Bu proje Johns Hopkins Üniversitesi, Ağ Geçidi Bilim Girişimi aracılığıyla Provost Ofisi tarafından kısmen destek oldu.

<ol><li> Damar kurulumu ile çalışmaya başlayın. Geleneksel fermantor (Şekil 1) yüklü olması gerekiyor aşağıdaki bileşenlere sahiptir: <ol><li> pH sondası - canlı kültürde pH ölçümü için. Kurulumdan önce probu kalibre ve gemi ile sterilize. Headplate içinde probu yükleyin. </li><li> pO prob 2 - fermantasyon sırasında kap içindeki çözünmüş oksijen içeriğinin ölçülmesi için. Headplate kurun. </li><li> Kültürünü örnekleme için hasat boru. Headplate bu ayarlanabilir yükseklik bileşeni yükleyin. </li><li> Gaz serpme -, teknenin alt kısmında bulunur ve kültüre gaz infüzyon sağlar. Fermantörden üzerinde gaz kaynağına sparger kadar kanca ve headplate monte. </li><li> Pervane ve pervane mili - pervane kültür karıştırır ve kap içinde kültür muntazamlık için çok önemlidir. </li><li> Egzoz gazı kondansatör - egzoz gazı yolu soğutma ile kap içindeki buharlaştıncı kaybını engelleme için. </li><li> PH kontrolü veya yem ilavesi için Reaktif pompa hatları. </li></ol></li><li> Gemiyi temizleyin ve su ve sabun ile headplate. Yumuşak bir fırça kap ve headplate fırçalama için tavsiye edilir. Klor ağartıcı veya temizleyiciler damar temizlemek için kullanılamaz. </li><li> Ortam ısı kararsız değilse, temizleme kabına ekleyin. Maksimum çalışma hacmi ulaşana kadar sadece ekleyin. Bu durumda, yüksek bir çalışma hacmi, 5 L toplam hacim kabı için 3.3 L. </li><li> O-ring conta düzgün oturmasını sağlayacak, damar headplate monte edin. </li><li> Egzoz gazı Kondansörü takın. </li><li> Onun 10 mm portuna köpük prob takın. </li><li> Onun 10 mm portuna hasat borusunu takın. Bunun üstüne tüp bir parça koyun ve onu kelepçe. </li><li> Serpme girişine tüp ve bir 0.20 mikron filtre takın ve daha sonra bu kapalı kelepçe. </li><li> PH probu kalibre: <ol><li> 2 küçük bardak referans tamponlar, bir yıkama şişesi ve bir yedek wa toplayınsh beher. </li><li> Fermentöre pH probu yukarı kanca ve fermentörünü açın. </li><li> PH parametresine ilerleyin ve menü düğmesini kullanarak, &#39;Cal&#39; seçeneğine gidin ve &#39;Enter tuşuna basın. </li><li> 2 noktalı kalibrasyon için &#39;2 &#39;seçeneğini seçin. </li><li> Prob ucunu yıkayın ve düşük referans tampon daldırın. Fermantörden üzerindeki değeri stabilize olacaktır. + Ve - tuşları, pH referans tampon değeri maç görüntülenen değeri ayarlayın. Yanıp durduğunda, &#39;Enter&#39;a basın. </li><li> Kapalı prob yıkayın ve ikinci referans tampon takın. Değer stabilize ve daha sonra görüntülenen değeri yüksek referans tampon değerini maç yapmak için tuş takımını kullanmak için izin verir. Onaylamak için &#39;Enter&#39;. </li><li> Kapalı prob ucunu yıkayın ve fermantörden ayırın. Bağlantıda koruyucu kap koymak ve headplate takın. </li></ol></li><li> PO2 prob ucu açın ve orada emin olmak için kontrol edinucunu karşılamak için yeterli bir elektrolittir. Değilse, rezervuar bazı eklemek ve o kadar geri kapatın. </li><li> Headplate içinde pO2 sonda takın ve otoklav kapağı elektrik bağlantılarını korumak için üzerine koymak olduğundan emin olun. Bu sterilizasyon sonra kalibre edilecektir. </li><li> , Bir daldırma tüpü ve bir hava filtresi ile reaktif madde besleme için bir şişe elde edilir. Daldırmalı boru bağlantı noktasına pompa hortumunu ekleyin ve fermantör üzerinde giriş portuna diğer ucunu ekleyin. </li><li> Kullanılmayan tüm portları yer hortumu kapatıp tüp kelepçe. </li><li> Egzoz gazı kondansatör üzerinde 0.45 mikron filtre takın. Bu filtre, damar otoklav içinde basınç etmez sağlar. </li><li> Medyanın seviyesinin altında gitmek tüm tüpleri dışarı çıkmasını medya önlemek için kapalı kenetlenmiş olduğunu kontrol edin. </li><li> 121 ° C&#39;de, sıvı döngüsü 30 dakika - 25 için otoklav içinde kap yerleştirin. Dikkat: dışarı geldiğinde çok sıcak olacak. </li><li> Fermentörü baz gemi yükleyin. </li><li> PH Hook upkablo prob. </li><li> PO2 prob kablosunu takın. </li><li> Gaz ilave Rotametre için serpme kanca. </li><li> Sterilely daldırma tüp ile şişesine 1 M NaOH reaktifmi ve taban pompa kafası mili üzerindeki pompa kafasını yükleyin. </li><li> Headplate üzerinde termo sıcaklık sensörü koyun. Bu termovel altına tüm yol gider emin olun. </li><li> Gemilerin pervane bağlantı üzerine ajitasyon kolu indirin. </li><li> Fermantor üzerinde olduğundan emin olun. </li><li> Su fermentöre mevcut olduğunu kontrol edin. </li><li> Fermentöre hava beslemesi açın. </li><li> Sıcaklık parametresi ilerleyin ve 37 ° C sıcaklığı ayarlamak Sıcaklık kontrolünü başlatmak için &#39;Enter&#39; tuşuna basın. Gemi 15 dakika veya daha az ısınır. </li><li> Dakika ya da daha az ortam 1 damar hacme kadar gaz akışını açın. Bu kurmak için, gaz akışı 3 L / dk. Bubbles altta görünmelidir. </li><li> Ajitasyon p ilerleyinarameter ve 300 rpm&#39;ye ayarlayın. Basın ajitasyon açmak için &#39;Enter&#39;. </li><li> Sıcaklığı 37 ° C ulaştığında, pH paremetresine ve 6.8 olarak ayarlayın. &#39;Enter&#39; tuşuna basarak pH kontrolünü açın. </li><li> Çalıştırmak için 1.000 rpm maksimum hıza ajitasyon ayarlayın. </li><li> PO2 prob uygun değerleri görüntülemek için doğru polarize emin olun. 2 saat sonra, pO2 paremetresine ve &#39;Kalibre Function&#39; seçin ve 1 nokta kalibrasyon seçmek için &#39;Menü&#39; düğmesini kullanın. </li><li> 15 dakika sonra, 100 ve basın değerini ayarlamak için imleçleri kullanın &#39;girin.&#39; Bu po 2. kalibre edecektir. </li><li> Ajitasyon ilerleyin ve 300 rpm ayarlanır. </li><li> &#39;Menü&#39; düğmesini kullanarak, içinde ajitasyon menüsünde &#39;açık&#39; için &#39;Cascade&#39; açın. Bu hava kabarcıkları kıymak ve büyüme talep arttıkça çözeltinin içine daha fazla oksijen zorlamak için bir çaba ajitasyon hızını artıracaktır. </li&gt; <li> PO2 parametresine ilerleyin ve 30 değerini ayarlayın. PO2 başlatmak için &#39;Enter&#39; tuşuna basın. </li><li> PC&#39;de kontrol yazılım paketi başlatın. </li><li> Problar kalibre edildikten sonra, karıştırma 300 rpm, kararlıdır, sıcaklık 37 ° C&#39;de ve pH 6.8 &#39;e yakındır, bu inoküle etmek için zamanı. Alkol kullanarak, aşılama için kullanılacak olan port sterilize edin. </li><li> Bir şırınga içine inokulum çizin ve sterilize liman içine ekleyin. Noktasını kapatın. </li><li> Bir günlük kitapta aşılama zamanını işaretlemek. </li><li> Bu sterilizasyon zaman örnek almak da önemlidir. Alkol ile hasat boru borunun ucunu sterilize edin. </li><li> Hasat noktasını kaplayan kelepçesini açın ve bir örnek çizmek için bir şırınga kullanın. Bu boru oturan olmuştur, çünkü bu ilk örneği genellikle atılır. </li><li> Başka bir örnek çekmek için başka bir şırınga kullanın. </li><li> Üçüncü bir şırınga ile, kadar ölü hacim çıkarmak için borudan havayı geriye itinhattına gelen ve hattı kapalı kelepçe. </li><li> Hücre yoğunluğu ve pH belirlemek ve değerleri kaydedin. Mikrobiyal kültürler ile, değerleri her saat oturum yararlıdır. Aralığı kültür bağlıdır. </li><li> Büyüme tamamlandıktan sonra hasat yöntemi kültürü için niyet bağlıdır. Bu durumda, kültür hücre yoğunluğu ve ıslak hücre ağırlığının olası pH veya ölçüm için son nokta değerleri almak için son bir kez örnek. Çamaşır suyu veya diğer antimikrobiyal ajanlar ile belirlenen &quot;öldürmek tank&quot; in içeriğinin elden headplate açın. </li></ol>

