Name: preparation of raav9 to overexpress or knockdown genes in mouse hearts
Uploaded: 2016-12-17T13:00:00.000+00:00
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We thank Dr. Zaffar Haque for careful reading of the manuscript. We thank Drs. Masaharu Kataoka and Gengze Wu for discussions and help. Work in the Wang lab is supported by the American Heart Association, Muscular Dystrophy Association, and NIH (HL085635, HL116919, HL125925).

Alle beschriebenen Schritte wurden unter Protokolle, die von der Kommission für Biosicherheit und der Institutional Animal Care und Use Committee von Boston Kinderkrankenhaus zugelassen durchgeführt. Boston Kinderkrankenhaus hat pathogen-freie Maus Einrichtungen mit geregelten Hell / Dunkel-Zyklen und Klimaanlagen. Veterinärwesen und Tierpflegepersonal Käfige ändern und die Gesundheit der Mäuse zu gewährleisten. Die Einrichtungen sind AAALAC zertifiziert und haben aktive Tierschutzsicherung Zertifizierung (AAALAC Akkreditierung erteilt am 1992.02.24 Animal Welfare Assurance Nummer:. A3303-01). Mäuse wurden durch CO 2 aus einer Druckgasquelle geliefert euthanasiert. Gewebeproben wurden gesammelt, nachdem dass die Herzfrequenz, Bewegung bestätigt, und die Atmung der Tiere aufgehört hatte. Neonatal Nagetiere sind resistent 2 Euthanasie zu CO und wurden durch Enthauptung mit einer scharfen Schere eingeschläfert. Diese Verfahren sind im Einklang mit den Empfehlungen des Gremiums für Euthanasie von der American Veterinary Medical Association. 1. Erzeugung von rAAV9 Konstrukten durch eine cDNA oder shRNA Expressionskassette in das Plasmid Backbone Cloning HINWEIS: Das rAAV9 Plasmid, das invertierte terminale Wiederholungen (ITRs) von AAV 2 enthält, für Genüberexpression verwendet wurde modifiziert, um das Huhn TNNT2 zum Hafen Promotor (rAAV9.cTNT), die 25,26,29 Kardiomyozyten-spezifische Expression von transduzierten Genen ermöglicht. Einzigartige NheI und KpnI-Stellen wurden in das Plasmid stromabwärts des Promotors eingeführt. Die cDNA - Fragmente , die die Gene von Interesse kodieren , können in das rAAV9 Rückgrat diese beiden Restriktionsstellen 25,26,29 mit geklont werden. Hier wird als Beispiel die rAAV9 Vektor für die Überexpression des GFP-Gens in Mäuseherzen wurde erzeugt. Das resultierende Plasmid enthält das cTnT :: GFP - Kassette flankiert von zwei ITR Stellen (Abbildung 1). rAAV9.U6 :: shRNA Konstrukte wurden für Knock-Down 25 verwendet. Design-shRNAs mitOnline-shRNA-Design-Servern. rAAV9.U6 :: shRNA kann entweder durch Glühen und Ligieren DNA-Oligos haltigen shRNA-Sequenzen in die Restriktionsenzym-verdaute rAAV9 Vektoren beherbergen die U6-Promotor oder durch Langstrecken-PCR und intramolekulare Gibson Montage-basierte &quot;nahtlos&quot; erzeugt werden Bau 30. Das resultierende Plasmid sollte die U6-shRNA Kassette durch zwei ITR Seiten (Figur 2) flankiert enthalten. Hier wird als Beispiel die rAAV9.U6 :: shRNA Vektor wurde konstruiert TRBP mRNA (TRBP shRNA-Sequenz: GCAGTGATGGATATGCATCTTCTCGAGAAGATGCATATCCATCACTCG) zum Knockdown. Ein Gerangel shRNA wurde als negative Kontrolle (CCTAAGGTTAAGTCGCCCTCGCTCGAGCGAGGGCGACTTAACCTTAGG) verwendet. <ol><li> Klonen Sie die cDNA oder shRNA Expressionskassette in das rAAV9 Plasmidbackbone. Wandeln Sie die DNA in kompetente E. coli - Zellen 25. HINWEIS: Verwenden Sie stbl2 oder stbl3 E. coli - Zellen für rAAV9 DNA - Transformation unerwünschte ITR Rekombination zu minimieren. </li><li> Heb die ... Aufpositiver Klon aus den transformierten E. coli - Zellen. Amplify die Kultur in 500 ml Lilly-Barnett Medium und extrahieren Sie die rAAV9 Plasmid aus den Bakterienzellen 25-30. HINWEIS: Midi / Maxi prep die rAAV9 Plasmid, das eine hohe Menge an DNA (&gt; 100 &amp; mgr; g) zu erhalten. Bevor das Virus zu erzeugen, analysieren immer die Sequenzintegrität der AAV-Plasmide durch Restriktionsverdau und Agarose-Gelelektrophorese, wie zuvor beschrieben (http://www.vvf.uzh.ch/cloningservice/11bpdeletion/itrintegrity.html). </li></ol> 2. Transfektion von HEK293-Zellen mit rAAV9 Plasmiden <ol><li> Bereiten Sie 1 ug / ul von linearen Polyethylenimin (PEI) -Lösung. Auflösen PEI - Pulver in Endotoxin-freiem dH 2 O , das auf 70-80 ° C erwärmt wurde. Nach dem Abkühlen auf RT ab, neutralisiert die Lösung auf pH 7,0 mit 1 M HCl. Filter zu sterilisieren (0,22 &amp; mgr; m) wurde die Lösung. Aliquot der 1 ug / ul PEI-Stammlösung (1400 ul / Röhrchen) und speichern Sie die solutIon bei -20 ° C. </li><li> Kultur