Zu Beginn erhalten Sie elektrobetriebene Mausherzen, die 12 bis 12,5 Tage nach der Kreuzung aus Wildtyp-CD1-Mäusen extrahiert wurden. Füllen Sie ein Herz in ein Röhrchen mit einem Milliliter eiskaltem Aufschlussmedium. Üben Sie mit einer Spritze einige Male sanften Druck auf das Herz aus, um es zu hacken.
Inkubieren Sie das gehackte Gewebe auf einer heißen Platte bei 37 Grad Celsius für 45 Minuten bei 600 Umdrehungen pro Minute. Filtrieren Sie dann das Aufschlussgemisch durch ein 70-Mikrometer-Zellsieb in ein neues Röhrchen. Anschließend filtrieren Sie das Durchlaufvolumen erneut mit einem 40-Mikrometer-Zellensieb in ein neues 50-Milliliter-Röhrchen.
Pipettieren Sie 500 Mikroliter des FBS in das Filtrat. Füllen Sie das Volumen mit kaltem DMEM auf bis zu 30 Milliliter auf. Zentrifugieren Sie die Suspension bei 240 g 10 Minuten lang bei Raumtemperatur.
Entsorgen Sie den Überstand. Lege die Tube dann kopfüber auf ein Papiertuch, um sie vollständig zu trocknen. Für die Zellsortierung resuspendieren Sie die Zellen in 300 Mikrolitern Sortierpuffer.
Fügen Sie zum Schluss 0,3 Mikroliter DAPI hinzu und führen Sie eine Zellsortierung durch. Die Herzen schlugen und schienen 24 Stunden nach der Elektroporation in gutem Zustand zu sein. Das Myokard und das Epikard zeigten keine Anzeichen von Apoptose.
Die Analyse der Fluoreszenzaktivität zeigte ein Mosaik-GFP-Signal in fast allen vier Kammern des Herzens.