<ol>
	<li>Shuler, M., Kargi, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Bioprocess Engineering Basic Concepts. , (2002).</li><li>Hambor, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bioreactor+Design+and+Bioprocess+Controls+for+Industrialized+Cell+Processing.">Bioreactor Design and Bioprocess Controls for Industrialized Cell Processing.</a> BioProcess International. 10 (6), 22-33 (2012).</li><li>Julien, C., Whitford, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bioreactor,+Monitoring,+Modeling+and+Simulation.">Bioreactor, Monitoring, Modeling and Simulation.</a> BioProcess International. 5 (01), S10-S17 (2007).</li><li>Fike, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nutrient+Supplementation+Strategies+for+Biopharmaceutical+Production.+Part+1:+Identifying+a+Formulation.">Nutrient Supplementation Strategies for Biopharmaceutical Production. Part 1: Identifying a Formulation.</a> BioProcess International. 7 (11), 46-52 (2009).</li><li>Jana, S., Deb, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Strategies+for+efficient+production+of+heterologous+proteins+in+Escherichia+coli.">Strategies for efficient production of heterologous proteins in Escherichia coli.</a> Appl Microbiol Biotechnol. 67, 289-298 (2005).</li><li>Wang, Z., Ly, M., Zhang, F., Zhong, W., Suen, A., Hickey, A. M., Dordick, J. S., Linhardt, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=E.+coli+K5+fermentation+and+the+preparation+of+heparosan,+a+bioengineered+heparin+precursor.">E. coli K5 fermentation and the preparation of heparosan, a bioengineered heparin precursor.</a> Biotechnol. Bioeng. 107, 964-973 (2010).</li><li>Baltz, R. H., Demain, A. L., Davies, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Manual of Industrial Microbiology and Biotechnology. , (2010).</li><li>Infors, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Minifors operating Manual and user guide. , .</li></ol>

Yazar A. Magno bu yazıda kullanılan reaktifler ve aletleri üreten ATR Biotech bir çalışanıdır.