HEK293-Zellen in Dulbeccos modifiziertem Eagle Medium (DMEM) mit 10% fötalem Rinderserum (FBS) und 1% Penicillin / Streptomycin. Kultur der Zellen in einem 37 ° C Inkubator mit 5 ± 0,5% Kohlendioxid (CO 2). </li><li> Am Tag 0, Platte HEK293 Zellen in zehn 150 mm-Schalen von 18-20 Stunden vor der Transfektion durch Spaltung&gt; 90% konfluenten Zellen in einer 1: 2 Verdünnung. HINWEIS: Am Tag 1 sollten die Zellen 90% Konfluenz erreichen. </li><li> Am Tag 1, transfizieren HEK293 - Zellen mit dem rAAV9 Plasmid (zB rAAV9.cTNT :: GFP oder rAAV6.U6 :: shRNA Konstrukte), Ad-Helferplasmid und AAV-Rep / Cap - Plasmid unter Verwendung von PEI 25,26,29. <ol><li> Für 10 Gerichte der Zellen bei 90% Konfluenz, 70 &amp; mgr; g in einem 50-ml-Zentrifugenröhrchen AAV-Rep / Cap-Plasmid, 70 &amp; mgr; g pf rAAV9 Plasmid und 200 ug Ad-Helferplasmid mischen. </li><li> Wenn die Zellen weniger konfluent sind, proportional angepasst werden die DNA-Menge. Zum Beispiel, wenn die Zellen bei 75% konfluent sind, reduzieren dieDNA-Menge proportional (75/90 der Menge in Schritt gezeigt 2.4.1): mix 70 x 75/90 = 58,3 ug AAV-Rep / Cap Plasmid, 70 x 75/90 = 58,3 ug rAAV9 Plasmid und 200 x 75/90 = 166,7 &amp; mgr; g Ad-Helferplasmid in einer 50-ml-Zentrifugenröhrchen. </li><li> In 49 ml RT DMEM (ohne FBS) auf die 50-ml-Tube und gut mischen. </li><li> In 1360 ul PEI-Lösung, um das PEI machen: DNA-Verhältnis (v / w) sein 4: 1. Gut mischen. bei RT inkubieren 15 - 30 min. </li><li> 5 ml des Gemisches hergestellt in Schritt 2.4.4 auf jede 150-mm-Schale (50 ml des Gemisches für zehn 150 mm-Schalen). </li></ol></li><li> Kultur der Zellen in einem 37 ° C Inkubator mit 5 ± 0,5% CO 2 für 60-72 Std. </li></ol> 3. Ernte von HEK293 Zellen und Reinigung von rAAV9 Vektoren <ol><li> Ernten Sie die Zellen 60-72 h nach der Transfektion. Vertreiben und die Zellen in den Gerichten aussetzen durch Auf- und Abpipettieren mit dem Kulturmedium. Übertragen Sie alle Zellsuspensionen in sterile50-ml-Röhrchen. </li><li> Zentrifugieren der Zellen bei 500 xg für 5 min. Zellpellet mit 5 ml PBS in jedes Röhrchen und kombinieren die alle Zellsuspensionen in ein 50-ml-Tube. </li><li> Zentrifugieren der Zellen bei 500 xg für 5 min. Überstand verwerfen. Bei diesem Schritt speichert das Zellpellet bei -80 ° C oder unmittelbar die AAV aus dem Pellet zu reinigen, wie 3,4 bis 3,15 in Schritten beschrieben. </li><li> Vorbereitung der Lysepuffer: 150 mM NaCl und 20 mM Tris-HCl, pH 8,0. Filter zu sterilisieren (0,22 uM). Lagern Sie den Puffer bei 4 ° C. </li><li> Das Pellet mit 10 ml Lyse-Puffer. </li><li> Frieren Sie das Lysat bei -80 ° C oder in Trockeneis / Ethanol-Bad, dann Tauwetter es bei 37 ° C. Vortex für 1 min. Einfrieren und Auftauen des Lysats 3 mal. </li><li> In MgCl2 Lösung des aufgetauten Lysats (machen die endgültige Konzentration von MgCl 2 in dem Lysat sein 1 mM). Fügen Sie die Nuklease zu einer Endkonzentration von 250 U / ml. für 15 min bei 37 ° C inkubieren, um die DNA / Protein aggr aufzulösenegation. HINWEIS: Wenn die DNA / Protein-Aggregation nicht nach Nuklease oder Endonuklease Behandlung gelöst bekommt, Dounce homogenisieren die Lysate 20-mal. </li><li> Zentrifugieren Sie die Probe bei 4.800 × g für 20 min bei 4 ° C. Sammeln Sie den Überstand. </li><li> Unterdessen bereiten die Iodixanol Gradienten-Lösung: <ol><li> Bereiten Sie die 17% des Gradienten durch Mischen von 5 ml 10 × PBS, 0,05 ml 1 M MgCl 2, 0,125 ml 1 M KCl, 10 ml 5 M NaCl und 12,5 ml ofdensity Gradienten Medium. Einstellen das Gesamtvolumen auf 50 ml mit H 2 O. </li><li> Bereiten Sie die 25% ige Lösung durch Mischen von 5 ml 10 × PBS, 0,05 ml 1 M MgCl 2, 0,125 ml 1 M KCl, 20 ml Dichtegradientenmedium, und 0,2 ml von 0,5% (w / v) Phenol Red. Einstellen das Gesamtvolumen auf 50 ml mit H 2 O. </li><li> Bereiten Sie die 40% ige Lösung durch Mischen von 5 ml 10 × PBS, 0,05 ml 1 M MgCl 2, 0,125 ml 1 M KCl, und 33,3 ml Dichtegradientenmedium. Einstellen das Gesamtvolumen auf 50 ml unter Verwendung vonH 2 O. </li><li> Bereiten Sie die 60% ige Lösung durch Mischen von 0,05 ml von 1 M MgCl 2, 0,125 ml 1 M KCl, 50 ml Dichtegradientenmedium, und 0,1 ml von 0,5% (w / v) Phenol Red. </li></ol></li><li> Mit einer Nadel und Spritze, laden die Iodixanol Gradientenlösung in die Polypropylenröhrchen in der Größenordnung von 5 ml von 17%, 5 ml von 25%, 5 ml 40% und 5 ml von 60%, von unten beginnend. Laden Sie alle aus Schritt erhaltenen Lysat 3,8 (14-16 ml) auf