Questo studio è stato sostenuto dal Canadian Institutes of Health Research e Genome Canada.JS detiene premi stipendio il sostegno della ricerca sul patrimonio Alberta Foundationfor medica, Heart and Stroke Foundation del Canadaand Diabetes Association canadese. Un ringraziamento speciale a David Wasserman e Bracy Bingle per insegnare questa procedura per il laboratorio di Shearer.

R: cateterizzazione chirurgica di circolazione venosa e arteriosa Parte 1: catetere arterioso e venoso Preparazione <ol><li> Tagliare 15 cm di PE-50 (diametro interno di 0,58 millimetri (0,023 &quot;) x un diametro esterno di 0,965 millimetri (0,038&quot;). Tagliare una sezione di tubo silastic 1 millimetro (0,76 mm (0.030 &quot;) di diametro interno x 1,65 millimetri (0,065 &quot;) di diametro esterno) per l&#39;utilizzo come contenimento tallone. Il contenimento tallone impedisce al ratto di tirare fuori il catetere una volta che è a posto. </li><li> Inserire la punta delle micro dissettore nel lume del cordone frenare dolcemente e tenere le punte della pinza a parte per allungare l&#39;apertura più ampio. Utilizzando un altro paio di micro dissettore, far scorrere il tubo silastic nel lume del contenimento tallone. Fissarlo con colla adesiva forte (Loctite Super Glue). Il tallone deve essere piatto intorno al catetere. Lasciare catetere a secco (24 ore). </li><li> Per un ratto 300 grammi, la linea arteria è ~ 2,7 centimetri dal tallone frenare mentre la linea giugulare è ~ 3,2 centimetri. Lunghezze catetere dalla frenanti sono regolati da 0,5 centimetri per ogni aumento di 100g di peso corporeo. Non smusso gli spigoli del catetere come questa puntura può nave nel corso di inserimento. </li><li> Immediatamente prima dell&#39;intervento, riempire le linee con soluzione fisiologica eparinata (10U/ml), sigillare entrambe le estremità con un tappo di tubi in acciaio inox e il luogo in etanolo (70%) per sterilizzare. Aria secca prima dell&#39;inserimento. </li></ol> Parte 2: Preparazione Chirurgica <ol><li> Procedure sono state approvate dalla University of Animal Care Calgary e Usa Comitato e rispettare theCanadian Association for Animal Science Laboratory linee guida per la sperimentazione. Le procedure descritte di seguito sono stati eseguiti su adulti, maschi Sprague-Dawley (~ 300g). Tutte le procedure vengono eseguite sotto isoflurano, anche se è possibile utilizzare anestetici iniettabili. Tutte le procedure chirurgiche vengono eseguite garantendo tecniche asettiche. Attrezzature chirurgiche, bicchieri e soluzione salina eparinata sono sterilizzati in autoclave. Guanti chirurgici, siringhe e applicatori di cotone sterilizzati punta vengono acquistati dal fornitore. </li><li> Pesare il ratto e registrare il risultato. Il peso sarà importante nel periodo post-chirurgico di monitoraggio degli animali. Solo gli animali che per ritrovare il peso pre-intervento i livelli dovrebbero essere utilizzati per la sperimentazione. Anestetizzare ratto (3% isoflurano) in una scatola di anestetico. Tenere il ratto a ~ 2% isoflurano durante l&#39;intervento chirurgico utilizzando un cono. La chirurgia deve essere condotta in una zona disinfettata che promuove asepsi. </li><li> Preparare l&#39;animale dalla depilazione del sito chirurgico (collo e scapole). Un tagliatore di capelli di piccole dimensioni o depilatori chimici possono essere utilizzati. Eseguire questa procedura in una zona separata dalla quale l&#39;intervento deve essere effettuata. </li><li> Sicuro animale tavolo operatorio. Garantire animale è completamente anestetizzato controllando la presenza di piede / occhi riflessi. Preparare i siti chirurgici con un disinfettante appropriato pelle (70% etanolo seguita da betadine scrub seguito da 70% etanolo). </li></ol> Parte 3: Chirurgia <ol><li> Fai la piccola incisione verticale 1 centimetro linea mediana superiore allo sterno (Pick up della pelle longitudinalmente lungo l&#39;asse mediano con una pinza e taglio con forbici o bisturi). </li><li> Blunt sezionare con micro dissettore per esporre il muscolo sternocleidomastoideo sinistro. Riflettere questo muscolo per esporre circa 1 cm della arteria carotide sinistra. Usa micro dissettore sotto carotide per tenere l&#39;arteria in posizione. Delicatamente stuzzicare fuori del tessuto connettivo dalla carotide. E &#39;importante isolare il nervo vago dalla arteria senza danneggiare l&#39;arteria e il nervo. Isolare l&#39;arteria poi legare la fine cefalica con sutura in seta 4-0 (questo sarà usato per manipolare l&#39;arteria carotide durante l&#39;intervento chirurgico). Nota: 4-0 punti di sutura devono essere sterilizzati con etanolo al 70% prima dell&#39;uso. </li><li> Bloccare il vaso con seghettato, micro dissezione pinze. Puntura alla fine legatura con un calibro 21 VENOJECT Multi-Sample adattatore Luer. Togliere il tappo tubi in acciaio inox e inserire con cautela catetere con l&#39;ausilio di un introduttore catetere sterile ammetterlo nell&#39;arteria. Assicurare il catetere è sicuro con le pinze, parzialmente rilascio micro dissettore bloccaggio l&#39;arteria e continuare a inserire il catetere per il tallone. A questo punto, la punta del catetere deve essere in aortico. Fare attenzione a non rilasciare catetere, la pressione del vaso lo costringerà ad uscire. </li><li> Legare due punti di sutura 4-0 saldamente sotto tallone e uno sopra e confermare che il catetere campione. Lavare il catetere con soluzione fisiologica eparinata 10U/ml. Re-inserire l&#39;estremità esterna del catetere con un tappo in acciaio tubi di acciaio. </li><li> Utilizzando la stessa incisione, smussato sezionare per esporre destra vena giugulare esterna. Isolare accuratamente e legare la fine cefalica con sutura di seta. Puntura della vena con un calibro 21 VENOJECT Multi-Sample adattatore Luer. Togliere il tappo tubi in acciaio inox e inserire catetere con una soluzione sterile catheter introduttore al tallone e cravatta due punti di sutura sotto il tallone. Tie una sutura terza sopra tallone e confermare che i campioni. A filo con la linea venosa 10U/mL eparinizzato salina. Re-inserire l&#39;estremità del catetere esterno con spina in acciaio tubi di acciaio. </li><li> Tunnel 14-gauge ottuso sotto la pelle e fare incisione nella parte posteriore tra le scapole. Infilare il catetere attraverso l&#39;ago di esteriorizzare loro nella parte posteriore del ratto. Circa 4cm di linea è visibile. 