Karıştırılan tank reaktörler Biyoteknoloji sektöründe standart ve 40 yıldır 1 süredir kullanılmaktadır. Küçük karıştırılan tank ölçekli-up, küçültülmesi, gerginlik optimizasyonu, karakterizasyonu ve süreç geliştirme için önemli olmuştur. Ayrıca, bireyselleştirilmiş tıp 2 gelişiminde önemli bir role sahip olabilir. Bu, izlenmekte ve çalışma boyunca optimize edilebilir, çünkü küçük ölçekli biyo-reaktörü hücre büyümesi için in situ koşullarında en benzer. Çoğu zaman, ilk deneyler, çalkalama şişeleri içinde gerçekleştirilir, ancak küçük ölçekli biyoreaktörde koşullar sallama şişesi önemli ölçüde farklıdır. Bir deney içinde bulduğumuz E optimal büyüme koşulları coli ve sallama şişesi içinde yeşil floresan protein (GFP) üretimi karıştırma deposu (yayınlanmamış veriler) çevirmek değildi. Büyük ölçekte gelişen hücrelerin diğer yöntemler silindir şişe, tek bir u içerirse Her yöntem 50 5.000 L. çalışma hacmi ile platformu Reaktörler 3 ve daha büyük tek kullanımlık Reaktörler sallanan ölçek kadar zorlukları sağlar, ancak üretimde bir yer bulmuştur. Platform biyoreaktör sallanan tek kullanım karıştırma deposu benzer ve düzenli bir ortam sağlar. Bu hücre çökmesini önlemek ve oksijen sağlamak için dalgaları üretmek nedeniyle sallanan bir hareket oluşur karıştırma karıştırma deposu farklıdır. Bu yöntem için hidrodinamik karıştırma deposu farklıdır ve en fazla hacim farklılıkları, hücre büyümesini ve ürün üretimini etkileyebilir 1000 L ile sınırlıdır bulunmaktadır. Diğer tek kullanımlık sistemleri, altyapı ve ilişkili yükü minimum bir platform sağlamak için tek reaktör ile karıştırılır tankı birleştirmek ve yüksek verimlilik için yeteneği 4 Biyoişleme. Benchtop Biyoreaktörler Yeni kullanıcılar sorun pH, PO 2 ve tem ilk ayar noktalarını belirleyen olabilirken, ancak yayımlanan araştırma, bu bilgi 5, 6, 7, 8, 9 için başvurulabilir. Özellikle bakteri kültürleri ile, bir çalkalama şişesinde ve aynı set sıcaklık olarak aynı hızda çalkalama başlatmak için tavsiye edilir. Önceki shake flasks çalıştırmasının Kültür pH değeri, aynı zamanda bir başlangıç ​​noktası olarak kullanılabilir. PO2 değeri ayarı daha zordur ve genellikle ampirik olarak belirlenir. Ancak,% 50 pO 2 ile başlayan tavsiye edilen başlangıç ​​noktasıdır.

