Dieses Projekt war Teil durch Unterstützung der Johns Hopkins University, Büro des Provost durch die Gateway-Science Initiative.

<ol><li> Beginnen Sie den Betrieb mit Gefäß-Setup. Ein herkömmlicher Fermenter besteht aus folgenden Komponenten, die auf (Abbildung 1) installiert werden müssen: <ol><li> pH-Sonde - für die Messung von pH-Wert in der Live-Kultur. Kalibrieren Sonde vor der Installation und sterilisieren mit dem Gefäß. Installieren Sonde in der Kopfplatte. </li><li> pO 2-Sonde - für die Messung von gelöstem Sauerstoff im Inneren des Schiffes während der Gärung. Installieren Sie in der Kopfplatte. </li><li> Ernte-Rohr zum Abtasten der Kultur. Installieren Sie dieses höhenverstellbar Komponente in der Kopfplatte. </li><li> Gasverteiler - liegt am Boden des Behälters und liefert Gas Infusion zu der Kultur. Haken Sprinkler bis zu der Gasquelle auf der Fermenter und montieren in der Kopfplatte. </li><li> Laufrad Welle und Laufrad - das Laufrad rührt die Kultur und ist entscheidend für die Aufrechterhaltung der Einheitlichkeit Kultur im Behälter. </li><li> Abgaskühler - zur Verminderung der Verdampfungsverlust im Behälter durch Abkühlen der Abgasweg. </li><li> Reagenz Pumpleitungen zur pH-Kontrolle oder Futtermittel hinaus. </li></ol></li><li> Reinigen Sie das Schiff und Kopfplatte mit Wasser und Seife. Eine weiche Bürste zum Waschen des Gefäßes und Kopfplatte empfohlen. Bleich-oder Reinigungsmittel mit Chlor kann verwendet werden, um den Behälter zu reinigen. </li><li> Wenn die Medien nicht hitzelabil sind, fügen Sie ihn der sauberen Gefäß. Fügen Sie nur, bis die maximale Arbeitsvolumen erreicht ist. In diesem Fall beträgt die maximale Arbeitsvolumen 3,3 L für einen 5 l Gesamtvolumen Gefäß. </li><li> Montieren Sie das Gefäß Kopfplatte, so dass der O-Ring-Dichtung richtig sitzt. </li><li> Installieren Sie den Abgaskondensator. </li><li> Installieren Sie die Antischaumsonde in die 10 mm-Anschluss. </li><li> Installieren Sie das Rohr in seine Ernte 10 mm Port. Setzen Sie ein Stück Schlauch auf der Oberseite der sie und klemmen Sie sie ab. </li><li> Installieren Schläuche und einen 0,20 um Filter auf der Einlassspülung und dann klemmen Sie diese aus. </li><li> Kalibrieren Sie die pH-Sonde: <ol><li> Sammeln Sie 2 Referenzpuffer in kleinen Bechern, einer Waschflasche und ein Ersatz wash Becher. </li><li> Haken Sie die pH-Sonde bis in den Fermenter und drehen Sie den Fermenter auf. </li><li> Blättern Sie auf den Parameter pH-Wert und mit der Menütaste, blättern Sie zu der Option &quot;Cal&quot; und drücken Sie &quot;Enter&quot;. </li><li> Wählen Sie &#39;2 &#39;für 2-Punkt-Kalibrierung. </li><li> Waschen Sie die Sondenspitze und tauchen in der niedrigen Referenzpuffer. Der Wert auf dem Fermenter stabilisieren. Über die Tasten + und -, stellen Sie den angezeigten Wert auf den Wert der pH-Referenz-Puffer entsprechen. Sobald es aufhört zu blinken, drücken Sie &quot;Enter&quot;. </li><li> Waschen Sie die Sonde ab und legen Sie sie in der zweiten Referenzpuffer. Lassen Sie den Wert zu stabilisieren und dann über die Tastatur, um die angezeigte Wert entsprechen den hohen Referenzpufferwert. Drücken Sie &quot;Enter&quot; bestätigen. </li><li> Waschen Sie die Sondenspitze aus und ziehen Sie es aus dem Fermenter. Setzen Sie die Schutzkappe für den Anschluss und installieren Sie es in der Kopfplatte. </li></ol></li><li> Öffnen Sie die pO 2 Sondenspitze und zu überprüfen, um sicherzustellen, dass esist genug, Elektrolyt, um die Spitze zu decken. Falls nicht, fügen Sie einige in den Vorratsbehälter und schließen Sie es wieder auf. </li><li> Installieren Sie die pO 2-Sonde in der Kopfplatte und stellen Sie sicher, dass der Autoklav Kappe auf seiner elektrischen Verbindungen zu schützen. Es wird nach der Sterilisation zu kalibrieren. </li><li> Besorgen Sie sich eine Flasche für Reagenz-Feed mit einem Tauchrohr und Luftfilter. In Pumpschlauch auf dem Tauchrohr-Anschluss und das andere Ende an den Einlass-Anschluss auf der Fermenter. </li><li> Platz Schlauch auf alle unbenutzten Ports klemmen Schlauch aus. </li><li> Installieren eines 0,45 &amp;mgr; m auf der Abgaskühler. Dieser Filter sorgt dafür, dass das Schiff nicht im Autoklaven unter Druck. </li><li> Prüfen, ob alle Rohre, die unter dem Niveau der Medien gehen werden abgeklemmt, Medien aus Coming Out zu verhindern. </li><li> Setzen Sie das Schiff im Autoklaven für 25 bis 30 Minuten bei 121 ° C, Flüssigkeitskreislauf. Vorsicht: Wenn es herauskommt, wird es sehr heiß. </li><li> Installieren Sie das Schiff auf der Fermenter Basis. </li><li> Schließen Sie den pH-WertSondenkabel. </li><li> Befestigen Sie die pO 2-Sonde Kabel. </li><li> Haken Sie die Sprinkler bis zu der Gasmesser hinaus. </li><li> Steril hinzufügen 1 M NaOH-Reagenz an der Flasche mit dem Tauchrohr und installieren Sie den Pumpenkopf auf der Grundpumpenkopf Spindel. </li><li> Setzen Sie den Temperaturfühler im Schutzrohr auf der Kopfplatte. Stellen Sie sicher, dass es geht den ganzen Weg auf den Boden des Schutzrohres. </li><li> Senken Sie den Arm auf die Agitation Gefäße Laufrad Kupplung. </li><li> Stellen Sie sicher, dass der Fermenter ist. </li><li> Prüfen Sie, ob Wasser vorhanden ist, um den Fermenter. </li><li> Schalten Sie die Luftzufuhr in den Fermenter. </li><li> Blättern Sie zu dem Temperaturparameter und die Temperatur auf 37 ° C Drücken Sie die Taste &quot;Enter&quot;, um die Temperatursteuerung starten. Das Schiff wird in 15 min oder weniger erwärmen. </li><li> Drehen, um den Gasstrom 1 Gefäßvolumen Medium pro Minute oder weniger. Für diese Einrichtung ist Gasstrom 3 l / min. Bubbles sollte unten angezeigt. </li><li> Blättern Sie zu der Agitation parameter und auf 300 Umdrehungen pro Minute eingestellt. Drücken Sie die Eingabetaste, um auf der Agitation zu machen. </li><li> Sobald die Temperatur 37 ° C erreicht, blättern Sie zu dem Parameter pH-Wert und legen Sie es auf 6,8. Drehen Sie den pH-Kontrolle durch Drücken der Taste &quot;Enter&quot;. </li><li> Eingestellt Rühren zu der maximalen Geschwindigkeit von 1000 rpm für den Lauf. </li><li> Stellen Sie sicher, dass die pO 2-Sonde richtig polarisiert, um die richtigen Werte anzeigen. Nach 2 Stunden, blättern Sie zu dem Parameter pO 2 und verwenden Sie die &quot;Menü&quot;-Taste, um das &quot;Kalibrieren Funktion &#39;wählen und wählen Sie die 1-Punkt-Kalibrierung. </li><li> Nach 15 Minuten, verwenden Sie die Cursor, um den Wert auf 100 gesetzt, und drücken Sie &quot;Enter&quot;. Dies wird pO 2 zu kalibrieren. </li><li> Blättern Sie zu Unruhe und zu 300 Umdrehungen pro Minute eingestellt. </li><li> Mit der &quot;Menü&quot;-Taste, schalten Sie den &#39;Cascade&#39; auf &#39;on&#39; in der Unruhe-Menü. Dadurch wird die Geschwindigkeit der Bewegung in dem Bemühen, zerhacken Luftblasen und zwingen mehr Sauerstoff in Lösung als Wachstums Nachfrage zunimmt. </li&gt; <li> Blättern Sie zu dem Parameter pO 2 und setzen Sie den Wert auf 30 erhöht. Drücken Sie die Taste &#39;Enter&#39; pO 2 zu starten. </li><li> Startet die Steuerungssoftware auf dem PC. </li><li> Sobald die Sonden kalibriert sind, ist Rühren stabil bei 300 Upm, die Temperatur bei 37 ° C und pH-Wert in der Nähe von 6,8, ist es Zeit, zu beimpfen. Mit Alkohol, sterilisieren, den Hafen, die zur Impfung verwendet wird. </li><li> Zeichnen Sie den Impfstoff in eine Spritze und fügen Sie es in den sterilisierten Port. Schließen Sie den Anschluss. </li><li> Markieren Sie die Zeit der Impfung in einem Logbuch. </li><li> Es ist auch wichtig, um eine Probe zu nehmen Sterilisationszeit. Sterilisieren Sie das Ende der Ernte Rohr Rohr mit Alkohol. </li><li> Öffnen Sie die Klammer für den Ernte-Anschluss und mit einer Spritze, um eine Probe zu ziehen. Diese erste Probe wird in der Regel verworfen werden, da es in der Rohr gesessen. </li><li> Verwenden Sie eine andere Spritze, um eine weitere Probe zu ziehen. </li><li> Mit einem dritten Spritze, drücken Sie wieder Luft durch das Rohr, so viel Totvolumen entfernenvon der Linie und klemmen Sie die Zeile aus. </li><li> Bestimmen Sie die Zelldichte und pH-Wert und die Werte notieren. Mit mikrobiellen Kulturen, ist es sinnvoll, Werte einloggen jede Stunde. Interval ist Kultur abhängig. </li><li> Ernte-Methode hängt von der Absicht, für die Kultur nach dem Wachstum abgeschlossen ist. In diesem Fall probieren Sie die Kultur eine letzte Frist bis zum Endpunkt Werte für die Zelldichte und pH-Wert möglich oder die Messung von Zellfeuchtmasse zu erhalten. Öffnen Sie die Kopfplatte der Inhalte in einem ausgewiesenen &quot;Kill-Tank&quot; mit Bleichmittel oder andere antimikrobielle Mittel angeordnet ist. </li></ol>

