Diese Arbeit wurde von der kanadischen Institutes of Health Research durch einen Katalysator Co-Infektionen und Komorbiditäten Zuschuss unterstützt. Menschliche Erythrozyten wurden durch das Centre Hospitalier de l&#39;Université Laval Blutbank zur Verfügung gestellt.

Hinweis: Experimente mit HIV-1 und Plasmodium falciparum ist in der Ausführung Biosicherheitsstufe Laboratorien durchgeführt werden (BSL2 für Parasiten und BSL3 für HIV-1 und Co-Infektionen) und besondere Vorsicht walten, wenn Sie möglicherweise infizierten menschlichen Blutes werden. 1. Periphere Blut-mononukleäre Zellen (PBMC) Reinigung (Basierend auf 8 und 9) <ol><li> Starten Sie mit frischem menschlichem Blut von gesunden Spendern (500 ml) mit Antikoagulanzien (Heparin, Citrat, saures Citrat Dextrose oder Citrat-Phosphat-Dextrose) behandelt. Verwendung Endotoxin-freie Reagenzien bei der Reinigung und Isolierung PBMC und in den Rest des Protokolls. </li><li> Desinfizieren Sie die Blutbeutel, einschließlich der Röhre, mit 70% Ethanol, die Leitung zu übertragen und sorgfältig das Blut in einen Kolben T150. </li><li> Bereiten 16 Röhrchen mit 15 ml Lymphozyten Trennmedium (Ficoll) pro 50 ml konischen Röhrchen (stellen Sie sicher, dass Ficoll Raumtemperatur erreicht hat).Vorsichtig 30 ml frisches Blut an der Spitze. </li><li> Zentrifuge bei 400 xg für 30 min bei 20 ° C mit Pausen ab. </li><li> Während der Zentrifugation, bereiten 8 x 50 ml konische Röhrchen mit 25 ml Balanced Salt Raumtemperatur Hank-Lösung (HBSS) pro Röhrchen. </li><li> Sorgfältig überweisen Sie den Ring bewölkt Zelle an der Schnittstelle (enthält PBMC) auf die 50 ml Röhrchen mit dem HBSS (Pool 2 Zelle Ringen pro Röhre). Komplette Jahrgänge bis zu 50 ml mit HBSS. </li><li> Zentrifuge bei 150 xg für 15 min bei 20 ° C mit Pausen auf. </li><li> Während des Laufs des wolkigen Zelle Ring, sammeln Sie die gelbe obere Schicht aus dem Ficoll Schritt, die Plasma-Pool zu füllen, ein 50 ml konischen Röhrchen. Inaktivieren ergänzen im Plasma durch Erhitzen des 50 ml-Röhrchen bei 56 ° C für 30 min und 10 min zu drehen, bei 1.800 × g. Halten Sie den Überstand (enthält verdünnt autologem Plasma, das als Medium Zuschlag bei späteren Schritten verwendet werden können). </li><li> Entfernen Sie vorsichtig den Überstand und resuspend das Zellpellet aus Schritt 1.7 in 25 ml HBSS und Pool 2 Pellets pro 50 ml Tube. Zentrifugieren bei 300 × g für 8 Minuten bei 20 ° C </li><li> Entfernen Sie den Überstand vorsichtig und Sediment resuspendieren in 10 ml HBSS und Pool in einer 50 ml Tube. </li><li> Man entnimmt einen aliquoten, führen Trypanblau-Ausschluss, um die Sterblichkeit zu bewerten und dann zählen PBMC. </li><li> Komplette Volumen von 50 ml mit HBSS und Spin 10 min bei 300 x g. Entfernen Sie den Überstand und die Zellen in RPMI 1640 auf 5x10 6 Zellen / ml (sollte man rund 400 bis 500 x 10 6 PBMC von 500 ml Blut zu erhalten). </li></ol> 2. Monozyten-abgeleiteten Makrophagen (MDM) Differenzierung (Basierend auf 8 und 9) <ol><li> Seed etwa 1,25 x 10 8 PBMC in 15 cm Schalen mit RPMI 1640 (25 ml / Schale). </li><li> Lassen Zellen für 1-2 Stunden halten bei 37 ° C mit 5% CO 2 Atmosphäre. </li><li> Übertragen Sie nicht anhaftenden Zellen in einem neuen Kolben und waschen Teller mit 15 ml Endotoxin-freiem PBS zweimal (5min, 300 xg). Die anhaftenden Zellen isolierten Monozyten sind. </li><li> Damit frisch isolierten Monozyten in MDM unterscheiden, mit 20 ml RPMI 1640-Medium mit 5% autologem Plasma (aus Schritt 1.8) ergänzt. In humanen rekombinanten Makrophagen-Kolonie stimulierender Faktor (M-CSF, 25 ng / ml) und Penicillin / Streptomycin-Lösung (PS, 100 U / ml Penicillin, 100 ug / ml Streptomycin). Inkubieren Sie für 2 Tage, ändern Medium und Inkubation 2-3 zusätzliche Tage bei 37 ° C in 5% CO 2-Atmosphäre. </li><li> Entfernen Sie alte Medium waschen und mit Endotoxin-freiem PBS einmal, fügen Sie den PBS sanft und sofort absaugen. Um vollständig differenziert MDM lösen, zu behandeln Zellen mit ~ 7 ml Accutase (Accutase, ein im Handel erhältliches Gemisch aus Proteasen und kollagenolytische Aktivität, die die Ablösung von Zellen von der Kunststoff-Schale zu ermöglichen) für 15-20 min bei 37 ° C in einem 5% CO 2-Atmosphäre, schaukeln in der Mitte der Zeit. </li><li> Fügen Sie 3-5 ml autologem Plasma (aus Schritt 1.8) in jeder Platte (zum Schutz der Zellen währendKratzen). </li><li> Vorsichtig kratzen Zellen dafür sorgen, dass mittelfristig die Zellen zu allen Zeiten und Transfer / Pool in einer 50 ml Tube deckt. </li><li> Spülen Sie Platten mit Endotoxin-freiem PBS, um so viele Zellen wie möglich zu erholen. </li><li> Spin 5 min bei 200 xg, Überstand verwerfen. </li><li> Pellet in 5 ml MDM Kulturmedium (RPMI 1640, ergänzt mit 10% Komplement-inaktiviertem fötalem Rinderserum (IFB), PS, 25 mM HEPES) und Zählen von Zellen (MDM liefern in der Regel 2-8% des gesamten PBMC). Hinweis: ein Aliquot von MDM kann in diesem Schritt getroffen werden, um Zellpopulation Reinheit mittels Durchflusszytometrie zu beurteilen, in der Regel 99% der MDM Express CD14 erhalten. </li><li> Seed 1x10 5 MDM in 600 ul MDM Kulturmedium pro Well in 24-Well-Platten. </li><li> Inkubieren über Nacht bei 37 ° C in einem 5% CO 2-Atmosphäre vor Infektionen. </li></ol> 3. Produktion und die Quantifizierung von HIV-1 viralen Stammlösungen <ol><li> Produzieren Sie viralen Bestände mit Calciumphosphat-Transfektion in HEK293T Zellen FolloFlügel das Protokoll von Fortin et al. 10. </li><li> R + und 10 ug pHCMV-G, oder 15 ug NL4.3 Luc - Um Single-Cycle-Viren, die das Luciferase-Reporter-Gen kodiert, Co-Transfektion HEK293T Zellen mit entweder 20 ug NL4.3 Luc + Env erhalten + Env - R + und 15 ug pJRFL env. Verwenden Sie 30 ug NL4.3 Luc + Env - R +, um die Kontrolle Glykoprotein-defizienten Viren zu generieren. Für die voll replizierende Viren, verwenden 30 ug NL4.3Bal env. Die Vektoren pHCMV-G und pJRFL env kodieren die Hüllproteine ​​des Virus der vesikulären Stomatitis (VSV-G) und einer CXCR5-tropen HIV-1 (anders als NL4.3Bal env) sind. Zusätzliche Informationen über die Plasmide können aus 8 erhalten werden. Plasmide können durch das NIH AIDS Research and Reference Program (NIAID, NIH) erhalten werden. </li><li> Quantifizierung aller viralen Stammlösungen unter Verwendung eines ELISA für die HIV-1 p24 Capsid Protein 11, Und überprüfen Sie ihre infektiösen Potential vor dem Gebrauch. Wir beurteilen die Infektiosität des Virus unsere Bestände durch den Einsatz von TZM-bl-Indikator Zellen 12. </li></ol> 4. Kultur des Parasiten Plasmodium falciparum (Basierend auf 13) 4.1 Allgemeine Kultur und Pflege von Parasiten <ol><li> Pflegen P. falciparum 3D7 asexuellen Parasiten in menschlichen Erythrozyten (Blutgruppe O +) in einem 4% Hämatokrit in RPMI 1640 (gepuffert mit 25 mM HEPES und 25 mM NaHCO 3) mit 0,5% (w / v) Albumax II, 25 ug / ml Gentamicin ergänzt und 370μM Hypoxanthin bei 37 ° C in einem Gasgemisch von 1% Sauerstoff / 5% Kohlendioxid in Stickstoff. </li><li> Parasitämie kann, indem eine dünne Schicht der Kultur und der Färbung mit einer 15% Giemsa-Lösung überwacht werden. </li><li> Halten Sie immer eine nicht infizierte rote Blutkörperchen (uRBC) Kulturschale in den gleichen Bedingungen wie Parasiten als Kontrolle nutzen zu können. Zur späten Stadium parasit erhaltenES (Trophozoiten / frühen Schizonten), synchronisieren Sie die Parasiten wie folgt: </li></ol> 4,2 Parasite Synchronisation <ol><li> Am Morgen ernten, den Parasiten Kultur, Spin 5 min bei 300 xg und den Überstand verwerfen. </li><li> Pellet in 5 Hämatokritwerte mit 5% (w / v) D-Sorbit und inkubieren 5 min bei 37 ° C </li><li> Spin 5 min bei 300 x g, Überstand verwerfen, Pellet in 30 ml Kulturmedium und wieder im Inkubator. </li><li> Etwa 8 Stunden später, wiederholen Sie die Schritte 4.2.1 bis 4.2.3, um eng synchronisierte Parasiten zu erhalten. Spätstadium Parasiten (Trophozoiten / frühen Schizonten) kann dann am nächsten Morgen geerntet werden, um das Experiment durchzuführen. Vor der Reinigung durchführen Giemsa-Färbung hin zum Lifecycle der Bühne zu bestätigen. </li></ol> 4,3 Plasmodium falciparum-infizierten roten Blutkörperchen (iRBC) Reinigung <ol><li> Sterilisieren Sie den VarioMacs Separator (Ständer und Magnet) mit 70% Ethanol und pschnüren sie unter dem biologischen Kapuze. </li><li> Befestigen Sie den Dreiwegehahn auf CS Sumpf. </li><li> Schneiden Sie das Ende der Nadel Kunststoff-Protektor mit der Miltenyi spezielle Fräser