0,5 centimetri di taglio Tygon S-50-HL Tubazione medica, si svolge intorno entrambi i cateteri esteriorizzato e fissare con un nastro come richiesto (per la vena blu, rosso per le arterie). Retest cateteri per garantire la pervietà, lavare e riempire con soluzione fisiologica eparinata 150U/ml per prevenire la coagulazione. </li><li> Chiudere tutte le incisioni con 3-0 sutura seta. Luogo ratto prona, in pre-riscaldato, gabbia pulita con il cibo sul fondo della gabbia. </li></ol> B: Cura postoperatoria Parte 1: Immediato cure post-operatorie e di monitoraggio <ol><li> Una volta che il ratto riacquista piena capacità ambulatoriale e la vigilanza restituire il ratto di stabulazione degli animali. </li><li> Lasciare che il ratto di recuperare per 3-5 giorni. </li><li> Daily Monitor per le infezioni, dolore e variazioni di peso. L&#39;infezione può essere problematica se scarico da siti incisione, letargia generale e / o dolore si osserva. Il dolore è indicato dalla postura ricurva, pelo arruffato schiena e l&#39;assenza di comportamenti ambulatoriali e / o mangiare. Una perdita di peso può essere vissuto immediatamente dopo l&#39;intervento fino a tre giorni post-intervento chirurgico, tuttavia, il peso dovrebbe stabilizzarsi e / o aumentare entro il 10% del pre-chirurgica peso entro 5 giorni. Grave perdita di peso può indicare una infezione, ictus e / o dolore. </li><li> Retest cateteri quotidianamente per garantire la pervietà. </li></ol> Parte 2: Mantenimento pervietà del catetere <ol><li> Ogni giorno, durante il recupero post-operatorio, riempire 1ml Siringhe Suggerimento slip con 150U/ml soluzione salina eparinata e cappuccio con un ago da 22 gauge smussato. L&#39;ago viene inserito nel ottuso 20cm di tubo in PE-50 con 23 tubi di attacco in acciaio inox calibro all&#39;altra estremità. </li><li> Rimuovere le bolle d&#39;aria, ponendo fine con l&#39;accoppiatore tubo superiore rispetto al resto della siringa da 1 ml e spingendo le bolle fuori dalla linea. </li><li> Morsetto dalla linea arteriosa esternato dal ratto con hemostats appena sotto il tappo. </li><li> Togliere il tappo del catetere d&#39;acciaio con la seconda coppia di hemostats. </li><li> Inserire l&#39;accoppiatore tubo collegato alla siringa nella linea arteriosa e rilasciare il hemostats occludere il catetere arterioso esternalizzati. </li><li> Aspirare il sangue arterioso del catetere nella siringa. Se il catetere non disegna facilmente può essere necessario spingere molto delicatamente in una piccola quantità di soluzione di flush mediante il catetere per spostare la punta del catetere nel caso sia incastrato contro il muro nave. Il catetere è stato completamente eliminato quando il sangue raggiunge la siringa. </li><li> Bloccare il vicino PE-50 tubo alla siringa 1 ml e gettare la siringa. Sostituire con una nuova siringa piena di soluzione salina fresca 150U/ml eparinizzato. Sbloccare il tubo e tenendo la siringa nuova in posizione verticale, leggermente la siringa nuovo con un dito per rimuovere eventuali bolle d&#39;aria nuova possibile verso l&#39;alto e lontano dalla linea. Nota: Si deve essere garantita come bolle d&#39;aria possono provocare un ictus. </li><li> Iniettare la soluzione salina 150U/ml heparinzed finché la linea catetere sia limpida e priva di sangue. </li><li> Morsetto dalla linea arteriosa esternato dal ratto con hemostats appena sotto l&#39;attacco tubo. Rimuovere il connettore siringa dalla linea di catetere arterioso e sostituirlo con il tappo di tubi di acciaio inox. </li><li> Rilasciare il hemostats occludere il catetere arterioso esternalizzati. </li><li> Ripetere l&#39;operazione per linea venosa. Tuttavia, a causa della bassa pressione venosa campionamento spesso non è possibile. Se la soluzione salina 150U/ml heparinzed può essere infusa con una resistenza minima è probabile che il catetere è ben posizionata nella vena. </li></ol> C: iperinsulinemici-euglicemico morsetto Parte 1: Morsetto di set-up e preparazione <ol><li> Pesare il ratto e registrare il peso. Questo sarà necessario per determinare i tassi di infusione di insulina e glucosio. Veloce il ratto per almeno 5 ore prima di sperimentare. In questo modo l&#39;animale è in uno stato post-prandiale e l&#39;apporto di glucosio da fonti alimentari è ridotto al minimo. Posizionare il topo in un piccolo contenitore / gabbia con biancheria da letto, che limita il movimento eccessivo. L&#39;animale deve essere in grado di girarsi e lo sposo liberamente. </li><li> Impostare le linee e le pompe di infusione come si vede nella figura 1. P50 lunghezze di tubazioni di collegamento sono le seguenti: siringa a Y connettore è da 8 cm, connettore a Y per ratto è 15 cm, linea arteriosa è 20cm, e la linea venosa è 10 cm di lunghezza. Rimuovere le spine in acciaio tubi di acciaio e filo linee giugulare e per assicurare l&#39;infusione arteriosa e di campionamento rispettivamente con 10U/ml soluzione salina eparinata. </li><li> Determinare l&#39;insulina<html> volume richiesto. Questo può variare a seconda del livello di insulina e il peso del topo. Qui, 4mU/kg/min viene somministrato ad una velocità di 2uL/min. Si tratta di una dose elevata fisiologico. Ove possibile, i tentativi dovrebbe essere fatto per limitare il volume di infusione. Insulina deve essere opportunamente diluita e possono essere somministrati in presenza di plasma. Una soluzione al 3% nel plasma di ratto in soluzione salina viene utilizzato per diluire l&#39;insulina in questo laboratorio. L&#39;insulina è HumulinR 100U/ml (Eli Lily), anche se altri l&#39;insulina ad azione rapida può essere impiegato. Garantire l&#39;insulina diluita è ben miscelati prima di mettere in infusione siringa. </li><li> Preparare il 50% destrosio. Questo può essere inserito direttamente nella siringa sulla pompa di infusione. Segna pompa con &#39;glucosio&#39; per evitare confusioni. Ricordatevi di garantire volumi sufficienti di insulina e glucosio per lo studio. Morsetti durano generalmente ~ 2h. Nel presente protocollo, siringhe da 3 ml sono