der Oberseite des Gradienten. Der Gradient, von unten nach oben aufgelistet, 60%, 40%, 25%, 17%, und das Lysat Schicht. Füllen Sie das Rohr mit Lysepuffer und decken Sie es mit dem Korken. </li><li> Zentrifuge bei 185.000 xg für 90 min bei 16 ° C. </li><li> Ernte der viralen Fraktion (40% Schicht) mit einer Spritze. Führen Sie die Nadel (21 Gauge) in die Kreuzung zwischen den 40% und 60% Fraktionen, nur die 40% Schicht abgesaugt. HINWEIS: Vermeiden Sie die 25% Schicht abgesaugt. </li><li> Mischen Sie die Virus-Fraktion mit sterilisierten Polyoxyethylen-polyoxypropropylen-Blockcopolymer PBS-Lösung (10% Polyoxyethylen-Polyoxypropylen-Blockcopolymer Lager 1: 10.000 in PBS) bis zu einem Gesamtvolumen von 15 ml. Legen Sie die Mischung in das Filterrohr (cut-off MW = 100 kD). Zentrifuge bei 2.000 xg für 30 min bei 4 ° C. </li><li> Entsorgen Sie die Lösung an der Unterseite. Nachfüllen des Filterrohr mit Polyoxyethylen-Polyoxypropylen-Blockcopolymer-PBS-Lösung auf ein Gesamtvolumen von 15 ml. Zentrifuge bei 2.000 xg für 20 min bei 4 ° C. Wiederholen Sie diesen Schritt zwei weitere Male. Sammeln Sie die gereinigte rAAV9-Virus (die Fraktion über dem Filter). </li><li> Übertragen Sie das gereinigte rAAV9 im Filterrohr auf 1,7-ml-Röhrchen. Aliquot der gereinigten rAAV9 (100-400 &amp; mgr; l / Röhrchen in Abhängigkeit von dem Volumen und Titer des AAV) und Speichern des Virus bei -80 ° C. HINWEIS: Vermeiden Sie wiederholte Gefrier-taut. </li></ol> 4. Messung der Titer von rAAV9 <ol><li> Bereiten Sie Standard - DNA - Proben. <ol><li> Entwerfen Sie spezifische und effiziente PCRPrimer für rAAV9 Vektoren und Optimierung der PCR-Bedingungen. HINWEIS: Die Primer, die in dieser Studie verwendet werden, sind &quot;Forward: TCGGGATAAAAGCAGTCTGG; Reverse: TCGGACGGAGATACGTGAGT&quot;. Die PCR-Reaktion wurde mit den folgenden Bedingungen durchgeführt: anfängliche Denaturierung bei 95 ° C für 3 min; 35 Zyklen von 95 ° C für 20 sec, 60 ° C für 15 sec, und 72 ° C für 10 sec; und die abschließende Extension bei 72 ° C für 10 min. Jedoch sind die optimierten Primer und PCR - Bedingungen plasmid-spezifisch, da die eingesetzte Sequenz in der rAAV9 Vektor , der die Spezifität und Effizienz der PCR 31 beeinflussen können. </li><li> Führen Sie die PCR-Reaktion mit den in Schritt 4.1.1 gezeigten Bedingungen. Reinige das PCR-Produkt mit einem Gel-Extraktions-Kits. </li><li> Messen der Konzentration von gereinigter DNA unter Verwendung eines Spektrophotometers. Berechnen der Konzentration der DNA-Molekülzahlen bezogen auf das Molekulargewicht / Länge des PCR-Produkts. <ol><li> Berechnen Sie die molekulare Konzentration der folgenden Gleichung: momolekulare Konzentration (DNA - Moleküle oder Fragmente / ml) = 6,23 x 10 23 mol -1 x Con. x 10 -6 / MW. Anmerkung: (6.23 x 10 23 mol -1 ist Avogadroschen Number; Con .: DNA - Konzentration in &amp; mgr; g / ml; MW .: Molekulargewicht in g / mol). wenn die erhaltene Konzentration des PCR-Produkts von 100 &amp; mgr; g / ml zum Beispiel ist und seine Länge ist 200 bp, das Molekulargewicht des doppelsträngigen DNA 2 x 200 x 310 = 124000 (das mittlere Molekulargewicht jedes Nukleotid in der einzelsträngige DNA ist etwa 310 g / mol). Die molekulare Konzentration (DNA - Moleküle / ml) = 6,23 X 10 23 mol -1 x 100 &amp; mgr; g / ml x 10 -6 / 124.000 g / mol = 5,18 x 10 14 DNA - Moleküle / ml. </li><li> Durchführen einer Verdünnungsreihe des DNA - Fragments und Herstellung der Standardproben mit Konzentrationen von 10 13 Molekülen / ml, 10 12 Molekülen / ml, 10 11 Molekülen / ml, 10 10 Molekülen / ml, 10 9 Moleküle / ml, 10 <sup&gt; 8 Molekülen / ml und 10 &amp; sup7 ; Moleküle / ml. Verwenden Sie 1 ul Lösung für jede Standardprobe für die quantitative PCR (qPCR, in Schritt 4.6). </li></ol></li></ol></li><li> Mix 5 &amp; mgr; l gereinigtem rAAV9 Lösung mit 5 ul 10fach DNAse - Puffer, 1 &amp; mgr; l DNAse (10.000 U / ml) und 39 &amp; mgr; l ddH 2 O. Das Gesamtvolumen 50 &amp; mgr; l sein sollte. </li><li> Inkubiere die Phiole bei 37 ° C für 30 min Restunverpackten Plasmid-DNA zu entfernen. </li><li> Inaktivieren der DNAse bei 95 ° C für 10 min. Die Lösung wird nach unten, fügen Sie 44 ul H 2 O, 5 ul 10x DNAse Puffer und 1 ul Proteinase K Lager (10 mg / ml). </li><li> Inkubieren der Lösung bei 50 ° C für 2 Stunden. Stoppen Sie die Reaktion und inaktivieren die Proteinase K bei 95 ° C für 10 min. </li><li> Verwenden Sie 1 ul der Probe für die quantitative PCR (qPCR) Assay. Berechnen Sie den Titer. <ol><li> Führen quantitative PCR (qPCR) mit den entworfenen Primer in Schritt 4.1.1 die Proben fr mitom Schritt 4.1.4 (Standardproben) und aus Schritt 4.5 (Proben gemessen werden). <ol><li> Für jede Reaktion, Mischungs 10 ul 2x Grün Mastermix (enthaltend Taq - Polymerase, dNTP - Mix, Puffer, MgCl 2 und Grün - Farbstoff), 0,5 &amp; mgr; l Vorwärts - Primer (5 &amp; mgr; M), 0,5 &amp; mgr; l Rückwärts - Primer (5 &amp; mgr; M), 8 &amp; mgr; l H 2 O und 1 ul der Probe gemessen werden. Führen qPCR mit den folgenden Bedingungen: Halten der Proben bei 50 ° C für 2 min und 95 ° C für 10 min; 40 Zyklen bei 95 ° C durchzuführen für 15 sec und bei 60 ° C für 1 min; für die Schmelzstufe, Inkubation der Proben bei 95 ° C für 30 sec und 60 ° C für 15 sec. Generieren Sie die Standardkurve auf der Basis der C T - Nummern der Standardproben (Abbildung 3). </li></ol></li><li> Berechnen Sie die molekulare Konzentration / Titer der AAV Probe gegen die Standardkurve. Die rAAV9 hat einen Einzelstrang-DNA-Genom, so dass die molekulare Konzentration wird 2-fach höher als dieberechneter Wert (2x Leistung (10, y), 3B). Darüber hinaus wird der Titer des gereinigten rAAV9 sein 20-fach höher als das, was bei der Berechnung aufgrund der 1:20 Verdünnung des Virus in DNAse und Proteinase K-Reaktionen (5 &amp; mgr; l in 100 &amp; mgr; l insgesamt) erhalten. </li></ol></li></ol> 5. rAAV9 Injektion in neugeborenen Mäusen und Gene Expression Assays im Herzen <ol><li> Bereiten Sie rAAV9 Arbeitslösungen in Polyoxyethylen-Polyoxypropylen-Blockcopolymer PBS-Lösung. Machen Sie den Virusstamm mit den Titern von 1-7 x 10 12 Partikel / ml. HINWEIS: 50-70 ul rAAV9 Lösung in jedes postnatalen Tag 0,5-1,5 Maus durch subkutane Injektion liefern. Um eine effiziente Genüberexpression oder Zuschlags zu erreichen, ist es empfehlenswert, einen Pilotversuch für jede Studie durchzuführen, um die Menge des injizierten AAV zu optimieren. Verwenden Sie die gleiche Menge an rAAV9.cTNT :: Luc oder rAAV9.U6 :: Gerangel Kontrollen für jede Studie die Vorspannung zu minimieren. HINWEIS: Wir haben 1-1,5x 10 11 Partikel / pup zur Überexpression und 2,5-5 x 10 11 Partikel / Welpe für Zuschlag in postnatalen Tag 0,5-1,5 mi ce). </li><li> Behandeln neugeborenen Mäusen mit rAAV9 bei P0.5-P2.5 durch subkutane Injektion. <ol><li> Vorfüllen eine 29G1 / 2, 0,33 x 12,7 mm Insulinspritze mit der rAAV9 Lösung. Seien Sie vorsichtig, um Luftblasen zu entfernen. </li><li> Halten Sie die Kryo-narkotisierten Welpen in einer Hand mit Daumen und Zeigefinger. Vor der Injektion bewegen, um die Rückenhaut des Welpen mit einem Stock Tupfer mit 70% Isopropylalkohol gesättigt, um die sterile Zustand zu halten. Legen Sie die Spritzennadel in die anterior-dorsalen Subkutis des Tieres in einem Winkel von 5 bis 10 °. Injizieren 50-70 ul der rAAV9 Lösung, um die Insulin-Spritze. HINWEIS: rAAV9 kann auch über intraperitoneale oder intravenöse Injektion 26,27 an der Maus geliefert werden. Effiziente Expression der gelieferten Gene im Herzen erhalten werden. Allerdings intraperitoneale InjectIonen manchmal in leaky-Expression in der Leber führen. Nach der Injektion wurde der Zustand der Welpen täglich überwacht. </li></ol></li><li> Die Ebene der Genexpression im Herzen kann mit qPCR, Immunofluoreszenz oder Western - Blot überwacht werden 25,26 (repräsentative Ergebnisse sind in den Abbildungen 4 und 5 gezeigt). HINWEIS: Die Mäuse wurden durch CO 2 aus einer Druckgasquelle geliefert euthanasiert. Gewebeproben wurden gesammelt, nachdem bestätigt, dass die Herzfrequenz, Bewegung und Atmung der Tiere aufgehört hatte. Neonatal Nagetiere sind resistent 2 Euthanasie zu CO und wurden durch Enthauptung mit einer scharfen Schere eingeschläfert. Das Verfahren ist mit den Empfehlungen des Gremiums für Euthanasie von der American Veterinary Medical Association konsistent. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Es ist wichtig, unerwünschte ITR Rekombination während der Plasmidkonstruktion zu minimieren. Bevor das Virus zu erzeugen, muss man immer die ITR Integrität der AAV-Plasmiden überwachen durch Restriktionsverdau und Agarose-Gelelektrophorese. Es ist unmöglich, 100% intakte Plasmide zu erhalten, aber die Rekombination Verhältnis sollte so weit wie möglich minimiert werden. Weniger als 20% ist akzeptabel für erfolgreiche rAAV9 Verpackung. Bemerkenswert ist, bei einer niedrigeren Temperatur die Bakterien Kultivierun...