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	<li>Shuler, M., Kargi, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Bioprocess Engineering Basic Concepts. , (2002).</li><li>Hambor, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bioreactor+Design+and+Bioprocess+Controls+for+Industrialized+Cell+Processing.">Bioreactor Design and Bioprocess Controls for Industrialized Cell Processing.</a> BioProcess International. 10 (6), 22-33 (2012).</li><li>Julien, C., Whitford, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bioreactor,+Monitoring,+Modeling+and+Simulation.">Bioreactor, Monitoring, Modeling and Simulation.</a> BioProcess International. 5 (01), S10-S17 (2007).</li><li>Fike, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nutrient+Supplementation+Strategies+for+Biopharmaceutical+Production.+Part+1:+Identifying+a+Formulation.">Nutrient Supplementation Strategies for Biopharmaceutical Production. Part 1: Identifying a Formulation.</a> BioProcess International. 7 (11), 46-52 (2009).</li><li>Jana, S., Deb, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Strategies+for+efficient+production+of+heterologous+proteins+in+Escherichia+coli.">Strategies for efficient production of heterologous proteins in Escherichia coli.</a> Appl Microbiol Biotechnol. 67, 289-298 (2005).</li><li>Wang, Z., Ly, M., Zhang, F., Zhong, W., Suen, A., Hickey, A. M., Dordick, J. S., Linhardt, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=E.+coli+K5+fermentation+and+the+preparation+of+heparosan,+a+bioengineered+heparin+precursor.">E. coli K5 fermentation and the preparation of heparosan, a bioengineered heparin precursor.</a> Biotechnol. Bioeng. 107, 964-973 (2010).</li><li>Baltz, R. H., Demain, A. L., Davies, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Manual of Industrial Microbiology and Biotechnology. , (2010).</li><li>Infors, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Minifors operating Manual and user guide. , .</li></ol>

Autor A. Magno ist ein Mitarbeiter der ATR Biotech, die Reagenzien und Instrumente in diesem Artikel verwendet produziert.

