Research in Kaloshian Labor wird durch einen Zuschuss aus United States National Institute of Food and Agriculture (2007-35607-17765) gefördert. Forschung im Labor Roberts wird durch Zuschüsse aus United States Agency for International Development (GDG-G-00-02-00012-00 und EDH-A-00-07-00005) und der California Dry Bean Beirat finanziert.

1. Tomato Sämlingswachstum in Töpfe und Schalen <ol><li> Für Topf-Assays, Pflanzen Tomatensamen in einem Topf in einem organisch-reichen Boden wie Sunshine Mix. Pflegen Sie in einem Gewächshaus bei 22-28 ° C. Nach der Keimung, einmal in der Woche düngen mit Miracle-Gro. </li><li> Etwa zwei Wochen nach der Keimung, bei der zwei wahre-Blatt-Stadium, die Sämlinge einzeln in Töpfe (10 cm Durchmesser und 17 cm tief) mit sterilem Sandboden mit 90% Sand und 10% Bio-Mischung gefüllt. Fügen Sie Osmocote Langzeitdünger und pflegen in einem Gewächshaus bei 22-28 ° C für zwei Wochen. Weiter zum Pflanzen einmal pro Woche mit Miracle-Gro befruchten. </li><li> Für High-Throughput-Screens, Pflanzensamen direkt in Schalen auf sandigem Boden, bedecken Sie das Fach mit Klarsichtfolie bis zur Keimung und zu pflegen wie oben. Nach der Keimung, fügen Osmocote Langzeitdünger düngen und einmal pro Woche mit Miracle-Gro. </li></ol> 2. Cowpea Wachstum in Sämling Beutel <ol><li> Seeds werden entweder in einer Petrischale keimten, gefüttert mit mehreren Lagen Kimwipe Papier, übertragen und einzeln an Beuteln oder direkt in das Papier Nut der Beutel platziert und zum Keimen gebracht. </li><li> Legen Sie die Beutel in einer Kunststoff-hängenden Aktenordner, zwei pro Ordner, und ordnen Sie die Ordner in einem Rack in einer senkrechten Position. Legen Sie die Ablage in einer Klimakammer oder bei einer Temperatur von 25-28 ° C und 16 h Licht / 8 h Dunkel-Zyklus gehalten. Racks können auch in einem Gewächshaus gehalten werden, sondern erfordern eine Folie oder steifem Papier Abdeckung über dem Regal auf beiden Seiten der Pflanzenstängel platziert, um Potenzial für Pilzbefall zu reduzieren. </li><li> Wasser die Beutel ein-oder zweimal pro Tag mit Umkehrosmose-Wasser. Etwa 10 bis 14 Tage nach der Aussaat, wenn eine ausreichende Wurzelsystem mit tertiären Wurzelspitzen entwickelt hat (Abbildung 1), sind die Setzlinge bereit für die Impfung. </li></ol> 3. Extraktion von Nematodeneiern Extraktion von EGGS aus infizierten Wurzeln wird aus einem Protokoll, das von Hussey und Barker (1973) entwickelt, modifiziert. <ol><li> Drei bis vier Tage vor Nematoden Inokulation extrahieren Wurzel-Nematode Eier aus infizierten Tomaten Wurzeln. Vor Beginn der Extraktion Ei, waschen Sie die Arbeitsfläche gründlich mit heißem Wasser, um eine Kontamination zu vermeiden. Auch in heißem Wasser waschen ein Mixer, zwei Eimer, ein Drahtgeflecht-Unterstützung, ein Gummihammer, drei Siebe von 425, 90 und 25 um Apertur, ein Messzylinder und eine Schere. </li><li> Stapeln Sie die Siebe von oben nach unten in folgender Reihenfolge: 425, 90 und 25 um Apertur. Die Eier werden auf der 25 um Sieb am Boden gesammelt werden. Setze die Siebe auf einem Drahtnetz in einem Spülbecken unterstützt. Setzen Sie einen Eimer unter das Drahtgeflecht um die Durchlauf-Lösung sammeln. </li><li> Schneiden Sie die Spitzen der infizierten Pflanze (n), als Quelle des Inokulum verwendet, und entsorgen. Entfernen Sie vorsichtig die Pflanze aus dem Topf. Waschen Sie die Wurzeln durch Eintauchen in eine Kunststoff-Eimer voll Wasser. Spülen Sie die Wurzeln weiter laufen unterNing Wasser, bis die Bodenteilchen von den Wurzeln gewaschen werden. </li><li> Schneiden Sie die Wurzeln mit einer Schere in kleine Stücke. Entsorgen Sie die Pfahlwurzel. </li><li> Legen Sie die gehackte Wurzeln, aus einer einzigen Pflanze in einem großen Kunststoffbehälter mit Deckel, gerade genug, fügen Sie 10% Bleichmittel, um die Wurzeln bedecken und den Deckel schließen. </li><li> Schütteln Sie das Glas mit den Wurzeln für 2 min. </li><li> Öffnen Sie das Glas gießen und die Wurzeln auf das obere Sieb waschen und mit einem Schlauch an einem Vernebelungsdüse. Gut waschen, bis das gesamte Bleichmittel Geruch ist verschwunden. Verwenden Sie einen Hammer, um die Seiten der Siebe tippen, um eine Verstopfung des Siebes Poren. </li><li> Entfernen Sie die obere Sieb und spülen Sie die Trümmer auf dem zweiten Sieb. </li><li> Entfernen Sie die zweite Sieb und sammeln die feinen Schmutz, der die Eier, aus dem letzten Sieb umfasst. Mit einem sanften Strahl aus einer Flasche Wasser, bewegen Sie den Schutt auf eine Seite des Siebes. Sammeln Sie die Trümmer und Eier in ein sauberes Becherglas mit möglichst wenig Wasser. </li><li> Sieb wieder das Wasser in das gesammelteEimer über den 25 um-Sieb, um alle Eier, die freigesetzt wurden zu sammeln. Gründlich mit Wasser und sammeln im selben Becher. </li><li> Entsorgen Sie die Pflanzenreste aus dem oberen Sieb und waschen Sie gründlich alle drei Siebe mit Druckwasser. Berühren Sie nicht die Mesh-Teil der Siebe, da es die Porengröße kann verzerren. </li></ol> 4. Hatching Nematodeneiern <ol><li> Linie eine saubere Metall-Korb mit ein paar Lagen Papier Kimwipe und passen auf eine Glas-Petrischale. Willkommen einer 1-cm Abstand zwischen dem Boden des Korbes und der Schüssel. </li><li> Gießen Sie die extrahierten Nematoden Eier auf das Papier in den Drahtkorb. In genug Flüssigkeit, so daß der Boden der Drahtkorb die Wasseroberfläche berührt, jedoch nicht in Wasser eingetaucht. Decken Sie die Oberseite mit einem Plastikdeckel. </li><li> Jeden Tag zur Wasserverdampfung zu überprüfen und etwas Wasser in der Petrischale, so dass der Boden des Korbes das Wasser berührt. Dadurch werden die Eier vor dem Austrocknen zu verhindern. </li><li> Jeden zweiten Tag, sammeln das water, die die J2S aus den Petrischalen in einen Becher enthält. Wenn nicht sofort verwendet wird, belüften den gesammelten Inokulum bei Raumtemperatur mit Hilfe eines Labor Luftzufuhr oder Luft durch ein Aquarium Pumpe erzeugt. Verwenden Sie den belüfteten