Die Autoren danken Nick Kathman für Anregungen und Hilfe bei der Vorbereitung des Manuskripts. Diese Technik wurde in Verbindung mit der Arbeit der unter dem Förder AFOSR FA9550-10-1 bis 0054 und die National Science Foundation unter Grant No IOS-1120305 RER unterstützt entwickelt.

1. Vorbereitung der Tetrode Drähte <ol><li> Ziehen Sie eine sehr dünne Nichromdraht (Durchmesser 12 um, PAC-Beschichtung) von etwa 1,1 m Länge. Befestigen Sie ein Band-Tag an jedem Ende. Aufhängen des Drahtes über eine horizontale Gewindestange, so dass die beiden Enden auf der gleichen Höhe in der Nähe der Tischplatte. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 1.1 für einen zweiten Draht, so dass zwei weitere Enden für insgesamt 4, und legen Sie sie neben dem ersten Draht (etwa 1 cm dazwischen). </li><li> Kleben Sie die vier Enden zusammen mit einem Band-Tag und bringen Sie den Tag mit einem motorisierten Drehwickelvorrichtung. Diese Vorrichtung kann aus einem preiswerten Gleichstrommotor erfolgen. </li><li> Wickeln der Tetrode in einer Richtung für 2 min (60 rpm) und Entspannen in der Gegenrichtung für 30 Sekunden. </li><li> Verwenden Sie eine Heißluftpistole, um die Drähte miteinander zu verschmelzen. Die Drähte nicht berühren, mit der Pistole. Verwenden Sie drei nach oben und unten aus wechselnden Richtungen spielt mit jedem Durchlauf dauert etwa 10 Sekunden. </li><li> Schneiden der Oberseite und der Unterseite der Wickeldrähte. Die vier Drähte verdreht sind einan einem Ende fusioniert D gemeinsam, aber getrennt an dem anderen. </li><li> Fügen Sie die Stützrohr. Schneiden Sie ein 30 cm Länge von Polyethylen-Schlauch (Durchmesser: 0,28 mm innen, außen 0,61 mm). Fädeln Sie den Tetrode sehr langsam und vorsichtig in das Tragrohr, so dass sie nicht knicken. </li><li> Sobald die geschmolzene Ende erscheint auf der anderen Seite, durchziehen, so daß es eine gleiche Länge des Drahtes an beiden Enden des Führungsrohrs. </li><li> Besorgen Sie sich die getrennten Ende jeder Draht mit einer Zange. Mit der Basis der Flamme eines Gasbrenners, sorgfältig zu verbrennen die Isolierung aus der letzten 2 oder 3 mm von jedem Draht. Heizen Sie den Draht, bis es glüht, aber nicht kräuseln. </li><li> Schließen Sie die Tetrode mit einer Mann-Frau-IC-Sockel-Adapter, der das Aufnahmegerät passt. Setzen Sie den deinsulated Ende jedes Drahtes in eine andere Steckdose des Adapters mit einer Pinzette. Stabilisieren Sie den Draht in die Buchse mit einem kleinen Messingstift. Verwenden Sie einen feinen Spitze Lötkolben und füllen den Sockel mit dem geschmolzenen Lot. Seien Sie vorsichtig, um nicht zu kontaktierender zerbrechliche Draht mit dem Lötkolben. </li><li> Überprüfen Sie die Impedanz jeder Draht und die inter Impedanz jedes Adernpaar. <ol><li> Platzieren des geschmolzenen, verdrehte Ende in einen Behälter mit Salzlösung und eine Verbindung ein Kupferdrahtleiter von der Salzlösung zu dem Ohmmeter. </li><li> Das andere Ende des Messgeräts auf den Steckbolzen, die den Draht. Die Impedanz jeder Draht sollte unter 3 MOhm sein. </li><li> Wenn die oben genannten Werte nicht erreicht werden, erneut versuchen, die Lötverbindungen. </li><li> Entfernen Sie die Kabel von der Kochsalzlösung, spülen Sie die Spitzen mit Wasser, und testen Sie die unter Draht Impedanz für jede Paarung (n = 6). Die Zwischenwiderstand sollte über 5 MOhm sein. </li><li> Wenn die oben genannten Werte nicht erreicht werden, schneiden Sie eine kleine Menge von der Spitze an der fusionierten Ende und erneut zu testen. </li><li> Entsorgen Sie alle Kabelsatz, die nicht erfüllt, sowohl der Impedanzanforderungen für alle Drähte. </li></ol></li><li> Sichern Sie die Tetrode. <ol><li> Falten Sie ein kleine rechteckige Pappschachtel slightly größer als der Steckdosenadapter. </li><li> Bringen Sie den Adapter in der Box mit der männlichen Seite an der Unterseite. Dringen das Feld, so daß alle Stifte der männlichen Seite außerhalb der Box, während der Rest des Adapters innerhalb des Kastens. </li><li> Kleben Sie die Ecken der Box auf der Außenseite. Verwenden Sie kleine Stücke von doppelseitiges Klebeband auf der Innenseite der Box, einzelne Litzen zu stabilisieren. Der Draht sollte verschmolzen werden, wie es aus dem Feld. </li><li> Mischen Sie schnell Satz 2 Komponenten Epoxidharz und gießen Sie in das Feld, um den Adapter und alle Drähte zu sichern. </li><li> Befestigen Sie das nahe Ende der Führungsschlauch an einer Seite der Box mit Dentalwachs, aber lassen Sie die Rohrleitung, so dass der Tetrode kann durch frei an beiden Enden gezogen werden öffnen. </li></ol></li><li> Schärfen Sie die Tetrode. <ol><li> Vor jedem Versuch, schneiden Sie die Spitze der Tetrode mit einem scharfen Skalpell, keine Schere. Dies verhindert, Brech-und Spreizen der Drahtenden, während eine saubere flache Kante für den nächsten Schritt. <ol&gt; <li> Verwenden Sie eine kleine Drehwerkzeug vertikal montiert mit mittel-und feinkörnigen