utilizzati. </li><li> Luogo glucosio e siringhe da insulina sul modello di Harvard Apparatus 11 Plus pompe siringa. Anticipo glucosio connettore a Y e la linea con un morsetto hemostat. Insulina anticipo per animali, morsetto linea con hemostat. Morsetto linee e permettere ratto di rilassarsi per 30 minuti prima di iniziare l&#39;esperimento. NOTA: le guardie punta hemostat sono suggeriti al fine di evitare permanente crimpatura delle linee. </li><li> Preparare centrifuga e EDTA rivestite tubi per la raccolta del plasma. Nel presente studio, i campioni di sangue supplementari saranno ottenute una volta che l&#39;animale è bloccato. </li></ol> Parte 2: protocollo sperimentale <ol><li> Un campione di insulina basale e campione dell&#39;ematocrito devono essere acquisite. Campionamento ematocrito assicura il volume del sangue è mantenuto per tutto l&#39;esperimento. In generale, i livelli di ematocrito non deve scendere oltre il 10% del valore iniziale. </li><li> Ottenere un campione di glucosio al basale (One Touch Ultra, LifeScan, Inc.) e determinare il livello di glucosio nel sangue intero da bloccare. Qui, morsetto a euglicemia, o 5.0-5.5 mm (Figura 2). Dopo ogni campione di sangue, lavare la linea arteriosa con un piccolo volume di soluzione salina 10U/ml eparinato per prevenire la coagulazione. NOTA: Assicurarsi che nessun grumi o bolle d&#39;aria sono in prima linea prima di infondere. Questi possono dare l&#39;animale un colpo. </li><li> Avviare l&#39;infusione di insulina. Prendere glicemia a 5-10min intervalli, il monitoraggio della glicemia in ogni punto. Regolare la velocità di infusione del glucosio come richiesto fino ad uno stato stazionario è raggiunto. Questo processo è generalmente un processo di tentativi ed errori e può richiedere 30 minuti per&gt; 2 ore. I livelli di glucosio necessario per mantenere la glicemia dipendono dal protocollo di sperimentazione, le specie e le condizioni presenti (Figura 2). </li><li> Costante dei livelli di glucosio sono stato tre letture consecutive entro un range definito. Qui, tre letture in ~ 1 mM è considerato bloccato (ad esempio 4.8, 5.2, 5.6mm). Una volta allo stato stazionario è raggiunto, registrare la velocità di infusione glucosio tenuti a mantenere la glicemia per un periodo di 30 min. Durante questo periodo i campioni di sangue complementare sono disponibili. Come minimo, un secondo campione di insulina plasmatica e il campione ematocrito dovrebbe essere ottenuto. </li><li> Una volta pinza è stata completata, gli animali possono essere utilizzati per ulteriori test o di eutanasia e tessuti raccolti per ulteriori analisi. A seconda che l&#39;animale, le linee catetere può rimanere brevetto per 5-7 giorni. </li></ol> D: iperinsulinemici-euglicemico (insulina) Risultati morsetto Quando eseguito correttamente, la procedura di clamp valuta la costante sensibilità all&#39;insulina stato del ratto. Nel presentare i dati ottenuti dal morsetto, è fondamentale per documentare i livelli di glucosio e la velocità di infusione glucosio. I livelli di glucosio stabile nel tempo un corso da un minimo di 30 minuti (Figura 3) sono indicativi di uno stato stazionario. Il glucosio è considerato stabile solo se il glucosio nel sangue intero sia mantenuta entro ~ 1 mm. Velocità di infusione glucosio mostrano i livelli di glucosio esogeno tenuti a mantenere la glicemia. Ove possibile, queste cifre devono essere visualizzati come un corso di tempo, piuttosto che singoli, valore medio (Figura 4). Altre misure raccomandate da segnalare sono l&#39;insulina plasmatica e dell&#39;ematocrito. La determinazione della glicemia sia a digiuno e bloccato i livelli di insulina confermare che l&#39;insulina è stato somministrato con successo e in grado di rilevare eventuali differenze di livello tra i gruppi di trattamento (Figura 5). Misure di ematocrito ottenere al basale e alla conclusione della pinza insulina vengono suggerite (Figura 6). Questo per garantire i livelli di ematocrito non rientrano più del 5% durante l&#39;esperimento e le alterazioni che accompagnano in volume del sangue e il flusso non influenza lo smaltimento del glucosio. <img src="/files/ftp_upload/2432/2432fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. Set-up sperimentale. La figura 1 mostra sfrenato, ratto cosciente durante la procedura di clamp. Cateteri permettere il prelievo di sangue e infusi senza manipolazione l&#39;animale. Le pompe a sinistra contengono insulina e glucosio. t &quot;&gt; <img src="/files/ftp_upload/2432/2432fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2. Attesi dati durante la procedura di clamp. Per ottenere una pinza a livelli basali (euglicemia, 5mm), i livelli di glucosio esogeno (D50) sono manipolati fino a quando la linea di base o &#39;pinza&#39; è raggiunto. <img src="/files/ftp_upload/2432/2432fig3.jpg" alt="Figura 3" /> Figura 3. Attesi risultati di glucosio plasmatico della procedura di clamp. Quando l&#39;animale è &#39;bloccato&#39;, la glicemia è relativamente stabile nel tempo e gruppi sperimentali. <img src="/files/ftp_upload/2432/2432fig4.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 4. Rappresentante tassi di glucosio infusione della procedura di clamp. La quantità di glucosio esogeno tenuti a mantenere euglicemia diverso. Questo è illustrato con un controllo (chow alimentato) e ricca di grassi nutrito (insulino-resistenti) animali. L&#39;alta grassi animali nutriti richiede meno di glucosio infusa per mantenere la glicemia, soprattutto perché è insensibile all&#39;insulina infusa. <img src="/files/ftp_upload/2432/2432fig5.jpg" alt="Figura 5" /> Figura 5. Insulina plasmatica Rappresentante del ratto. L&#39;insulina plasmatica durante il morsetto insulina deve essere superiore al digiuno, l&#39;insulina plasmatica basale. In questo modo l&#39;insulina è stato correttamente somministrato all&#39;animale durante il morsetto insulina. <img src="/files/ftp_upload/2432/2432fig6.jpg" alt="Figura 6" /> Figura 6. Segnalazione ematocrito. L&#39;ematocrito basale e ematocrito dopo l&#39;esperimento deve essere ottenuto e segnalati. Questo assicura livelli di ematocrito non rientrano più del 5% dei livelli basali che derivi dalla eccessivo prelievo di sangue arterioso.