Inokulum innerhalb von 2 Tagen. J2S kann aus dem Schlüpfen bis über einen Zeitraum von 6-8 Tagen gesetzt gesammelt werden. </li></ol> 5. Tomato Wurzelinfektion in Töpfe oder Schalen und Auswertung der Infektion <ol><li> Verwenden drei Aliquots der gesammelten Nematoden, die Anzahl der in einem J2S Zählen Folie oder Schale zu zählen, der Mittelwert zu bestimmen, und das gewünschte Volumen zur Inokulation verwendet. Typischerweise 3000 J2S sind pro Pflanze in Töpfen und 500 J2S für Pflanzen in Sämling Tabletts gewöhnt. </li><li> Rühren Sie das Inokulum auf einer Magnetrührplatte bei niedrigen Drehzahlen. </li><li> Bevor Sie die Pflanzen impfen, stellen Sie sicher, dass der Boden feucht, aber nicht zu nass ist. Für Topf Impfung, machen drei Löcher von etwa einem halben Pot-Tiefe im Sand um jede Tomate Wurzelsystem mit einem Bleistift (Abbildung 2 </strong&gt;). Beimpfen jede Pflanze durch Auslieferung der J2S in die drei Löcher mit einer Pipette. Danach decken Sie die Löcher. </li><li> Für die High-Throughput-Screens in Trays, verwenden eine modifizierte versiegelten Spitze Nadel mit Löchern an den Seiten geklebt, um eine 5-ml-Pipettenspitze entlang einer Pipette (Abbildung 3), um die J2S in den Boden zu liefern. Alternativ kann Nematoden nach Schritt 5.3 verschickt werden. </li><li> Pflegen Sie die Pflanzen in einem Gewächshaus bei 24-27 ° C für 6-8 Wochen. Weiter zu befruchten zweimal im Monat mit Miracle-Gro. </li><li> Für die Auswertung der Infektion, entfernen Sie vorsichtig die Pflanzen aus den Töpfen und waschen Sie die Wurzeln (wie in Schritt 3.3 beschrieben). </li><li> Färben die Eier blau Massen durch Eintauchen der Wurzeln in der 1 mg / L Erioglaucin, für 15 min. </li><li> Spülen Sie die Wurzeln in Wasser und evaluieren durch Zählen der gefärbten Eier Massen auf einzelne Wurzelsystem. Ein beleuchteter Schreibtisch Lupe kann zur besseren Visualisierung der Eigelege werden. </li><li> Wenn die gerasterten Pflanzen werden für die weitere g nötigenetic Studien, nicht schneiden die Spitzen vor dem Waschen die Wurzeln für die Bewertung. Nach der Färbung und Zählung der Eigelege, die Sämlinge in organischen Böden, die Spitzen zu beschneiden, um die Transpiration stark zu reduzieren, und in einem Gewächshaus zu halten. </li></ol> 6. Cowpea Wurzelinfektion in Beutel und Auswertung der Infektion <ol><li> Zählen Sie die Nematoden Inokulum und rühren auf einer Magnetrührplatte wie oben beschrieben. </li><li> Entfernen Sie die Beutel aus den Hängemappen und Ort auf einer horizontalen Fläche. Beimpfen jedem Beutel mit 1500 J2S in 5 ml. Heben Sie die Plastikabdeckung der Tasche und verteilen Sie die Nematoden gleichmäßig über die Oberfläche der Wurzeln. </li><li> Halten Sie die Beutel in einer horizontalen Position für 24 h nach der Inokulation mit dunklem Papier überzogen, um Licht auszuschließen, dann zu den Hängemappen in der Klimakammer zurückzukehren. </li><li> Wasser die Pflanzen je nach Bedarf einmal oder zweimal täglich, mit halber Stärke Hoagland-Lösung (Hoagland &amp; Arnon, 1950; Tabelle 1 </strong&gt;), bis eine Reaktion auf den Dünger beobachtet wird, in der Regel erhöhte Laub Begrünung und kräftiger Sprosswachstum. Normalerweise werden die Pflanzen mit halber Stärke Hoagland 3 Tage in Folge abgeschwächt. Danach halten die Beutel mit Wasser feucht. </li><li> Etwa 30 Tage (Spanne 28-35 Tage) nach der Impfung, ziehen jeden Beutel mit ca. 10-20 ml 75 mg / L Erioglaucin. Halten der Beutel mit dem Farbstoff in einer horizontalen Position über Nacht geflutet. </li><li> Lassen Sie die Beutel und bewerten die Wurzelsysteme durch Zählung der Eigelege unter einem beleuchteten Schreibtisch Lupe. </li><li> Wenn die Pflanzen abgeschirmt für weitere genetische Untersuchungen oder züchterische Arbeit benötigt werden, ziehen Sie vorsichtig die Wurzeln aus der Papier-, Transplantations in organischen Boden in Töpfen und in einem Gewächshaus zu halten. </li></ol> 7. Repräsentative Ergebnisse Die entsprechenden Stufen der Tomate und Augenbohnen Pflanzen für Nematoden Impfungen für die beiden beschriebenen Systeme sind in den Abbildungen gezeigt1 und 2. Darüber hinaus sind Beispiele für gut infizierten Wurzeln von Tomaten und Kuherbsen in den 4 und 5 gezeigt. Wie in den meisten Krankheitsresistenz Bildschirmen, ist es ratsam, mindestens 6-10 Pflanzen pro Genotyp für Nematoden-Impfung verwenden, um den Durchschnitt der Infektionsrate zu berechnen. Variation in Nematodeninfektion zwischen Pflanzen, des gleichen Genotyps kann durch die Verwendung einheitlicher Größe der Anlage und genaue Menge und Lieferung von Inokulum reduziert werden. Der Einsatz von Schalen und Beuteln Wachstum ermöglicht Screening von Hunderten bis Tausenden von Pflanzen in einem kleinen Raum Wachstum. Das Wachstum Beutel ermöglichen auch eine schnelle und effiziente nicht-destruktiven Bewertung von Wurzel-Nematode Infektionen, ohne dass zum Waschen Wurzeln (Abbildung 4). <img alt="1" src="/files/ftp_upload/3629/3629fig1.jpg" /> Abbildung 1. Eine zwei Wochen alte cowpea Anlage in einem Beutel gewachsen und bereit für den Root-Knoten NEMATode Impfung. <img alt="2" src="/files/ftp_upload/3629/3629fig2.jpg" /> Abbildung 2. Ein drei Wochen altes Tomatenpflanze bereit für Wurzel-Nematode Impfung. <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/3629/3629fig3.jpg" /> Abbildung 3. Eine modifizierte Nadel und Pipettenspitze für High-Throughput-Impfung von Nematoden eingesetzt. Der Boden einer Nadel wurde verschlossen und drei Sätze von Löchern in der Nadel mit einem Laserstrahl gebohrt. Dann wurde das modifizierte Nadel mit einem 5-ml-Pipettenspitze geklebt. <img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/3629/3629fig4.jpg" /> Abbildung 4. Eine Tomate Wurzelsystem mit Wurzelknoten-Nematoden infiziert. <img alt="Abbildung 5" src="/files/ftp_upload/3629/3629fig5.jpg" /> Bild 5. Ein Kuherbsen Wurzelsystem mit Eiermassen mit Erioglaucin gefärbt 30 Tage nach der Inokulation bei gezüchtet28 ° C.