und befestigen Sie die Nadel, um den Hahn unten. </li><li> Verriegeln Sie die Säule in den Magneten vorsichtig. </li><li> Entfernen aller Luftblasen in der Säule durch Einspritzen langsam 10 ml Kulturmedium MDM mit dem Kit beiliegenden-Spritze auf der linken Seite des Absperrventils verschraubt. </li><li> Waschkolonne mit ~ 20 ml Kulturmedium MDM. </li><li> Ernte RBC von der Kulturplatte, einmal Waschen mit 10 ml MDM Medium (300 × g, 5 min) und resuspendieren RBC Pellet in 12 ml Kulturmedium MDM. Langsam bis Spalte hinzugefügt und die Suspension Strömung durch (nur infizierte rote Blutkörperchen, die mit Parasiten im Trophozoit oder Schizonten Phase wird durch das Magnetfeld aufgrund des Vorhandenseins des Hämozoins Kristalle beibehalten werden). </li><li> Waschen einmal mit 20 ml Medium und Anschlag Flüssigkeitsflusses, wenn sie die weiße Scheibe auf der Kolonne erreicht. </li><li>Entfernen Sie die Säule aus dem Magneten und eluieren iRBC in einem sauberen sterilen Röhrchen mit 12 ml MDM Kulturmedium. </li><li> Abstrich wurde ein Aliquot der iRBC erholt und führen Giemsa-Färbung hin zum Lifecycle der Bühne zu bestätigen. </li><li> Zählen Sie erholte iRBC unter Verwendung eines Hämocytometers (isolierte RBC sind 100% iRBC). </li><li> Pellet-Zellen (300 xg, 5 min), Überstand verwerfen und zu behandeln Zellen mit 500 ul frisch AB + Humanserum (Opsonisierung Schritt 14). </li><li> Inkubieren für 30 min bei 37 ° C in einem 5% CO 2 Atmosphäre. </li><li> Waschen einmal mit 10 ml Kulturmedium MDM (300 × g, 5 min), und resuspendieren iRBC auf die gewünschte Konzentration. Gewöhnlich wird eine 10% Parasitämie 15 cm Kulturschale etwa hast ~ 0,5-1x10 8 dicht synchronisiert iRBC. </li></ol> 5. Die Exposition von MDM zu Plasmodium falciparum <ol><li> Um die MDM uRBC oder iRBC machen, müssen Zellen in Kulturmedium resuspendiert MDM werden, um ein Verhältnis von uRBC / iRBC zu erhalten: MDM von 75:1. In den bishervorbereitete 24-Well-Platten, die MDM, fügen Sie entsprechende Volumen RBC-Suspension in jede Vertiefung. Führen Sie alle Experimente in dreifacher Ausfertigung. </li><li> Inkubieren Co-Kulturen für 4 Stunden bei 37 ° C in einem 5% CO 2 Atmosphäre. </li><li> Waschen Sie die Zellen mit 600 ul Endotoxin-freiem PBS 3 mal, fügen Sie den PBS sanft und sofort absaugen. </li><li> Um die verbleibende RBC lysieren, waschen Sie die Wells durch Zugabe von 200 ul eiskaltem sterilem Wasser für 20 Sekunden und absaugen. </li><li> Fügen Sie 600 ul MDM Kulturmedium und inkubieren Sie 24 Stunden bei 37 ° C in einer 5% igen CO 2-Atmosphäre. </li></ol> 6. Die Infektion von MDM mit einem voll replikative HIV-1 <ol><li> Um zu beurteilen, die Wirkung von P. falciparum auf HIV-1-Replikation in MDM, zu ergänzen, nach dem Schema in Abbildung 1a, 10 ng p24 (in 300 ul MDM Medien) von NL4.3Bal env Viren in die entsprechenden Vertiefungen skizziert; fügen Sie nur MDM Medium in Kontrollvertiefungen . </li><li> Inkubieren 2 Stunden bei 37 ° C in einer 5% CO 2-Atmosphäre. </li><li> Waschen Sie die Zellen mit Endotoxin-freiem PBS 3 mal, fügen Sie den PBS sanft und sofort absaugen. In 600 ml frisches MDM Medium pro Vertiefung. </li><li> Bei 37 ° C in einem 5% CO 2 Atmosphäre. </li><li> An den Tagen 3, 6, 9 und 12 nach der Start der viralen Infektion, Ernte 200 ul von jedem Überstand, Zugabe von 200 ml frisches Medium MDM danach. Halten die Überstände geerntet bei -20 ° C für die Quantifizierung der großen HIV-1-Kapsid-Protein p24 durch ELISA nach Fortin et al. 10. </li></ol> 7. Die Infektion von MDM mit Single-Cycle-Virus Luciferase <ol><li> Um des Parasiten Auswirkungen auf HIV-1-Genexpression in MDM bestimmen, zu ergänzen, nach dem Schema in Abbildung 1B dargestellt, 10 ng p24 (in 300 ul Medium MDM) von entweder NL4.3 Luc + Env - R + ( VSV-G), NL4.3 Luc + Env - R + (JRFL env) oder NL4.3 Luc +Env - R + Viren in die entsprechenden Vertiefungen. </li><li> Inkubieren 2 Stunden bei 37 ° C in einem 5% CO 2 Atmosphäre. </li><li> Waschen Sie die Zellen mit 600 ul Endotoxin-freiem PBS 3 mal, fügen Sie den PBS sanft und sofort absaugen. In 600 ml frisches MDM Medium pro Vertiefung. </li><li> Bei 37 ° C in einem 5% CO 2 Atmosphäre. </li><li> Entfernen Sie das Medium 72 Stunden nach der Infektion und mit 200 &amp;mgr; l Lysepuffer 1X (im Lieferumfang des Luciferase-Assay-Kit). Lassen Sie die Zellen bei Raumtemperatur unter leichtem Schütteln lysieren. Lagerung bei -20 ° C. </li><li> Tauen Sie die Platte übertragen und 40 mu l des Lysats auf einer 96-Well Platte Luminometer, fügen Sie 100 ul Luciferase-Substrat (im Lieferumfang des Luciferase-Assay-Kit) und messen Sie die Luciferase (Firefly Luciferase)-Aktivität in einem Luminometer nach den Anweisungen des Herstellers. </li></ol> 8. Repräsentative Ergebnisse Mit unserem Co-Infektion Modell zeigen wir, dass exposure von P. falciparum zu MDM senkt ihre Anfälligkeit für HIV-1 Infektion. Tatsächlich wurde eine signifikante Abnahme (p &lt;0,05, 2 ANOVA, Tag 12) in der Freigabestellung der viralen Partikel, wie durch HIV-1 p24 Capsid-Protein im Überstand gemessen, in MDM vorbehandelt mit Parasiten (2A) beobachtet. Diese Beobachtung wird in den Zellen durch Viren, die für eine Luciferase-Reportergen infiziert bestätigt. MDM Infektion mit solchen Viren beherbergen entweder exogene VSV-G-oder HIV-1-Glykoproteine ​​führt zu signifikant (p &lt;0,05, Student t-Test) weniger Luciferase-Produktion in Zellen, die P. falciparum (Abbildung 2B). Es ist bemerkenswert, dass VSV-G-pseudotypisierte Viren viel größer Luciferaseaktivität als ihre Gegenstücke JRFLenv ergab, das ist aufgrund der größeren Infektionseffizienz von VSV-G-pseudotypisierten Partikel 15. Da die Exposition gegenüber Parasiten MDM Auswirkungen beide Arten von Viren, dies deutet darauf hin, dass es einige Schritt in virale Gen ex beeinflusstpression (Abbildung 2B). Es ist auch wichtig zu erwähnen, dass die Lebensfähigkeit der Zellen nicht durch MDM Exposition iRBC (Daten nicht gezeigt) Dies weist darauf hin, dass die Hemmung beobachtet spezifisch und nicht wegen einer Zellenbelastung Mortalität ist. <img alt="1" src="/files/ftp_upload/4166/4166fig1.jpg" /> Abbildung 1. A) Plate System für den MDM-Infektion mit einem voll replizierende Virus Mock:. Nicht infizierten Zellen. uRBC: Zellen, die nicht infizierten Erythrozyten. iRBC: Zellen, die Plasmodium falciparum-infizierten roten Blutkörperchen. Bal: Zellen mit NL4.3Bal env Bal / uRBC infiziert:. Zellen zu uRBC ausgesetzt und infiziert mit NL4.3Bal env Bal / iRBC:.. Zellen, die infizierte iRBC und mit NL4.3Bal env B) Plate System für den MDM-Infektion mit Single-Cycle-Luziferase-kodierende Virus Mock:. nicht infizierten Zellen. uRBC: Zellen, die nicht infizierten Erythrozyten. iRBC: Zellen auf Plasmodium falciparum-i ausgesetztnfected roten Blutkörperchen. Δenv: Zellen mit NL4.3 Luc + Env infiziert - R + JRFL:. Zellen mit NL4.3 Luc + Env infiziert - R + (JRFL env). VSV-G: Zellen mit NL4.3 Luc + Env infiziert - R + (VSV-G) Δenv / uRBC.. Zellen uRBC belichtet und infiziert mit NL4.3 Luc + Env-R + Δenv / iRBC: Zellen ausgesetzt iRBC und infiziert mit NL4.3 Luc + Env - R + JRFL / uRBC: Zellen, die uRBC und infiziert mit NL4.3 Luc + Env - R + (JRFL env).. JRFL / iRBC: Zellen, die iRBC und infiziert mit NL4.3 Luc + Env - R + (JRFL env). vsv-g/uRBC: Zellen, die uRBC und infiziert mit NL4.3 Luc + Env - R + (VSV-G) vsv-g/iRBC. Zellen iRBC belichtet und infiziert mit NL4.3 Luc + Env - R + (VSV-G). <img alt="2" src="/files/ftp_upload/4166/4166fig2.jpg"/&gt; Abbildung 2. . MDM) für 4 Stunden und ausgiebig gewaschen: A) Effekt von Plasmodium falciparum auf HIV-1 Virus-Produktion in MDM MDM wurden uRBC oder iRBC im Verhältnis 75:1 (uRBC / iRBC ausgesetzt. Die Zellen wurden mit 10 ng der NL4.3Bal env p24 für 2 h infiziert. Virale Produktion wurde mittels ELISA für HIV-1 p24 in zellfreien Überstand zu unterschiedlichen Zeitpunkten nach der ursprünglichen viralen Infektion überwacht. . Ein repräsentatives Experiment B) Effekt von Plasmodium falciparum auf HIV-1 virale Transkription in MDM gezeigt MDM wurden mit uRBC oder iRBC im Verhältnis 75:1 (uRBC / iRBC infiziert:. MDM). R +, NL4.3 Luc + Env - - R + (JRFL env) oder NL4.3 Luc + Env - Zellen wurden dann mit 10 ng von p24 von Single-Cycle-Virus (entweder NL4.3 Luc + Env infiziert R + (VSV- g)). Luciferase-Expression wurde in Zelllysaten 72 Stunden nach der ersten Virus-Infektion untersucht. Ein repräsentatives Experiment gezeigt.