Rührkessel-Bioreaktoren sind der Standard in der Biotechnologie-Industrie und haben seit über 40 Jahren 1 verwendet. Die kleine Rührkessel wurde für Scale-up, Scale-Down, Stammoptimierung, Charakterisierung und Prozessentwicklung wichtig. Es kann auch eine wichtige Rolle bei der Entwicklung von individualisierten Medizin 2. Der kleine Bioreaktor am ähnlichsten ist in-situ-Bedingungen für das Zellwachstum, weil sie überwacht und in einem Durchlauf zu optimieren. Meistens werden die ersten Experimente mit Schüttelkolben durchgeführt, aber die Bedingungen in der kleinen Bioreaktor erheblich vom Schüttelkolben. In einem Experiment haben wir festgestellt, dass die Bedingungen für ein optimales Wachstum von E. coli und Herstellung des grün fluoreszierenden Proteins (GFP) in Schüttelkolben nicht in den gerührten Tank (unveröffentlichte Daten) zu übersetzen. Andere Methoden der wachsenden Zellen in großem Maßstab sind Rollerflaschen, single use Schaukel Plattform Bioreaktoren 3 und größeren einzelnen Bioreaktoren mit einem Arbeitsvolumen von 50 bis 5.000 L. Jede Methode bietet Herausforderungen für Scale-up, aber hat einen Platz in der Produktion gefunden. Die einzelne Verwendung Schwingplattform Bioreaktor ist ähnlich zu dem gerührten Tank und liefert eine geregelte Umgebung. Es unterscheidet sich von dem Rührbehälter in diesem Mischen erfolgt durch eine Schwenkbewegung um Wellen zu Zelle Absetzen zu verhindern und Oxygenierung zu erzeugen. Die Hydrodynamik für dieses Verfahren unterscheidet sich von dem Rührbehälter und maximales Volumen auf 1000 L. Die Unterschiede können Zellwachstum und die Produktproduktion beeinflussen beschränkt. Andere Einzelnutzung Systeme kombinieren die Rührkessel mit dem Einweg-Reaktor, eine Plattform bieten, mit einem Minimum an Infrastruktur und damit verbundenen Aufwand und die Fähigkeit für Hochdurchsatz-Bioprozess-4. Neue Benutzer von Tischbioreaktoren können Probleme Bestimmung anfänglichen Sollwerte für pH, pO 2 und Temperatur habenTemperatur, aber veröffentlichte Forschungs können diese Informationen 5, 6, 7, 8, 9 verwiesen werden. Mit Bakterienkulturen, insbesondere empfiehlt es sich, unter Rühren bei der gleichen Geschwindigkeit wie die Schüttelkolben und der Temperatur bei der gleichen Sollwert startet. Kultur pH-Wert der letzten Schüttelkolben Läufe können auch als Ausgangspunkt verwendet werden. Einstellung der pO 2-Wert ist schwieriger und wird in der Regel empirisch ermittelt. , Beginnend mit 50% pO 2 ist jedoch eine empfohlene Ausgangspunkt.