<ol>
	<li>Bhattarai, K. K., Xie, Q. G., Mantelin, S., Bishnoi, U., Girke, T., Navarre, D. A., Kaloshian, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tomato+susceptibility+to+root-knot+nematodes+requires+an+intact+jasmonic+acid+signaling+pathway.">Tomato susceptibility to root-knot nematodes requires an intact jasmonic acid signaling pathway.</a> Mol. Plant Microbe Interact. 21, 1205-1214 (2008).</li><li>Ehlers, J. D., Matthews, W. C., Hall, A. E., Roberts, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inheritance+of+a+broad-based+form+of+root-knot+nematode+resistance+in+cowpea.">Inheritance of a broad-based form of root-knot nematode resistance in cowpea.</a> Crop Sci. 40, 611-618 (2000).</li><li>Hoagland, D. R., Arnon, D. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+water-culture+method+for+growing+plants+without+soil.">The water-culture method for growing plants without soil.</a> Calif. Agric. Exp. Stn. Circ. 347, (1950).</li><li>Hussey, R. S., Barker, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+methods+of+collecting+inocula+of+Meloidogyne+spp.,+including+a+new+technique.">A comparison of methods of collecting inocula of Meloidogyne spp., including a new technique.</a> Plant Dis. Rep. 57, 1025-1028 (1973).</li><li>Martinez de Ilarduya, O., Moore, A. E., Kaloshian, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+tomato+Rme1+locus+is+required+for+Mi-1-mediated+resistance+to+root-knot+nematodes+and+the+potato+aphid.">The tomato Rme1 locus is required for Mi-1-mediated resistance to root-knot nematodes and the potato aphid.</a> Plant J. 27, 417-425 (2001).</li><li>Matkin, O. A., Chandler, P. A., Baker, K. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+U.C.-type+soil+mixes.+In:+The+U.C.+system+for+producing+healthy+container-grown+plants.">The U.C.-type soil mixes. In: The U.C. system for producing healthy container-grown plants.</a> Calif. Agric. Exp. Stn. Manual. 23, 68-85 (1957).</li><li>Omwega, C. O., Roberts, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inheritance+of+resistance+to+Meloidogyne+spp.+in+common+bean+and+the+genetic+basis+of+its+sensitivity+to+temperature.">Inheritance of resistance to Meloidogyne spp. in common bean and the genetic basis of its sensitivity to temperature.</a> Theor. Appl. Genet. 83, 720-726 (1992).</li><li>Omwega, C. O., Thomason, I. J., Roberts, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+nondestructive+technique+for+screening+bean+germplasm+for+resistance+to+Meloidogyne+incognita.">A nondestructive technique for screening bean germplasm for resistance to Meloidogyne incognita.</a> Plant Dis. 72, 970-972 (1988).</li><li>Perry, R. N., Moens, M., Starr, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Root-Knot Nematodes. , (2009).</li><li>Starr, J. L., Cook, R., Bridge, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Resistance to Parasitic Nematodes. , (2002).</li></ol>

Wir haben nichts zu offenbaren.