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J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Leishmania+infantum+enhances+human+immunodeficiency+virus+type-1+replication+in+primary+human+macrophages+through+a+complex+cytokine+network.">Leishmania infantum enhances human immunodeficiency virus type-1 replication in primary human macrophages through a complex cytokine network.</a> Clinical Immunol. 113, 81-88 (2004).</li></ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Wir haben hier zwei verschiedene Ansätze dargestellt, um die Auswirkungen der Malaria-Parasiten auf dem HIV-1 viralen Zyklus, dh durch Analysieren einer viralen Genexpression oder Nachkommen-Virus Produktion und Replikation in Monozyten abgeleiteten Makrophagen zu analysieren. Ähnliche Ansätze für andere HIV-1-Parasiten Co-Infektionen 16 verwendet. Allerdings sind diese neuen Daten ein Schritt nach vorn bei der Untersuchung von Malaria-HIV-1-Co-Infektionen. . Tatsächlich Diou et al 8 untersuchten die Wirkung von Hämozoin, nicht lebenden Parasiten, auf HIV-1-Replikation; in Übereinstimmung mit unseren Ergebnissen beobachteten sie, dass Hämozoin selbst ausreichend, um virale Produktion von MDM zu hemmen war, und nicht MDMs. Mit der beschriebenen Versuchsanordnung beobachteten wir, dass P. falciparum übt eine klare nachteilige Wirkung auf die HIV-1-Replikationszyklus in Makrophagen: eine signifikante Hemmung der Virusproduktion in Makrophagen Parasiten vorbelichtet beobachtet (Figure 2A) und eine spezifische Wirkung der Parasiten auf die virale Transkription wird in 2B dargestellt. Dennoch können wir nicht weglassen keine zusätzlichen Effekte des Parasiten auf das Eindringen des Virus oder Fusion (decapsidation), oder auf Post-Integration-Mechanismen wie die Proteinsynthese oder Viruspartikelzusammenlagerung und Knospung. Weiterhin ist es möglich, dass eine unterschiedliche Auswirkungen auf HIV-1-Replikation erhalten würde, wenn die Parasiten wurden entweder gleichzeitig oder nach MDM Infektion mit dem Virus zugegeben werden. Unsere in vitro Co-Infektion Modell ist ein leistungsstarkes Tool, um detaillierte Untersuchungen von HIV-1 / P. durchführen falciparum Wechselwirkungen in der Wirtszelle. Zum Beispiel sind die Kombination dieser Versuchsanordnung mit anderen Techniken, wie quantitative Echtzeit-PCR, die gezielt quantifizieren können spezifische Schritte in dem viralen Retrotranskription und viralen Genoms Integration in das Genom der Wirtszelle, durchaus möglich und sollte weiter zu ergeben Insights in die Mechanismen in Co-Infektionen beteiligt. Darüber hinaus spezifische Tests auswerten frühen Schritte des viralen Zyklus (virale Fusion, decapsidation, Quantifizierung Eintrag) können auf diese grundlegende Protokoll angewendet werden, um weiter zu analysieren die Wirkung auf die virale Replikation. Diese Änderungen zeigen, wie flexibel dieses Protokoll in Bezug auf HIV-1-Quantifizierung und Nachweis: ja, auch Standard-HIV-1-Reverse-Transkriptase-Quantifizierungsassayverfahren mit Tritium-markierten Nukleotiden denkbar ersetzen die ELISA für HIV-1 p24. Zusätzlich zu MDM, erwarten wir unser System anpassungsfähig sein, um anderen Zelltypen, die für HIV-1-Malaria-Wechselwirkungen, wie zB Monozyten und dendritischen Zellen. Die Tatsache, dass MDM adhärente Zellen sind, erleichtert ihre Handhabung, erlaubt eine einfache Auswaschen iRBC, die nicht in getroffen worden, oder die in Kontakt mit MDM sind, ohne Eliminierung keine Makrophagen. Ein solcher Vorteil wäre nicht zu dendritischen Zellen und Monozyten, die in Suspension kultiviert werden gelten, was bisher die sichbereitung von uRBC und kostenlos iRBC mit solchen Zellen, und wir sind derzeit Lösung dieses Problems. Unser System könnte auch nützlich sein, komplexere Interaktionen wie die Auswirkungen von Plasmodium-exponierten Monozyten abgeleiteten Zellen auf der HIV-1 viralen Zyklus in anderen Immunzellen wie CD4-positive T-Zellen in Co-Kultivierung von studieren. Schließlich könnte unser Protokoll geeignet sein für Experimente Blick auf die Wirkung von P. falciparum iRBCs auf HIV-1-Reaktivierung in PBMC für die HIV-1 infizierten Personen. Ethik-und Verlustrechnung Humane PBMC wurden aus dem Blut gesunder Spender gewonnen, in Übereinstimmung mit den Leitlinien der Bioethik-Ausschuss des Centre Hospitalier de l&#39;Université Laval Research Center. Eine schriftliche Einverständniserklärung wurde von allen Blutspendern gewonnen.