Temel Teknoloji fermantasyon kültür üretmek için basit bir çalkalama şişesi tekniğinin bir uzantısıdır. Bu daha tam ve nicel bir şekilde canlı kültürleri için büyüme ortamları kontrol etmek arzusu büyümüştür. Toplu kültür çalkalama şişeleri genellikle sıcaklığın kesin kontrolü ile sınırlıdır. Bir kuluçkaya çalkalayıcı veya sıcak bir odada sıcaklık tekdüzelik bazen 5 ° C ayrılmanın veya amaçlanan set daha, çok değişkendir. Çalkalama şişesi, normal olarak sabit bir hızda çalkalanmıştır olduğu için, oksijen kullanımı ve gaz değişimi sınırlıdır. Mevcut ortam oksijen bitince, çoğu kültürde gelişmek için başarısız. Çalkalama şişelerinde hiç bir pH kontrolü yoktur. Kültür besleme stoku ile sınırlı değilse, bir çok durumda, bu kültüre zarar noktasına asidik hale gelir ve solunum önemli ölçüde yavaşlatır. En çalkalama balonu kültürleri ayrıca inoculatio ya da kültürlerin başlangıcında yakınında sadece bir kez beslenir anlamına gelen bir &quot;yığın&quot; olarak çalıştırılırn. Bu ilk karbon kaynağı tüketildikten sonra, kültür büyüme durur. Bazı durumlarda metabolizması kayması ve kültür et suyu içinde başka metabolitleri tüketmeye başlar, bazen edilen biyokütle veya proteinin özelliklerini değiştirmek olabilir. Çalkalama şişelerinde aynı zamanda 37 ° C &#39;de sıcak bir kültür ortamı, 24 saat başına hacim, tipik olarak% 10 in ortam buharlaştıncı kaybı genellikle tabidir Bu kayıp kültürünün yoğunluğunu değiştiren ve sistemin uzun süreli çalışmasını engeller. Son olarak, kullanıcının çalkalama sonra ortamdan köpük karşılaşabilir. Yukarıdaki kültür üst kısmında bir köpük oluşumu gaz değişimi ve bundan başka genu büyümesini sınırlar. Temel fermantasyon sistemi bu sınırlamalar tüm çözmek için tasarlanmıştır. Dikkatli sıcaklık kontrolü pervane çalkalama ve bir ısıtma ceketi kullanımı ile fermantasyon damarları elde edilir. Genellikle bu ceket ısıtma ve soğutma kabı ve geri besleme kontrolü içine yerleştirilen sensorset etrafında ± 0.1 ° C sıcaklık kontrolü sonuçları. Benchtop fermante genellikle bir pompa aracılığıyla sıvı reaktif madde ilave edilerek pH kontrolü sağlar. PH değeri sürekli hücre büyümesi için ortam optimum tutmak için bir çaba olarak izlenir. Uygun havalandırma belirtilen karıştırma pervane tarafından veya doğrudan kültür içine hava veya oksijen ilave gaz infüzyonu ile muhafaza edilmektedir. Kesme duyarlı kültürleri ile, oksijen takviye gaz kültüründe oksijen seviyesinin bakım için ana mekanizmadır. Solüsyonu içinde oksijenin ölçümü, genellikle çalkalama şişelerinde kullanım için normal olarak mevcut olmayan bir polarografik sonda ile elde edilir. Bu, sürekli veya periyodik olarak, bir doğrusal ya da lineer olarak bir büyüme sağlamak için kaba yem ilave etmek de mümkündür. Çıkış gazı kondansatör ve böylece kültür hacmi ve yoğunluk koruyarak aktarmak egzoz gazı akışında buhar için soğuk bir yüzey sağlar. Köpük önleyici yüzey aktif periyodik olarak ek çalıştırılırYüzeyde köpük azaltılması ve gaz alışverişini sağlayan kültüründe bir iletkenlik probu ile. Bu kap, her probları ile, bağlantı parçaları, fanlar, hasat borular ve tüpler, monte edilir ve standart bir otoklavda sterilize edilir. Nihai prob kalibrasyon ve çalışma ortamı için istikrar sonra, kültür kabına ilave edilir. Sistem daha sonra bir çalkalama şişesi yöntemi ile daha nicel ve hassas bir şekilde kültür karakterize etmek için kullanılabilir. Sıcaklık, pH, oksijen içeriği, yem tüketimi, sıvı buharlaştırma ve köpük seviyeleri arasında sıkı kontrol tüm çok daha yüksek bir biyokütle ve daha iyi bir protein verimi katkıda bulunur.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="356">
	<colgroup>
		<col />
		<col span="2" />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:123px;">Name</td>
			<td style="width:117px;">Company</td>
			<td style="width:117px;">Catalog Number</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:123px;">LB broth</td>
			<td style="width:117px;">Sigma</td>
			<td style="width:117px;">L3022</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:123px;">ampicillin</td>
			<td style="width:117px;">Sigma</td>
			<td style="width:117px;">A1593-25G</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:123px;">LB broth</td>
			<td style="width:117px;">Sigma</td>
			<td style="width:117px;">L3022</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:123px;">antifoam 204</td>
			<td style="width:117px;">Sigma</td>
			<td style="width:117px;">A8311</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:123px;"> </td>
			<td style="width:117px;"> </td>
			<td style="width:117px;"> </td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:123px;">1 M Sodium Hydroxide</td>
			<td style="width:117px;">Sigma</td>
			<td>38215-1EA-R</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:123px;">Reference Buffer, pH 4.00</td>
			<td style="width:117px;">Sigma</td>
			<td style="width:117px;">B5020</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:123px;">Reference Buffer, pH 7.00</td>
			<td style="width:117px;">Sigma</td>
			<td style="width:117px;">B4770</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:123px;">pO2 probe electrolyte</td>
			<td style="width:117px;">Broadley James</td>
			<td>AS-3140-C30-0025</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:123px;">0.45 micron filter</td>
			<td style="width:117px;">Cole Parmer</td>
			<td style="width:117px;">EW-02915-22</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:123px;">0.22 micron filter</td>
			<td style="width:117px;">Cole Parmer</td>
			<td style="width:117px;">EW-29950-40</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:123px;">Luer Lock syringe, 10 mL</td>
			<td style="width:117px;">Cole Parmer</td>
			<td style="width:117px;">EW-07940-12</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:123px;">Minifors Bioreactor</td>
			<td style="width:117px;">Infors HT</td>
			<td style="width:117px;">B-Pack 5.0</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:123px;">Air Admiral air pump</td>
			<td style="width:117px;">Cole Parmer</td>
			<td style="width:117px;">EW-79202-00</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:123px;">1175 PD Chilling circulator</td>
			<td style="width:117px;">VWR</td>
			<td style="width:117px;">13721-204</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

operation of a benchtop bioreactor

Fermentasyon sistemleri hücre kültürleri çok farklı türleri için uygun bir büyüme ortamı sağlamak için kullanılır. Dikkatli sıcaklık, pH ve özellikle çözünmüş oksijen konsantrasyonunu kontrol etmek için mayalama sağladığı yeteneği etkili büyük ölçekli büyümesi ve fermantasyon ürünlerinin ifadesinin onları gerekli kılar. Bu video kısaca sallama şişesi üzerinde, fermentöre avantajlarını anlatacağız. Aynı zamanda tipik bir tezgah üstü fermantasyon sisteminin önemli bileşenlerini belirlemek ve sondaları, geminin ve kalibrasyon kurulumu hakkında temel eğitimi verecek. Izleyici, sterilizasyon işlemi ile aşina ve kültür ile, kap içindeki büyüme ortamı aşılamak için nasıl gösterilir. Operasyon, örnekleme, ve hasat temel kavramlar da gösterilecektir. Basit veri analizi ve sistem temizleme da ele alınacaktır.