Es gibt zwei kritische Schritte für eine erfolgreiche Nematoden Bildschirm: Vorbereitung einer hoch infektiösen Inokulums und Verwendung von Pflanzen im richtigen Entwicklungsstadium. Schlupfrate der Wurzel-Nematode Eier ist sehr variabel und liegt zwischen 5 - 50%. Deshalb, um ein optimales Niveau von Luke und hoch infektiöse J2S zu erhalten, muss besonderes Augenmerk auf die Gewinnung und Ei Schlüpfen Verfahren bezahlt werden. Eier sollten zum Bleichen für einen minimalen Zeitraum ausgesetzt werden und Bleichmittel sollte gut werden, von der Wurzel Mischung gespült. Beim Schlüpfen der Eier sollte die Aufschlämmung, die die Eier nicht in Wasser getaucht werden. Darüber hinaus vermeiden verschütten die Eier in das darunter liegende Petrischale, wo die geschlüpften Jungtiere werden gesammelt. Eine Möglichkeit, damit kein die Eier während der Brut-Prozess ist nicht mit Wasser direkt in das Kimwipe als das Papier brechen könnte. Stattdessen fügen Sie das Wasser direkt in der Petrischale. Für beste Ergebnisse verwenden frisch geschlüpften J2S. Wenn die hatch ist niedrig und mehr Inokulum benötigt wird, kann J2S bei 15 ° C über einen längeren Zeitraum gespeichert werden. Erwärmen Sie die gespeicherten Inokulum auf Raumtemperatur, um die Nematoden vor der Impfung wieder zu beleben. Jedoch nicht speichern die J2S über einen längeren Zeitraum sogar bei 15 ° C wie ausgehungerte J2S nicht effizient zu infizieren. Junge Sämlinge sind die beste Entwicklungsstadium für Wurzel-Nematode Impfung. Dies muss jedoch ausgewogen sein mit der Bildung einer ausreichenden Wurzelsystem eine ausreichende Anzahl von Wurzelspitzen als Ansatzpunkte für den J2S. Sicherstellen der optimalen Pflanzenwachstum Bedingung ist auch entscheidend für die Bildschirme. Vermeiden Sie zu Bewässerung von Pflanzen speziell diejenigen in Beuteln gewachsen. Over-Bewässerung der Beutel, wie durch stehendes Wasser in der Unterseite der Tasche, kann das Pilzwachstum fördern und zu verringern Wurzel Gesundheit. Sowohl Assays weitere Auswertung Nematodeninfektion und Berechnung der Anzahl von Eiern / Wurzelsystems und Eier / g Frequenzsh Root ausgeführt werden kann. Für die Tomaten-Assays, werden einzelne Wurzeln gewogen und Eier extrahiert, wie für Inokulumzubereitung (Abschnitt 3) beschrieben. Bei der Verarbeitung großer Anzahl von Pflanzenproben konnten einzelne Wurzel-Systeme mazeriert mit einem Mixer für Ei-Extraktion werden. Die Anzahl der Eier sollten in mindestens drei Aliquots gezählt werden und die Eier / Gramm der frischen Wurzel-System berechnet. Für den Beutel Assays wird das Wurzelsystem aus dem Papier-Einsatz gezogen, gewogen und Eier entnommen.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Compound </td>
			<td>Concentration </td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KNO3</td>
			<td>5 mM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ca(NO3)2 &bull; 4 H2O</td>
			<td>5 mM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgSO4 &bull; 7H2O</td>
			<td>2 mM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KH2PO4</td>
			<td>1 mM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hamp-ene Fe EDTA 13.0%</td>
			<td>1 mM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>H3BO3</td>
			<td>46 &mu;M</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MnCl2 &bull; 4H2O</td>
			<td>9 &mu;M</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ZnSO4 &bull; 7H2O</td>
			<td>0.00076 &mu;M</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CuSO4 &bull; 5H2O</td>
			<td>0.00032 &mu;M</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(NH4)6Mo7O24 &bull; 4H2O</td>
			<td>0.00016 &mu;M</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Table 1. Reagents for Hoagland's solution.
<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of the reagent </td>
			<td>Company </td>
			<td>Catalogue number </td>
			<td>Comments </td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Erioglaucine</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>AC22973-0250</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Miracle-Gro for tomato</td>
			<td>Scotts Miracle-Gro</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>18-18-21</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Osmocote</td>
			<td>Scotts Miracle-Gro</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Seedling growth pouches</td>
			<td>Mega International</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sieve 25 &mu;m</td>
			<td>H &amp; C Sieving Systems</td>
			<td>3886</td>
			<td>US standard #500</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sieve 90 &mu;m</td>
			<td>H &amp; C Sieving Systems</td>
			<td>3880</td>
			<td>US standard #170</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sieve 425 &mu;m</td>
			<td>H &amp; C Sieving Systems</td>
			<td>3871</td>
			<td>US standard #40</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sunshine mix</td>
			<td>Sun Gro Horticulture Canada</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Table 2. Table of specific reagents and equipment.

high and low throughput screens with root-knot nematodes meloidogyne spp.