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> RPMI 1640 </td><td> Multicell </td><td> 350-000-CL </td><td></td></tr><tr><td> PBS-Endotoxin-frei </td><td> Sigma </td><td> D8662 </td><td></td></tr><tr><td> FBS </td><td> Wisent </td><td> 080-150 </td><td> Bei 56 ° C für 30 min hitzeinaktiviert </td></tr><tr><td> Accutase </td><td> eBiosciences </td><td> 00-4555-56 </td><td></td></tr><tr><td> Albumax II </td><td> Gibco </td><td> 11021-037 </td><td> Gelöst in RPMI 1640, filtersterilisiert </td></tr><tr><td> Lymphozyten-Separationsmedium </td><td> Multicell </td><td> 305 bis 010-CL </td><td></td></tr><tr><td> Weiße Platten-Luminometer </td><td> Promega </td><td> Z3291 </td><td></td></tr><tr><td> CS Macs Trennung columms </td><td> Miltenyi Biotech </td><td> 130-041-305 </td><td></td></tr><tr><td> VarioMacs Abscheider </td><td> Miltenyi Biotech </td><td> 130-090-282 </td><td></td></tr><tr><td> Penicillin / Streptomycin-Lösung </td><td> Wisent </td><td> 450 bis 201-EL </td><td></td></tr><tr><td> D-Sorbit </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> S1876 </td><td></td></tr><tr><td> Zellenabstreifer (25 cm) </td><td> Sarstedt </td><td> 83,1830 </td><td></td></tr><tr><td> 24-Well-Zellkulturplatten </td><td> BD Falcon </td><td> 353047 </td><td></td></tr><tr><td> 150 x 20 mm Kulturschale </td><td> Sarstedt </td><td> 83.1803.003 </td><td></td></tr><tr><td> M-CSF </td><td> Genscript </td><td> Z02001 </td><td></td></tr><tr><td> HEPES </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> H4034 </td><td></td></tr><tr><td> Humanes Serum AB + </td><td> Tal Biomedizinische </td><td> HP1022 </td><td></td></tr><tr><td> HBSS </td><td> Wisent </td><td> 311 bis 505-CL </td><td></td></tr><tr><td> Gentamicin </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> G1397 </td><td></td></tr><tr><td> Hypoxanthin </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> H9636 </td><td></td></tr><tr><td> NaHCO 3 </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> S5761 </td><td></td></tr><tr><td> Luciferase Assay System </td><td> Promega </td><td> E1500 </td><td></td></tr><tr><td> Menschliche rote Blutkörperchen </td><td></td><td></td><td> Gewonnen aus CHUL Blutbank gereinigt. </td></tr></tbody></table>