<ol>
	<li>Halseth, A. E., Bracy, D. P., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Limitations+to+basal+and+insulin-stimulated+skeletal+muscle+glucose+uptake+in+the+high-fat-fed+rat.">Limitations to basal and insulin-stimulated skeletal muscle glucose uptake in the high-fat-fed rat.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 279, E1064-E1071 (2000).</li><li>Halseth, A. E., Bracy, D. P., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Limitations+to+muscle+glucose+uptake+due+to+high+fat+feeding.">Limitations to muscle glucose uptake due to high fat feeding.</a> Am. J. Physiol. 279, E1064-E1071 (2000).</li><li>Muniyappa, R., Lee, S., Chen, H., Quon, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Current+approaches+for+assessing+insulin+sensitivity+and+resistance+in+vivo:+advantages,+limitations,+and+appropriate+usage.">Current approaches for assessing insulin sensitivity and resistance in vivo: advantages, limitations, and appropriate usage.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 294, 15-26 (2008).</li><li>Cho, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insulin+resistance+and+a+diabetes+mellitus-like+syndrome+in+mice+lacking+the+protein+kinase+Akt2+(PKB+beta).">Insulin resistance and a diabetes mellitus-like syndrome in mice lacking the protein kinase Akt2 (PKB beta).</a> Science. 292, 1728-1731 (2001).</li><li>Dubois, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+SHP-1+protein+tyrosine+phosphatase+negatively+modulates+glucose+homeostasis.">The SHP-1 protein tyrosine phosphatase negatively modulates glucose homeostasis.</a> Nat Med. 12, 549-556 (2006).</li><li>Pacini, G., Thomaseth, K., Ahren, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contribution+to+glucose+tolerance+of+insulin-independent+vs.+insulin-dependent+mechanisms+in+mice.">Contribution to glucose tolerance of insulin-independent vs. insulin-dependent mechanisms in mice.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 281, 693-703 (2001).</li><li>Herbach, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dominant-negative+effects+of+a+novel+mutated+Ins2+allele+causes+early-onset+diabetes+and+severe+beta-cell+loss+in+Munich+Ins2C95S+mutant+mice.">Dominant-negative effects of a novel mutated Ins2 allele causes early-onset diabetes and severe beta-cell loss in Munich Ins2C95S mutant mice.</a> Diabetes. 56, 1268-1276 (2007).</li><li>Maeda, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diet-induced+insulin+resistance+in+mice+lacking+adiponectin/ACRP30.">Diet-induced insulin resistance in mice lacking adiponectin/ACRP30.</a> Nat Med. 8, 731-737 (2002).</li><li>Potenza, M. A., Marasciulo, F. L., Tarquinio, M., Quon, M. J., Montagnani, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Treatment+of+spontaneously+hypertensive+rats+with+rosiglitazone+and/or+enalapril+restores+balance+between+vasodilator+and+vasoconstrictor+actions+of+insulin+with+simultaneous+improvement+in+hypertension+and+insulin+resistance.">Treatment of spontaneously hypertensive rats with rosiglitazone and/or enalapril restores balance between vasodilator and vasoconstrictor actions of insulin with simultaneous improvement in hypertension and insulin resistance.</a> Diabetes. 55, 3594-3603 (2006).</li><li>Ayala, J. E., Bracy, D. P., McGuinness, O. P., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Considerations+in+the+design+of+hyperinsulinemic-euglycemic+clamps+in+the+conscious+mouse.">Considerations in the design of hyperinsulinemic-euglycemic clamps in the conscious mouse.</a> Diabetes. 55, 390-397 (2006).</li><li>Wasserman, D. H., Ayala, J. E., McGuinness, O. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lost+in+translation.">Lost in translation.</a> Diabetes. 58, 1947-1950 (2009).</li></ol>