Wurzelknoten-Nematoden (Gattung Meloidogyne) sind obligat Pflanzenparasiten. Sie sind extrem polyphag und als eine der wirtschaftlich bedeutendsten Werk Nematoden. Die mikroskopische zweiten Stufe juvenile (J2), einmal im Ei gemausert, ist der infektiösen Stadium. Die J2S schlüpfen aus den Eiern, bewegen sich frei im Boden innerhalb von einem Wasserfilm, und suchen Sie Wurzelspitzen von geeigneten Pflanzenarten. Nach dem Durchdringen der Pflanzenwurzeln, sie gegenüber der vaskulären Zylinder migrieren, wo sie eine Futterstelle einzurichten und zu initiieren Fütterung mit ihrem Stilett. Die vielzelligen Futterstelle aus mehreren erweiterten mehrkernige Zellen, die sogenannten &quot;Riesenzellen&quot;, die aus Zellen, die Karyokinese (wiederholte Mitose) ohne Zytokinese unterzog gebildet bestehen. Benachbarte Perizykel Zellen teilen und vergrößern in der Größe, die zu einer typischen Galle oder Root-Knoten, die charakteristische Symptom der Wurzel-Nematode Infektion. Nach Fütterung eingeleitet wird, werden J2S sesshaften und UNdergo drei weitere Häutungen, erwachsen zu werden. Die erwachsenen Weibchen legt 150-250 Eier in einer gallertartigen Matrix auf oder unterhalb der Oberfläche der Wurzel. Aus den Eiern schlüpfen neue infektiöse J2S und einen neuen Zyklus beginnen. Die Wurzel-Nematode Lebenszyklus wird in 4-6 Wochen bei 26-28 ° C abgeschlossen Hier präsentieren wir die traditionellen Protokoll, um Pflanzen, in Töpfen gezogen, mit Wurzelknoten-Nematoden und zwei Methoden für die Hochdurchsatz-Assays zu infizieren. Die erste High-Throughput-Verfahren wird für Pflanzen mit kleinen Samen wie Tomaten verwendet, während der zweite ist für Pflanzen mit großen Samen wie Augenbohnen und gemeinsame Bohne. Große Samen unterstützen erweiterte Sämlingswachstum mit minimalem Nahrungsergänzungsmittel. Der erste Assay mit hohem Durchsatz verwendet Sämlinge in Sand in Böden gewachsen, während in der zweiten Assay Pflanzen in Beuteln in Abwesenheit des Bodens angebaut werden. Die Sämlingswachstum Beutel besteht aus einem 15,5 x 12,5 cm Papier Docht gemacht, gefaltet an der Spitze, eine 2-cm-tiefen Trog, in dem der Samen oder Sämling gelegt zu bilden. DiePapier Docht wird in einem durchsichtigen Kunststoffbeutel enthalten. Diese Wachstumsfaktoren Beutel ermöglichen die direkte Beobachtung der Nematodeninfektion Symptome, Fressen von Wurzeln und Eimasseproduktion unter der Oberfläche eines transparenten Beutel. Beide Methoden erlauben die Verwendung der abgeschirmten Pflanzen, nach Phänotypisierung, für die Überquerung oder Samenproduktion. Ein zusätzlicher Vorteil der Verwendung des Wachstums Beutel ist der geringe Platzbedarf, da Beutel aus Kunststoff Hängemappen in Racks angeordnet sind gespeichert.

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High and Low Throughput Screens with Root-knot Nematodes Meloidogyne spp.

Zwei verschiedene Methoden, um Bildschirm-Anlagen mit Wurzelknoten-Nematoden werden beschrieben. Die beschriebenen Ansätze sind in High-Throughput-Screens mit Nematoden in einer zerstörungsfreien Art und Weise zur Erleichterung der Nutzung dieser Pflanzen in Zuchtprogrammen.

High-und Low Throughput-Screens mit Wurzelknoten-Nematoden Meloidogyne spp.</em

Root-knot nematodes (genus Meloidogyne) are obligate plant parasites. They are extremely polyphagous and considered one of the most economically important ...

high-low-throughput-screens-with-root-knot-nematodes-meloidogyne

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

High and Low Throughput Screens with Root-knot Nematodes Meloidogyne spp.

27.8K Aufrufe.  University of California, Riverside. Zwei verschiedene Methoden, um Bildschirm-Anlagen mit Wurzelknoten-Nematoden werden beschrieben. Die beschriebenen Ansätze sind in High-Throughput-Screens mit Nematoden in einer zerstörungsfreien Art und Weise zur Erleichterung der Nutzung dieser Pflanzen in Zuchtprogrammen.

Serie: High and Low Throughput Screens with Root-knot Nematodes Meloidogyne spp.

High-throughput Detection Method for Influenza Virus

Influenza virus is a respiratory pathogen that causes a high degree of morbidity and mortality every year in multiple parts of the world. Therefore, precise diagnosis of the infecting strain and rapid high-throughput screening of vast numbers of clinical samples is paramount to control the spread of pandemic infections. Current clinical diagnoses of influenza infections are based on serologic testing, polymerase chain reaction, direct specimen immunofluorescence and cell culture 1,2.
Here, we report the development of a novel diagnostic technique used to detect live influenza viruses. We used the mouse-adapted human A/PR/8/34 (PR8, H1N1) virus 3 to test the efficacy of this technique using MDCK cells 4. MDCK cells (104 or 5 x 103 per well) were cultured in 96- or 384-well plates, infected with PR8 and viral proteins were detected using anti-M2 followed by an IR dye-conjugated secondary antibody. M2 5 and hemagglutinin 1 are two major marker proteins used in many different diagnostic assays. Employing IR-dye-conjugated secondary antibodies minimized the autofluorescence associated with other fluorescent dyes. The use of anti-M2 antibody allowed us to use the antigen-specific fluorescence intensity as a direct metric of viral quantity. To enumerate the fluorescence intensity, we used the LI-COR Odyssey-based IR scanner. This system uses two channel laser-based IR detections to identify fluorophores and differentiate them from background noise. The first channel excites at 680 nm and emits at 700 nm to help quantify the background. The second channel detects fluorophores that excite at 780 nm and emit at 800 nm. Scanning of PR8-infected MDCK cells in the IR scanner indicated a viral titer-dependent bright fluorescence. A positive correlation of fluorescence intensity to virus titer starting from 102-105 PFU could be consistently observed. Minimal but detectable positivity consistently seen with 102-103 PFU PR8 viral titers demonstrated the high sensitivity of the near-IR dyes. The signal-to-noise ratio was determined by comparing the mock-infected or isotype antibody-treated MDCK cells.
Using the fluorescence intensities from 96- or 384-well plate formats, we constructed standard titration curves. In these calculations, the first variable is the viral titer while the second variable is the fluorescence intensity. Therefore, we used the exponential distribution to generate a curve-fit to determine the polynomial relationship between the viral titers and fluorescence intensities. Collectively, we conclude that IR dye-based protein detection system can help diagnose infecting viral strains and precisely enumerate the titer of the infecting pathogens.