Biyoreaktör IRIS yazılımı ile veya olmadan çalıştırılabilir. Ancak veri yakalamak için, bu yazılımı kullanmak en iyisidir. Bakteri ilave edilmeden önce pH ve oksijen sensörleri, pervane hızı değerine ve sıcaklık seti kalibre edilmelidir. Şekil 2&#39;de, bir biyoreaktör çalıştırmak için veri çıkış sunulmuştur. Sıcaklık 30 ° C, 200 rpm&#39;de çark hızına ayarlanmıştır. Bu parametreler her bir deney için farklı olabilir ama bakteri ilave edilmeden önce, sistem, kalıcı halde olmalıdır. Şekil 3&#39;te, bakteriyel kültür eklenmesi ile oksijen konsantrasyonundaki değişim gösterilmiştir. Bu deney için set noktaları 37 ° C,% 70 200 rpm, O 2 de karıştırıcı vardır. Zamanda 19:20 olarak, besleme pompası bir derhal O 2 seviyesindeki damla neden olan 0.1 &#39;lik bir OD bakteriyel tohum kültürünü sunar. Biyoreaktör hava akımı ve pervane hızı artarak değişen O 2 seviyesine yanıt verir. Tartar diye ayar noktaları kaskad (adım 35) ayarlanır. Reaktör pH pH zaman pH hattı dalgalanma (Şekil 4) ile gösterildiği gibi, daha sonra artan azalan, gerçek zamanlı olarak izlenmiştir. Tüm çalışma analiz edilebilir ve parametreler daha sonraki deneyler için ayarlandı. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/50582/50582fig1.jpg" /> Şekil 1. Etiketlenmiş ve bağlı olan tüm parçaları ile Benchtop biyoreaktör. Bu şekil bir çalışma başlangıcında karıştırılan tank reaktörü göstermektedir. Reaktörün parçaları etiketli ve sensörler, çarkı, sıcaklık göstergesi, yem ve örnekleme şişeleri, egzoz portu, hava basıncı göstergesi, ısıtma ceketli, kondansatör kule ve kontrol paneli içerir. <img alt="Şekil 2," src="/files/ftp_upload/50582/50582fig2.jpg" /> Şekil 2. Biyoreaktör sof ekran görüntüsüçalışma başında tware. karıştırılan tank çalışma başlangıcında, sıcaklık 30 ° C (sarı hat) olarak kabul edildi, 200 rpm (kırmızı çizgi), 6.5 (yeşil hat) pH ve pO 2 de pervane hızı 57.2% (mavi çizgi). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50582/50582fig2large.jpg" target="_blank">büyük rakam görmek için buraya tıklayın</a> . <img alt="Şekil 3," fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/50582/50582fig3.jpg" /> Şekil 3,. Oksijen gibi çalışması sırasında biyoreaktör yazılım ekran görüntüsü kültür aktif büyüme aşamasında olduğunda, oksijen tüketir ve reaktör içindeki oksijen miktarı (mavi çizgi) azaltılır. Azalır. Pervane hızını artırarak, daha fazla oksijen kültürü (kırmızı çizgi) eklenebilir. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50582/50582fig3large.jpg" target="_blank">büyük rakam görmek için buraya tıklayın</a> . Şekil 4. Kültürünün zaman içinde pH değişikliği gösteren biyoreaktör yazılımı. PH ekran görüntüsü sürekli olarak izlenir ve zaman içinde bu laktik asit üretildiği azalır ve daha sonra baz biyoreaktör (mavi çizgi) eklenir artar. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50582/50582fig4large.jpg" target="_blank">büyük rakam görüntülemek için</a> .

Watch this Scientific Journal Video about Operation of a Benchtop Bioreactor at JoVE.com

Operation of a Benchtop Bioreactor

Fermantörler biyomühendislik hücrelerinin kültür verim ve verimliliği artırmak için kullanılır. Çalkalama şişelerinde birden fazla mikrobiyal ya da hayvan hücre kültürü aday tarama sonra, bir sonraki mantıksal aşama fermantöre Seçilen kültürün biyokütle artırmaktır. Bu video, tipik bir tezgah üstü biyoreaktör sisteminin kurulumunu ve çalışmasını gösterir.

Bir Benchtop Biyoreaktör Operasyonu

Fermentation systems are used to provide an optimal growth environment for many different types of cell cultures. The ability afforded by fermentors to ...

Research

JoVE Journal

Bioengineering

88.7K Görüntüleme.  Johns Hopkins University.  Fermantörler biyomühendislik hücrelerinin kültür verim ve verimliliği artırmak için kullanılır. Çalkalama şişelerinde birden fazla mikrobiyal ya da hayvan hücre kültürü aday tarama sonra, bir sonraki mantıksal aşama fermantöre Seçilen kültürün biyokütle artırmaktır. Bu video, tipik bir tezgah üstü biyoreaktör sisteminin kurulumunu ve çalışmasını gösterir. 

Video: Operation of a Benchtop Bioreactor

Engineering Biological-Based Vascular Grafts Using a Pulsatile Bioreactor

Much effort has been devoted to develop and advance the methodology to regenerate functional small-diameter arterial bypasses. In the physiological environment, both mechanical and chemical stimulation are required to maintain the proper development and functionality of arterial vessels1,2.
Bioreactor culture systems developed by our group are designed to support vessel regeneration within a precisely controlled chemo-mechanical environment mimicking that of native vessels. Our bioreactor assembly and maintenance procedures are fairly simple and highly repeatable3,4. Smooth muscle cells (SMCs) are seeded onto a tubular polyglycolic acid (PGA) mesh that is threaded over compliant silicone tubing and cultured in the bioreactor with or without pulsatile stimulation for up to 12 weeks. There are four main attributes that distinguish our bioreactor from some predecessors. 1) Unlike other culture systems that simulate only the biochemical surrounding of native blood vessels, our bioreactor also creates a physiological pulsatile environment by applying cyclic radial strain to the vessels in culture. 2) Multiple engineered vessels can be cultured simultaneously under different mechanical conditions within a controlled chemical environment. 3) The bioreactor allows a mono layer of endothelial cells (EC) to be easily coated onto the luminal side of engineered vessels for animal implantation models. 4) Our bioreactor can also culture engineered vessels with different diameter size ranged from 1 mm to 3 mm, saving the effort to tailor each individual bioreactor to fit a specific diameter size. 
The engineered vessels cultured in our bioreactor resemble native blood vessels histologically to some degree. Cells in the vessel walls express mature SMC contractile markers such as smooth muscle myosin heavy chain (SMMHC)3. A substantial amount of collagen is deposited within the extracellular matrix, which is responsible for ultimate mechanical strength of the engineered vessels5. Biochemical analysis also indicates that collagen content of engineered vessels is comparable to that of native arteries6. Importantly, the pulsatile bioreactor has consistently regenerated vessels that exhibit mechanical properties that permit successful implantation experiments in animal models3,7. Additionally, this bioreactor can be further modified to allow real-time assessment and tracking of collagen remodeling over time, non-invasively, using a non-linear optical microscopy (NLOM)8. To conclude, this bioreactor should serve as an excellent platform to study the fundamental mechanisms that regulate the regeneration of functional small-diameter vascular grafts.

Our group has developed a bioreactor culture system that mimics the physiological pulsatile stresses of the cardiovascular system to regenerate implantable small-diameter vascular grafts.