Schleifscheiben (diese können auf einer Plattform kombiniert werden), um die Tetrode polieren und entfernen Sie einige Spitze Isolierung. Halten Sie das Paket in der Nähe von seinem Ende mit einer Pinzette. Neigen Sie den Draht gesetzt Ende mit einem 45 °-Winkel gegenüber der Schleifscheibe und sanft berühren, um den mäßig schnell drehende Scheibe für 1 bis 2 Sekunden jeweils auf den mittleren und dann die feinen Körnungen. Wiederholen Sie diesen Vorgang noch dreimal, axial Drehen des Bündels 90 ° jeder Zeit. Es ist kritisch, daß die Spinrichtung der Schleifscheiben ist von der flachen Winkel der Drahtenden, sonst Trennung der Drähte auftreten. </li><li> Das gewünschte Ergebnis wandelt das Bündelende von einer geraden Kante zu einer Spitze mit kleinen Mengen Isolierung vom Ende jedes Drahtes entfernt. Überprüfen Sie den Punkt mit einem Binokular vor dem Beschichten der Tetrode. Wenn ein Ausfransen an der Spitze auf, nachgeschnitten und nachpolieren. </li><li> Wenn Impedanz Tests während der subsequent Beschichtungsschritt zeigt extrem niedrige Werte unter Draht (weniger als 4 MQ), zeigt es zu viel Material während des Polierschritt entfernt. Umschnitt und nachpolieren die Tetrode. </li></ol></li><li> Platte der Tetrode. Setzen Sie die Spitze des Tetrode in eine gesättigte Kupfersulfat-Lösung (85 ml Wasser, 5 ml Schwefelsäure, 50 g Kupfersulfat). Platte jeder Draht mit einem Strom von 2,5 &amp;mgr; A mit einem Stimulus Isolator. Spritzen Sie die Strom für 1 Sek., Pause für 1 Sek. und wiederholen Sie diesen Vorgang 4x. </li><li> Prüfen Sie die Impedanz eines jeden Drahtes und der interimpedance von jedem Paar von Drähten. Die Impedanz von jedem Draht sollte zwischen 0,5 bis 1 MOhm und der Zwischenwiderstand sollte über 4 MOhm sein. </li><li> Montieren Sie den Adapter auf die heads eines Mehrkanal-Recording-System. </li><li> Bringen Sie einen gebogenen Insektenstift zu einem Mikromanipulator. Bringen Sie die Spitze der Tetrode zu den Insekten Stift mit Dentalwachs </li></ol></li></ol> 2. Vorbereitung der Tiere <ol><li> Anesthetize dieKakerlake mit Eis. </li><li> Nachdem die Kakerlake mehr bewegt, hemmen die Kakerlake vertikal zu einer flachen Oberfläche Kork mit großen Sattel Pins, die das Insekt zu überspannen, aber einen Teil seines Körpers nicht durchdringen. </li><li> Übertragen Sie die Zubereitung in einem Kunststoffbehälter und legen Eis rund um das Tier, den Blutfluss und Körperbewegungen zu minimieren. </li><li> Positionieren Sie eine Kunststoffkragen am Hals, um den Kopf zu stützen und legen Dentalwachs um den Kopf, um sie zu stabilisieren. </li><li> Schneiden Sie ein kleines Fenster zwischen der Augenflecken mit einer Rasierklinge und entfernen Sie die Nagelhaut aus dem Kopf. </li><li> Entfernen Bindegewebe und Fett mit einer Pinzette, um das Gehirn freizulegen. </li><li> Legen Sie einige Kakerlake Salzlösung in die Kopfkapsel, die Hirngewebe abzudecken. </li><li> Um das Gehirn desheath, verwenden Sie einer feinen Pinzette vorsichtig greifen die Hülle auf der Oberseite des Gehirns und verwenden Sie ein anderes feinen Pinzette, um den Mantel auseinander in der Drahtbereich implantiert reißen. </li><li> Öffnen Sie ein kleines Loch in der vorderen Kopfkapsel an das Gehirn Witzh ein Insekt Pin. Legen Sie ein Geflecht von drei größeren Durchmessern (56 um) isolierten Kupferdrähten in das Loch, um als Referenz / Masseelektrode dienen. </li><li> Senken Sie die Spitze der Tetrode auf der Hirnoberfläche mit dem Mikromanipulator und positionieren Sie es in der Nähe der Hirnregion von Interesse. </li><li> Vorsichtig zwei kleine Stücke von dünnen Azetat (2 mm x 1 mm), etwas größer als das Loch in der Kopfkapsel, vor und hinter der Tetrode. </li><li> Einschalten des Aufzeichnungssystems. </li><li> Langsam senken die Tetrode 150-250 &amp;mgr; m unter der Hirnoberfläche je nach Aufnahmequalität. </li><li> Schalten Sie das Aufzeichnungssystem. </li><li> Bewegen der beiden Stücke Azetat möglichst nahe an der Tetrode wie möglich, ohne es zu berühren (Fig. 1A). </li><li> Erhitzt eine kleine Spachtel oder abgeflachte Injektionsnadel und steckte es in Dentalwachs, so dass es flüssiges Wachs an der Spitze der Spachtel. Das andere Ende von jedem Stück von Acetat-Folie von der vorsichtig berührenTetrode mit dem Spatel, so dass flüssiges Wachs kann auf jedem Stück fließen und verschließen die Lücke zwischen ihm und dem Kopf Nagelhaut. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 2.16. Lassen Sie eine kleine Menge des flüssigen Wachses auf die Acetatfolie jeder Zeit. Starten Sie den Prozess weit weg von der Tetrode und bewegen sich allmählich auf ihn zu. Schließlich wird die Tetrode wird von Dentalwachs verankert werden. Vermeiden Sie, dass heißes Wachs in den Hohlraum und auf das Gehirn. </li><li> Verwenden Sie die gleiche Methode wie die Schritte 2,16 und 2,17, um die Referenz / Masseelektrode mit Wachs zu verankern. </li><li> Erhitzen Sie das Wachs, das die Tetrode wird an der Mikromanipulator, um die Tetrode von ihm zu lösen. </li><li> Schlingen Sie die Tetrode in die Dentalwachs auf den Kopf, um eine Zugentlastung (1B) zu liefern. </li><li> Decken Sie die Zugentlastung Schleife mit Dentalwachs (Abbildung 1C). </li><li> Entfernen Sie vorsichtig die Zwänge und übertragen Sie die Vorbereitung auf eine Petrischale. Rain die Vorbereitung Rückenseite mit großen Sattel Pins. </li><li> Befestigeneine Stange an der Halsschild mit einer Klebepistole. Dies ist ein Holzstäbchen, die aus dem Halsschild über den Bauch erstreckt. </li><li> Bringen Sie die Spitze der Tetrode Schlauch an dem hinteren Ende der Stange mit Dentalwachs. </li><li> Verankern Sie die Tetrode und die Bezugs / Masseelektrode zur vorderen Ende der Stange mit Dentalwachs. </li><li> Ziehen der Tetrode aus dem Muffenende des Rohrstranges so weit wie möglich, aber nicht auf sie zu zerren, um die Chance, dass das Tier den Abschnitt des Tetrode außerhalb der Rohrleitung (1D) beschädigt zu beseitigen. </li><li> Entfernen Sie alle Beschränkungen. Befestigen Sie die Referenz / Masse-Elektrode mit der Tetrode Schlauch mit Dentalwachs. </li><li> Warten Sie mindestens 60 Minuten für das Tier, von dem Eis vor jedem Experiment Narkose erholen. </li></ol> 3. Experimentelle Verfahren <ol><li> Schließen Sie einen PC sowohl mit dem Aufzeichnungssystem und einer LED-Licht mit einem USB-Kabel an den seriellen Port. </li><li> Starten neuronalen Aufnahmen. </li><li>Starten Sie Videoaufnahmen mit 20 Bildern pro Sekunde für das Gehen Experimente mit dem Bild Motmot Erwerb Paket 16 oder 120 fps für Kletterversuche mit einer Hochgeschwindigkeitskamera. </li><li> Legen Sie die Kakerlake in ein 40 cm x 40 cm Plexiglas Arena für Experimente zu Fuß oder ein 58 cm lang, 5 cm breit und 5 cm hoch Arena für Kletterversuche. Das Lauf Arena eine transparente Barriere, die sich von der Mitte der rechten Wand zur Mitte der Bahn, über der die heads befindet. Die Barriere wird verwendet, um Tiere aus zu Fuß in Bereichen, wo die Kamera-Ansicht wird durch die heads blockiert verhindern. Die Kletterarena hat einen Acrylblock (entweder 1,2 cm oder 1,8 cm hoch und 5 cm breit) oder ein Regal an einer vergleichbaren Höhe in der Mitte. </li><li> Generieren Sie einen TTL-Impuls vom PC aus über eine maßgeschneiderte MATLAB-Befehl. (S = seriell (&#39;COM4&#39;); fopen (s); s.RequestToSend = &#39;off&#39; / s.RequestToSend = &#39;auf&#39; /; fclose (s); löschen (s) ;). Der TTL-Puls erzeugt ein malstampfen für das Aufzeichnungssystem und entweder ein-oder ausgeschaltet wird das LED-Licht. </li><li> Lassen Sie die Kakerlake, die Arena zu erkunden, bis es nicht mehr bewegt seit mehr als 30 Sekunden, um zu Fuß Experimenten. Lassen Sie die Kakerlake, entweder den Block / Regal oder Tunnel klettern über durch das Regal für Kletterversuche. </li><li> Stoppen Sie die Videoaufnahmen. </li><li> Stoppen neuronalen Aufnahmen. </li><li> Notieren Sie sich die von der TTL-Impuls erzeugt Zeitstempel. </li><li> Entfernen Sie die Schabe aus der Arena und warten Sie mindestens 3 min. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 3,2-3,10 für den nächsten Versuch. </li><li> Sobald alle Aufnahmen abgeschlossen sind, vergehen 5 Sekunden von 5 uA Gleichstrom durch einen der Drahtspitzen (Anode) und der Referenzelektrode (Kathode) zu Kupfer in das Gehirn an der Drahtspitze hinterlegen. </li></ol> 4. Offline-Analyse <ol><li> Synchronisieren von Video-und neuronalen Daten durch die Verknüpfung der Rahmen, in dem das LED-Licht eingeschaltet ist und die Zeitstempel von der Aufzeichnungssystem aufgezeichnetdieser Moment. </li><li> Mark Drahtspitze Standorten. Verwenden Timms Intensivierung Verfahren in 12 um Serienschnitte 17 ausfallen und beobachten die Kupfer. Prominente Ablagerungen sollten in 3-8 benachbarten Abschnitte (etwa 18-48% der Länge des dorsalen ventralen Ebene der Bereich, den wir aus aufzeichnen) (Abbildung 2) zu sehen sein. </li><li> Korrelieren spezifische elektrische Impulse an die Aktivität einzelner Neuronen. Folgen Spike im Detail an anderer Stelle 10,14,18 gelegt Sortierverfahren. Verwenden Sie das Programm KlustaKwik (Version 1.5, Autor K. Harris, Rutgers University), um erste, automatische Clustering erzeugen. Importieren Sie sie in das Programm MClust (Version 3.5, Autoren Redish AD et al., University of Minnesota) für die weitere Verfeinerung und Analyse (Abbildung 3). </li><li> Verfolgen Sie die Bewegungen der Schabe. Für Experimente zu Fuß, extrahieren Sie die Position der Schabe (visuell) Mitte der Masse und ihrer Körperorientierung in jedem Rahmen des video Aufnahmen über den Caltech Mehrere Fly Tracker (Version 0.1.5.6; http://ctrax.sourceforge.net/) und die damit verbundene FixErrors Toolbox für MATLAB 19. Für Kletterversuche, extrahieren Sie die Position des Blocks und Kopf-und Halsschild der Schabe in jedem Frame des Videos mit Bewegungsanalyse-Software-Paket. </li></ol>