Basisfermentationstechnologie ist eine Erweiterung der einfachen Schüttelkolben Technik für wachsende Kulturen. Es entstand aus dem Wunsch, Wachstumsumgebungen für lebende Kulturen in einer vollständigeren und quantitative Weise zu steuern. Batch-Kultur Schüttelkolben sind in der Regel durch ungenaue Kontrolle der Temperatur beschränkt. Temperaturverteilung in einem inkubiert Shaker oder warmen Zimmer ist sehr variabel, manchmal verirrt 5 ° C oder mehr von der vorgesehenen Sollwert. Da der Schüttelkolben wird normalerweise bei einer festen Geschwindigkeit bewegt, ist die Sauerstoffaufnahme und Gasaustausch beschränkt. Sobald das vorhandene Umgebungs Sauerstoff verbraucht ist, den meisten Kulturen nicht zu gedeihen. Es gibt keine pH-Kontrolle in Schüttelkolben. In vielen Fällen, wenn die Kultur nicht von Futter-Vorrat begrenzt ist, saure wird es zu dem Punkt der Schaden für die Kultur und die Atmung verlangsamt sich dramatisch. Die meisten Schüttelkolben-Kulturen werden auch als &quot;Los&quot;, was bedeutet, dass sie nur einmal am oder nahe dem Beginn der Kulturen inoculatio speist laufenn. Nach der ersten Kohlenstoffquelle verbraucht ist, stoppt der Kultur wachsen. In einigen Fällen kann seinen Stoffwechsel zu verschieben und beginnen, andere Metaboliten in dem Kulturmedium verbraucht, manchmal, die die Eigenschaften der resultierenden Biomasse oder Protein. Schüttelkolben sind gewöhnlich einer Medienverdampfungsverlust in wärmeren Umgebungen Kultur, typischerweise 10% Volumen pro 24 Stunden bei 37 ° C. Dieser Verlust ändert die Dichte der Kultur und verbietet längere Zeitbetrieb des Systems. Schließlich kann der Benutzer stoßen Schäumen aus den Medien nach dem Rühren. Das Auftreten von Schaum in dem Kopfraum über der Kultur wird der Gasaustausch und weitere Knie Wachstum begrenzen. Die Grundfermentationssystem ist entworfen, um alle diese Einschränkungen zu adressieren. Sorgfältige Temperatursteuerung in Fermentationsbehälter durch die Verwendung von Laufradbewegung und einem Heizmantel erreicht. Ein Sensor in das Gefäß und Regelung der Heizung und Kühlung dieser Jacke üblicherweise eingesetztErgebnisse der Temperaturregelung ± 0,1 º C um den Sollwert. Tisch-Fermenter der Regel bieten Kontrolle der pH-Wert über flüssige Reagenz zusätzlich durch eine Pumpe. Der pH-Wert wird kontinuierlich in dem Bemühen, die optimale Umgebung für das Zellwachstum zu halten überwacht. Eine ausreichende Belüftung ist durch die oben erwähnte Mischflügel oder durch die Beimischung von Luft oder Sauerstoff ergänzt Gas direkt in die Kultur eingetragen. Bei scherempfindlichen Kulturen, Sauerstoff ergänzt Gas der primäre Mechanismus für die Aufrechterhaltung der Sauerstoffgehalt in der Kultur. Messung von Sauerstoff in der Lösung wird gewöhnlich durch eine polarographische Sonde, die normalerweise nicht für die Verwendung in Schüttelkolben erhältlich erreicht. Es ist auch möglich, kontinuierlich oder periodisch hinzuzufügen Zufuhr zu dem Behälter, um das Wachstum in einer linearen oder exponentiellen Art und Weise aufrecht zu erhalten. Die Austrittsgaskondensator eine kalte Oberfläche für Dampf in den Abgasstrom zu kondensieren, wodurch die Erhaltung Kulturvolumen und Dichte. Periodische Zugabe von Antischaum Tensid betätigteneine Leitfähigkeitssonde in der Kultur, wodurch Schaum auf der Oberfläche und damit den Gasaustausch. Das Schiff, mit allen Sonden, Armaturen, Laufräder, Ernte Rohre und Röhren, zusammengebaut und in einem Standard-Autoklaven sterilisiert. Sonde nach der endgültigen Kalibrierung und Stabilisierung der Betriebsumgebung wird die Kultur in den Behälter gegeben. Das System kann dann verwendet werden, um die Kultur in einer Weise, die mehr quantitative und genauer als mit einem Schüttelkolben Methode charakterisieren. Strenge Kontrolle von Temperatur, pH, Sauerstoffgehalt, Futterverbrauch, Flüssigkeitsverdampfung und Schaumniveaus alle zu einem viel höheren Biomasse und bessere Eiweißausbeute beitragen.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="356">
	<colgroup>
		<col />
		<col span="2" />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:123px;">Name</td>
			<td style="width:117px;">Company</td>
			<td style="width:117px;">Catalog Number</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:123px;">LB broth</td>
			<td style="width:117px;">Sigma</td>
			<td style="width:117px;">L3022</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:123px;">ampicillin</td>
			<td style="width:117px;">Sigma</td>
			<td style="width:117px;">A1593-25G</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:123px;">LB broth</td>
			<td style="width:117px;">Sigma</td>
			<td style="width:117px;">L3022</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:123px;">antifoam 204</td>
			<td style="width:117px;">Sigma</td>
			<td style="width:117px;">A8311</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:123px;"> </td>
			<td style="width:117px;"> </td>
			<td style="width:117px;"> </td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:123px;">1 M Sodium Hydroxide</td>
			<td style="width:117px;">Sigma</td>
			<td>38215-1EA-R</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:123px;">Reference Buffer, pH 4.00</td>
			<td style="width:117px;">Sigma</td>
			<td style="width:117px;">B5020</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:123px;">Reference Buffer, pH 7.00</td>
			<td style="width:117px;">Sigma</td>
			<td style="width:117px;">B4770</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:123px;">pO2 probe electrolyte</td>
			<td style="width:117px;">Broadley James</td>
			<td>AS-3140-C30-0025</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:123px;">0.45 micron filter</td>
			<td style="width:117px;">Cole Parmer</td>
			<td style="width:117px;">EW-02915-22</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:123px;">0.22 micron filter</td>
			<td style="width:117px;">Cole Parmer</td>
			<td style="width:117px;">EW-29950-40</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:123px;">Luer Lock syringe, 10 mL</td>
			<td style="width:117px;">Cole Parmer</td>
			<td style="width:117px;">EW-07940-12</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:123px;">Minifors Bioreactor</td>
			<td style="width:117px;">Infors HT</td>
			<td style="width:117px;">B-Pack 5.0</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:123px;">Air Admiral air pump</td>
			<td style="width:117px;">Cole Parmer</td>
			<td style="width:117px;">EW-79202-00</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:123px;">1175 PD Chilling circulator</td>
			<td style="width:117px;">VWR</td>
			<td style="width:117px;">13721-204</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

operation of a benchtop bioreactor

Fermentationssysteme werden verwendet, um eine optimale Wachstumsbedingungen für viele verschiedene Arten von Zellkulturen zu schaffen. Die Fähigkeit von Fermentern lieferte sorgfältig zu steuern Temperatur, pH und gelöstem Sauerstoff-Konzentrationen, insbesondere sind sie für den Einsatz effizienter Groß Wachstum und Expression von Fermentationsprodukten. Dieses Video wird kurz die Vorteile der Fermenter über die Schüttelkolben. Es wird auch Schlüsselkomponenten einer typischen Tisch-Fermentationssystem identifizieren und grundlegende Anweisungen auf Setup des Schiffes und Kalibrierung der Sonden. Der Betrachter wird mit dem Sterilisationsverfahren vertraut gemacht und gezeigt, wie man das Wachstumsmedium in dem Behälter mit der Kultur zu beimpfen. Bedienkonzept, Sampling, und die Ernte wird auch demonstriert werden. Einfache Datenanalyse und Systembereinigung wird auch diskutiert werden.