Pulsatif Biyoreaktör kullanarak Mühendislik Biyolojik Tabanlı Vasküler Greftler

Much effort has been devoted to develop and advance the methodology to regenerate functional small-diameter arterial bypasses. In the physiological ...

Biyomühendislik

Design of a Biaxial Mechanical Loading Bioreactor for Tissue Engineering

We designed a loading device that is capable of applying uniaxial or biaxial mechanical strain to a tissue engineered biocomposites fabricated for transplantation. While the device primarily functions as a bioreactor that mimics the native mechanical strains, it is also outfitted with a load cell for providing force feedback or mechanical testing of the constructs. The device subjects engineered cartilage constructs to biaxial mechanical loading with great precision of loading dose (amplitude and frequency) and is compact enough to fit inside a standard tissue culture incubator. It loads samples directly in a tissue culture plate, and multiple plate sizes are compatible with the system. The device has been designed using components manufactured for precision-guided laser applications. Bi-axial loading is accomplished by two orthogonal stages. The stages have a 50 mm travel range and are driven independently by stepper motor actuators, controlled by a closed-loop stepper motor driver that features micro-stepping capabilities, enabling step sizes of less than 50 nm. A polysulfone loading platen is coupled to the bi-axial moving platform. Movements of the stages are controlled by Thor-labs Advanced Positioning Technology (APT) software. The stepper motor driver is used with the software to adjust load parameters of frequency and amplitude of both shear and compression independently and simultaneously. Positional feedback is provided by linear optical encoders that have a bidirectional repeatability of 0.1 &mu;m and a resolution of 20 nm, translating to a positional accuracy of less than 3 &mu;m over the full 50 mm of travel. These encoders provide the necessary position feedback to the drive electronics to ensure true nanopositioning capabilities. In order to provide the force feedback to detect contact and evaluate loading responses, a precision miniature load cell is positioned between the loading platen and the moving platform. The load cell has high accuracies of 0.15% to 0.25% full scale.

We designed a novel mechanical loading bioreactor that can apply uniaxial or biaxial mechanical strain to a cartilage biocomposite prior to transplantation into an articular cartilage defect.

Doku Mühendisliği için iki eksenli Mekanik Yükleniyor Biyoreaktör tasarımı

We  designed a loading device that is capable of applying uniaxial or biaxial  mechanical strain to a tissue engineered biocomposites fabricated for  ...

Microfluidic Picoliter Bioreactor for Microbial Single-cell Analysis: Fabrication, System Setup, and Operation

In this protocol the fabrication, experimental setup and basic operation of the recently introduced microfluidic picoliter bioreactor (PLBR) is described in detail. The PLBR can be utilized for the analysis of single bacteria and microcolonies to investigate biotechnological and microbiological related questions concerning, e.g.&#160;cell growth, morphology, stress response, and metabolite or protein production on single-cell level. The device features continuous media flow enabling constant environmental conditions for perturbation studies, but in addition allows fast medium changes as well as oscillating conditions to mimic any desired environmental situation. To fabricate the single use devices, a silicon wafer containing sub micrometer sized SU-8 structures served as the replication mold for rapid polydimethylsiloxane casting. Chips were cut, assembled, connected, and set up onto a high resolution and fully automated microscope suited for time-lapse imaging, a powerful tool for spatio-temporal cell analysis. Here, the biotechnological platform organism Corynebacterium glutamicum&#160;was seeded into the PLBR and cell growth and intracellular fluorescence were followed over several hours unraveling time dependent population heterogeneity on single-cell level, not possible with conventional analysis methods such as flow cytometry. Besides insights into device fabrication, furthermore, the preparation of the preculture, loading, trapping of bacteria, and the PLBR cultivation of single cells and colonies is demonstrated. These devices will add a new dimension in microbiological research to analyze time dependent phenomena of single bacteria under tight environmental control. Due to the simple and relatively short fabrication process the technology can be easily adapted at any microfluidics lab and simply tailored towards specific needs.

In this protocol the fabrication, setup and basic operation of a microfluidic picoliter bioreactor (PLBR) for single-cell analysis of prokaryotic microorganisms is introduced. Industrially relevant microorganisms were analyzed as proof of principle allowing insights into growth rate, morphology, and phenotypic heterogeneity over certain time periods, hardly possible with conventional methods.

In this protocol the fabrication, experimental setup and basic operation of the recently introduced microfluidic picoliter bioreactor (PLBR) is described ...

Nonhuman Primate Lung Decellularization and Recellularization Using a Specialized Large-organ Bioreactor

There are an insufficient number of lungs available to meet current and future organ transplantation needs. Bioartificial tissue regeneration is an attractive alternative to classic organ transplantation. This technology utilizes an organ&#39;s natural biological extracellular matrix (ECM) as a scaffold onto which autologous or stem/progenitor cells may be seeded and cultured in such a way that facilitates regeneration of the original tissue. The natural ECM is isolated by a process called decellularization. Decellularization is accomplished by treating tissues with a series of detergents, salts, and enzymes to achieve effective removal of cellular material while leaving the ECM intact. Studies conducted utilizing decellularization and subsequent recellularization of rodent lungs demonstrated marginal success in generating pulmonary-like tissue which is capable of gas exchange in vivo. While offering essential proof-of-concept, rodent models are not directly translatable to human use. Nonhuman primates (NHP) offer a more suitable model in which to investigate the use of bioartificial organ production for eventual clinical use.
The protocols for achieving complete decellularization of lungs acquired from the NHP rhesus macaque are presented. The resulting acellular lungs can be seeded with a variety of cells including mesenchymal stem cells and endothelial cells. The manuscript also describes the development of a bioreactor system in which cell-seeded macaque lungs can be cultured under conditions of mechanical stretch and strain provided by negative pressure ventilation as well as pulsatile perfusion through the vasculature; these forces are known to direct differentiation along pulmonary and endothelial lineages, respectively. Representative results of decellularization and cell seeding are provided.