<ol>
	<li>Strauss, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+central+complex+and+the+genetic+dissection+of+locomotor+behaviour.">The central complex and the genetic dissection of locomotor behaviour.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 12, 633-638 (2002).</li><li>Pick, S., Strauss, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Goal-driven+behavioral+adaptations+in+gap-climbing+Drosophila.">Goal-driven behavioral adaptations in gap-climbing Drosophila.</a> Curr. Biol. 15, 1473-1478 (2005).</li><li>Triphan, T., Poeck, B., Neuser, K., Strauss, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visual+targeting+of+motor+actions+in+climbing+Drosophila.">Visual targeting of motor actions in climbing Drosophila.</a> Curr. Biol. 20, 663-668 (2010).</li><li>Heinze, S., Gotthardt, S., Homberg, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transformation+of+polarized+light+information+in+the+central+complex+of+the+locust.">Transformation of polarized light information in the central complex of the locust.</a> J. Neuorosci. 29, 11783-11793 (2009).</li><li>Heinze, S., Homberg, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maplike+representation+of+celestial+E-vector+orientations+in+the+brain+of+an+insect.">Maplike representation of celestial E-vector orientations in the brain of an insect.</a> Science. 315, 995-997 (2007).</li><li>Heinze, S., Homberg, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuroarchitecture+of+the+central+complex+of+the+desert+locust:+Intrinsic+and+columnar+neurons.">Neuroarchitecture of the central complex of the desert locust: Intrinsic and columnar neurons.</a> J. Comp. Neurol. 511, 454-478 (2008).</li><li>Heinze, S., Homberg, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Linking+the+input+to+the+output:+new+sets+of+neurons+complement+the+polarization+vision+network+in+the+locust+central+complex.">Linking the input to the output: new sets of neurons complement the polarization vision network in the locust central complex.</a> J. Neurosci. 29, 4911-4921 (2009).</li><li>Heinze, S., Reppert, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sun+compass+integration+of+skylight+cues+in+migratory+monarch+butterflies.">Sun compass integration of skylight cues in migratory monarch butterflies.</a> Neuron. 69, 345-358 (2011).</li><li>Brill, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parallel+processing+via+a+dual+olfactory+pathway+in+the+honeybee.">Parallel processing via a dual olfactory pathway in the honeybee.</a> J Neurosci. 33, 2443-2456 (2013).</li><li>Guo, P., Ritzmann, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+activity+in+the+central+complex+of+the+cockroach+brain+is+linked+to+turning+behaviors.">Neural activity in the central complex of the cockroach brain is linked to turning behaviors.</a> J. Exp. Biol. 216, 992-1002 (2013).</li><li>Ritzmann, R. E., Ridgel, A. L., Pollack, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-unit+recording+of+antennal+mechanosensitive+units+in+the+central+complex+of+the+cockroach,+Blaberus+discoidalis.">Multi-unit recording of antennal mechanosensitive units in the central complex of the cockroach, Blaberus discoidalis.</a> J. Comp. Physiol. A. 194, 341-360 (2008).</li><li>Buzs&#225;ki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles.">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nature Neurosci. 7.5, 446-445 (2004).</li><li>Huston, S. J., Jayaraman, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studying+sensorimotor+integration+in+insects.">Studying sensorimotor integration in insects.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 21, 527-534 (2011).</li><li>Bender, J. A., Pollack, A. J., Ritzmann, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+activity+in+the+central+complex+of+the+insect+brain+is+linked+to+locomotor+changes.">Neural activity in the central complex of the insect brain is linked to locomotor changes.</a> Curr. Biol. 20, 921-926 (2010).</li><li>Harrison, R. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wireless+Neural/EMG+telemetry+systems+for+small+freely+moving+animals.">Wireless Neural/EMG telemetry systems for small freely moving animals.</a> IEEE. 5, 103-111 (2011).</li><li>Straw, A. D., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motmot,+an+open-source+toolkit+for+realtime+video+acquisition+and+analysis.">Motmot, an open-source toolkit for realtime video acquisition and analysis.</a> Source Code Biol. Med. 4, 5 (2009).</li><li>Tyrer, N. M., Shaw, M. K., Altman, J. S., Strausfeld, N. J., Miller, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Neuroanatomical Techniques. Insect Nervous System. , (1980).</li><li>Daly, K., Wright, G., Smith, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+features+of+odorants+systematically+influence+slow+temporal+responses+across+clusters+of+coordinated+antennal+lobe+units+in+the+moth,+Manduca+sexta.">Molecular features of odorants systematically influence slow temporal responses across clusters of coordinated antennal lobe units in the moth, Manduca sexta.</a> J. Neurophsyiol. 92, 236-254 (2004).</li><li>Branson, K., Robie, A., Bender, J., Perona, P., Dickinson, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+ethomics+in+large+groups+of+Drosophila.">High-throughput ethomics in large groups of Drosophila.</a> Nat Methods. 6, 451-457 (2009).</li></ol>