Der Bioreaktor kann mit oder ohne die IRIS-Software ausgeführt werden. Allerdings, um Daten zu erfassen, ist es am besten, um die Software zu nutzen. Vor der Zugabe von Bakterien, muss der pH-und Sauerstoffsensoren kalibriert werden, das Laufrad und die Drehzahlsolltemperatur einzustellen. In Fig. 2 ist die Datenausgabe für einen Bioreaktor Lauf dargestellt. Die Temperatur wurde auf 30 º C, die Rührgeschwindigkeit auf 200 Upm eingestellt. Die Parameter können für jeden Versuch unterschiedlich sein, aber vor der Zugabe der Bakterien, sollte das System im Gleichgewichtszustand sein. In Fig. 3 ist die Änderung der Sauerstoffkonzentration mit der Zugabe der Bakterienkultur gezeigt. Die Sollwerte für diesen Versuch sind 37 ° C, Rührer bei 200 U, O 2 bei 70%. Zum Zeitpunkt 19.20 Uhr, die Förderpumpe liefert die bakterielle Keimkultur bei einer OD von 0,1 was ein unmittelbar in der O 2-Niveau sinken. Der Bioreaktor reagiert auf die Veränderung O 2-Pegel mit einem Anstieg in der Luftströmung und Laufraddrehzahl. Ter Sollwerte für die Erhöhungen in der Kaskade (Schritt 35) gesetzt. Der Reaktor pH wurde in Echtzeit überwacht, wobei der pH-Wert abnimmt, dann zunimmt, wenn der pH Linie Schwankung im Laufe der Zeit (Fig. 4) gezeigt. Der gesamte Durchlauf analysiert werden und Parameter für nachfolgende Experimente eingestellt. <img alt="Figur 1" src="/files/ftp_upload/50582/50582fig1.jpg" /> Fig. 1 ist. Tischbioreaktor mit allen beschriftet und miteinander verbundenen Teilen. Dieses Bild zeigt den Rührkessel zu Beginn des Laufs. Die Teile des Reaktors sind beschriftet und sind die Sensoren, Laufrad, Temperaturanzeige, Futter-und Probenflaschen, Abgas Hafen, Luftdruckmesser, Wärmemantel, Kondensator Turm und Bedienfeld. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/50582/50582fig2.jpg" /> 2. Screen-Bild der Bioreaktor sofTWARE zu Beginn der Flucht. Zu Beginn der Rührkessel Lauf wurde die Temperatur auf 30 ° C (gelbe Linie) gesetzt, Laufrad Geschwindigkeit auf 200 Umdrehungen pro Minute (rote Linie), pH-Wert bei 6,5 (grüne Linie), und pO 2 bei 57,2% (blaue Linie). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50582/50582fig2large.jpg" target="_blank">Klicken Sie hier, um eine größere Abbildung anzuzeigen</a> . <img alt="Fig. 3" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/50582/50582fig3.jpg" /> 3. Schirmbild des Bioreaktors Software während der Lauf Sauerstoff abnimmt. Wenn die Kultur in der aktiven Wachstumsphase verbraucht Sauerstoff und die Menge an Sauerstoff in dem Reaktor verringert wird (blaue Linie). Durch die Erhöhung der Laufraddrehzahl, mehr Sauerstoff in der Kultur (rote Linie) hinzugefügt werden. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50582/50582fig3large.jpg" target="_blank">Klicken Sie hier, um eine größere Abbildung anzuzeigen</a> . 4. Screen-Bild von Bioreaktor-Software, die pH-Änderung über die Zeit. Den pH-Wert der Kultur wird kontinuierlich überwacht und im Laufe der Zeit abnimmt, wie Milchsäure produziert wird und steigt dann als Basis mit dem Bioreaktor (blaue Linie) aufgenommen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50582/50582fig4large.jpg" target="_blank">Klicken Sie hier, um eine größere Abbildung anzuzeigen</a> .

Watch this Scientific Journal Video about Operation of a Benchtop Bioreactor at JoVE.com

Operation of a Benchtop Bioreactor

Fermenter werden verwendet, um Kultur Ausbeute und Produktivität von biotechnisch hergestellten Zellen zu erhöhen. Nach dem Screening mehrere mikrobiellen oder tierischen Zellkultur-Kandidaten in Schüttelkolben, ist der nächste logische Schritt, um der ausgewählten Kultur Biomasse mit dem Fermenter zu erhöhen. Dieses Video zeigt den Aufbau und Betrieb einer typischen Tisch-Bioreaktor-System.

Betrieb einer Tischbioreaktor

Fermentation systems are used to provide an optimal growth environment for many different types of cell cultures. The ability afforded by fermentors to ...

Research

JoVE Journal

Bioengineering

88.6K Aufrufe.  Johns Hopkins University.  Fermenter werden verwendet, um Kultur Ausbeute und Produktivität von biotechnisch hergestellten Zellen zu erhöhen. Nach dem Screening mehrere mikrobiellen oder tierischen Zellkultur-Kandidaten in Schüttelkolben, ist der nächste logische Schritt, um der ausgewählten Kultur Biomasse mit dem Fermenter zu erhöhen. Dieses Video zeigt den Aufbau und Betrieb einer typischen Tisch-Bioreaktor-System. 

