägung zu gewährleisten, klopfen Sie vorsichtig mit der Pinzette auf die Stempel, um die Muster ordnungsgemäß zu übertragen. Drücken Sie nicht zu stark nach unten, und das Gewicht der Pinzette ist in der Regel ausreichend.
   HINWEIS: Die visuelle Inspektion des Stempels während des Klopfens stellt sicher, dass der Stempel und der Glasschieber gleichmäßig in Kontakt gekommen sind.
9. Feuchtekammern vorbereiten.
   1. Pipettieren Sie 1 ml 70% Ethanol in einen umgekehrten Petrischalendeckel und legen Sie ein Stück Parafilm ab, um die Oberfläche zu bedecken (verdeckt nach oben).
   2. Verwenden Sie eine Pinzette zum Anheben, legen Sie Parafilm ab, um sicherzustellen, dass keine Luftblasen entstehen, und entfernen Sie bei Bedarf überschüssiges Ethanol.
10. Bereiten Sie 2 mM HS-(CH₂)_{11-EG 3-OH} (EG3)-Lösung vor: Verdünnen Sie 5 μL Stammlösung in 5 ml 100% Ethanol.
    HINWEIS: Die verdünnte EG3-Lösung kann bei 4 °C verschlossen und gelagert werden, und unverdünnte EG3-Bestände sollten bei -20 °C gelagert werden. Die EG3-Behandlung wird verwendet, um den Glasbereich ohne C18 nicht an Zellen haftend zu machen.
11. Mikropipette 40 μL Tröpfchen EG3 für jedes Viertel Glasobjektträger auf den Parafilm in der Feuchtigkeitskammer, so dass genügend Platz zwischen den Tröpfchen bleibt, um den Abstand der Goldobjektträger zu berücksichtigen.
12. Verwenden Sie eine Pinzette, um C18-bedruckte Golddias mit dem Gesicht nach unten auf die Tröpfchen zu legen und sicherzustellen, dass keine Blasen unter den Dias auftreten. Drücken Sie die Dias vorsichtig zusammen, ohne sie anzuheben, um die Verdunstung zu minimieren.
    HINWEIS: Platzieren Sie eine Kante des Glases in der Nähe des Tröpfchens nach unten und senken Sie dann langsam das andere Ende des Glases nach unten. Wenn eine Blase vorhanden ist, drücken Sie die Goldrutsche, ohne sie anzuheben, bis die Blase nicht mehr vorhanden ist.
13. Die Petrischale fest mit Parafilm verschließen und bei Raumtemperatur mindestens 3 h stehen lassen.
    HINWEIS: Wenn eine umfangreiche Inkubation gewünscht ist, verschließen Sie die Petrischale doppelt und lassen Sie sie bis zu 24 h stehen.
14. In einer Biosicherheitskabine Goldobjektträger mit dem Gesicht nach oben in eine Petrischale legen, 3 Mal in 70% Ethanol einweichen und spülen, um EG3 zu entfernen, und dann 10 Minuten zur Sterilisation in Ethanol lassen.
15. Saugen Sie das Ethanol aus und ersetzen Sie es durch steriles PBS.
16. Bereiten Sie eine weitere Feuchtekammer wie in Schritt 3.9 beschrieben mit PBS anstelle von Ethanol vor.
    HINWEIS: Aufgrund des Unterschieds in der Oberflächenspannung ist es einfacher, zuerst 4-5 ml PBS hinzuzufügen, um Parafilm abzulegen und Blasen zu entfernen, und dann den Überschuss abzusaugen.
17. Bereiten Sie die 50 μg/ml Fibronektinlösung (andere Proteine, falls gewünscht) in sterilem PBS und Mikropipette 50 μL Tröpfchen Fibronektinlösung für jeden Viertelträger auf den Parafilm vor, wobei etwas Platz zwischen den Tröpfchen bleibt.
    HINWEIS: Die Fibronektin-Beschichtung erleichtert die Zellhaftung auf gemusterten Oberflächen.
18. Verwenden Sie eine Waffelpinzette, um die Objektträger mit der Vorderseite nach unten auf die Tröpfchen zu legen und sicherzustellen, dass keine Blasen unter den Dias auftreten. Schieben Sie die Dias vorsichtig zusammen, ohne sie anzuheben.
    HINWEIS: Für die Handhabung der Dias werden Glasschieberpinzetten oder Waffelpinzetten mit geraden breiten Spitzen empfohlen.
19. Die Petrischale 30 min in der Biosicherheitskabine stehen lassen.
20. Nach 30 min die Goldschienen nach 3 Maligem Spülen mit der Vorderseite nach oben in PBS legen.
    HINWEIS: Fibronektin-gemusterte Objektträger können in PBS bei 4 ° C für etwa einen Monat gelagert werden.