Die Autoren erklären, keine Interessenkonflikte.

Während frühere elektrophysiologische Untersuchungen zur CC oder anderen Regionen der Insektengehirn haben uns Einblicke in die zentrale Steuerung von Verhalten zur Verfügung gestellt, wurden die meisten von ihnen entweder in zurückhaltenden Vorbereitungen 9,11 oder vernetzt diejenigen 10,14 durchgeführt. Als Ergebnis des Tieres sensorische Erfahrung und physiologischen Zustand sehr verschieden von denen in der Natur sein könnte. Darüber hinaus sind die Aufgaben, die der Verhaltens Tier füh...

Dieser Artikel beschreibt ein erfolgreiches System für die Aufnahme von Neuronen im zentralen Komplex (CC) der Schabe, Blaberus discoidalis, wie der Insektenwanderungen in einer Arena und befasst sich mit Objekten, die es auf etwa unter drehen, Tunnel-oder klettern über Hindernisse führen. Die Drähte können auch mit einem Stimulator, um die Aktivität in der umgebenden Neuropil mit nachfolgeVerhaltensÄnderungen hervorrufen verbunden werden. Im letzten Jahrzehnt hat beträchtliche Aufmerksamkeit auf die Rolle von verschiedenen Hirnregionen bei der Kontrolle der Insektenverhalten gespielt gerichtet. Viel von diesem Schwerpunkt in Richtung der Mittellinie Gehirn Neuropilen die kollektiv als Zentralkomplex (CC) bezeichnet werden, gerichtet. Fortschritte wurden als Ergebnis von verschiedensten Techniken gezielt Fragen über die Rolle von CC-Verhalten erzielt. Diese Techniken reichen von neurogenetischen Manipulationen, vor allem in Drosophila, verbunden mit der VerhaltensMund Analyse 1-3, zu elektrophysiologischen Techniken, die neuronale Aktivität im CC und versuchen, diese Tätigkeit zu verhaltensrelevanten Parameter beziehen überwachen. Elektrophysiologische Techniken umfassen intrazellulären Aufnahme von einzelnen identifizierten Neuronen 4-9 und extrazelluläre Aufnahme, oft mit Mehrkanal-Sonden 10,11. Diese beiden Techniken sind kostenlos. Intrazelluläre Aufnahme mit scharfen Elektroden oder ganze Zelle Patch liefert sehr detaillierte Daten über Neuronen identifiziert, aber ist mit einer oder zwei Zellen auf einmal begrenzt, erfordert begrenzte oder keine Bewegung, und kann für eine relativ kurze Zeit aufrechterhalten werden. Extrazelluläre Aufnahmen können leicht eingerichtet werden, keine Zurückhaltung erfordern, und kann für Stunden gehalten werden. Bei Mehrkanal-Tetroden und Cluster-Schneiden, können ziemlich große Populationen von Neuronen gleichzeitig 9,12 analysiert werden. Während ganze Zelle patch wurde erfolgreich in tethered Insekten 13 verwendet, fühlen wir, dass es auch eine Notwendigkeit für Techniken, die uns auf neuronale Aktivität im Gehirn aufzeichnen für längere Zeit in frei Insekten verhalten, als sie mit Barrieren zu befassen Vorwärtsbewegung zu ermöglichen. Die Notwendigkeit, wie die Insekten bewegt und springt nach oben und unten geschoben aufzeichnen uns zu extrazellulären Aufnahmeverfahren. Wir haben gute Erfolge zurückhaltende Aufnahme in die Vorbereitungen mit handelsüblichen 16 Kanäle Silizium-Sonden 11, hatte jedoch die geringe Größe auch große Kakerlaken bedeutet, dass die Sonden müssen aus dem Körper angebracht werden. Das, gepaart mit der Zartheit der Sonde Zinken, machte sie nicht für eine kostenlose Stadt Vorbereitung. In zwei früheren Projekten haben wir Bündel von feinen Adern als Tetrode ähnliche Aufzeichnungseigenschaften zu erreichen, aber in einem robusteren Anordnung. Diese Tetrode Bündel erlaubt uns, von Kakerlaken angebunden aufzeichnen eind beziehen CC Einheit Aktivität auf Veränderungen in Schrittgeschwindigkeit 14 und Drehverhalten von anten Kontakt mit einer Stange 10 resultieren. So nützlich diese Präparate angebunden wurde und wird weiterhin sein, präsentieren einige Einschränkungen tun sie. Erstens, die Verhaltensweisen, die das Insekt durchführen können, sind begrenzt auf einer Ebene. Das heißt, wir könnten leicht evozieren Veränderungen in Gehgeschwindigkeit oder Drehen, aber Klettern und Tunnel Aktionen waren nicht möglich, zumindest mit der typischen Halteseil Anordnung. Zweitens sind unsere Vorbereitungen tethered &quot;Open-Loop&quot;. Das heißt, dass sie nicht für die normale Bewegung bezogene Rückkopplung zu dem System zu ermöglichen. So wie die Schabe schaltet unsere Haltegurt, dessen visuelle Welt nicht entsprechend geändert. Es ist möglich, Closed-Loop-Systeme zu bauen Halteseil, um diese Art von Feedback einzuführen. Sie sind jedoch durch die Komplexität der Programmierung und Hardware des simulierten visuellen Umgebung beschränkt. Nevertheless, fühlten wir uns, dass wir auf unsere bestehenden tethered Aufnahmeverfahren durch die Aufnahme von dem Tier zu verbessern, wie es ging frei in einer Arena oder Spur und stieß auf Objekte wie es wäre, in seiner natürlichen Umgebung. Obwohl drahtlose Systeme für die Aufzeichnung von Gehirnaktivität 15 wäre ideal, aktuellen Systeme haben Beschränkungen in der Anzahl der Aufzeichnungskanäle, die Zeit der Datenerfassung, Akkulaufzeit und Gewicht. Wir haben deshalb entschieden, zu versuchen, unseren angebundenen Aufzeichnungssystem für den Einsatz in frei beweglichen Vorbereitungen anzupassen. Wie besser drahtlose Systeme zur Verfügung stehen, kann dieses Verfahren leicht auf solche Vorrichtungen angepasst werden. Das System, das in diesem Artikel beschrieben wird ist leicht, funktioniert sehr gut und scheint wenig schädliche Wirkung auf das Verhalten der Schabe haben. Mit einem preiswerten Hochgeschwindigkeitskamera und Cluster-Schneidesoftware, kann die Aktivität einzelner Nervenzellen im Gehirn, um die Bewegung bezogen werden. Hier beschreiben wir die preparation der Tetrode Drähte und ihre Implantation in das Insekt Gehirn sowie Aufnahmetechniken für die elektrische Aktivität und Bewegung, und wie diese Daten können für eine nachfolgende Analyse zusammengebracht werden.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="728">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:207px;">Nichrome wire&#160;</td>
			<td style="width:179px;">Sandvik Heating Technology</td>
			<td style="width:137px;">Kanthal RO-800</td>
			<td style="width:205px;">Use for tetrode</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Biomedical polyethylene tubing</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>800700</td>
			<td>Use for tetrode tubing</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lynx-8</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td></td>
			<td>Use for multi-unit recording</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cheetah 32</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td></td>
			<td>Use for multi-unit recording</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">High speed camera</td>
			<td>Basler</td>
			<td>A602f</td>
			<td>Use fir video recording for walking experiments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">High speed camera</td>
			<td>Casio</td>
			<td>EX-FC150&#160;</td>
			<td>Use for video recording for climbing experiments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">WINanalyze</td>
			<td>Winanalyze</td>
			<td>version 1.4 3D</td>
			<td>Use for video tracking&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Matlab</td>
			<td>MathWorks</td>
			<td>MATLAB R2012b</td>
			<td>Use for TTL pulse generation and off-line data analysis</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