A correction was made to the Authors section in: <a href="http://www.jove.com/video/54787">Preparation of rAAV9 to Overexpress or Knockdown Genes in Mouse Hearts</a>.
One of the authors names and affiliation was corrected from:
Jian-Ming Jiang3,4 
3 Department of Genetics, Harvard Medical School 
4 Howard Hughes Medical Institute
to:
Jianming Jiang5 
5 Department of Biochemistry, Yong Loo Lin School of Medicine, National University of Singapore

A correction was made to the Authors section in: <a href="http://www.jove.com/video/54787">Preparation of rAAV9 to Overexpress or Knockdown Genes in Mouse Hearts</a>.

Erratum: Preparation of rAAV9 to Overexpress or Knockdown Genes in Mouse Hearts

Steuern Expression oder Aktivität von spezifischen Genen in verschiedenen biologischen Systemen ist eine wertvolle Strategie bei der Untersuchung der Genfunktion 1 geworden. Eine direkte Mittel, um dieses Ziel zu erreichen, ist zu Nukleotid-Sequenzen manipulieren und Mutantenallelen erzeugen. Obwohl machen präzise, ​​gezielte Veränderungen des Genoms von lebenden Zellen ist noch eine zeitaufwendige und arbeitsintensive Praxis, die Entwicklung der mächtigen TALEN und CRISPR / Cas9 Tools hat eine neue Ära der Genom Bearbeitung 2-5 geöffnet. Eine Routinelaborverfahren zur Genmanipulation hat sich auf die Einführung von genetischem Material (DNA und RNA - kodierenden Sequenzen oder siRNAs / shRNAs enthält) fokussiert in die Zellen , die das Gen (e) von Interesse 1,6 zum Ausdruck bringen oder Knockdown. In vielen Fällen ist der Haupt Engpass für Genmanipulation die Abgabe von DNA, RNA oder Protein in die Zellen. Im Hinblick auf die in vitro - Studien, effiziente transfectiauf Systeme wurden in vielen kultivierten Zellinien etabliert. Im Mausmodell ist jedoch, insbesondere in vivo Genübertragung anspruchsvoller. Es gibt eine Reihe extra- und intrazelluläre Barrieren, um umgangen werden müssen effiziente zelluläre Aufnahme der exogenen Reagenzien zu erreichen. Weitere Hindernisse sind die schnelle Clearance und die kurze Dauer der 7,8 gelieferten Materialien. Eine Strategie , um diese Probleme zu umgehen , ist die virale Vektoren als &quot;Träger&quot; zu verwenden oder &quot;Vehikel&quot; für in vivo - Genübertragung. Die natürlich entwickelte Transduktionseigenschaften von Viren ermöglichen die effiziente Bereitstellung eines Gens von Interesse in Zellen 7,9,10. Zahlreiche Arten von viralen Vektoren wurden in vivo Genmanipulation in verschiedenen Zelltypen und Organe in Mäusen entwickelt und flexible ermöglichen. Die am häufigsten verwendeten viralen Systeme umfassen Retrovirus, Lentivirus, Adenovirus und Adeno-assoziiertes Virus (AAV) <sbis&gt; 11. Retroviren sind RNA - Viren einzelsträngig und kann in stabiler Weise während der mitotischen Teilung, sofern das Potential für lebenslangen Expression der transduzierten Gene in die Zielzellen und Organen 12-14 ihres genetischen Materials in die Wirtszellgenom einzuführen. Viele Arten von Retroviren jedoch infizieren nur sich teilende Zellen, und ihre Wirksamkeit in sich nicht teilende Zellen ist sehr gering 15. Dies schränkt ihre Nützlichkeit für den Gentransfer. Lentivirus ist eine Gattung der Retroviridae Familie. Unterscheidet sich von anderen Retroviren, Lentivirus kann infizieren sowohl Dividieren und nicht teilende Zellen und wurde für den Gentransfer in post-mitotische und hochdifferenzierten Zellen 16 verwendet. Der Lebenszyklus von Lentivirus beinhaltet auch die Integration von Vektor-DNA in das Wirtsgenom. Somit ermöglicht Lentivirus-vermittelte Genabgabe stabile und langzeitige Expression der transduzierten genetischen Elemente 16-18. Jedoch kann dieses Merkmal eine Doppel e darstellendged Schwert in der Verwendung dieser Viren die Genexpression zu manipulieren, da die Integration von Vektor-DNA zur Insertionsmutagenese führen in den Wirtszellen und können artifizielle Wirkungen verursachen. Adenovirus ist ein weiteres weit verbreitetes Genabgabesystem. Im Gegensatz zu Retroviren und Lentiviren, Adenoviren sind nicht integriert und nicht mit der genomischen Integrität von Wirtszellen 8,10,11,19 stören. Zusätzlich können Adenoviren DNA in viele Zelltypen zu transfizieren, und die Infektion ist nicht abhängig von aktiven Zellteilung 19. Ein weiteres wichtiges Merkmal von Adenoviren ist die Leichtigkeit der Vektor Reinigung, da die viralen Vektoren haben die Fähigkeit , 19,20 repliziert werden. Allerdings ist der Haupt Einschränkung dieses Systems , dass Adenovirus - Infektion 19 starke Immunantworten in Zielzellen und Organen auslösen können, deren Verwendung in vielen Untersuchungen beschränken, insbesondere in Gentherapiestudien. Im Vergleich zu diesen anderen Typs von viralen Vektoren, rekombinante Adeno-assoziierte Virus (rAAV) scheint die ideale Genabgabesystem 21,22 sein. Es zeigt minimale Immunogenität und Pathogenität 23,24. Darüber hinaus infiziert rAAV ein breites Spektrum von Zelltypen, einschließlich sowohl Unterteilungs- und nicht teilende Zellen. In den meisten Fällen ist nicht rAAV in Wirtsgenome integriert; Somit ist die Gefahr einer unerwünschten genetischen oder genomischen Veränderungen in den Zielzellen gering 22. In jüngster Zeit wurden rAAV - Systeme wurden für die in vivo Abgabe von DNA , die für Proteine, miRNAs, shRNAs und CRISPR-gRNAs in Maus Herzmuskel 23,25-29 erfolgreich eingesetzt. Diese Methodik hat erleichtert grundlegenden Untersuchungen und Gentherapie-Studien auf dem Gebiet der Herz-Kreislauf-Forschung. Hier wird die detaillierte Prozedur rAAV9 Vektoren zu erzeugen, die effizient überexprimiert oder die Gene von Interesse in Mäuseherzen Knockdown beschrieben wurde. Das Protokoll bietet eine einfache und effektive Methode,kardialen Genexpression in murine experimentelle Modelle manipulieren.

