This work was supported by grants from the Deutsche Forschungsgemeinschaft to SB (BR-2215; SFB 497/A9).

HINWEIS: Alle Tierversuche wurden in Übereinstimmung mit dem deutschen Recht durchgeführt und wurden von den Regierungsstellen in Tübingen genehmigt. 1. Herstellung der Mikropipetten, Lösungen und Membranen <ol><li> Herstellung von Mikropipetten <ol><li> Ziehen Glasmikropipetten mit einer Mikropipette Abzieher mit folgendem Programm: Wärme: 540, Ziehen: 125, Geschwindigkeit: 20 und Delay: 140. Die Nadellänge beträgt 5,5 cm. </li><li> Kegel Nadeln mit einem microgrinder einen geeigneten Spitzengröße von 4 mm zu erhalten. Speichern die Nadeln in einer Box oder 15 cm Petrischale werden Beschädigungen an den Spitzen. </li></ol></li><li> Zubereitung der Lösungen <ol><li> Plasmid-DNA-Lösung <ol><li> Vorbereitung von Plasmid-DNA, die die gewünschte cDNA-Konstrukts unter Verwendung eines Endotoxin-freien Maxi-Prep-Kit nach Herstellerprotokoll. </li><li> Einzustellen Plasmid-DNA-Lösung auf eine Endkonzentration von 3 &amp; mgr; g / &amp; mgr; l (ohne GFP Spike vector) oder 4 &amp; mgr; g /ul (mit 1 ug GFP Spike Vektor) in endotoxinfreiem Tris-EDTA-Puffer, der Fast Green (Endkonzentration 0,05%). </li></ol></li><li> Laminin Stammlösung <ol><li> Man löst 1 mg Laminin in sterilem Wasser bis zu einem Endvolumen von 1 ml. Bereiten Sie 100 ul Aliquots und bei -80 ° C. </li></ol></li><li> Poly-L-Lysin-Stammlösung <ol><li> Man löst 50 mg Poly-L-Lysin in 50 ml sterilem Wasser bis zu einer Endkonzentration von 1 mg / ml. Bereiten Sie 1 ml Aliquots und lagern in -20 ° C. </li></ol></li><li> Füllen Hanks Balanced Salt Solution (Complete HBSS) <ol><li> Bereiten komplette HBSS durch Kombination von 100 ml 10x HBSS, 2,5 ml 1 M HEPES-Puffer (pH 7,4), 30 ml 1 M D-Glucose, 10 ml 100 mM CaCl 2, 10 ml von 100 mM MgSO 4 und 4 ml 1 M NaHCO 3. In sterilem Wasser bis zu 1 l und bei 4 ° C. HINWEIS: Autoklav alle Lösungen erwarten, 1 M HEPES-Puffer und 1 M D-Glucose, die fil sindter sterilisiert. </li></ol></li><li> Slice-Kultur-Medium <ol><li> Bereiten Scheibe Kulturmedium durch Zugabe von 35 ml von Basal Medium Eagle, 12,9 ml komplettem HBSS (1.2.4), 1,35 ml 1 M D-Glucose, 250 &amp; mgr; l von 200 mM L-Glutamin und 500 &amp; mgr; l Penicillin-Streptomycin erhalten ein Endvolumen von 50 ml. Hinzufügen Pferdeserum auf eine Endkonzentration von 5% und bei 4 ° C. </li></ol></li><li> Mit niedrigem Schmelzpunkt (LMP) Agarosegel <ol><li> Vorbereiten einer 4% LMP Agarose-Lösung durch Zugabe von 2 g des LMP-Agarose auf 50 ml komplettem HBSS (1.2.4), gefolgt von Erhitzen in einer Mikrowelle für 1-2 min bei hoher Leistung. Diese Lösung wird in einem Wasserbad bei 37 bis 39 ° C. Die Lösung ist bei 4 ° C und Wiederverwendung. </li></ol></li><li> Paraformaldehydlösung <ol><li> In einem Abzug bereiten eine 4% Paraformaldehyd (PFA) Lösung durch Zugabe von 4 g Paraformaldehyd in 100 ml 1x PBS. Die Lösung wird auf 60 ° C und ein paar Tropfen 1 N NaOH, bis die Lösung cLear. </li></ol></li><li> Permeabilisierung Lösung <ol><li> Man löst 9 g BSA in 300 ml 1x PBS, enthaltend 0,3% Trition X-100 und bei 4 ° C. Zugabe von 10% Natriumazid für eine Langzeitspeicherung. </li></ol></li></ol></li><li> Beschichtung der Membraneinsätze <ol><li> Verdünne ein Aliquot von Laminin-Stammlösung (1.2.2) und ein Aliquot von Poly-L-Lysin-Stammlösung (1.2.3) in sterilem Wasser auf ein Endvolumen von 12 ml. </li><li> Platzieren Membraneinsätze in Platten mit 6 Vertiefungen mit jeweils gut mit 2 ml sterilem Wasser. 