an in vitro co-infection model to study plasmodium falciparum-hiv-1 interactions in human primary monocyte-derived immune cells

Plasmodium falciparum, dem Erreger der tödlichsten Form von Malaria, und Human Immunodeficiency Virus Typ-1 (HIV-1) gehören zu den wichtigsten Gesundheitsprobleme weltweit, verantwortlich für insgesamt 4 Millionen Todesfälle pro Jahr ein. Durch ihre weitgehende Überschneidungen bei der Entwicklung von Regionen, insbesondere Afrika südlich der Sahara, Co-Infektionen mit Malaria und HIV-1 sind häufig, aber das Zusammenspiel zwischen den beiden Krankheiten ist bisher wenig bekannt. Epidemiologische Berichte lassen vermuten, dass Malaria-Infektion vorübergehend erhöht HIV-1-Replikation und erhöht die HIV-1-Viruslast bei co-infizierten Individuen 2,3. Da diese Virämie bleibt hoch für einige Wochen nach der Behandlung mit Malariamittel, könnte dieses Phänomen einen Einfluss auf den Krankheitsverlauf und Übertragung. Die zellulären immunologischen Mechanismen hinter diesen Beobachtungen wurden nur kaum untersucht. Die wenigen in-vitro-Studien InvestigBetrieb dieses Auswirkungen von Malaria auf HIV-1 haben gezeigt, dass die Exposition gegenüber löslichen Malaria-Antigene HIV-1 Infektion und Reaktivierung in Immunzellen zu erhöhen. Jedoch verwendet diese Studien Ganzzellextrakten von P. falciparum-Parasiten Schizonten und peripheren mononukleären Blutzellen (PBMC), so dass es schwer zu entziffern, welche Malaria-Komponente (n) verantwortlich für die beobachteten Effekte und was die Ziel-Host-Zellen waren 4,5 war. Neuere Arbeiten haben gezeigt, dass die Exposition von unreifen Monozyten abgeleitete dendritische Zellen der Malaria Pigment Hämozoin ihre Fähigkeit, HIV-1 an CD4 + T-Zellen 6,7 ausbreitet, sondern dass sie HIV-1 Infektion von Makrophagen 8 reduziert. Um Licht in dieses komplexen Prozesses, eine systematische Analyse der Wechselwirkungen zwischen dem Malariaparasiten und HIV-1 in verschiedenen relevanten primären humanen Zellpopulationen vergossen wird dringend benötigt. Verschiedene Techniken zur Untersuchung der Auswirkungen von HIV-1 auf die Phagozytose von Mikroorganismen und deren Wirkung auf Krankheitserreger HIV-1-Replikation sind beschrieben worden. Wir stellen hier eine Methode, um die Auswirkungen zu untersuchen P. falciparum-infizierten Erythrozyten auf die Replikation von HIV-1 in humanen primären Monozyten abgeleiteten Makrophagen. Die Auswirkungen der Parasitenexposition auf HIV-1 transkriptionalen / translationalen Ereignisse mit einzelnen Zyklus pseudotypisierte Viren, in dem ein Luciferase-Reportergen das Env-Gen ersetzt wurde überwacht, während der Effekt auf die Menge des Virus von der infizierten Makrophagen durch Messen der bestimmt wird, HIV-1 Capsid-Protein p24 mittels ELISA in Zellüberständen.

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An In vitro Co-infection Model to Study Plasmodium falciparum-HIV-1 Interactions in Human Primary Monocyte-derived Immune Cells

Wir haben ein entwickelten<em&gt; In-vitro-</em&gt; Malaria-HIV-1-Co-Infektion Modell, um die Auswirkungen zu studieren<em&gt; Plasmodium falciparum</em&gt; Auf der HIV-1-Replikationszyklus in primären menschlichen Monozyten abgeleiteten Makrophagen. Dieses vielseitige System kann leicht an andere primäre Zelltypen anfällig für HIV-1 Infektion angepasst werden.