Procedure sono state approvate dalla University of Animal Care Calgary e Usa Comitato e rispettare l&#39;Associazione canadese per le linee guida Animal Science Laboratory per la sperimentazione. Gli autori non hanno interessi in conflitto o divulgazioni.

Inizialmente sviluppato per l&#39;indagine della sensibilità all&#39;insulina negli esseri umani, la procedura di clamp è stato adattato ad altre specie tra cui ratti e topi di laboratorio. Modelli animali di accertamento della resistenza all&#39;insulina fornisce un aiuto importante nella comprensione della fisiopatologia della sensibilità all&#39;insulina e le patologie associate, nonché l&#39;individuazione di interventi terapeutici che possiedono 1,2 clinico valore. Diversi metodi per valutare la sens...

<table border="1"><tbody><tr valign="top"><td> Nome del reagente </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td><td> Commenti (opzionale) </td></tr><tr valign="top"><td> Tubi in polietilene Intramedic (PE-50) </td><td> Fisher Scientific </td><td> 14-170-12B </td><td> Diametro interno di 0,58 millimetri (0,023 &quot;) x diametro esterno di 0,965 millimetri (0,038&quot;) </td></tr><tr valign="top"><td> Dow Corning Silastic Laboratorio Tubi </td><td> Fisher Scientific </td><td> 11-189-15C </td><td> Diametro interno di 0,76 millimetri (0.030 &quot;) x diametro esterno di 1,65 millimetri (0.065&quot;) </td></tr><tr valign="top"><td> Tygon S-50-HL Medical Tubing </td><td> Harvard Apparatus </td><td> PY2 72-1251 </td><td> Diametro interno di 3,2 mm (0.125 &quot;) x diametro esterno di 4,7 millimetri (0,1875&quot;) </td></tr><tr valign="top"><td> Loctite Super Glue </td><td> Grand &amp; Toy </td><td> 32237 </td><td> Gel di controllo </td></tr><tr valign="top"><td> Sterile lama chirurgica </td><td> VWR </td><td> BD371610 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Curve Pinza Micro Dissezione </td><td> George Tiemann &amp; Co. </td><td> 160-20 </td><td> x 2 </td></tr><tr valign="top"><td> Dissettore dritto Micro </td><td> George Tiemann &amp; Co. </td><td> 160-15 </td><td> x 2 </td></tr><tr valign="top"><td> Emostatica curve </td><td> George Tiemann &amp; Co. </td><td> 105-1135 </td><td> x 2 </td></tr><tr valign="top"><td> Emostatica retta </td><td> George Tiemann &amp; Co. </td><td> 105-1130 </td><td> x 2 </td></tr><tr valign="top"><td> Emostatica Suggerimento Guardie </td><td> Robbins Instruments, Inc. </td><td> 15.09-2-004 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Forbici Chirurgia dritto </td><td> George Tiemann &amp; Co. </td><td> 105-402 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> VENOJECT Multi-Sample adattatore Luer </td><td> Terumo Medical Products </td><td> 810127A </td><td> 21 gauge, 1 pollici </td></tr><tr valign="top"><td> Catetere introduttore sterile </td><td> Becton Dickinson </td><td> 406999 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> 14-gauge Blunt </td><td> Becton Dickinson </td><td> 511310 </td><td> Calibro 14, 2 in </td></tr><tr valign="top"><td> Sterile sutura chirurgica </td><td> Johnson &amp; Johnson Medical Products </td><td> 1679H </td><td> Seta, dimensioni 3-0 </td></tr><tr valign="top"><td> Non sterili sutura chirurgica </td><td> Angiotech Pharmaceuticals, Inc. </td><td> SP116 </td><td> Seta, dimensioni 4-0 </td></tr><tr valign="top"><td> Tamponi di cotone </td><td> VWR </td><td> 10806-005 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Garze 4ply </td><td> VWR </td><td> CA43845-062 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Clippers animali piccola batteria </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 729063 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Isoflurano </td><td> Halocarbon Products Corp. </td><td> IPN-45 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Anestetico carrello </td><td> Benson Medical Industries, Inc. </td><td></td><td></td></tr><tr valign="top"><td> 70% di etanolo </td><td> Fisher Scientific </td><td> HC-1000 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Betadine soluzione antisettica </td><td> Occidentale Drug Distribution Centre Ltd. </td><td> 105267 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Modello 11 Plus pompa a siringa </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 702208 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Tubi in acciaio inossidabile Accoppiatori </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 72-4434 </td><td> 23 gauge, 0,3 pollici </td></tr><tr valign="top"><td> Tubi acciaio inossidabile Spine </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 72-4436 </td><td> 23 gauge, 0,5 pollici </td></tr><tr valign="top"><td> Acciaio Blunt Needles </td><td> Instech Laboratories, Inc. </td><td> LS22 </td><td> 22 gauge </td></tr><tr valign="top"><td> 60 gradi Y-Connettori </td><td> Parti piccole </td><td> STCY-22-05 </td><td> 22 gauge </td></tr><tr valign="top"><td> CritSpin Micro-ematocrito Centrifuga </td><td> Iris Sample Processing </td><td> CS12 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Centrifuga Mini </td><td> Fisher Scientific </td><td> 05-090-100 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Tubi Centrifuga Micro </td><td> VWR </td><td> 53550-778 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Centrifuga in polipropilene da 50 ml tubi </td><td> VWR</td><td> 89004-364 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> 1 ml di plastica di slittamento Suggerimento Siringhe </td><td> Becton Dickinson </td><td> 309602 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> 3ml di plastica Luerlok Suggerimento Siringhe </td><td> Becton Dickinson </td><td> 309585 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Anticoagulante iniezione di eparina </td><td> Occidentale Drug Distribution Centre Ltd. </td><td> 102824 </td><td> Produttore: LEO Pharma Inc. Conc. 1000 UI </td></tr><tr valign="top"><td> Soluzione EDTA </td><td> Promega Corp. </td><td> V4231 </td><td> 0,5 M, pH 8,0 </td></tr><tr valign="top"><td> Salino </td><td> Occidentale Drug Distribution Centre Ltd. </td><td> ABB7983154 </td><td> Produttore: cloruro di sodio Hospira 0,9% </td></tr><tr valign="top"><td> 50% di destrosio </td><td> Vétoquinol </td><td> 8DEX012D </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Humulin-R </td><td> Eli Lilly </td><td> HI-210 </td><td> 100U/ml </td></tr><tr valign="top"><td> Siringhe da insulina da 1 ml </td><td> Becton Dickinson </td><td> 309311 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Fisherbrand * emato-Seal Sigillante </td><td> Fisher Scientific </td><td> 02-678 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Fisherbrand * microematocrito tubi capillari </td><td> Fisher Scientific </td><td> 22-362-574 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Strisce reattive One Touch Ultra </td><td> LifeScan, Inc. </td><td> AW 085-314H </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> One Touch Ultra Sangue glucometro </td><td> LifeScan, Inc. </td><td> AW 085-314 ter </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Sodio Pentobarbitol </td><td> Ceva Sante Animale </td><td> 1715 138 </td><td> Conc. 54.7mg/ml </td></tr><tr valign="top"><td> Laboratorio Etichettatura nastro rosso </td><td> VWR </td><td> 89097-932 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Laboratorio nastro blu Etichettatura </td><td> VWR </td><td> 89097-936 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Pesare Scala </td><td> Fisher Scientific </td><td> 01-913-88 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Vortice </td><td> VWR </td><td> 58815-234 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Timer </td><td> VWR </td><td> 62344-641 </td><td></td></tr></tbody></table>