<table><tbody><tr><td>Polyethylenimine, Linear (MW 25,000)</td><td>Polysciences, Inc.&amp;nbsp;</td><td>#23966-2</td><td></td></tr><tr><td>Tube, Polypropylene, 36.2 ml, 25 x 87 mm, (qty. 56)</td><td>Beckman Coulter, Inc</td><td># 362183</td><td></td></tr><tr><td>Nuclease, ultrapure</td><td>SIGMA</td><td>#E8263-25KU</td><td></td></tr><tr><td>Density Gradient Medium(Iodixanol)</td><td>SIGMA</td><td>#D1556-250ML</td><td></td></tr><tr><td>Centrifugal Filter Unit with Ultracel-100 membrane</td><td>EMD Millipore Corporation</td><td>#UFC910008</td><td></td></tr><tr><td>Laboratory pipetting needle with 90&amp;deg; blunt ends,gauge 14, L 6 in., nickel plated hub</td><td>SIGMA</td><td>#CAD7942-12EA</td><td></td></tr><tr><td>Poloxamer 188 solution (Pluronic&amp;reg; F-68 solution)</td><td>SIGMA</td><td>P5556-100ML</td><td></td></tr><tr><td>Proteinase K</td><td>SIGMA</td><td>3115828001</td><td></td></tr><tr><td>DNase I</td><td>Roche</td><td>10104159001</td><td></td></tr><tr><td>Centrifuge machine</td><td>Thermo Scientific</td><td>75004260</td><td></td></tr><tr><td>Centrifuge System</td><td>Beckman Coulter</td><td>363118</td><td></td></tr><tr><td>Ultracentrifuge</td><td>Beckman Coulter</td><td></td><td></td></tr><tr><td>DMEM medium</td><td>Fisher Scientific</td><td>SH30243FS</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum&amp;nbsp;</td><td>Atlanta Biologicals&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>S11150</td><td></td></tr><tr><td>rAAV9 vector</td><td>Penn Vector Core</td><td>P1967</td><td></td></tr></tbody></table>

preparation of raav9 to overexpress or knockdown genes in mouse hearts

Steuern der Expression oder Aktivität von spezifischen Genen durch die myokardiale Abgabe von genetischem Material in murinen Modellen ermöglicht die Untersuchung von Gen-Funktionen. Ihr therapeutisches Potential im Herzen kann auch bestimmt werden. Es gibt nur begrenzte Ansätze für in vivo molekulare Intervention in der Maus Herz. Rekombinante Adeno-assoziierten Virus (rAAV) -basierte Genomtechnik wurde als ein wesentliches Instrument für die in - vivo - Herz Genmanipulation verwendet. Die spezifischen Vorteile dieser Technologie sind hohe Effizienz, hohe Spezifität, geringe genomische Integrationsrate, minimal Immunogenität und minimale Pathogenität. Hier wird ein detailliertes Verfahren zur Konstruktion, zur Verpackung und reinigen die rAAV9 Vektoren beschrieben. Subkutane Injektion von rAAV9 in neonatalen Welpen ergibt robust Expression oder effiziente Knockdown des Gens (e) von Interesse in der Maus Herz, aber nicht in der Leber und anderen Geweben. Mit Hilfe der Herz-spezific TNNT2-Promotor, eine hohe Expression von GFP-Gen im Herzen erhalten. Zusätzlich Ziel-mRNA im Herzen gehemmt wurde, wenn ein rAAV9-U6-shRNA genutzt wurde. Kenntnisse im Umgang mit rAAV9 Technologie kann für kardiovaskuläre Untersuchungen nützlich sein.

Die Strategien für die Konstruktion von rAAV9 rAAV9.cTNT :: GFP oder rAAV9.U6 :: shRNA Plasmide sind in den 1 und 2 gezeigt. Wie die Beispiele wurde die rAAV9 Vektor erzeugt, um das GFP-Gen in der Maus Herzen zu überexprimieren. Das resultierende Plasmid enthält das cTnT :: GFP - Kassette flankiert von zwei ITR Stellen (Abbildung 1). Die rAAV9.U6 :: shRNA Vektor wurde konstruiert TRBP mRNA (Figur 2) zu Knockdown <...

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Preparation of rAAV9 to Overexpress or Knockdown Genes in Mouse Hearts

In this manuscript, a method to prepare recombinant adeno-associated virus 9 (rAAV9) vectors to manipulate gene expression in the mouse heart is described.

Herstellung von rAAV9 überexprimiert oder Sturz Gene in Mäuseherzen

Controlling the expression or activity of specific genes through the myocardial delivery of genetic materials in murine models permits the investigation ...

preparation-of-raav9-to-overexpress-or-knockdown-genes-in-mouse-hearts

Research

JoVE Journal

Genetics

12.7K Aufrufe.  Boston Children's Hospital. In this manuscript, a method to prepare recombinant adeno-associated virus 9 (rAAV9) vectors to manipulate gene expression in the mouse heart is described. 

Serie: Preparation of rAAV9 to Overexpress or Knockdown Genes in Mouse Hearts

Delivery of Modified mRNA in a Myocardial Infarction Mouse Model

Myocardial infarction (MI) is a leading cause of morbidity and mortality in the Western world. In the past decade, gene therapy has become a promising treatment option for heart disease, owing to its efficiency and exceptional therapeutic effects. In an effort to repair the damaged tissue post-MI, various studies have employed DNA-based or viral gene therapy but have faced considerable hurdles due to the poor and uncontrolled expression of the delivered genes, edema, arrhythmia, and cardiac hypertrophy. Synthetic modified mRNA (modRNA) presents a novel gene therapy approach that offers high, transient, safe, nonimmunogenic, and controlled mRNA delivery to the heart tissue without any risk of genomic integration. Due to these remarkable characteristics combined with its bell-shaped pharmacokinetics in the heart, modRNA has become an attractive approach for the treatment of heart disease. However, to increase its effectiveness in vivo, a consistent and reliable delivery method needs to be followed. Hence, to maximize modRNA delivery efficiency and yield consistency in modRNA use for in vivo applications, an optimized method of preparation and delivery of modRNA intracardiac injection in a mouse MI model is presented. This protocol will make modRNA delivery more accessible for basic and translational research.

This protocol presents a simple and coherent way to transiently upregulate a gene of interest using modRNA after myocardial infarction in mice.

Lieferung von Modified mRNA in einem Myokardinfarkt-Mausmodell

Myocardial infarction (MI) is a leading cause of morbidity and mortality in the Western world. In the past decade, gene therapy has become a promising ...