Ein<em&gt; In-vitro-</em&gt; Co-Infektion Modell zum Studium<em&gt; Plasmodium falciparum</em&gt; HIV-1-Wechselwirkungen in primären menschlichen Monozyten abgeleitete Immunzellen

Plasmodium falciparum, the causative agent  of the deadliest form of malaria, and human immunodeficiency virus type-1 (HIV-1) are among the most important ...

an-vitro-co-infection-model-to-study-plasmodium-falciparum-hiv-1

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

An In vitro Co-infection Model to Study Plasmodium falciparum-HIV-1 Interactions in Human Primary Monocyte-derived Immune Cells

13.7K Aufrufe.  CHUL (CHUQ), Quebec City, Quebec, Canada. Wir haben ein entwickelten In-vitro- Malaria-HIV-1-Co-Infektion Modell, um die Auswirkungen zu studieren Plasmodium falciparum Auf der HIV-1-Replikationszyklus in primären menschlichen Monozyten abgeleiteten Makrophagen. Dieses vielseitige System kann leicht an andere primäre Zelltypen anfällig für HIV-1 Infektion angepasst werden.

Serie: An In vitro Co-infection Model to Study Plasmodium falciparum-HIV-1 Interactions in Human Primary Monocyte-derived Immune Cells

Seven Steps to Stellate Cells

Hepatic stellate cells are liver-resident cells of star-like morphology and are located in the space of Disse between liver sinusoidal endothelial cells and hepatocytes1,2. Stellate cells are derived from bone marrow precursors and store up to 80% of the total body vitamin A1, 2. Upon activation, stellate cells differentiate into myofibroblasts to produce extracellular matrix, thus contributing to liver fibrosis3. Based on their ability to contract, myofibroblastic stellate cells can regulate the vascular tone associated with portal hypertension4. Recently, we demonstrated that hepatic stellate cells are potent antigen presenting cells and can activate NKT cells as well as conventional T lymphocytes5. 

 Here we present a method for the efficient preparation of hepatic stellate cells from mouse liver. Due to their perisinusoidal localization, the isolation of hepatic stellate cells is a multi-step process. In order to render stellate cells accessible to isolation from the space of Disse, mouse livers are perfused in situ with the digestive enzymes Pronase E and Collagenase P. Following perfusion, the liver tissue is subjected to additional enzymatic treatment with Pronase E and Collagenase P in vitro. Subsequently, the method takes advantage of the massive amount of vitamin A-storing lipid droplets in hepatic stellate cells. This feature allows the separation of stellate cells from other hepatic cell types by centrifugation on an 8% Nycodenz gradient. The protocol described here yields a highly pure and homogenous population of stellate cells. Purity of preparations can be assessed by staining for the marker molecule glial fibrillary acidic protein (GFAP), prior to analysis by fluorescence microscopy or flow cytometry. Further, light microscopy reveals the unique appearance of star-shaped hepatic stellate cells that harbor high amounts of lipid droplets. 


 Taken together, we present a detailed protocol for the efficient isolation of hepatic stellate cells, including representative images of their morphological appearance and GFAP expression that help to define the stellate cell entity.

Here we describe a method for the isolation of hepatic stellate cells from mouse liver. For stellate cell purification, mouse livers are digested in situ and in vitro by pronase-collagenase treatment prior to density gradient centrifugation. This technique yields highly pure hepatic stellate cells.

Seven Steps to Cells Stellate

Hepatic stellate cells are liver-resident  cells of star-like morphology and are located in the space of Disse between  liver sinusoidal endothelial cells ...

Forschung

Immunologie und Infektion

piggyBac Transposon System Modification of Primary Human T Cells

The piggyBac transposon system is naturally active, originally derived from the cabbage looper moth1,2. This non-viral system is plasmid based, most commonly utilizing two plasmids with one expressing the piggyBac transposase enzyme and a transposon plasmid harboring the gene(s) of interest between inverted repeat elements which are required for gene transfer activity. PiggyBac mediates gene transfer through a "cut and paste" mechanism whereby the transposase integrates the transposon segment into the genome of the target cell(s) of interest. PiggyBac has demonstrated efficient gene delivery activity in a wide variety of insect1,2, mammalian3-5, and human cells6 including primary human T cells7,8. Recently, a hyperactive piggyBac transposase was generated improving gene transfer efficiency9,10.
Human T lymphocytes are of clinical interest for adoptive immunotherapy of cancer11. Of note, the first clinical trial involving transposon modification of human T cells using the Sleeping beauty transposon system has been approved12. We have previously evaluated the utility of piggyBac as a non-viral methodology for genetic modification of human T cells. We found piggyBac to be efficient in genetic modification of human T cells with a reporter gene and a non-immunogenic inducible suicide gene7. Analysis of genomic integration sites revealed a lack of preference for integration into or near known proto-oncogenes13. We used piggyBac to gene-modify cytotoxic T lymphocytes to carry a chimeric antigen receptor directed against the tumor antigen HER2, and found that gene-modified T cells mediated targeted killing of HER2-positive tumor cells in vitro and in vivo in an orthotopic mouse model14. We have also used piggyBac to generate human T cells resistant to rapamycin, which should be useful in cancer therapies where rapamycin is utilized15.
Herein, we describe a method for using piggyBac to genetically modify primary human T cells. This includes isolation of peripheral blood mononuclear cells (PBMCs) from human blood followed by culture, gene modification, and activation of T cells. For the purpose of this report, T cells were modified with a reporter gene (eGFP) for analysis and quantification of gene expression by flow cytometry.
PiggyBac can be used to modify human T cells with a variety of genes of interest. Although we have used piggyBac to direct T cells to tumor antigens14, we have also used piggyBac to add an inducible safety switch in order to eliminate gene modified cells if needed7. The large cargo capacity of piggyBac has also enabled gene transfer of a large rapamycin resistant mTOR molecule (15 kb)15. Therefore, we present a non-viral methodology for stable gene-modification of primary human T cells for a wide variety of purposes.

piggyBac Transposon System Modification of Primary Human T Cells

We describe a method to genetically modify primary human T cells with a transgene using the non-viral piggyBac transposon system. T cells modified to using the piggyBac transposon system exhibit stable transgene expression.

piggyBac Transposon-System Modifikation von primären menschlichen T-Zellen

The piggyBac transposon system is naturally active, originally derived from the cabbage looper moth1,2. This non-viral system is plasmid based, most ...

An In vitro Model to Study Heterogeneity of Human Macrophage Differentiation and Polarization

Monocyte-derived macrophages represent an important cell type of the innate immune system. Mouse models studying macrophage biology suffer from the phenotypic and functional differences between murine and human monocyte-derived macrophages. Therefore, we here describe an in vitro model to generate and study primary human macrophages. Briefly, after density gradient centrifugation of peripheral blood drawn from a forearm vein, monocytes are isolated from peripheral blood mononuclear cells using negative magnetic bead isolation. These monocytes are then cultured for six days under specific conditions to induce different types of macrophage differentiation or polarization. The model is easy to use and circumvents the problems caused by species-specific differences between mouse and man. Furthermore, it is closer to the in vivo conditions than the use of immortalized cell lines. In conclusion, the model described here is suitable to study macrophage biology, identify disease mechanisms and novel therapeutic targets. Even though not fully replacing experiments with animals or human tissues obtained post mortem, the model described here allows identification and validation of disease mechanisms and therapeutic targets that may be highly relevant to various human diseases.