Serie: Operation of a Benchtop Bioreactor

Engineering Biological-Based Vascular Grafts Using a Pulsatile Bioreactor

Much effort has been devoted to develop and advance the methodology to regenerate functional small-diameter arterial bypasses. In the physiological environment, both mechanical and chemical stimulation are required to maintain the proper development and functionality of arterial vessels1,2.
Bioreactor culture systems developed by our group are designed to support vessel regeneration within a precisely controlled chemo-mechanical environment mimicking that of native vessels. Our bioreactor assembly and maintenance procedures are fairly simple and highly repeatable3,4. Smooth muscle cells (SMCs) are seeded onto a tubular polyglycolic acid (PGA) mesh that is threaded over compliant silicone tubing and cultured in the bioreactor with or without pulsatile stimulation for up to 12 weeks. There are four main attributes that distinguish our bioreactor from some predecessors. 1) Unlike other culture systems that simulate only the biochemical surrounding of native blood vessels, our bioreactor also creates a physiological pulsatile environment by applying cyclic radial strain to the vessels in culture. 2) Multiple engineered vessels can be cultured simultaneously under different mechanical conditions within a controlled chemical environment. 3) The bioreactor allows a mono layer of endothelial cells (EC) to be easily coated onto the luminal side of engineered vessels for animal implantation models. 4) Our bioreactor can also culture engineered vessels with different diameter size ranged from 1 mm to 3 mm, saving the effort to tailor each individual bioreactor to fit a specific diameter size. 
The engineered vessels cultured in our bioreactor resemble native blood vessels histologically to some degree. Cells in the vessel walls express mature SMC contractile markers such as smooth muscle myosin heavy chain (SMMHC)3. A substantial amount of collagen is deposited within the extracellular matrix, which is responsible for ultimate mechanical strength of the engineered vessels5. Biochemical analysis also indicates that collagen content of engineered vessels is comparable to that of native arteries6. Importantly, the pulsatile bioreactor has consistently regenerated vessels that exhibit mechanical properties that permit successful implantation experiments in animal models3,7. Additionally, this bioreactor can be further modified to allow real-time assessment and tracking of collagen remodeling over time, non-invasively, using a non-linear optical microscopy (NLOM)8. To conclude, this bioreactor should serve as an excellent platform to study the fundamental mechanisms that regulate the regeneration of functional small-diameter vascular grafts.

Our group has developed a bioreactor culture system that mimics the physiological pulsatile stresses of the cardiovascular system to regenerate implantable small-diameter vascular grafts.

Engineering Biological-Based Gefäßprothesen Mit einem Pulsatile Bioreaktor

Much effort has been devoted to develop and advance the methodology to regenerate functional small-diameter arterial bypasses. In the physiological ...

Forschung

Biotechnik

Design of a Biaxial Mechanical Loading Bioreactor for Tissue Engineering

We designed a loading device that is capable of applying uniaxial or biaxial mechanical strain to a tissue engineered biocomposites fabricated for transplantation. While the device primarily functions as a bioreactor that mimics the native mechanical strains, it is also outfitted with a load cell for providing force feedback or mechanical testing of the constructs. The device subjects engineered cartilage constructs to biaxial mechanical loading with great precision of loading dose (amplitude and frequency) and is compact enough to fit inside a standard tissue culture incubator. It loads samples directly in a tissue culture plate, and multiple plate sizes are compatible with the system. The device has been designed using components manufactured for precision-guided laser applications. Bi-axial loading is accomplished by two orthogonal stages. The stages have a 50 mm travel range and are driven independently by stepper motor actuators, controlled by a closed-loop stepper motor driver that features micro-stepping capabilities, enabling step sizes of less than 50 nm. A polysulfone loading platen is coupled to the bi-axial moving platform. Movements of the stages are controlled by Thor-labs Advanced Positioning Technology (APT) software. The stepper motor driver is used with the software to adjust load parameters of frequency and amplitude of both shear and compression independently and simultaneously. Positional feedback is provided by linear optical encoders that have a bidirectional repeatability of 0.1 &mu;m and a resolution of 20 nm, translating to a positional accuracy of less than 3 &mu;m over the full 50 mm of travel. These encoders provide the necessary position feedback to the drive electronics to ensure true nanopositioning capabilities. In order to provide the force feedback to detect contact and evaluate loading responses, a precision miniature load cell is positioned between the loading platen and the moving platform. The load cell has high accuracies of 0.15% to 0.25% full scale.

We designed a novel mechanical loading bioreactor that can apply uniaxial or biaxial mechanical strain to a cartilage biocomposite prior to transplantation into an articular cartilage defect.

Entwurf eines Biaxiale Mechanische Belastung Bioreaktor für Tissue Engineering

We  designed a loading device that is capable of applying uniaxial or biaxial  mechanical strain to a tissue engineered biocomposites fabricated for  ...

Microfluidic Picoliter Bioreactor for Microbial Single-cell Analysis: Fabrication, System Setup, and Operation

In this protocol the fabrication, experimental setup and basic operation of the recently introduced microfluidic picoliter bioreactor (PLBR) is described in detail. The PLBR can be utilized for the analysis of single bacteria and microcolonies to investigate biotechnological and microbiological related questions concerning, e.g.&#160;cell growth, morphology, stress response, and metabolite or protein production on single-cell level. The device features continuous media flow enabling constant environmental conditions for perturbation studies, but in addition allows fast medium changes as well as oscillating conditions to mimic any desired environmental situation. To fabricate the single use devices, a silicon wafer containing sub micrometer sized SU-8 structures served as the replication mold for rapid polydimethylsiloxane casting. Chips were cut, assembled, connected, and set up onto a high resolution and fully automated microscope suited for time-lapse imaging, a powerful tool for spatio-temporal cell analysis. Here, the biotechnological platform organism Corynebacterium glutamicum&#160;was seeded into the PLBR and cell growth and intracellular fluorescence were followed over several hours unraveling time dependent population heterogeneity on single-cell level, not possible with conventional analysis methods such as flow cytometry. Besides insights into device fabrication, furthermore, the preparation of the preculture, loading, trapping of bacteria, and the PLBR cultivation of single cells and colonies is demonstrated. These devices will add a new dimension in microbiological research to analyze time dependent phenomena of single bacteria under tight environmental control. Due to the simple and relatively short fabrication process the technology can be easily adapted at any microfluidics lab and simply tailored towards specific needs.

In this protocol the fabrication, setup and basic operation of a microfluidic picoliter bioreactor (PLBR) for single-cell analysis of prokaryotic microorganisms is introduced. Industrially relevant microorganisms were analyzed as proof of principle allowing insights into growth rate, morphology, and phenotypic heterogeneity over certain time periods, hardly possible with conventional methods.

In this protocol the fabrication, experimental setup and basic operation of the recently introduced microfluidic picoliter bioreactor (PLBR) is described ...