Forschung

Genetik

Isolation and Genetic Manipulation of Adult Cardiac Myocytes for Confocal Imaging

Cardiac myocytes isolated from adult hearts are widely accepted as a model somewhere half way between embryonic and neonatal muscle cells on one side and a working heart on the other. Thus, cardiomyocytes serve as good models for cardiac cellular physiology and pathophysiology, for pharmaceutical investigations as well as for the exploration of transgenic animal models. Here we describe a method of isolating the cells from the heart. Furthermore we show how a genetic manipulation on cardiac myocytes can be performed without breeding a transgenic animal: This is the combination of long term culture (1 week) and adenoviral gene transfer. The latter one is described from the construction of the virus to the transduction of the cells. It can be used for the expression of genetically encoded biosensors (GEBs), fluorescent fusion proteins, but also for protein over expression and down regulation, e.g. using RNAi. Here we provide an example for the expression of a fusion protein staining a subcellular structure (Golgi). Such protein expression can be visualized by confocal imaging of z-stacks for a 3D-reconstruction of subcellular structures. The protocol comprises state-of-the-art in cell culture, molecular biology and biophysics and thus provides an approach for exploring new horizons in cellular cardiology.

Adult cardiac myocytes are primary cells that can be isolated from animal hearts and cultured for several days. Within this culture period adenoviral gene transfer can be used to express genetically encoded biosensors (GEBs) or fluorescent fusion proteins. Both approaches allow cellular investigations by means of confocal microscopy.

Isolation und genetische Manipulation von Adult Herzmuskelzellen für konfokale Imaging

Cardiac myocytes isolated from adult hearts are widely accepted as a model somewhere half way between embryonic and neonatal muscle cells on one side and ...

Biologie

Elektroporationsbasierte Transgenese von Herzzellen in Mausherzen

An Efficient Transgenesis Approach for Gene Delivery in the Mouse Embryonic Heart

The mammalian heart is a complex organ formed during development via highly diverse populations of progenitor cells. The origin, timing of recruitment, and fate of these progenitors are vital for the proper development of this organ. The molecular mechanisms that govern the morphogenesis of the heart are essential for understanding the pathogenesis of congenital heart diseases and embryonic cardiac regeneration. Classical approaches to investigate these mechanisms employed the generation of transgenic mice to assess the function of specific genes during cardiac development. However, mouse transgenesis is a complex, time-consuming process that often cannot be performed to assess the role of specific genes during heart development. To address this, we have developed a protocol for efficient electroporation and culture of mouse embryonic hearts, enabling transient transgenesis to rapidly assess the effect of gain- or loss-of-function of genes involved in cardiac development. Using this methodology, we successfully overexpressed Meis1 in the embryonic heart, with a preference for epicardial cell transfection, demonstrating the capabilities of the technique.

Autor im Rampenlicht: Transgenese von Herzzellen für schnelles Gen-Screening

This protocol presents a detailed methodological framework for electroporation-based transgenesis of cardiac cells in developing mouse hearts. The video assets provided here will facilitate learning of this versatile technique.

Ein effizienter Transgenese-Ansatz für die Genübertragung im embryonalen Herzen der Maus

The mammalian heart is a complex organ formed during development via highly diverse populations of progenitor cells. The origin, timing of recruitment, ...

Entwicklungsbiologie

Adeno-Associated Virus-Mediated Delivery of CRISPR for Cardiac Gene Editing in Mice

The clustered, regularly interspaced, short, palindromic repeat (CRISPR) system has greatly facilitated genome engineering in both cultured cells and living organisms from a wide variety of species. The CRISPR technology has also been explored as novel therapeutics for a number of human diseases. Proof-of-concept data are highly encouraging as exemplified by recent studies that demonstrate the feasibility and efficacy of gene editing-based therapeutic approach for Duchenne muscular dystrophy (DMD) using a murine model. In particular, intravenous and intraperitoneal injection of the recombinant adeno-associated virus (rAAV) serotype rh.74 (rAAVrh.74) has enabled efficient cardiac delivery of the Staphylococcus aureus CRISPR-associated protein 9 (SaCas9) and two guide RNAs (gRNA) to delete a genomic region with a mutant codon in exon 23 of mouse Dmd gene. This same approach can also be used to knock out the gene-of-interest and study their cardiac function in postnatal mice when the gRNA is designed to target the coding region of the gene. In this protocol, we show in detail how to engineer rAAVrh.74-CRISPR vector and how to achieve highly efficient cardiac delivery in neonatal mice.

Here we provide a detailed protocol to carry out in vivo cardiac gene editing in mice using recombinant Adeno-Associated Virus(rAAV)-mediated delivery of CRISPR. This protocol offers a promising therapeutic strategy to treat dystrophic cardiomyopathy in Duchenne muscular dystrophy and can be used to generate cardiac-specific knockout in postnatal mice.

Adeno-assoziierten Virus-vermittelte Lieferung von CRISPR für kardiale gen Bearbeitung bei Mäusen

The clustered, regularly interspaced, short, palindromic repeat (CRISPR) system has greatly facilitated genome engineering in both cultured cells and ...

Medizin

Cell Labeling and Injection in Developing Embryonic Mouse Hearts

Testing the fate of embryonic or pluripotent stem cell-derivatives in in vitro protocols has led to controversial outcomes that do not necessarily reflect their in vivo potential. Preferably, these cells should be placed in a proper embryonic environment in order to acquire their definite phenotype. Furthermore, cell lineage tracing studies in the mouse after labeling cells with dyes or retroviral vectors has remained mostly limited to early stage mouse embryos with still poorly developed organs. To overcome these limitations, we designed standard and ultrasound-mediated microinjection protocols to inject various agents in targeted regions of the heart in mouse embryos at E9.5 and later stages of development. &#160;Embryonic explant or embryos are then cultured or left to further develop in utero. These agents include fluorescent dyes, virus, shRNAs, or stem cell-derived progenitor cells. Our approaches allow for preservation of the function of the organ while monitoring migration and fate of labeled and/or injected cells. These technologies can be extended to other organs and will be very helpful to address key biological questions in biology of development.

We describe a series of methods to inject dyes, DNA vectors, virus, and cells in order to monitor both cell fate and phenotype of endogenous and grafted cells derived from embryonic or pluripotent cells within mouse embryos at embryonic day (E)9.5 and later stages of development.