Whole-organ decellularization produces natural biological scaffolds that may be used for regenerative medicine. The description of a nonhuman primate model of lung regeneration in which whole lungs are decellularized and then seeded with adult stem cells and endothelial cells in a bioreactor that facilitates vascular circulation and liquid media ventilation is presented.

There are an insufficient number of lungs available to meet current and future organ transplantation needs. Bioartificial tissue regeneration is an ...

Construction and Characterization of a Novel Vocal Fold Bioreactor

In vitro engineering of mechanically active tissues requires the presentation of physiologically relevant mechanical conditions to cultured cells. To emulate the dynamic environment of vocal folds, a novel vocal fold bioreactor capable of producing vibratory stimulations at fundamental phonation frequencies is constructed and characterized. The device is composed of a function generator, a power amplifier, a speaker selector and parallel vibration chambers. Individual vibration chambers are created by sandwiching a custom-made silicone membrane between a pair of acrylic blocks. The silicone membrane not only serves as the bottom of the chamber but also provides a mechanism for securing the cell-laden scaffold. Vibration signals, generated by a speaker mounted underneath the bottom acrylic block, are transmitted to the membrane aerodynamically by the oscillating air. Eight identical vibration modules, fixed on two stationary metal bars, are housed in an anti-humidity chamber for long-term operation in a cell culture incubator. The vibration characteristics of the vocal fold bioreactor are analyzed non-destructively using a Laser Doppler Vibrometer (LDV). The utility of the dynamic culture device is demonstrated by culturing cellular constructs in the presence of 200-Hz sinusoidal vibrations with a mid-membrane displacement of 40 &#181;m. Mesenchymal stem cells cultured in the bioreactor respond to the vibratory signals by altering the synthesis and degradation of vocal fold-relevant, extracellular matrix components. The novel bioreactor system presented herein offers an excellent in vitro platform for studying vibration-induced mechanotransduction and for the engineering of functional vocal fold tissues.

A novel vocal fold bioreactor capable of delivering physiologically relevant, vibratory stimulation to cultured cells is constructed and characterized. This dynamic culture device, when combined with a fibrous poly(&#949;-caprolactone) scaffold, creates a vocal fold-mimetic environment that modulates the behaviors of mesenchymal stem cells.

Bir Roman Vokal Fold Bioreactor İnşaatı ve Karakterizasyonu

In vitro engineering of mechanically active tissues requires the presentation of physiologically relevant mechanical conditions to cultured cells. To ...

Cultivation of Mammalian Cells Using a Single-use Pneumatic Bioreactor System

Recent advances in mammalian, insect, and stem cell cultivation and scale-up have created tremendous opportunities for new therapeutics and personalized medicine innovations. However, translating these advances into therapeutic applications will require in vitro systems that allow for robust, flexible, and cost effective bioreactor systems. There are several bioreactor systems currently utilized in research and commercial settings; however, many of these systems are not optimal for establishing, expanding, and monitoring the growth of different cell types. The culture parameters most challenging to control in these systems include, minimizing hydrodynamic shear, preventing nutrient gradient formation, establishing uniform culture medium aeration, preventing microbial contamination, and monitoring and adjusting culture conditions in real-time. Using a pneumatic single-use bioreactor system, we demonstrate the assembly and operation of this novel bioreactor for mammalian cells grown on micro-carriers. This bioreactor system eliminates many of the challenges associated with currently available systems by minimizing hydrodynamic shear and nutrient gradient formation, and allowing for uniform culture medium aeration. Moreover, the bioreactor&#8217;s software allows for remote real-time monitoring and adjusting of the bioreactor run parameters. This bioreactor system also has tremendous potential for scale-up of adherent and suspension mammalian cells for production of a variety therapeutic proteins, monoclonal antibodies, stem cells, biosimilars, and vaccines.

Using a pneumatic bioreactor, we demonstrate the assembly, operation, and performance of this single-use bioreactor system for the growth of mammalian cells.

Tek kullanımlık Pnömatik Biyoreaktör Sistemi kullanılarak memeli hücrelerinde yetiştirme

Recent advances in mammalian, insect, and stem cell cultivation and scale-up have created tremendous opportunities for new therapeutics and personalized ...

A Novel Bioreactor for High Density Cultivation of Diverse Microbial Communities

A novel reactor design, coined a high density bioreactor (HDBR), is presented for the cultivation and study of high density microbial communities. Past studies have evaluated the performance of the reactor for the removal of COD1 and nitrogen species2-4 by heterotrophic and chemoautotrophic bacteria, respectively. The HDBR design eliminates the requirement for external flocculation/sedimentation processes while still yielding effluent containing low suspended solids. In this study, the HDBR is applied as a photobioreactor (PBR) in order to characterize the nitrogen removal characteristics of an algae-based photosynthetic microbial community. As previously reported for this HDBR design, a stable biomass zone was established with a clear delineation between the biologically active portion of the reactor and the recycling reactor fluid, which resulted in a low suspended solid effluent. The algal community in the HDBR was observed to remove 18.4% of total nitrogen species in the influent. Varying NH4+ and NO3- concentrations in the feed did not have an effect on NH4+ removal (n=44, p=0.993 and n=44, p=0.610 respectively) while NH4+ feed concentration was found to be negatively related with NO3- removal (n=44, p=0.000) and NO3- feed concentration was found to be positively correlated with NO3- removal (n=44, p=0.000). Consistent removal of NH4+, combined with the accumulation of oxidized nitrogen species at high NH4+ fluxes indicates the presence of ammonia- and nitrite-oxidizing bacteria within the microbial community.

A novel reactor design, coined a high density bioreactor (HDBR), is presented for the cultivation and study of high density microbial communities. Here, the HDBR is successfully applied in a photobioreactor (PBR) configuration for the study of nitrogen metabolism by a mixed high density algal community.

Çeşitli mikrobiyal Toplulukları Yüksek Yoğunluklu Yetiştirme için Yeni Bir Biyoreaktör

A novel reactor design, coined a high density bioreactor (HDBR), is presented for the cultivation and study of high density microbial communities. Past ...