4. Aussaat von Zellen auf mikrostrukturierten Objektträgern

1. Die Zellkulturmedien und das Trypsin in einem 37 °C warmen Wasserbad aufwärmen.
   HINWEIS: Die folgende Beschreibung der Subkultur gilt für NIH / 3T3-Zellen. Die Kulturbedingungen können je nach Zelltyp variieren.
2. (Optional) Einweichen Sie gemusterte Objektträger in Kulturmedien in einer 12-Well-Platte, erwärmen Sie sich vor der Trypsinisierung der Zellen auf 37 ° C in einem Inkubator für eine bessere Zellbindung.
3. Trypsinisieren Sie die Zellen, neutralisieren Sie mit FBS-haltigen Medien, zentrifugieren Sie bei 100 x g für 3 min und resuspendieren Sie dann, indem Sie gut mit frischen Medien mischen.
   HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Zellen vollständig voneinander getrennt sind.
4. Zählen Sie die Zellen, verdünnen Sie auf 200.000 Zellen / ml und fügen Sie 0,5 ml der Zellsuspension zu jeder Vertiefung hinzu, die einen Goldobjektträger enthält.
5. Schütteln Sie die Brunnenplatte vorsichtig ein paar Mal für eine gleichmäßige Zellaussaat und lagern Sie sie 15 Minuten lang in einem Inkubator, um eine Zellbefestigung zu ermöglichen.
6. Überprüfen Sie nach 15 Minuten die Zellbefestigung unter dem Mikroskop. Planen Sie bei Bedarf zusätzliche Zeit ein.
   HINWEIS: Die angeschlossenen Zellen breiten sich auf der Oberfläche mit sichtbarem Filopodium oder Abflachung aus und bewegen sich nicht von der Oberfläche, wenn die Wellplatte sanft geklopft oder bewegt wird.
7. Saugen Sie die Medien, die nicht gebundene Zellen enthalten, aus jedem Vertiefungsraum heraus und fügen Sie 1 ml Kulturmedien hinzu. Für die medikamentöse Behandlung ergänzen Sie in diesem Schritt zusätzliche Reagenzien zu Kulturmedien.
8. Kultivieren Sie die Zellen im Inkubator für 24 h und überprüfen Sie die Konfluenz, um festzustellen, ob sich Chiralität gebildet hat.
   HINWEIS: Für die meisten Zelltypen wird eine Konfluenz von über 75% empfohlen, und ein Überzusammenfluss kann die Charakterisierung der Chiralität beeinträchtigen.

5. Bildersammlung

1. Fixieren Sie die Zellen bei Konfluenz.
   1. Entfernen Sie Kulturmedien von der Bohrlochplatte und spülen Sie sie einmal mit PBS ab.
   2. Fügen Sie 4% ige Paraformaldehydlösung hinzu, inkubieren Sie bei Raumtemperatur für 15 Minuten und spülen Sie dann 3 Mal mit PBS ab.
      HINWEIS: Wenn die Fixierung die Zellmorphologie signifikant verändert, wird die Bildgebung vor der Fixierung empfohlen
2. Verwenden Sie ein Phasenkontrastmikroskop mit Kamerafunktionalität, bilden Sie jeden Ring auf den Objektträgern in hoher Auflösung ab (10x Objektobjektiv reicht für die Analyse aus).