extracellular wire tetrode recording in brain of freely walking insects

Das zunehmende Interesse an der Rolle der Hirnaktivität in Insektenmotorsteuerung erfordert, dass wir in der Lage zu überwachen neuronale Aktivität während Insekten führen natürliche Verhalten. Wir haben bereits eine Technik entwickelt, zum Implantieren Tetrode Drähte in den zentralen Komplex der Schabe Gehirne, die uns erlaubt, gleichzeitig die Aktivität mehrerer Neuronen aufzuzeichnen, während ein angebundenes Kakerlake schaltet oder veränderte Schrittgeschwindigkeit. Während ein großer Fortschritt, Fessel Vorbereitungen Zugang zu begrenzten Verhaltensweisen und oft nicht über Rückkopplungsprozesse, die in sich frei bewegenden Tieren auftreten. Wir präsentieren nun eine modifizierte Version der Technik, die uns aus dem zentralen Komplex der frei beweglichen Kakerlaken, wie sie zu Fuß in einer Arena und befassen sich mit Barrieren durch Drehen, Klettern oder Tunnel aufzeichnen können. Mit High-Speed-Video-und Schneid Cluster gekoppelt ist, können wir jetzt beziehen sich die Hirnaktivität auf verschiedene Parameter der Bewegung frei verhalten Insekten.

Wir nahmen die neuronale Aktivität von 50 Einheiten aus dem CC in 27 Vorbereitungen für das Gehen Experimenten. Für 15 dieser Präparate (23 Einheiten), wurden Kletterversuche ebenfalls durchgeführt. Einzelgeräte werden nach der Zubereitung und Stückzahlen benannt (z. B. Einheit 1-2 zeigt Vorbereitung 1, Einheit 2). Momentaufnahmen aus dem Video von einem Kletter Studie sind in Abbildung 4 dargestellt. Das gesamte Video ist in ergänzenden Video 1</str...

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Extracellular Wire Tetrode Recording in Brain of Freely Walking Insects

Wir haben bereits eine Technik entwickelt, zum Implantieren Tetrode Drähte in den zentralen Komplex der Schabe Gehirn, die uns in den einzelnen Einheiten der tethered Kakerlaken überwachen Aktivität ermöglicht. Hier präsentieren wir eine modifizierte Version der Technik, die uns auch die Gehirnaktivität aufgezeichnet in sich frei bewegenden Insekten ermöglicht.

Extrazelluläre Draht Tetrode Aufnahme im Gehirn frei zu gehen Insekten

Increasing interest in the role of brain activity in insect motor control requires that we be able to monitor neural activity while insects perform ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

16.4K Aufrufe.  Case Western Reserve University.  Wir haben bereits eine Technik entwickelt, zum Implantieren Tetrode Drähte in den zentralen Komplex der Schabe Gehirn, die uns in den einzelnen Einheiten der tethered Kakerlaken überwachen Aktivität ermöglicht. Hier präsentieren wir eine modifizierte Version der Technik, die uns auch die Gehirnaktivität aufgezeichnet in sich frei bewegenden Insekten ermöglicht. 