Nonhuman Primate Lung Decellularization and Recellularization Using a Specialized Large-organ Bioreactor

There are an insufficient number of lungs available to meet current and future organ transplantation needs. Bioartificial tissue regeneration is an attractive alternative to classic organ transplantation. This technology utilizes an organ&#39;s natural biological extracellular matrix (ECM) as a scaffold onto which autologous or stem/progenitor cells may be seeded and cultured in such a way that facilitates regeneration of the original tissue. The natural ECM is isolated by a process called decellularization. Decellularization is accomplished by treating tissues with a series of detergents, salts, and enzymes to achieve effective removal of cellular material while leaving the ECM intact. Studies conducted utilizing decellularization and subsequent recellularization of rodent lungs demonstrated marginal success in generating pulmonary-like tissue which is capable of gas exchange in vivo. While offering essential proof-of-concept, rodent models are not directly translatable to human use. Nonhuman primates (NHP) offer a more suitable model in which to investigate the use of bioartificial organ production for eventual clinical use.
The protocols for achieving complete decellularization of lungs acquired from the NHP rhesus macaque are presented. The resulting acellular lungs can be seeded with a variety of cells including mesenchymal stem cells and endothelial cells. The manuscript also describes the development of a bioreactor system in which cell-seeded macaque lungs can be cultured under conditions of mechanical stretch and strain provided by negative pressure ventilation as well as pulsatile perfusion through the vasculature; these forces are known to direct differentiation along pulmonary and endothelial lineages, respectively. Representative results of decellularization and cell seeding are provided.

Whole-organ decellularization produces natural biological scaffolds that may be used for regenerative medicine. The description of a nonhuman primate model of lung regeneration in which whole lungs are decellularized and then seeded with adult stem cells and endothelial cells in a bioreactor that facilitates vascular circulation and liquid media ventilation is presented.

There are an insufficient number of lungs available to meet current and future organ transplantation needs. Bioartificial tissue regeneration is an ...

Construction and Characterization of a Novel Vocal Fold Bioreactor

In vitro engineering of mechanically active tissues requires the presentation of physiologically relevant mechanical conditions to cultured cells. To emulate the dynamic environment of vocal folds, a novel vocal fold bioreactor capable of producing vibratory stimulations at fundamental phonation frequencies is constructed and characterized. The device is composed of a function generator, a power amplifier, a speaker selector and parallel vibration chambers. Individual vibration chambers are created by sandwiching a custom-made silicone membrane between a pair of acrylic blocks. The silicone membrane not only serves as the bottom of the chamber but also provides a mechanism for securing the cell-laden scaffold. Vibration signals, generated by a speaker mounted underneath the bottom acrylic block, are transmitted to the membrane aerodynamically by the oscillating air. Eight identical vibration modules, fixed on two stationary metal bars, are housed in an anti-humidity chamber for long-term operation in a cell culture incubator. The vibration characteristics of the vocal fold bioreactor are analyzed non-destructively using a Laser Doppler Vibrometer (LDV). The utility of the dynamic culture device is demonstrated by culturing cellular constructs in the presence of 200-Hz sinusoidal vibrations with a mid-membrane displacement of 40 &#181;m. Mesenchymal stem cells cultured in the bioreactor respond to the vibratory signals by altering the synthesis and degradation of vocal fold-relevant, extracellular matrix components. The novel bioreactor system presented herein offers an excellent in vitro platform for studying vibration-induced mechanotransduction and for the engineering of functional vocal fold tissues.

A novel vocal fold bioreactor capable of delivering physiologically relevant, vibratory stimulation to cultured cells is constructed and characterized. This dynamic culture device, when combined with a fibrous poly(&#949;-caprolactone) scaffold, creates a vocal fold-mimetic environment that modulates the behaviors of mesenchymal stem cells.

Konstruktion und Charakterisierung eines neuartigen Bioreaktor Stimmlippen

In vitro engineering of mechanically active tissues requires the presentation of physiologically relevant mechanical conditions to cultured cells. To ...

Cultivation of Mammalian Cells Using a Single-use Pneumatic Bioreactor System

Recent advances in mammalian, insect, and stem cell cultivation and scale-up have created tremendous opportunities for new therapeutics and personalized medicine innovations. However, translating these advances into therapeutic applications will require in vitro systems that allow for robust, flexible, and cost effective bioreactor systems. There are several bioreactor systems currently utilized in research and commercial settings; however, many of these systems are not optimal for establishing, expanding, and monitoring the growth of different cell types. The culture parameters most challenging to control in these systems include, minimizing hydrodynamic shear, preventing nutrient gradient formation, establishing uniform culture medium aeration, preventing microbial contamination, and monitoring and adjusting culture conditions in real-time. Using a pneumatic single-use bioreactor system, we demonstrate the assembly and operation of this novel bioreactor for mammalian cells grown on micro-carriers. This bioreactor system eliminates many of the challenges associated with currently available systems by minimizing hydrodynamic shear and nutrient gradient formation, and allowing for uniform culture medium aeration. Moreover, the bioreactor&#8217;s software allows for remote real-time monitoring and adjusting of the bioreactor run parameters. This bioreactor system also has tremendous potential for scale-up of adherent and suspension mammalian cells for production of a variety therapeutic proteins, monoclonal antibodies, stem cells, biosimilars, and vaccines.

Using a pneumatic bioreactor, we demonstrate the assembly, operation, and performance of this single-use bioreactor system for the growth of mammalian cells.

Anbau von Säugetierzellen mit einem Einweg-Bioreaktorsystem Pneumatische

Recent advances in mammalian, insect, and stem cell cultivation and scale-up have created tremendous opportunities for new therapeutics and personalized ...

A Novel Bioreactor for High Density Cultivation of Diverse Microbial Communities

A novel reactor design, coined a high density bioreactor (HDBR), is presented for the cultivation and study of high density microbial communities. Past studies have evaluated the performance of the reactor for the removal of COD1 and nitrogen species2-4 by heterotrophic and chemoautotrophic bacteria, respectively. The HDBR design eliminates the requirement for external flocculation/sedimentation processes while still yielding effluent containing low suspended solids. In this study, the HDBR is applied as a photobioreactor (PBR) in order to characterize the nitrogen removal characteristics of an algae-based photosynthetic microbial community. As previously reported for this HDBR design, a stable biomass zone was established with a clear delineation between the biologically active portion of the reactor and the recycling reactor fluid, which resulted in a low suspended solid effluent. The algal community in the HDBR was observed to remove 18.4% of total nitrogen species in the influent. Varying NH4+ and NO3- concentrations in the feed did not have an effect on NH4+ removal (n=44, p=0.993 and n=44, p=0.610 respectively) while NH4+ feed concentration was found to be negatively related with NO3- removal (n=44, p=0.000) and NO3- feed concentration was found to be positively correlated with NO3- removal (n=44, p=0.000). Consistent removal of NH4+, combined with the accumulation of oxidized nitrogen species at high NH4+ fluxes indicates the presence of ammonia- and nitrite-oxidizing bacteria within the microbial community.