This method describes the use of Infrared dye based imaging system for detection of H1N1 in bronchioalveolar lavage (BAL) fluid of infected mice at a high sensitivity. This methodology can be performed in a 96- or 384-well plate, requires &lt;10 &mu;l volume of test material and has the potential for concurrent screening of multiple pathogens.

High-Throughput Nachweisverfahren für Influenza-Virus

Influenza virus is a respiratory pathogen that causes a high degree of morbidity and mortality every year in multiple parts of the world. Therefore, ...

Forschung

Immunologie und Infektion

Quantitative High-throughput Single-cell Cytotoxicity Assay For T Cells

Cancer immunotherapy can harness the specificity of immune response to target and eliminate tumors. Adoptive cell therapy (ACT) based on the adoptive transfer of T cells genetically modified to express a chimeric antigen receptor (CAR) has shown considerable promise in clinical trials1-4. There are several advantages to using CAR+ T cells for the treatment of cancers including the ability to target non-MHC restricted antigens and to functionalize the T cells for optimal survival, homing and persistence within the host; and finally to induce apoptosis of CAR+ T cells in the event of host toxicity5.
Delineating the optimal functions of CAR+ T cells associated with clinical benefit is essential for designing the next generation of clinical trials. Recent advances in live animal imaging like multiphoton microscopy have revolutionized the study of immune cell function in vivo6,7. While these studies have advanced our understanding of T-cell functions in vivo, T-cell based ACT in clinical trials requires the need to link molecular and functional features of T-cell preparations pre-infusion with clinical efficacy post-infusion, by utilizing in vitro assays monitoring T-cell functions like, cytotoxicity and cytokine secretion. Standard flow-cytometry based assays have been developed that determine the overall functioning of populations of T cells at the single-cell level but these are not suitable for monitoring conjugate formation and lifetimes or the ability of the same cell to kill multiple targets8.
Microfabricated arrays designed in biocompatible polymers like polydimethylsiloxane (PDMS) are a particularly attractive method to spatially confine effectors and targets in small volumes9. In combination with automated time-lapse fluorescence microscopy, thousands of effector-target interactions can be monitored simultaneously by imaging individual wells of a nanowell array. We present here a high-throughput methodology for monitoring T-cell mediated cytotoxicity at the single-cell level that can be broadly applied to studying the cytolytic functionality of T cells.

We describe a single-cell high-throughput assay to measure cytotoxicity of T cells when incubated with tumor target cells. This method employs a dense, elastomeric array of sub-nanoliter wells (~100,000 wells/array) to spatially confine the T cells and target cells at defined ratios and is coupled to fluorescence microscopy to monitor effector-target conjugation and subsequent apoptosis.

Quantitative High-throughput Single-cell Zytotoxizitätstest für T-Zellen

Cancer immunotherapy can harness the specificity of  immune response to target and eliminate tumors. Adoptive cell therapy (ACT)  based on the adoptive ...

ScanLag: High-throughput Quantification of Colony Growth and Lag Time

Growth dynamics are fundamental characteristics of microorganisms. Quantifying growth precisely is an important goal in microbiology. Growth dynamics are affected both by the doubling time of the microorganism and by any delay in growth upon transfer from one condition to another, the lag. The ScanLag method enables the characterization of these two independent properties at the level of colonies originating each from a single cell, generating a two-dimensional distribution of the lag time and of the growth time. In ScanLag, measurement of the time it takes for colonies on conventional nutrient agar plates to be detected is automated on an array of commercial scanners controlled by an in house application. Petri dishes are placed on the scanners, and the application acquires images periodically. Automated analysis of colony growth is then done by an application that returns the appearance time and growth rate of each colony. Other parameters, such as the shape, texture and color of the colony, can be extracted for multidimensional mapping of sub-populations of cells. Finally, the method enables the retrieval of rare variants with specific growth phenotypes for further characterization. The technique could be applied in bacteriology for the identification of long lag that can cause persistence to antibiotics, as well as a general low cost technique for phenotypic screens.

ScanLag is a high-throughput method for measuring the delay in growth, namely lag time, as well as the growth rate of colonies for thousands of cells in parallel. Screening using ScanLag enables the discrimination between long lag-time and slow growth at the level of a single variant.

ScanLag: High-Throughput-Quantifizierung von Colony Wachstum und Verzögerungszeit

Growth dynamics are fundamental characteristics of microorganisms. Quantifying growth precisely is an important goal in microbiology. Growth dynamics are ...

Scalable High Throughput Selection From  Phage-displayed Synthetic Antibody Libraries

The demand for antibodies that fulfill the needs of both basic and clinical research applications is high and will dramatically increase in the future. However, it is apparent that traditional monoclonal technologies are not alone up to this task. This has led to the development of alternate methods to satisfy the demand for high quality and renewable affinity reagents to all accessible elements of the proteome. Toward this end, high throughput methods for conducting selections from phage-displayed synthetic antibody libraries have been devised for applications involving diverse antigens and optimized for rapid throughput and success. Herein, a protocol is described in detail that illustrates with video demonstration the parallel selection of Fab-phage clones from high diversity libraries against hundreds of targets using either a manual 96 channel liquid handler or automated robotics system. Using this protocol, a single user can generate hundreds of antigens, select antibodies to them in parallel and validate antibody binding within 6-8 weeks. Highlighted are: i) a viable antigen format, ii) pre-selection antigen characterization, iii) critical steps that influence the selection of specific and high affinity clones, and iv) ways of monitoring selection effectiveness and early stage antibody clone characterization. With this approach, we have obtained synthetic antibody fragments (Fabs) to many target classes including single-pass membrane receptors, secreted protein hormones, and multi-domain intracellular proteins. These fragments are readily converted to full-length antibodies and have been validated to exhibit high affinity and specificity. Further, they have been demonstrated to be functional in a variety of standard immunoassays including Western blotting, ELISA, cellular immunofluorescence, immunoprecipitation and related assays. This methodology will accelerate antibody discovery and ultimately bring us closer to realizing the goal of generating renewable, high quality antibodies to the proteome.