1 ml der Beschichtungslösung auf die Oberseite der Membran und inkubieren O / N bei 37 ° C in einem 5% CO 2 -Inkubator. </li><li> Nach Inkubation die Membraneinsätze dreimal mit 1 ml sterilem Wasser und trocken. Verwenden beschichteten Membran-Einsätze am selben Tag oder bei 4 ° C für bis zu vier Wochen in einem trockenen 6-Well-Platte. </li></ol></li></ol> 2. DNA-Injektion und Elektroporation von E15.5 und E18.5 Embryonen <ol><li&gt; Anesthetize eine Zeit gepaart weiblichen Maus, indem Sie es in eine betäubende Kammer mit 5% Isofluran gesättigten und einem Verdampfer verbunden. Zirkulieren Isofluran und Sauerstoff mit einer Rate von 1 L / min. Halten Sie das Tier in der Box für 2-4 Minuten oder bis zum Unbewussten, die durch Zusammendrücken zwischen den Pfoten der Maus getestet wird. </li><li> Euthanize den bewusstlosen Maus durch Genickbruch an embryonalen Tag (E) 15,5 oder 18,5. Präparieren Sie die Gebärmutter, die die Embryonen 13 und legen Sie sie in eine Petrischale mit 15 bis 20 ml kaltem komplette HBSS. HINWEIS: Von diesem Punkt an, halten Sie die Embryonen und Gewebe auf Eis. </li><li> Verwenden Sie eine Schere, um jeden Embryo aus dem Uterushorn und Ort in eine zweite Petrischale mit kaltem HBSS komplett zu trennen. </li><li> Unter einem Binokular, trennen die Uterusmuskulatur Wand und die Plazenta mit einer feinen Pinzette (# 55) und eine Schere. Vorsichtig lösen, den Embryo aus dem Dottersack. </li><li> Verwenden Sie ein Paar Bonn Schere decapitate die Embryonen gerade oberhalb der Vorderbeine bei einem Winkel von 60º. Wenn das Experiment erfordert Genotypisierung der Embryonen, sammeln eine Gewebeprobe für die Isolierung genomischer DNA (ein kleines Stück Schwanz). </li><li> Übertragen Sie den Kopf, um eine saubere und trockene Petrischale. Da der Kopf war in einem Winkel von 60 ° enthauptet wurde, sollte der Kopf zur Seite neigen, wenn platziert dorsalen Seite nach oben. </li><li> Platzieren einer Nadel vorsichtig in der Mitte der Halbkugel in der Nähe der Bregma (1A, B). Injizieren etwa 2-3 &amp; mgr; l (bei 3 oder 4 ug / ul) DNA-Lösung, indem er auf das Pedal des Picospritzer III unter Verwendung von 30 Pfund Druck für die Dauer von 10-15 ms pro Impuls Aufbringen 5-8 Impulsen. Die Dauer und die Anzahl der Impulse ist abhängig vom Durchmesser des Nadelöffnung mit kleineren Öffnungen mehr Zeit erfordern. Der Abstand zwischen jedem Impuls beträgt 1 sec. </li><li> Vor dem Einsetzen der Elektroden, ein paar Tropfen von kompletten HBSS auf den Kopf des embryo. Die Elektroden werden in der Weise, daß die &quot;negative&quot; Klemme auf der gleichen Seite wie das injizierte Herzkammer und der &quot;positive&quot; Elektrode, die