A novel reactor design, coined a high density bioreactor (HDBR), is presented for the cultivation and study of high density microbial communities. Here, the HDBR is successfully applied in a photobioreactor (PBR) configuration for the study of nitrogen metabolism by a mixed high density algal community.

A Novel Bioreaktor für High Density Anbau von Diverse mikrobiellen Gemeinschaften

A novel reactor design, coined a high density bioreactor (HDBR), is presented for the cultivation and study of high density microbial communities. Past ...

Assembly and Operation of an Acoustofluidic Device for Enhanced Delivery of Molecular Compounds to Cells

Efficient intracellular delivery of biomolecules is required for a broad range of biomedical research and cell-based therapeutic applications. Ultrasound-mediated sonoporation is an emerging technique for rapid intracellular delivery of biomolecules. Sonoporation occurs when cavitation of gas-filled microbubbles forms transient pores in nearby cell membranes, which enables rapid uptake of biomolecules from the surrounding fluid. Current techniques for in vitro sonoporation of cells in suspension are limited by slow throughput, variability in the ultrasound exposure conditions for each cell, and high cost. To address these limitations, a low-cost acoustofluidic device has been developed which integrates an ultrasound transducer in a PDMS-based fluidic device to induce consistent sonoporation of cells as they flow through the channels in combination with ultrasound contrast agents. The device is fabricated using standard photolithography techniques to produce the PDMS-based fluidic chip. An ultrasound piezo disk transducer is attached to the device and driven by a microcontroller. The assembly can be integrated inside a 3D-printed case for added protection. Cells and microbubbles are pushed through the device using a syringe pump or a peristaltic pump connected to PVC tubing. Enhanced delivery of biomolecules to human T cells and lung cancer cells is demonstrated with this acoustofluidic system. Compared to bulk treatment approaches, this acoustofluidic system increases throughput and reduces variability, which can improve cell processing methods for biomedical research applications and manufacturing of cell-based therapeutics.

This protocol describes the assembly and operation of a low-cost acoustofluidic device for rapid molecular delivery to cells via sonoporation induced by ultrasound contrast agents.

Aufbau und Betrieb eines akustofluidischen Geräts zur verbesserten Abgabe molekularer Verbindungen an Zellen

Efficient intracellular delivery of biomolecules is required for a broad range of biomedical research and cell-based therapeutic applications. ...

Open-source Toolkit: Benchtop Carbon Fiber Microelectrode Array for Nerve Recording

Conventional peripheral nerve probes are primarily fabricated in a cleanroom, requiring the use of multiple expensive and highly specialized tools. This paper presents a cleanroom "light" fabrication process of carbon fiber neural electrode arrays that can be learned quickly by an inexperienced cleanroom user. This carbon fiber electrode array fabrication process requires just one cleanroom tool, a Parylene C deposition machine, that can be learned quickly or outsourced to a commercial processing facility at marginal cost. This fabrication process also includes hand-populating printed circuit boards, insulation, and tip optimization. 
The three different tip optimizations explored here (Nd:YAG laser, blowtorch, and UV laser) result in a range of tip geometries and 1 kHz impedances, with blowtorched fibers resulting in the lowest impedance. While previous experiments have proven laser and blowtorch electrode efficacy, this paper also shows that UV laser-cut fibers can record neural signals in vivo. Existing carbon fiber arrays either do not have individuated electrodes in favor of bundles or require cleanroom fabricated guides for population and insulation. The proposed arrays use only tools that can be used at a benchtop for fiber population. This carbon fiber electrode array fabrication process allows for quick customization of bulk array fabrication at a reduced price compared to commercially available probes.

Here, we describe fabrication methodology for customizable carbon fiber electrode arrays for recording in vivo in nerve and brain.

Open-Source-Toolkit: Benchtop-Kohlefaser-Mikroelektroden-Array für Nervenaufzeichnung

Conventional peripheral nerve probes are primarily fabricated in a cleanroom, requiring the use of multiple expensive and highly specialized tools. This ...

Imaging-Guided Bioreactor for Generating Bioengineered Airway Tissue

Repeated injury to airway tissue can impair lung function and cause chronic lung disease, such as chronic obstructive pulmonary disease. Advances in regenerative medicine and bioreactor technologies offer opportunities to produce lab-grown functional tissue and organ constructs that can be used to screen drugs, model disease, and engineer tissue replacements. Here, a miniaturized bioreactor coupled with an imaging modality that allows in situ visualization of the inner lumen of explanted rat trachea during in vitro tissue manipulation and&#160;culture is described. Using this bioreactor, the protocol demonstrates imaging-guided selective removal of endogenous cellular components while preserving the intrinsic biochemical features and ultrastructure of the airway tissue matrix. Furthermore, the delivery, uniform distribution, and subsequent prolonged culture of exogenous cells on the decellularized airway lumen with optical monitoring in situ are shown. The results highlight that the imaging-guided bioreactor can potentially be used to facilitate the generation of functional in vitro airway tissues.

The protocol describes an imaging-enabled bioreactor that allows the selective removal of the endogenous epithelium from the rat trachea and homogenous distribution of exogenous cells on the lumen surface, followed by long-term in vitro culture of the cell-tissue construct.

Imaging-geführter Bioreaktor zur Erzeugung von biotechnologisch hergestelltem Atemwegsgewebe

Repeated injury to airway tissue can impair lung function and cause chronic lung disease, such as chronic obstructive pulmonary disease. Advances in ...