A method is described with visual accompaniment for conducting scalable, high throughput selections from phage-displayed combinatorial synthetic antibody libraries against hundreds of antigens simultaneously. Using this parallel approach, we have isolated antibody fragments that exhibit high affinity and specificity for diverse antigens that are functional in standard immunoassays.

Skalierbare High Throughput Auswahl aus Phagen-Antikörperbibliotheken angezeigt Synthetische

The demand for antibodies that fulfill the needs of both basic and clinical research applications is high and will dramatically increase in the future. ...

Establishment and Optimization of a High Throughput Setup to Study Staphylococcus epidermidis and Mycobacterium marinum Infection as a Model for Drug Discovery

Zebrafish are becoming a valuable tool in the preclinical phase of drug discovery screenings as a whole animal model with high throughput screening possibilities. They can be used to bridge the gap between cell based assays at earlier stages and in vivo validation in mammalian models, reducing, in this way, the number of compounds passing through to testing on the much more expensive rodent models. In this light, in the present manuscript is described a new high throughput pipeline using zebrafish as in vivo model system for the study of Staphylococcus epidermidis and Mycobacterium marinum infection. This setup allows the generation and analysis of large number of synchronous embryos homogenously infected. Moreover the flexibility of the pipeline allows the user to easily implement other platforms to improve the resolution of the analysis when needed. The combination of the zebrafish together with innovative high throughput technologies opens the field of drug testing and discovery to new possibilities not only because of the strength of using a whole animal model but also because of the large number of transgenic lines available that can be used to decipher the mode of action of new compounds.

Establishment and Optimization of a High Throughput Setup to Study Staphylococcus epidermidis and Mycobacterium marinum Infection as a Model for Drug Discovery

This video article describes the high throughput pipeline that has been successfully established to infect and analyze large numbers of zebrafish embryos providing a new powerful tool for compound testing and drug discovery using a whole animal vertebrate organism.

Aufbau und Optimierung eines Hochdurchsatz-Setup zum Studium<em&gt; Staphylococcus epidermidis</em&gt; Und<em&gt; Mycobacterium marinum</em&gt; Infektion als Modell für Drug Discovery

Zebrafish are becoming a valuable tool in the preclinical phase of drug discovery screenings as a whole animal model with high throughput screening ...

Microscopy-based Assays for High-throughput Screening of Host Factors Involved in Brucella Infection of Hela Cells

Brucella species are facultative intracellular pathogens that infect animals as their natural hosts. Transmission to humans is most commonly caused by direct contact with infected animals or by ingestion of contaminated food and can lead to severe chronic infections.
Brucella can invade professional and non-professional phagocytic cells and replicates within endoplasmic reticulum (ER)-derived vacuoles. The host factors required for Brucella entry into host cells, avoidance of lysosomal degradation, and replication in the ER-like compartment remain largely unknown. Here we describe two assays to identify host factors involved in Brucella entry and replication in HeLa cells. The protocols describe the use of RNA interference, while alternative screening methods could be applied. The assays are based on the detection of fluorescently labeled bacteria in fluorescently labeled host cells using automated wide-field microscopy. The fluorescent images are analyzed using a standardized image analysis pipeline in CellProfiler which allows single cell-based infection scoring.
In the endpoint assay, intracellular replication is measured two days after infection. This allows bacteria to traffic to their replicative niche where proliferation is initiated around 12 hr after bacterial entry. Brucella which have successfully established an intracellular niche will thus have strongly proliferated inside host cells. Since intracellular bacteria will greatly outnumber individual extracellular or intracellular non-replicative bacteria, a strain constitutively expressing GFP can be used. The strong GFP signal is then used to identify infected cells.
In contrast, for the entry assay it is essential to differentiate between intracellular and extracellular bacteria. Here, a strain encoding for a tetracycline-inducible GFP is used. Induction of GFP with simultaneous inactivation of extracellular bacteria by gentamicin enables the differentiation between intracellular and extracellular bacteria based on the GFP signal, with only intracellular bacteria being able to express GFP. This allows the robust detection of single intracellular bacteria before intracellular proliferation is initiated.

Microscopy-based Assays for High-throughput Screening of Host Factors Involved in Brucella Infection of Hela Cells

Two assays for microscopy-based high-throughput screening of host factors involved in Brucella infection are described. The entry assay detects host factors required for Brucella entry and the endpoint assay those required for intracellular replication. While applicable for alternative approaches, siRNA screening in HeLa cells is used to illustrate the protocols.

Mikroskopie-basierte Assays für die Hochdurchsatz-Screening von Host beteiligten Faktoren in<em&gt; Brucella</em&gt; Die Infektion von HeLa-Zellen

Brucella species are facultative intracellular pathogens that infect animals as their natural hosts. Transmission to humans is most commonly caused by ...

High-throughput Gene Tagging in Trypanosoma brucei

Improvements in mass spectrometry, sequencing and bioinformatics have generated large datasets of potentially interesting genes. Tagging these proteins can give insights into their function by determining their localization within the cell and enabling interaction partner identification. We recently published a fast and scalable method to generate Trypanosoma brucei cell lines that express a tagged protein from the endogenous locus. The method was based on a plasmid we generated that, when coupled with long primer PCR, can be used to modify a gene to encode a protein tagged at either terminus. This allows the tagging of dozens of trypanosome proteins in parallel, facilitating the large-scale validation of candidate genes of interest. This system can be used to tag proteins for localization (using a fluorescent protein, epitope tag or electron microscopy tag) or biochemistry (using tags for purification, such as the TAP (tandem affinity purification) tag). Here, we describe a protocol to perform the long primer PCR and the electroporation in 96-well plates, with the recovery and selection of transgenic trypanosomes occurring in 24-well plates. With this workflow, hundreds of proteins can be tagged in parallel; this is an order of magnitude improvement to our previous protocol and genome scale tagging is now possible.