Assembly and Operation of an Acoustofluidic Device for Enhanced Delivery of Molecular Compounds to Cells

Efficient intracellular delivery of biomolecules is required for a broad range of biomedical research and cell-based therapeutic applications. Ultrasound-mediated sonoporation is an emerging technique for rapid intracellular delivery of biomolecules. Sonoporation occurs when cavitation of gas-filled microbubbles forms transient pores in nearby cell membranes, which enables rapid uptake of biomolecules from the surrounding fluid. Current techniques for in vitro sonoporation of cells in suspension are limited by slow throughput, variability in the ultrasound exposure conditions for each cell, and high cost. To address these limitations, a low-cost acoustofluidic device has been developed which integrates an ultrasound transducer in a PDMS-based fluidic device to induce consistent sonoporation of cells as they flow through the channels in combination with ultrasound contrast agents. The device is fabricated using standard photolithography techniques to produce the PDMS-based fluidic chip. An ultrasound piezo disk transducer is attached to the device and driven by a microcontroller. The assembly can be integrated inside a 3D-printed case for added protection. Cells and microbubbles are pushed through the device using a syringe pump or a peristaltic pump connected to PVC tubing. Enhanced delivery of biomolecules to human T cells and lung cancer cells is demonstrated with this acoustofluidic system. Compared to bulk treatment approaches, this acoustofluidic system increases throughput and reduces variability, which can improve cell processing methods for biomedical research applications and manufacturing of cell-based therapeutics.

This protocol describes the assembly and operation of a low-cost acoustofluidic device for rapid molecular delivery to cells via sonoporation induced by ultrasound contrast agents.

Moleküler Bileşiklerin Hücrelere Daha İyi Teslimi İçin Akostofluidik Bir Cihazın Montajı ve çalışması

Efficient intracellular delivery of biomolecules is required for a broad range of biomedical research and cell-based therapeutic applications. ...

Open-source Toolkit: Benchtop Carbon Fiber Microelectrode Array for Nerve Recording

Conventional peripheral nerve probes are primarily fabricated in a cleanroom, requiring the use of multiple expensive and highly specialized tools. This paper presents a cleanroom "light" fabrication process of carbon fiber neural electrode arrays that can be learned quickly by an inexperienced cleanroom user. This carbon fiber electrode array fabrication process requires just one cleanroom tool, a Parylene C deposition machine, that can be learned quickly or outsourced to a commercial processing facility at marginal cost. This fabrication process also includes hand-populating printed circuit boards, insulation, and tip optimization. 
The three different tip optimizations explored here (Nd:YAG laser, blowtorch, and UV laser) result in a range of tip geometries and 1 kHz impedances, with blowtorched fibers resulting in the lowest impedance. While previous experiments have proven laser and blowtorch electrode efficacy, this paper also shows that UV laser-cut fibers can record neural signals in vivo. Existing carbon fiber arrays either do not have individuated electrodes in favor of bundles or require cleanroom fabricated guides for population and insulation. The proposed arrays use only tools that can be used at a benchtop for fiber population. This carbon fiber electrode array fabrication process allows for quick customization of bulk array fabrication at a reduced price compared to commercially available probes.

Here, we describe fabrication methodology for customizable carbon fiber electrode arrays for recording in vivo in nerve and brain.

Açık Kaynaklı Araç Seti: Sinir Kaydı için Tezgah Üstü Karbon Fiber Mikroelektoğr Dizisi

Conventional peripheral nerve probes are primarily fabricated in a cleanroom, requiring the use of multiple expensive and highly specialized tools. This ...

The Fabrication and Operation of a Continuous Flow, Micro-Electroporation System with Permeabilization Detection

Current therapeutic innovations, such as CAR-T cell therapy, are heavily reliant on viral-mediated gene delivery. Although efficient, this technique is accompanied by high manufacturing costs, which has brought about an interest in using alternative methods for gene delivery. Electroporation is an electro-physical, non-viral approach for the intracellular delivery of genes and other exogenous materials. Upon the application of an electric field, the cell membrane temporarily allows molecular delivery into the cell. Typically, electroporation is performed on the macroscale to process large numbers of cells. However, this approach requires extensive empirical protocol development, which is costly when working with primary and difficult-to-transfect cell types. Lengthy protocol development, coupled with the requirement of large voltages to achieve sufficient electric-field strengths to permeabilize the cells, has led to the development of micro-scale electroporation devices. These micro-electroporation devices are manufactured using common microfabrication techniques and allow for greater experimental control with the potential to maintain high throughput capabilities. This work builds off a microfluidic-electroporation technology capable of detecting the level of cell membrane permeabilization at a single-cell level under continuous flow. However, this technology was limited to 4 cells processed per second, and thus a new approach for increasing the system throughput is proposed and presented here. This new technique, denoted as cell-population-based feedback control, considers the cell permeabilization response to a variety of electroporation pulsing conditions and determines the best-suited electroporation pulse conditions for the cell type under test. A higher-throughput mode is then used, where this 'optimal' pulse is applied to the cell suspension in transit. The steps for fabricating the device, setting up and running the microfluidic experiments, and analyzing the results are presented in detail. Finally, this micro-electroporation technology is demonstrated by delivering a DNA plasmid encoding for green fluorescent protein (GFP) into HEK293 cells.

This protocol describes the microfabrication techniques required to build a lab-on-a-chip, microfluidic electroporation device. The experimental setup performs controlled, single-cell-level transfections in a continuous flow and can be extended to higher throughputs with population-based control. An analysis is provided showcasing the ability to electrically monitor the degree of cell membrane permeabilization in real-time.

Sürekli akışlı, permeabilizasyon algılamalı mikro-elektroporasyon sisteminin imalatı ve işletilmesi

Current therapeutic innovations, such as CAR-T cell therapy, are heavily reliant on viral-mediated gene delivery. Although efficient, this technique is ...