Zellmarkierung und Einspritzung in Entwicklungs embryonalen Maus-Herzen

Testing the fate of embryonic or pluripotent stem cell-derivatives in in vitro protocols has led to controversial outcomes that do not necessarily reflect ...

In vitro Assessment of Cardiac Reprogramming by Measuring Cardiac Specific Calcium Flux with a GCaMP3 Reporter

Cardiac reprogramming has become a potentially promising therapy to repair a damaged heart. By introducing multiple transcription factors, including Mef2c, Gata4, Tbx5 (MGT), fibroblasts can be reprogrammed into induced cardiomyocytes (iCMs). These iCMs, when generated in situ in an infarcted heart, integrate electrically and mechanically with the surrounding myocardium, leading to a reduction in scar size and an improvement in heart function. Because of the relatively low reprogramming efficiency, purity, and quality of the iCMs, characterization of iCMs remains a challenge. The currently used methods in this field, including flow cytometry, immunocytochemistry, and qPCR, mainly focus on cardiac-specific gene and protein expression but not on the functional maturation of iCMs. Triggered by action potentials, the opening of voltage-gated calcium channels in cardiomyocytes leads to a rapid influx of calcium into the cell. Therefore, quantifying the rate of calcium influx is a promising method to evaluate cardiomyocyte function. Here, the protocol introduces a method to evaluate iCM function by calcium (Ca2+) flux. An &#945;MHC-Cre/Rosa26A-Flox-Stop-Flox-GCaMP3 mouse strain was established by crossing Tg(Myh6-cre)1Jmk/J (referred to as Myh6-Cre below) with Gt(ROSA)26Sortm38(CAG-GCaMP3)Hze/J (referred to as Rosa26A-Flox-Stop-Flox-GCaMP3 below) mice. Neonatal cardiac fibroblasts (NCFs) from P0-P2 neonatal mice were isolated and cultured in vitro, and a polycistronic construction of MGT was introduced to NCFs, which led to their reprogramming to iCMs. Because only successfully reprogrammed iCMs will express GCaMP3 reporter, the functional maturation of iCMs can be visually assessed by Ca2+ flux with fluorescence microscopy. Compared with un-reprogrammed NCFs, NCF-iCMs showed significant calcium transient flux and spontaneous contraction, similar to CMs. This protocol describes in detail the mouse strain establishment, isolation and selection of neonatal mice hearts, NCF isolation, production of retrovirus for cardiac reprogramming, iCM induction, the evaluation of iCM Ca2+ flux using our reporter line, and related statistical analysis and data presentation. It is expected that the methods described here will provide a valuable platform to assess the functional maturation of iCMs for cardiac reprogramming studies.

We describe here, the establishment and application of an Tg(Myh6-cre)1Jmk/J /Gt(ROSA)26Sortm38(CAG-GCaMP3)Hze/J (referred to as &#945;MHC-Cre/Rosa26A-Flox-Stop-Flox-GCaMP3 below) mouse reporter line for cardiac reprogramming assessment. Neonatal cardiac fibroblasts (NCFs) isolated from the mouse strain are converted into induced cardiomyocytes (iCMs), allowing for convenient and efficient evaluation of reprogramming efficiency and functional maturation of iCMs via calcium (Ca2+) flux.

In-vitro-Beurteilung der kardialen Reprogrammierung durch Messung des kardialspezifischen Calciumflusses mit einem GCaMP3-Reporter

Cardiac reprogramming has become a potentially promising therapy to repair a damaged heart. By introducing multiple transcription factors, including ...

Selektives Gen-Silencing im Plexus choroideus

Targeted Knockdown of Genes in the Choroid Plexus

The choroid plexus (ChP) serves as a critical gateway for immune cell infiltration into the central nervous system (CNS) under both physiological and pathological conditions. Recent research has shown that regulating ChP activity may offer protection against CNS disorders. However, studying the biological function of the ChP without affecting other brain regions is challenging due to its delicate structure. This study presents a novel method for gene knockdown in ChP tissue using adeno-associated viruses (AAVs) or cyclization recombination enzyme (Cre) recombinase protein consisting of TAT sequence (CRE-TAT). The results demonstrate that after injecting AAV or CRE-TAT into the lateral ventricle, the fluorescence was exclusively concentrated in the ChP. Using this approach, the study successfully knocked down the adenosine A2A receptor (A2AR) in the ChP using RNA interference (RNAi) or Cre/locus of X-overP1 (Cre/LoxP) systems, and showed that this knockdown could alleviate the pathology of experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE). This technique may have important implications for future research on the ChP's role in CNS disorders.

Autor im Rampenlicht: Erkenntnisse und Innovationen bei Techniken zur Manipulation der Genexpression für die Erforschung des Plexus choroideus 

Here, we describe a method to selectively alter gene expressions in the choroid plexus while avoiding any impact in other brain areas.

Gezielter Knockdown von Genen im Plexus aderoid

The choroid plexus (ChP) serves as a critical gateway for immune cell infiltration into the central nervous system (CNS) under both physiological and ...

Herstellung von rAAV9 überexprimiert oder Sturz Gene in Mäuseherzen

Zusammenfassung

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Lieferung von Modified mRNA in einem Myokardinfarkt-Mausmodell

Isolation und genetische Manipulation von Adult Herzmuskelzellen für konfokale Imaging

Ein effizienter Transgenese-Ansatz für die Genübertragung im embryonalen Herzen der Maus

Ein effizienter Transgenese-Ansatz für die Genübertragung im embryonalen Herzen der Maus

Ein effizienter Transgenese-Ansatz für die Genübertragung im embryonalen Herzen der Maus

Adeno-assoziierten Virus-vermittelte Lieferung von CRISPR für kardiale gen Bearbeitung bei Mäusen

Zellmarkierung und Einspritzung in Entwicklungs embryonalen Maus-Herzen

In-vitro-Beurteilung der kardialen Reprogrammierung durch Messung des kardialspezifischen Calciumflusses mit einem GCaMP3-Reporter

Gezielter Knockdown von Genen im Plexus aderoid

Gezielter Knockdown von Genen im Plexus aderoid