High-throughput Gene Tagging in Trypanosoma brucei

Addition of a tag to a protein is a powerful way of gaining insight into its function. Here, we describe a protocol to endogenously tag hundreds of Trypanosoma brucei proteins in parallel such that genome scale tagging is achievable.

Hochdurchsatz-Gene Tagging in<em&gt; Trypanosoma brucei</em

Improvements in mass spectrometry, sequencing and bioinformatics have generated large datasets of potentially interesting genes. Tagging these proteins ...

A High-throughput, High-content, Liquid-based C. elegans Pathosystem

The number of new drugs identified by traditional, in vitro screens has waned, reducing the success of this approach in the search for new weapons to combat multiple drug resistance. This has led to the conclusion that researchers do not only need to find new drugs, but also need to develop new ways of finding them. Amongst the most promising candidate methods are whole-organism, in vivo assays that use high-throughput, phenotypic readouts and hosts that range from Caenorhabditis elegans to Danio rerio. These hosts have several powerful advantages, including dramatic reductions in false positive hits, as compounds that are toxic to the host and/or biounavailable are typically dropped in the initial screen, prior to costly follow up.
Here we show how our assay has been used to interrogate host variation in the well-documented C. elegans&#8212;Pseudomonas aeruginosa liquid killing pathosystem. We also demonstrate several extensions of this well-worked out technique. For example, we are able to carry out high-throughput genetic screens using RNAi in 24- or 96-well plate formats to query host factors in this host-pathogen interaction. Using this assay, whole genome screens can be completed in only a few months, which can dramatically simplify the task of identifying drug targets, potentially without the need for laborious biochemical purification approaches.
We also report here a variation of our method that substitutes the gram-positive bacterium Enterococcus faecalis for the gram-negative pathogen P. aeruginosa. Much as is the case for P. aeruginosa, killing by E. faecalis is time-dependent. Unlike previous C. elegans&#8212;E. faecalis assays, our assay for E. faecalis does not require preinfection, improving its safety profile and reducing the chances of contaminating liquid-handling equipment. The assay is highly robust, showing ~95% death rates 96 h post infection.

A High-throughput, High-content, Liquid-based C. elegans Pathosystem

Here we describe a protocol that is an adaptable, whole host, high-content screening tool that can be utilized to study host-pathogen interactions and be used for drug discovery.

Ein High-Throughput, High-Content, Liquid-basierter C. Elegans Pathosystem

The number of new drugs identified by traditional, in vitro screens has waned, reducing the success of this approach in the search for new weapons to ...

A High-throughput Platform for the Screening of Salmonella spp./Shigella spp.

Fecal-oral transmission of acute gastroenteritis occurs from time to time, especially when people who handled food and water are infected by Salmonella spp./Shigella spp. The gold standard method for the detection of Salmonella spp./Shigella spp. is direct culture but this is labor-intensive and time-consuming. Here, we describe a high-throughput platform for Salmonella spp./Shigella spp. screening, using real-time polymerase chain reaction (PCR) combined with guided culture. There are two major stages: real-time PCR and the guided culture. For the first stage (real-time PCR), we explain each step of the method: sample collection, pre-enrichment, DNA extraction and real-time PCR. If the real-time PCR result is positive, then the second stage (guided culture) is performed: selective culture, biochemical identification and serological characterization. We also illustrate representative results generated from it. The protocol described here would be a valuable platform for the rapid, specific, sensitive and high-throughput screening of Salmonella spp./Shigella spp.

A High-throughput Platform for the Screening of Salmonella spp./Shigella spp.

Salmonella spp./Shigella spp. are common pathogens attributed to diarrhea. Here, we describe a high-throughput platform for the screening of Salmonella spp./Shigella spp. using real-time PCR combined with guided culture.

Eine High-Throughput-Plattform für das Screening von Salmonella spp. /Shigella spp.

Fecal-oral transmission of acute gastroenteritis occurs from time to time, especially when people who handled food and water are infected by Salmonella ...

A High-throughput Shigella-specific Bactericidal Assay

Serum bactericidal assays (SBAs) measure the functional activity of antibodies and have been used for many decades. SBAs directly measure antibody killing activity by assessing the ability of antibodies in serum to bind to bacteria and activate complement. This complement activation results in the lysis and killing of the target bacteria. These assays are valuable because they go beyond quantifying antibody production to elucidate the biological functions that these antibodies have, allowing researchers to study the role that antibodies may play in preventing infection. SBAs have been used to study immune responses for many human pathogens, but there is no widely accepted methodology for Shigella at present. Historically, SBAs have been very labor-intensive, requiring many time-consuming steps to accurately quantify surviving bacteria. This protocol describes a simple, robust, and high-throughput assay that measures functional antibodies specific for Shigella in serum in vitro. The method described here offers many advantages over traditional SBAs, including the use of frozen bacterial stocks, 96 well assay plates, a micro-culture system, and automated colony-counting. All of these modifications make this assay less labor-intensive and more high-throughput. This protocol is simpler and faster to perform than traditional SBAs while still using simple technologies and readily available reagents. The protocol has been successfully applied in multiple independent laboratories and the assay is robust and reproducible. The assay can be used to assess immune responses in pre-clinical as well as clinical studies. Quantifying shigellacidal antibody titers both before and after antigen exposure (either by immunization or infection) allows for a broader understanding of how functional antibody responses are generated and their contribution to protective immunity. The development of this standardized, well-characterized assay may greatly facilitate Shigella vaccine design.

A High-throughput Shigella-specific Bactericidal Assay

Here we present a protocol to measure Shigellacidal activity of antibodies in serum. Serum is mixed with bacteria and exogenous complement, incubated, and the reaction mixture is plated on agar plates. Viable bacteria form colonies which are counted, using an automated colony enumerator, and used to determine the bactericidal titer.

Ein High-Throughput- Shigella-spezifischen bakterizide Assay

Serum bactericidal assays (SBAs) measure the functional activity of antibodies and have been used for many decades. SBAs directly measure antibody killing ...

Methods Article

High-und Low Throughput-Screens mit Wurzelknoten-Nematoden Meloidogyne spp.