hyperinsulinemic-euglycemic clamp in the conscious rat

Diabete di tipo 2 (T2D) è in rapido aumento della prevalenza. Caratterizzata da produzione di insulina sia inadeguata o l&#39;impossibilità di utilizzare l&#39;insulina prodotta, i risultati T2D a elevati livelli di glucosio nel sangue. Il &quot;gold-standard&quot; nel valutare la sensibilità all&#39;insulina è un iperinsulinemico-euglicemico morsetto o clamp insulina. In questa procedura, l&#39;insulina è infusa a velocità costante con una conseguente diminuzione del glucosio nel sangue. Per mantenere la glicemia ad un livello costante, glucosio esogeno (D50) viene infusa nella circolazione venosa. La quantità di glucosio infusa per mantenere l&#39;omeostasi è indice di sensibilità all&#39;insulina. Qui vi mostriamo la procedura di base morsetto in cronicamente cateterizzati, sfrenato, ratto cosciente. Questo modello consente al sangue di essere raccolte con lo sforzo minimo per l&#39;animale. Dopo l&#39;induzione dell&#39;anestesia, un&#39;incisione mediana è fatto e l&#39;arteria carotide comune sinistra e destra della vena giugulare sono cateterizzati. Cateteri inseriti sono lavata con soluzione salina eparinizzato, poi esteriorizzato e protetto. Gli animali sono ammessi a recuperare per 4-5 giorni prima di esperimenti, con aumento di peso monitorati giornalmente. Soltanto gli animali che per ritrovare il peso pre-intervento i livelli vengono utilizzati per gli esperimenti. Il giorno dell&#39;esperimento, i ratti sono digiunato e collegati a pompe contenente insulina e D50. Glucosio al basale è valutata dalla linea arteriosa ed utilizzato un punto di riferimento per tutto l&#39;esperimento (euglicemia). In seguito a questo, l&#39;insulina è infusa a velocità costante nella circolazione venosa. Per abbinare il calo di glucosio nel sangue, D50 è infusa. Se il tasso di infusione D50 è superiore al tasso di assorbimento, un aumento del glucosio si verificherà. Allo stesso modo, se il tasso è insufficiente per soddisfare tutta l&#39;assorbimento di glucosio del corpo, una goccia si verificherà. Titolazione di glucosio continua fino a letture del glucosio stabili sono realizzati. I livelli di glucosio e la velocità di infusione del glucosio durante questo periodo stabili sono registrati e riportati. Risultati forniscono un indice di sensibilità all&#39;insulina tutto il corpo. La tecnica può essere raffinato per soddisfare specifiche esigenze sperimentali. E &#39;ulteriormente migliorata con l&#39;uso di traccianti radioattivi che possono determinare il tessuto specifico di insulina glucosio-stimolata così come tutta fatturato glucosio corpo.

Watch this Scientific Journal Video about Hyperinsulinemic-Euglycemic Clamp in the Conscious Rat at JoVE.com

Hyperinsulinemic-Euglycemic Clamp in the Conscious Rat

Il iperinsulinemico-euglicemico pinza è il &quot;gold standard&quot; per la valutazione dell&#39;azione dell&#39;insulina. L&#39;insulina è infusa a velocità costante stimolo del glucosio. La quantità di glucosio esogeno infusa per contrastare questo calo è indice di sensibilità all&#39;insulina. Ecco la procedura viene eseguita su un consapevole, ratto sfrenato.

Iperinsulinemico-euglicemico pinza nei topi

Type 2 diabetes (T2D) is rapidly rising in prevalence. Characterized by either inadequate insulin production or the inability to utilize insulin produced, ...

hyperinsulinemic-euglycemic-clamp-in-the-conscious-rat

Research

JoVE Journal

Medicine

51.9K Views.  University of Calgary. Il iperinsulinemico-euglicemico pinza è il "gold standard" per la valutazione dell'azione dell'insulina. L'insulina è infusa a velocità costante stimolo del glucosio. La quantità di glucosio esogeno infusa per contrastare questo calo è indice di sensibilità all'insulina. Ecco la procedura viene eseguita su un consapevole, ratto sfrenato.

Video: Hyperinsulinemic-Euglycemic Clamp in the Conscious Rat

Hyperinsulinemic-euglycemic Clamps in Conscious, Unrestrained Mice

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold standard" method for assessing insulin action in vivo. During an insulin clamp, hyperinsulinemia is achieved by a constant insulin infusion. Euglycemia is maintained via a concomitant glucose infusion at a variable rate. This variable glucose infusion rate (GIR) is determined by measuring blood glucose at brief intervals throughout the experiment and adjusting the GIR accordingly. The GIR is indicative of whole-body insulin action, as mice with enhanced insulin action require a greater GIR. The insulin clamp can incorporate administration of isotopic 2[14C]deoxyglucose to assess tissue-specific glucose uptake and [3-3H]glucose to assess the ability of insulin to suppress the rate of endogenous glucose appearance (endoRa), a marker of hepatic glucose production, and to stimulate the rate of whole-body glucose disappearance (Rd).
The miniaturization of the insulin clamp for use in genetic mouse models of metabolic disease has led to significant advances in diabetes research. Methods for performing insulin clamps vary between laboratories. It is important to note that the manner in which an insulin clamp is performed can significantly affect the results obtained. We have published a comprehensive assessment of different approaches to performing insulin clamps in conscious mice1 as well as an evaluation of the metabolic response of four commonly used inbred mouse strains using various clamp techniques2. Here we present a protocol for performing insulin clamps on conscious, unrestrained mice developed by the Vanderbilt Mouse Metabolic Phenotyping Center (MMPC; URL: www.mc.vanderbilt.edu/mmpc). This includes a description of the method for implanting catheters used during the insulin clamp. The protocol employed by the Vanderbilt MMPC utilizes a unique two-catheter system3. One catheter is inserted into the jugular vein for infusions. A second catheter is inserted into the carotid artery, which allows for blood sampling without the need to restrain or handle the mouse. This technique provides a significant advantage to the most common method for obtaining blood samples during insulin clamps which is to sample from the severed tip of the tail. Unlike this latter method, sampling from an arterial catheter is not stressful to the mouse1. We also describe methods for using isotopic tracer infusions to assess tissue-specific insulin action. We also provide guidelines for the appropriate presentation of results obtained from insulin clamps.

The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is the gold standard for assessing insulin action in vivo. A method for performing insulin clamps in mice is described. This includes a method for arterial catheterization that permits experiments to be performed in conscious, unrestrained mice with minimal stress.

Iperinsulinemico-euglicemico Morsetti in Cosciente, Mouse sfrenato

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold ...