auf der gegenüberliegenden Seite des eingespritzten Ventrikel unter dem Ohr des Embryos Kopf (1C, D). Bewerben 5 Impulse von 50 V. <ol><li> Verwenden Sie 3 mm Elektroden für E 15.5 und 5 mm Elektroden für E 18.5. </li></ol></li></ol> 3. Präparation des Gehirns <ol><li> Nach der Elektroporation, beim Abziehen der Haut von dem Kopf mit Hilfe einer feinen Pinzette. Verwendung eines Paares von Feder Schere einen kleinen Einschnitt in der Mitte des Kleinhirns an der Mittellinie des Schädels. </li><li> Setzen Sie die Feder Schere in den Einschnitt und geschnitten längs entlang der Pfeilnaht. Ziehen Sie die Schädel und lösen das Gehirn aus dem Schädel durch die Verwendung einer feinen Pinzette. Übertragen Sie das gesamte Gehirn in 15-20 ml kaltem HBSS komplette Lösung. </li><li> Inzwischen pour 4% LMP-Agarose,bei 37-39 ° C in einem Wasserbad gehalten wird, in eine Abzieh-Form. </li><li> Nehmen Sie das Gehirn aus dem kompletten HBSS von einer kleinen Schaufel Spachtel und Abfluss über HBSS mit Hilfe feiner Seidenpapier oder Kimwipes. </li><li> Stellen Sie das gesamte Gehirn sanft in die Agarose und stellen Sie ihre Position mit einer feinen Nadel. Halten Sie die Form auf Eis, bis die Agarose verfestigte und der Block wird geschnitten (für Koronalschnitte die Riechkolben nach oben zeigen). </li></ol> 4. Vibratom Schnitte und Slice-Kultur- <ol><li> Schneiden Sie die LMP-Agarose-Blöcke und kleben sie auf dem Probentisch mit &quot;Superkleber&quot;. Nach der Kleber trocken Übertragung der Probentisch in die Pufferwanne des Vibratom und füllen mit eiskaltem HBSS abzuschließen, bis der Block in die Lösung eingetaucht. HINWEIS: Sterilisieren Sie alle Instrumenten- und Geräteoberflächen mit 70% Ethanol vor dem Schneiden. </li><li> Bereiten 250 um dicken Vibratom Abschnitte mit einer neuen Klinge wie folgt. <ol><li> Schneiden Sie die Block with folgenden Einstellungen; Frequenz - 60 Hz, Amplitude - 0,7 um, Geschwindigkeit 16-18 mm / sek. Schneiden Sie die Abschnitte, die mit den obigen Einstellungen bei niedriger Geschwindigkeit (9 mm / s) das gewünschte Gewebe. Ab der Schnitt aus dem Hinterhirn, sammeln 5-7 Abschnitte aus dem Großhirn. </li><li> Übertragen Sie die Teile auf ein sauberes 6 Well-Kulturschale mit 5 ml eiskaltem HBSS mit Hilfe eines gebogenen Spatel zu vollenden und zu halten auf dem Eis, bis alle Abschnitte werden gesammelt (1E). </li></ol></li><li> Feuchten Sie die Membran in einem Quer Mode mit 100 ul HBSS komplette, bevor die Abschnitte auf der Membran, um die Ausrichtung der Abschnitte zu erleichtern. </li><li> Übertragen Sie die Abschnitte mit einem gebogenen Spatel auf die Membran (abholen eine Ecke des Abschnitts mit einer Pinzette und ziehen auf den Spatel und dann mit der Zange, um den Abschnitt auf die Membran zu drücken). Legen Sie bis zu fünf Abschnitte auf einer Membran und vereinbaren Sie mit einer Pinzette (1F). Nicht überlappen die Abschnitte miteinander. <ol><li> Nehmen Sie die überschüssigen HBSS von der Membran mit einer Pipette. Die spezifischen Membranen hier sind an einem Rahmen befestigt ist und