Serie: Extracellular Wire Tetrode Recording in Brain of Freely Walking Insects

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Retrograde Fluoreszenzmarkierung Ermöglicht Gezielte Extracellular Einzel-Einheit Aufnahme von identifizierten Neuronen<em&gt; In vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Forschung

Neurowissenschaften

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

Elektrophysiologische Aufnahme im Gehirn von erwachsenen Zebrafisch Intact

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Recording Single Neurons' Action Potentials from Freely Moving Pigeons Across Three Stages of Learning

While the subject of learning has attracted immense interest from both behavioral and neural scientists, only relatively few investigators have observed single-neuron activity while animals are acquiring an operantly conditioned response, or when that response is extinguished. But even in these cases, observation periods usually encompass only a single stage of learning, i.e. acquisition or extinction, but not both (exceptions include protocols employing reversal learning; see Bingman&#160;et al.1 for an example). However, acquisition and extinction entail different learning mechanisms and are therefore expected to be accompanied by different types and/or loci of neural plasticity.
Accordingly, we developed a behavioral paradigm which institutes three stages of learning in a single behavioral session and which is well suited for the simultaneous recording of single neurons&#39; action potentials. Animals are trained on a single-interval forced choice task which requires mapping each of two possible choice responses to the presentation of different novel visual stimuli (acquisition). After having reached a predefined performance criterion, one of the two choice responses is no longer reinforced (extinction). Following a certain decrement in performance level, correct responses are reinforced again (reacquisition). By using a new set of stimuli in every session, animals can undergo the acquisition-extinction-reacquisition process repeatedly. Because all three stages of learning occur in a single behavioral session, the paradigm is ideal for the simultaneous observation of the spiking output of multiple single neurons. We use pigeons as model systems, but the task can easily be adapted to any other species capable of conditioned discrimination learning.

Recording Single Neurons&#039; Action Potentials from Freely Moving Pigeons Across Three Stages of Learning

Learning new stimulus-response associations engages a wide range of neural processes which are ultimately reflected in changing spike output of individual neurons. Here we describe a behavioral protocol allowing for the continuous registration of single-neuron activity while animals acquire, extinguish, and reacquire a conditioned response within a single experimental session.

Aufnahme von Aktionspotentialen einzelner Neuronen &quot;sich frei zu bewegen Tauben auf drei Stages of Learning

While the subject of learning has attracted immense interest from both behavioral and neural scientists, only relatively few investigators have observed ...

Recording EEG in Freely Moving Neonatal Rats Using a Novel Method

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such as epilepsy and neurodegenerative disorders. However, it is technically difficult to obtain EEG recordings in neonates as it requires specialized handling and great care. Here, we present a novel method to record EEG in neonatal rat pups (P8-P15). We designed a simple and reliable electrode using computer pin loci; it can be easily implanted into the skull of a rat pup to record high-quality EEG signals in the normal and epileptic brain. Pups were given an intraperitoneal (i.p.) injection of the neurotoxin kainic acid (KA) to induce epileptic seizures. The surgical implantation performed in this procedure is less expensive than other EEG procedures for neonates. This method allows one to record high-quality and stable EEG signals for more than 1 week. Furthermore, this procedure can also be applied to adult rats and mice to study epilepsy or other neurological disorders.

Here, we introduce a novel technique designed to record electroencephalography (EEG) in freely moving neonatal epileptic pups and describe its procedures, features, and applications. This method allows one to record EEG for more than 1 week.

Aufzeichnung von EEG in frei bewegten neonatalen Ratten mit einer neuartigen Methode

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such ...

Recording Synaptic Plasticity in Acute Hippocampal Slices Maintained in a Small-volume Recycling-, Perfusion-, and Submersion-type Chamber System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful analysis of synaptic transmission modulation when performing field potential or intracellular recordings. This manuscript describes methodological aspects that might be helpful in improving experimental conditions for the maintenance of acute brain slices and for recording field excitatory postsynaptic potentials in a commercially available submersion chamber with an outflow-carbogenation unit. The outflow-carbogenation helps to stabilize the oxygen level in experiments that rely on the recycling of a small buffer reservoir to enhance the cost-efficiency of drug experiments. In addition, the manuscript presents representative experiments that examine the effects of different carbogenation modes and stimulation paradigms on the activity-dependent synaptic plasticity of synaptic transmission.

This protocol describes the stabilization of the oxygen level in a small volume of recycled buffer and methodological aspects of recording activity-dependent synaptic plasticity in submerged acute hippocampal slices.

Aufnahme synaptische Plastizität in akuten Hippocampal Scheiben gepflegt in einem kleinvolumigen Recycling - Perfusions- und untertauchen-Typ-Kammer-System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful ...

Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems neuroscience. One key component of this technique consists of the precise placement of multiple electrodes into desired brain regions and the maintenance of their stability. Here, we describe a protocol for the construction of a 3D-printable hyperdrive, which includes eighteen independently adjustable tetrodes, and is specifically designed for in vivo extracellular neural recording in freely behaving rats. The tetrodes attached to the microdrives can either be individually advanced into multiple brain regions along the track, or can be used to place an array of electrodes into a smaller area. The multiple tetrodes allow for simultaneous examination of action potentials from dozens of individual neurons, as well as local field potentials from populations of neurons in the brain during active behavior. In addition, the design provides for simpler 3D drafting software that can easily be modified for differing experimental needs.