Ricerca

Medicina

Angiogenesis in the Ischemic Rat Lung

The adult lung is perfused by both the systemic bronchial artery and the entire venous return flowing through the pulmonary arteries. In most lung pathologies, it is the smaller systemic vasculature that responds to a need for enhanced lung perfusion and shows robust neovascularization. Pulmonary vascular ischemia induced by pulmonary artery obstruction has been shown to result in rapid systemic arterial angiogenesis in man as well as in several animal models. Although the histologic assessment of the time course of bronchial artery proliferation in rats was carefully described by Weibel 1, mechanisms responsible for this organized growth of new vessels are not clear. We provide surgical details of inducing left pulmonary artery ischemia in the rat that leads to bronchial neovascularization. Quantification of the extent of angiogenesis presents an additional challenge due to the presence of the two vascular beds within the lung. Methods to determine functional angiogenesis based on labeled microsphere injections are provided.

The lung is perfused by both the systemic bronchial artery and pulmonary arteries. In most lung pathologies, it is the smaller systemic vasculature that shows robust neovascularization. Cessation of pulmonary blood flow promotes brisk bronchial angiogenesis. We provide surgical details of inducing left pulmonary artery ischemia that promotes bronchial neovascularization.

L&#39;angiogenesi nel polmone del ratto ischemica

The  adult lung is perfused by both the systemic bronchial artery and the entire  venous return flowing through the pulmonary arteries. In most lung ...

Slow-release Drug Delivery through Elvax 40W to the Rat Retina: Implications for the Treatment of Chronic Conditions

Diseases of the retina are difficult to treat as the retina lies deep within the eye. Invasive methods of drug delivery are often needed to treat these diseases. Chronic retinal diseases such as retinal oedema or neovascularization usually require multiple intraocular injections to effectively treat the condition. However, the risks associated with these injections increase with repeated delivery of the drug. Therefore, alternative delivery methods need to be established in order to minimize the risks of reinjection. Several other investigations have developed methods to deliver drugs over extended time, through materials capable of releasing chemicals slowly into the eye. In this investigation, we outline the use of Elvax 40W, a copolymer resin, to act as a vehicle for drug delivery to the adult rat retina. The resin is made and loaded with the drug. The drug-resin complex is then implanted into the vitreous cavity, where it will slowly release the drug over time. This method was tested using 2-amino-4-phosphonobutyrate (APB), a glutamate analogue that blocks the light response of the retina. It was demonstrated that the APB was slowly released from the resin, and was able to block the retinal response by 7 days after implantation. This indicates that slow-release drug delivery using this copolymer resin is effective for treating the retina, and could be used therapeutically with further testing.

This paper details how Elvax 40W can be used as a slow-release method for drug delivery to the adult rat retina. The protocol for preparing, loading, and delivering the drug-resin complex to the eye is described.

Lento rilascio Drug Delivery attraverso Elvax 40W al Rat Retina: Implicazioni per il trattamento di condizioni croniche

Diseases of the retina are difficult to treat as the retina lies deep within the eye. Invasive methods of drug delivery are often needed to treat these ...

Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. Intra-tracheal inoculation of a known amount of bacteria has been successfully used to reproduce the pathogenesis of pneumonia which then develops into sepsis. Monitoring hemodynamic parameters and providing standard clinical treatment including infusion of antibiotics, fluids and drugs to maintain blood pressure is critical to simulate routine supportive care in this model but to do so requires both arterial and venous vascular access. The video details the surgical technique for implanting carotid artery and common jugular vein catheters in an anesthetized rat. Following a 72 hr recovery period, the animals will be re-anesthetized and connected to a tether and swivel setup attached to the rodent housing which connects the implanted catheters to the hemodynamic monitoring system. This setup allows free movement of the rat during the study while continuously monitoring pressures, infusing fluids and drugs (antibiotics, vasopressors) and performing blood sampling.

Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

Cateterismo dell&#39;arteria carotide e giugulare Vena di eseguire misure emodinamiche, Infusi e campionamento del sangue in un modello di ratto cosciente

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

Transcutaneous Assessment of Renal Function in Conscious Rodents

Glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard to assess overall kidney function. However, traditional methods to evaluate GFR are cumbersome and time-consuming. In addition, serial blood or urine samples are required, with the associated stress for the experimental animals. A recent technique significantly reduces the investment in time and resources, minimizing the invasiveness and the animal stress, but being equally valid as the traditional approaches. The method measures transcutaneously renal function. Using an optical device and the exogenous renal marker fluorescein isothiocyanate (FITC)-sinistrin, this technique is capable of measuring the elimination kinetics of the marker through the skin. With neither blood nor urine samples nor the associated laboratory assays needed, the results of the transcutaneous measurement are almost instantaneously available. The method has been already validated in different species and successfully applied in several models of renal pathology. Moreover, due to its minimally invasive characteristics, it is suitable for sequential measurements within the same animal. Here is provided a detailed protocol to carry out the transcutaneous assessment of renal function in rodents.

Determination of glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard to assess overall kidney function. However, traditional procedures to measure this parameter are cumbersome and require a large investment of time. Here we describe a faster and minimally invasive method to determinate GFR transcutaneously.

La valutazione transcutanea della funzione renale nei roditori Conscious

Glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard to assess overall kidney function. However, traditional methods to evaluate GFR are cumbersome and ...

The Dimethylnitrosamine Induced Liver Fibrosis Model in the Rat

Four to six week old, male Wistar rats were used to produce animal models of liver fibrosis. The process requires four weeks of administration of 10 mg/kg dimethylnitrosamine (DMN), given intraperitoneally for three consecutive days per week. Intraperitoneal injections were performed in the fume hood as DMN is a known hepatoxin and carcinogen. The model has several advantages. Firstly, liver changes can be studied sequentially or at particular stages of interest. Secondly, the stage of liver disease can be monitored by measurement of serum alanine aminotransferase (ALT) and aspartate aminotransferase (AST) enzymes. Thirdly, the severity of liver damage at different stages can be confirmed by sacrifice of animals at designated time points, followed by histological examination of Masson&#39;s Trichome stained liver tissues. After four weeks of DMN dosing, the typical fibrosis score is 5 to 6 on the Ishak scale. The model can be reproduced consistently and has been widely used to assess the efficacy of potential anti-fibrotic agents.