6. Charakterisierung der Zellchiralität (Abbildung 2)

1. Laden Sie MATLAB-Codedateien für die Chiralitätscharakterisierung aus den Ergänzungsdateien herunter (Ergänzungsdatei 1).
   HINWEIS: Der Code wurde für die Verwendung mit MATLAB_R2015b und höheren Versionen sowohl auf Windows- als auch auf macOS-Systemen getestet. Die Toolbox für zirkuläre Statistiken ist auch erforderlich, um die Dateien auszuführen, die in Referenz¹⁷ zu finden sind.
2. Fügen Sie den Codeordner und die Unterordner (mit der Toolbox für zirkuläre Statistiken) zum MATLAB-Pfad hinzu und öffnen Sie die Datei "ROI_selection.m". Ändern Sie in Zeile 4 das Verzeichnis in den gewünschten Datenordner (für Fensterbenutzer wechseln Sie in den Zeilen 4 und 5 "/" in "\").
3. Ändern Sie die Bildgröße in Zeile 14, wobei die ersten beiden Abbildungen die innere Kreisgröße des Rings darstellen, während die anderen beiden die äußere darstellen.
   HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Größe aller Bilder in einem zu analysierenden Ordner identisch ist.
4. Klicken Sie auf die Schaltfläche Ausführen , um den MATLAB-Code "ROI_selection.m" auszuführen, um die Region of Interest (ROI) in Phasenkontrastbildern zu bestimmen.
5. Ziehen Sie das Auswahlquadrat manuell an den Ring und doppelklicken Sie dann auf das Bild, um die Auswahl zu bestätigen.
6. Wiederholen Sie diesen Schritt für jedes Bild im Ordner (das nächste Bild wird automatisch angezeigt, nachdem die ROI-Auswahl eines vorherigen Bildes bestätigt wurde). Es wird eine ".mat"-Datei generiert, um die ROI-Informationen für jedes Bild zu speichern.
7. Öffnen Sie die Datei "Analysis_batch.m" und ändern Sie das Verzeichnis des Ordners wie in Schritt 6.2. (Für Fensterbenutzer schalten Sie für die erste Verwendung in den Zeilen 5, 6, 124 und 130 "/" in "\" um.)
8. Klicken Sie auf die Schaltfläche Ausführen , um den Code "Analysis_batch.m" auszuführen, um die Chiralität mehrerer zellulärer Ringmuster zu bestimmen. Es wird eine "datatoexcel.txt"-Datei generiert, die kreisförmige Statistiken für jeden Ring sowie die Anzahl der Ringe im Uhrzeigersinn, nicht-chiralen und gegen den Uhrzeigersinn enthält.

Ergebnisse

Fünfzehn Minuten nach der Aussaat von NIH/3T3-Zellen wurde die Zelladhäsion auf dem Ringmuster durch Phasenkontrastbildgebung visuell bestätigt. Nach der anschließenden Kultur von 24 h wurden die Zellen auf den Mustern konfluent und verlängerten sich mit deutlich asymmetrischen Ausrichtungen, die in Richtung Uhrzeigersinn verzerrt waren (Abbildung 2). Die gerichtete Migration der angehängten Zellen wird durch Zeitraffer-Bildgebung aufgezeichnet, die Zellmotilität und die Morphogenese ...

Diskussion

Der hier beschriebene ringförmige Musterungsassay bietet ein einfach zu bedienendes Werkzeug zur quantitativen Charakterisierung der multizellulären Chiralität, das in der Lage ist, äußerst zuverlässige und wiederholbare Ergebnisse zu erzielen. Die schnelle Generierung identisch definierter Mikroumgebungen und die unvoreingenommene Analyse ermöglichen eine automatisierte Hochdurchsatzverarbeitung großer Proben. Dieses Protokoll diskutiert die Herstellung der Ringmikromuster, die Zellstrukturierung und die automat...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
200 proof ethanol	Koptec	DSP-MD-43
BZX microscope system	Keyence	BZX-600
Dulbecco's modified eagle medium (DMEM), high glucose	Gibco	11965092
Electron beam evaporator	Temscal	BJD-1800	Gold-titanum film coating
Fetal bovine serum	VWR	89510-186
Fibronectin from bovine plasma	Sigma	F1141-5MG
Glass microscope slides	VWR	10024-048
Glass tweezers	Exelta	390BSAPI
Gold evaporation pellets	International Advanced Materials	AU18
HS-(CH2)11-EG3-OH (EG3)	Prochimia	TH 001-m11.n3-0.2
MATLAB	Mathworks	MATLAB_R2020b
NIH/3T3 cells	ATCC	CRL-1658
OAI contact aligner	OAI	200	UV photolithography
Octadecanethiol (C18)	Sigma	O1858-25ML
Orbital shaker	VWR	89032-088
Phosphate buffered saline (PBS)	Research product international	P32080-100T
Polydimethylsiloxane Sylgard 184	Dow Corning	DC4019862
Silicon Wafer	University Wafer	ID#809
Sodium pyruvate	Thermo fisher scientific	11360-070
SU-8 3050 photoresist	MicroChem	Y311075 0500L1GL
Titanium evaporation pellets	International Advanced Materials	TI14
Transparency mask (with feature)	Outputicity.com	N/A	Mask printing service
Trypsin-EDTA (0.25%)	Thermo fisher scientific	25200-072