An In vitro Model to Study Heterogeneity of Human Macrophage Differentiation and Polarization

Monocyte-derived macrophages are important cells of the innate immune system. Here, we describe an easy to use in vitro model to generate these cells. Using gradient centrifugation, negative bead isolation and specific cell culture conditions, monocyte-derived macrophages can be generated for phenotypic and functional studies.

Ein<em&gt; In-vitro-</em&gt; Modell zur Heterogenität des menschlichen Makrophagen Differenzierung und Polarisierung Studieren

Monocyte-derived macrophages represent an important cell type of the innate immune system. Mouse models studying macrophage biology suffer from the ...

Quantitative In vitro Assay to Measure Neutrophil Adhesion to Activated Primary Human Microvascular Endothelial Cells under Static Conditions

The vascular endothelium plays an integral part in the inflammatory response. During the acute phase of inflammation, endothelial cells (ECs) are activated by host mediators or directly by conserved microbial components or host-derived danger molecules. Activated ECs express cytokines, chemokines and adhesion molecules that mobilize, activate and retain leukocytes at the site of infection or injury. Neutrophils are the first leukocytes to arrive, and adhere to the endothelium through a variety of adhesion molecules present on the surfaces of both cells. The main functions of neutrophils are to directly eliminate microbial threats, promote the recruitment of other leukocytes through the release of additional factors, and initiate wound repair. Therefore, their recruitment and attachment to the endothelium is a critical step in the initiation of the inflammatory response. In this report, we describe an in vitro neutrophil adhesion assay using calcein AM-labeled primary human neutrophils to quantitate the extent of microvascular endothelial cell activation under static conditions. This method has the additional advantage that the same samples quantitated by fluorescence spectrophotometry can also be visualized directly using fluorescence microscopy for a more qualitative assessment of neutrophil binding.

Quantitative In vitro Assay to Measure Neutrophil Adhesion to Activated Primary Human Microvascular Endothelial Cells under Static Conditions

Neutrophil adherence to the activated endothelium at sites of infection is an integral component of the host's inflammatory response. Described in this report is a neutrophil binding assay that allows for the in vitro quantitation of primary human neutrophil binding to endothelial cells activated by inflammatory mediators under static conditions.

Quantitative<em&gt; In-vitro-</em&gt; Assay auf Neutrophile Haftung auf Aktiviert primären humanen mikrovaskulären Endothelzellen unter statischen Bedingungen messen

The vascular  endothelium plays an integral part in the inflammatory response. During the  acute phase of inflammation, endothelial cells (ECs) are ...

An In vitro Model to Study Immune Responses of Human Peripheral Blood Mononuclear Cells to Human Respiratory Syncytial Virus Infection

Human respiratory syncytial virus (HRSV) infections present a broad spectrum of disease severity, ranging from mild infections to life-threatening bronchiolitis. An important part of the pathogenesis of severe disease is an enhanced immune response leading to immunopathology.	Here, we describe a protocol used to investigate the immune response of human immune cells to an HRSV infection. First, we describe methods used for culturing, purification and quantification of HRSV. Subsequently, we describe a human in vitro model in which peripheral blood mononuclear cells (PBMCs) are stimulated with live HRSV. This model system can be used to study multiple parameters that may contribute to disease severity, including the innate and adaptive immune response. These responses can be measured at the transcriptional and translational level. Moreover, viral infection of cells can easily be measured using flow cytometry. Taken together, stimulation of PBMC with live HRSV provides a fast and reproducible model system to examine mechanisms involved in HRSV-induced disease.

An In vitro Model to Study Immune Responses of Human Peripheral Blood Mononuclear Cells to Human Respiratory Syncytial Virus Infection

Human respiratory syncytial virus (HRSV) can cause severe bronchiolitis in young infants. Part of the pathogenesis of severe HRSV disease is caused by the host immune response. Stimulation of primary human immune cells with HRSV provides a fast and reproducible model system to study activation of inflammatory pathways and infection.

Human respiratory syncytial  virus (HRSV) infections present a broad spectrum of disease severity, ranging  from mild infections to life-threatening ...

An In Vitro Model for Measuring Immune Responses to Malaria in the Context of HIV Co-infection

Malaria and HIV co-infection is a growing health priority. However, most research on malaria or HIV currently focuses on each infection individually. Although understanding the disease dynamics for each of these pathogens independently is vital, it is also important that the interactions between these pathogens are investigated and understood. 
We have developed a versatile in vitro model of HIV-malaria co-infection to study host immune responses to malaria in the context of HIV infection. Our model allows the study of secreted factors in cellular supernatants, cell surface and intracellular protein markers, as well as RNA expression levels. The experimental design and methods used limit variability and promote data reliability and reproducibility. 
All pathogens used in this model are natural human pathogens (Plasmodium falciparum and HIV-1), and all infected cells are naturally infected and used fresh. We use human erythrocytes parasitized with P. falciparum and maintained in continuous in vitro culture. We obtain freshly isolated peripheral blood mononuclear cells from chronically HIV-infected volunteers. Every condition used has an appropriate control (P. falciparum parasitized vs. normal erythrocytes), and every HIV-infected donor has an HIV uninfected control, from which cells are harvested on the same day. This model provides a realistic environment to study the interactions between malaria parasites and human immune cells in the context of HIV infection.

An In Vitro Model for Measuring Immune Responses to Malaria in the Context of HIV Co-infection

Human co-infection is difficult to replicate in vitro. However, human malaria parasites can readily be cultured in vitro, as can freshly isolated human peripheral blood mononuclear cells naturally infected with HIV. This provides an excellent model for studying early immune responses to malaria parasites in the context of HIV co-infection.

Ein<em&gt; In-vitro-</em&gt; Modell zur Messung der Immunantwort auf Malaria im Kontext der HIV-Koinfektion

Malaria and HIV co-infection is a growing health priority. However, most research on malaria or HIV currently focuses on each infection individually. ...

Generation of Human Monocyte-derived Dendritic Cells from Whole Blood

Dendritic cells (DCs) recognize foreign structures of different pathogens, such as viruses, bacteria, and fungi, via a variety of pattern recognition receptors (PRRs) expressed on their cell surface and thereby activate and regulate immunity. 
The major function of DCs is the induction of adaptive immunity in the lymph nodes by presenting antigens via MHC I and MHC II molecules to na&#239;ve T lymphocytes. Therefore, DCs have to migrate from the periphery to the lymph nodes after the recognition of pathogens at the sites of infection. For in vitro experiments or DC vaccination strategies, monocyte-derived DCs are routinely used. These cells show similarities in physiology, morphology, and function to conventional myeloid dendritic cells. They are generated by interleukin 4 (IL-4) and granulocyte-macrophage colony-stimulating factor (GM-CSF) stimulation of monocytes isolated from healthy donors. Here, we demonstrate how monocytes are isolated and stimulated from anti-coagulated human blood after peripheral blood mononuclear cell (PBMC) enrichment by density gradient centrifugation. Human monocytes are differentiated into immature DCs and are ready for experimental procedures in a non-clinical setting after 5 days of incubation.