We describe a method to produce an animal model of liver fibrosis in the rat, and assess the degree of fibrosis by histological examination of the liver. The model can be used to study the development of liver disease as well as to test the efficacy of potential anti-fibrotic agents.

Il dimetilnitrosamina indotta fibrosi epatica modello nel ratto

Four to six week old, male Wistar rats were used to produce animal models of liver fibrosis. The process requires four weeks of administration of 10 mg/kg ...

Method of Direct Segmental Intra-hepatic Delivery Using a Rat Liver Hilar Clamp Model

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ischemia/reperfusion (I/R) injury with myriad negative consequences. Potential I/R injury in marginal organs destined for liver transplantation contributes to the current donor shortage secondary to a decreased organ utilization rate. A significant need exists to explore hepatic I/R injury in order to mediate its impact on graft function in transplantation. Rat liver hilar clamp models are used to investigate the impact of different molecules on hepatic I/R injury. Depending on the model, these molecules have been delivered using inhalation, epidural infusion, intraperitoneal injection, intravenous administration or injection into the peripheral superior mesenteric vein. A rat liver hilar clamp model has been developed for use in studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating I/R injury. The described model for rat liver hilar clamp includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic hepatic segment via a side branch of the portal vein, allowing for direct segmental hepatic delivery. Our approach is to induce ischemia in the left lateral and median lobes for 60 min, during which time the substance under study is infused. In this case, pegylated-superoxide dismutase (PEG-SOD), a free radical scavenger, is infused directly into the ischemic segment. This series of experiments demonstrates that infusion of PEG-SOD is protective against hepatic I/R injury. Advantages of this approach include direct injection of the molecule into the ischemic segment with consequent decrease in volume of distribution and reduction in systemic side effects.

A unique rat liver hilar clamp model was developed for studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating ischemia-reperfusion injury. This model includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic liver segment via a branch of the portal vein, allowing for direct hepatic delivery.

Metodo di consegna diretta segmentale intra-epatico utilizzando un modello di fegato di ratto Hilar morsetto

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ...

Assessment of Respiratory Function in Conscious Mice by Double-chamber Plethysmography

Air volume changes created by a conscious subject breathing spontaneously within a body box are at the basis of plethysmography, a technique used to non-invasively assess some features of the respiratory function in humans as well as in laboratory animals. The present article focuses on the application of the double-chamber plethysmography (DCP) in small animals. It provides background information on the methodology as well as a detailed step-by-step procedure to successfully assess respiratory function in conscious, spontaneously breathing animals in a non-invasive manner. The DCP can be used to monitor the respiratory function of multiple animals in parallel, as well as to identify changes induced by aerosolized substances over a chosen time period and in a repeated manner. Experiments on control and allergic mice are used herein to demonstrate the utility of the technique, explain the associated outcome parameters, as well as to discuss the related advantages and shortcomings. Overall, the DCP provides valid and theoretically sound readouts that can be trusted to evaluate the respiratory function of conscious small animals both at baseline and after challenges with aerosolized substances.

The objective of the present article is to provide a detailed description of the recommended procedures to evaluate respiratory function in conscious mice by double-chamber plethysmography.

Valutazione della funzione respiratoria in topi cosciente da doppia camera pletismografia

Air volume changes created by a conscious subject breathing spontaneously within a body box are at the basis of plethysmography, a technique used to ...

Multi-system Monitoring for Identification of Seizures, Arrhythmias and Apnea in Conscious Restrained Rabbits

Patients with ion channelopathies are at a high risk of developing seizures and fatal cardiac arrhythmias. There is a higher prevalence of heart disease and arrhythmias in people with epilepsy (i.e., epileptic heart.) Additionally, cardiac and autonomic disturbances have been reported surrounding seizures. 1:1,000 epilepsy patients/year die of sudden unexpected death in epilepsy (SUDEP). The mechanisms for SUDEP remain incompletely understood. Electroencephalograms (EEG) and electrocardiograms (ECG) are two techniques routinely used in the clinical setting to detect and study the substrates/triggers for seizures and arrhythmias. While many studies and descriptions of this methodology are in rodents, their cardiac electrical activity differs significantly from humans. This article provides a description of a non-invasive method for recording simultaneous video-EEG-ECG-oximetry-capnography in conscious rabbits. As cardiac electrical function is similar in rabbits and humans, rabbits provide an excellent model of translational diagnostic and therapeutic studies. In addition to outlining the methodology for data acquisition, we discuss the analytical approaches for examining neuro-cardiac electrical function and pathology in rabbits. This includes arrhythmia detection, spectral analysis of EEG and a seizure scale developed for restrained rabbits.

Using simultaneous video-EEG-ECG-oximetry-capnography, we developed a methodology to evaluate the susceptibility of rabbit models to develop provoked arrhythmias and seizures. This novel recording system establishes a platform to test the efficacy and safety of therapeutics and can capture the complex cascade of multi-system events that culminate in sudden death.

Monitoraggio multi-sistema per l'identificazione di convulsioni, aritmie e apnee nei conigli trattenuti coscienti

Patients with ion channelopathies are at a high risk of developing seizures and fatal cardiac arrhythmias. There is a higher prevalence of heart disease ...

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to detect drug exposure. The rat blood sampling method determines the quality of the plasma and further affects the precision of the test results. The subclavian vein blood collection method described in this protocol collects blood samples repeatedly in the conscious state of animals to meet the needs of PK and TK tests. The skills of restraint handling and appropriate procedure of needle incision ensure the success rate of blood collection. It is easy to operate while ensuring the quality of plasma and at the same time catering to animal welfare. However, this method requires skilled operation, and an improper one may cause animal weakness, pain, lameness, and even mortality. The current method has been used in the testing facility for a 4-week oral toxicity study in Sprague Dawley (SD) rats with TK. The maximum amount of blood collected within 24 h did not exceed 20% of the animal's total blood. The animals' body weight was more than 200 g for males and females. The data showed that the animals' bodyweight increased steadily every week, and the clinical observation was normal after repetitive sample collection.

The present protocol describes a simple and efficient method for collecting blood from the subclavian vein in rats. It enables rapid, timely, and easily identifiable sampling without anesthesia and obtains high-quality blood through repetitive sample collection.

Campionamento ripetitivo di sangue dalla vena succlavia del ratto cosciente

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...