We present the construction of a 3D-printable hyperdrive with eighteen independently adjustable tetrodes. The hyperdrive is designed to record brain activity in freely behaving rats over a period of several weeks.

Bau eine verbesserte Multi-Tuberkuloseinfektion Hyperdrive für groß angelegte neuronalen Aufnahme in Ratten Verhalten

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems ...

Hybrid Microdrive System with Recoverable Opto-Silicon Probe and Tetrode for Dual-Site High Density Recording in Freely Moving Mice

Multi-regional neural recordings can provide crucial information to understanding fine-timescale interactions between multiple brain regions. However, conventional microdrive designs often only allow use of one type of electrode to record from single or multiple regions, limiting the yield of single-unit or depth profile recordings. It also often limits the ability to combine electrode recordings with optogenetic tools to target pathway and/or cell type specific activity. Presented here is a hybrid microdrive array for freely moving mice to optimize yield and a description of its fabrication and reuse of the microdrive array. The current design employs nine tetrodes and one opto-silicon probe implanted in two different brain areas simultaneously in freely moving mice. The tetrodes and the opto-silicon probe are independently adjustable along the dorsoventral axis in the brain to maximize the yield of unit and oscillatory activities. This microdrive array also incorporates a set-up for light, mediating optogenetic manipulation to investigate the regional- or cell type-specific responses and functions of long-range neural circuits. In addition, the opto-silicon probe can be safely recovered and reused after each experiment. Because the microdrive array consists of 3D-printed parts, the design of microdrives can be easily modified to accommodate various settings. First described is the design of the microdrive array and how to attach the optical fiber to a silicon probe for optogenetics experiments, followed by fabrication of the tetrode bundle and implantation of the array into a mouse brain. The recording of local field potentials and unit spiking combined with optogenetic stimulation also demonstrate feasibility of the microdrive array system in freely moving mice.

This protocol describes the construction of a hybrid microdrive array that allows implantation of nine independently adjustable tetrodes and one adjustable opto-silicon probe in two brain regions in freely moving mice. Also demonstrated is a method for safely recovering and reusing the opto-silicon probe for multiple purposes.

Hybrid Microdrive System mit wiederherstellbarer Opto-Silikon-Sonde und Tetrode für Dual-Site High Density Recording in frei beweglichen Mäusen

Multi-regional neural recordings can provide crucial information to understanding fine-timescale interactions between multiple brain regions. However, ...

Multi-Fiber Photometry to Record Neural Activity in Freely-Moving Animals

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and smaller functional subgroups, it becomes paramount to record from projections and/or genetically-defined subpopulations of neurons. Fiber photometry is an accessible and powerful approach that can overcome these challenges. By combining optical and genetic methodologies, neural activity can be measured in deep brain structures by expressing genetically-encoded calcium indicators, which translate neural activity into an optical signal that can be easily measured. The current protocol details the components of a multi-fiber photometry system, how to access deep brain structures to deliver and collect light, a method to account for motion artifacts, and how to process and analyze fluorescent signals. The protocol details experimental considerations when performing single and dual color imaging, from either single or multiple implanted optic fibers.

This protocol details how to implement and perform multi-fiber photometry recordings, how to correct for calcium-independent artifacts, and important considerations for dual-color photometry imaging.

Multi-Fiber Photometrie zur Aufzeichnung neuronaler Aktivität bei frei beweglichen Tieren

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and ...

Wireless Electrophysiological Recording of Neurons by Movable Tetrodes in Freely Swimming Fish

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain activity from freely moving fish would advance research on the neural basis of fish behavior considerably. Moreover, precise control of the recording location in the brain is critical to studying coordinated neural activity across regions in fish brain. Here, we present a technique that records wirelessly from the brain of freely swimming fish while controlling for the depth of the recording location. The system is based on a neural logger associated with a novel water-compatible implant that can adjust the recording location by microdrive-controlled tetrodes. The capabilities of the system are illustrated through recordings from the telencephalon of goldfish.

A novel wireless technique for recording extracellular neural signals from the brain of freely swimming goldfish is presented. The recording device is composed of two tetrodes, a microdrive, a neural data logger, and a waterproof case. All parts are custom-made except for the data logger and its connector.

Drahtlose elektrophysiologische Aufzeichnung von Neuronen durch bewegliche Tetrodes in frei schwimmenden Fischen

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain ...

Recording Brain Activity with Ear-Electroencephalography

The c-grid (ear-electroencephalography, sold under the name cEEGrid) is an unobtrusive and comfortable electrode array that can be used for investigating brain activity after affixing around the ear. The c-grid is suitable for use outside of the laboratory for long durations, even for the whole day. Various cognitive processes can be studied using these grids, as shown by previous research, including research beyond the lab. To record high-quality ear-EEG data, careful preparation is necessary. In this protocol, we explain the steps needed for its successful implementation. First, how to test the functionality of the grid prior to a recording is shown. Second, a description is provided on how to prepare the participant and how to fit the c-grid, which is the most important step for recording high-quality data. Third, an outline is provided on how to connect the grids to an amplifier and how to check the signal quality. In this protocol, we list best practice recommendations and tips that make c-grid recordings successful. If researchers follow this protocol, they are comprehensively equipped for experimenting with the c-grid both in and beyond the lab.

Presented here is the procedure for using the c-grid (ear-electroencephalography, sold under the name cEEGrid) for recording brain activity in and beyond the lab for extended durations. This protocol describes how to set up these arrays and how to record brain activity using them.

Aufzeichnung der Gehirnaktivität mit Ohr-Elektroenzephalographie

The c-grid (ear-electroencephalography, sold under the name cEEGrid) is an unobtrusive and comfortable electrode array that can be used for investigating ...