Here, we demonstrate how monocytes are isolated by magnetic bead separation from peripheral blood mononuclear cells after density gradient centrifugation of human anti-coagulated blood. Following incubation for 5 days, human monocytes are differentiated into immature dendritic cells and are ready for experimental procedures in a non-clinical setting.

Herstellung von menschlichen Monozyten abgeleiteten Dendritischen Zellen aus Vollblut

Dendritic cells (DCs) recognize foreign structures of different pathogens, such as viruses, bacteria, and fungi, via a variety of pattern recognition ...

Human Colonoid Monolayers to Study Interactions Between Pathogens, Commensals, and Host Intestinal Epithelium

Human 3-dimensional (3D) enteroid or colonoid cultures derived from crypt base stem cells are currently the most advanced ex vivo model of the intestinal epithelium. Due to their closed structures and significant supporting extracellular matrix, 3D cultures are not ideal for host-pathogen studies. Enteroids or colonoids can be grown as epithelial monolayers on permeable tissue culture membranes to allow manipulation of both luminal and basolateral cell surfaces and accompanying fluids. This enhanced luminal surface accessibility facilitates modeling bacterial-host epithelial interactions such as the mucus-degrading ability of enterohemorrhagic E. coli (EHEC) on colonic epithelium. A method for 3D culture fragmentation, monolayer seeding, and transepithelial electrical resistance (TER) measurements to monitor the progress towards confluency and differentiation are described. Colonoid monolayer differentiation yields secreted mucus that can be studied by the immunofluorescence or immunoblotting techniques. More generally, enteroid or colonoid monolayers enable a physiologically-relevant platform to evaluate specific cell populations that may be targeted by pathogenic or commensal microbiota.

Here, we present a protocol to culture human enteroid or colonoid monolayers that have intact barrier function to study host epithelial-microbiota interactions at the cellular and biochemical level.

Menschliche Colonoid Monolagen Wechselwirkungen zwischen Erreger, Kommensalen und Host Darmepithel zu studieren

Human 3-dimensional (3D) enteroid or colonoid cultures derived from crypt base stem cells are currently the most advanced ex vivo model of the intestinal ...

High-Efficiency Generation of Antigen-Specific Primary Mouse Cytotoxic T Cells for Functional Testing in an Autoimmune Diabetes Model

Type 1 Diabetes (T1D) is characterized by islet-specific autoimmunity leading to beta cell destruction and absolute loss of insulin production. In the spontaneous non-obese diabetes (NOD) mouse model, insulin is the primary target, and genetic manipulation of these animals to remove a single key insulin epitope prevents disease. Thus, selective elimination of professional antigen presenting cells (APCs) bearing this pathogenic epitope is an approach to inhibit the unwanted insulin-specific autoimmune responses, and likely has greater translational potential.
Chimeric antigen receptors (CARs) can redirect T cells to selectively target disease-causing antigens. This technique is fundamental to recent attempts to use cellular engineering for adoptive cell therapy to treat multiple cancers. In this protocol, we describe an optimized T-cell retrovirus (RV) transduction and in vitro expansion protocol that generates high numbers of functional antigen-specific CD8 CAR-T cells starting from a low number of naive cells. Previously multiple CAR-T cell protocols have been described, but typically with relatively low transduction efficiency and cell viability following transduction. In contrast, our protocol provides up to 90% transduction efficiency, and the cells generated can survive more than two weeks in vivo and significantly delay disease onset following a single infusion. We provide a detailed description of the cell maintenance and transduction protocol, so that the critical steps can be easily followed. The whole procedure from primary cell isolation to CAR expression can be performed within 14 days. The general method may be applied to any mouse disease model in which the target is known. Similarly, the specific application (targeting a pathogenic peptide/MHC class II complex) is applicable to any other autoimmune disease model for which a key complex has been identified.

This article describes a protocol for the generation of antigen-specific CD8 T cells, and their expansion in vitro, with the aim of yielding high numbers of functional T cells for use in vitro and in vivo.

Hocheffiziente Generierung von Antigen-spezifischen primären Maus-Zytotoxischen T-Zellen für Funktionstests in einem Autoimmun-Diabetes-Modell

Type 1 Diabetes (T1D) is characterized by islet-specific autoimmunity leading to beta cell destruction and absolute loss of insulin production. In the ...

siRNA Electroporation to Modulate Autophagy in Herpes Simplex Virus Type 1-Infected Monocyte-Derived Dendritic Cells

Herpes simplex virus type-1 (HSV-1) induces autophagy in both, immature dendritic cells (iDCs) as well as mature dendritic cells (mDCs), whereas autophagic flux is only observed in iDCs. To gain mechanistic insights, we developed efficient strategies to interfere with HSV-1-induced autophagic turnover. An inhibitor-based strategy, to modulate HSV-1-induced autophagy, constitutes the first choice, since it is an easy and fast method. To circumvent potential unspecific off-target effects of such compounds, we developed an alternative siRNA-based strategy, to modulate autophagic turnover in iDCs upon HSV-1 infection. Indeed, electroporation of iDCs with FIP200-specific siRNA prior to HSV-1 infection is a very specific and successful method to ablate FIP200 protein expression and thereby to inhibit autophagic flux. Both presented methods result in the efficient inhibition of HSV-1-induced autophagic turnover in iDCs, whereby the siRNA-based technique is more target specific. An additional siRNA-based approach was developed to selectively silence the protein expression of KIF1B and KIF2A, facilitating autophagic turnover upon HSV-1 infection in mDCs. In conclusion, the technique of siRNA electroporation represents a promising strategy, to selectively ablate the expression of distinct proteins and to analyze their influence upon an HSV-1 infection.

In this study, we present inhibitor- and siRNA-based strategies to interfere with autophagic flux in Herpes simplex virus type-1 (HSV-1)-infected monocyte-derived dendritic cells.

Ein

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Seven Steps to Cells Stellate

piggyBac Transposon-System Modifikation von primären menschlichen T-Zellen

Ein

Quantitative

An In vitro Model to Study Immune Responses of Human Peripheral Blood Mononuclear Cells to Human Respiratory Syncytial Virus Infection

Ein

Herstellung von menschlichen Monozyten abgeleiteten Dendritischen Zellen aus Vollblut

Menschliche Colonoid Monolagen Wechselwirkungen zwischen Erreger, Kommensalen und Host Darmepithel zu studieren

Hocheffiziente Generierung von Antigen-spezifischen primären Maus-Zytotoxischen T-Zellen für Funktionstests in einem Autoimmun-Diabetes-Modell

siRNA Elektroporation zur Modulation der Autophagie bei Herpes Simplex Virus Typ 1-Infected Monocyte-Derived Dendritic Cells