in das Gewebekulturplatte, die das Gewebe in Kontakt zu sein, aber nicht durch das Mittel bedeckt ermöglicht eingefügt. </li></ol></li><li> Setzen Sie die Membraneinsätze in einen 6 Well-Platte mit 1,8 ml Stück Kulturmedium (1.2.5) (Abbildung 1 G, H). Inkubieren der Kulturschale bei 37 ° C mit 5% CO 2 für 11 oder 14 DIV DIV. Ändern Sie die Hälfte des Mediums (0,9 ml) jeden zweiten Tag. HINWEIS: In diesem Stadium hinzu Reagenzien wie Bromdesoxyuridin (BrdU; 10 &amp; mgr; M Endkonzentration) für die Kennzeichnung von proliferierenden Zellen zu den Medien für die ersten 20 Stunden der Kulturzeit. </li></ol> 5. Fixierung der Sektionen durch Immunfluoreszenzfärbungen Gefolgt <ol><li> Verwenden Sie eine saubere und scharfe Skalpellklinge zu schneiden und trimmen die Membranen in Abhängigkeit von der Ausrichtung derdie Abschnitte. </li><li> Übertragen der Abschnitte zusammen mit der Membran auf eine Platte mit 24 Vertiefungen, die 1 ml 4% PFA (1.2.7). Inkubiere die Abschnitte für 1 h bei RT, gefolgt von 3 Waschungen mit 1x PBS für je 15 min. Inkubieren der Abschnitte O / N bei Permeabilisierung Lösung bei 4 ° C unter leichtem Schütteln. </li><li> Am folgenden Tag, Inkubation der Schnitte mit geeigneten primären Antikörper, in Permeabilisierung Lösung verdünnt, O / N oder für 48 Stunden bei 4 ° C unter leichtem Schütteln. </li><li> 3 Mal Waschen Sie die Teile für 15 min mit 1x PBS und Inkubation O / N bei 4 ° C mit den entsprechenden Sekundärantikörper in Permeabilisierung Lösung verdünnt. </li><li> Nach der Inkubation mit sekundären Antikörpern, waschen Sie die Teile einmal mit 1x PBS für 15 min, gefolgt von DAPI-Färbung für 10 min. </li><li> 3 mal mit 1x PBS Waschen Sie die Teile für 15 min je und übertragen auf Objektträger. Fügen ImmunoMount und sanft legen Sie eine Deckglas Sektionen. Trocknen Sie die Dias O / N bei 4 ° C und seal mit Nagellack. HINWEIS: Halten Sie die Folien immer bei 4 ° C. <ol><li> Analysieren Sie die Schnittkulturen durch konfokale Mikroskopie (Abbildung 1E). </li></ol></li></ol>

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(2), (2007).</li><li>Sugiyama, T., Osumi, N., Katsuyama, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+germinal+matrices+in+the+developing+dentate+gyrus+are+composed+of+neuronal+progenitors+at+distinct+differentiation+stages.">The germinal matrices in the developing dentate gyrus are composed of neuronal progenitors at distinct differentiation stages.</a> Dev Dyn. 242, 1442-1453 (2013).</li><li>Lechler, T., Fuchs, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Desmoplakin:+an+unexpected+regulator+of+microtubule+organization+in+the+epidermis.">Desmoplakin: an unexpected regulator of microtubule organization in the epidermis.</a> J Cell Biol. 176, 147-154 (2007).</li><li>Nichols, A. J., O'Dell, R. S., Powrozek, T. A., Olson, E. 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The authors declare that they have no competing financial interests.

Der Hippocampus hat eine wichtige Funktion bei Lernen und Gedächtnis. Gyrus dentatus ist auch einer der beiden Hirnregionen, wo die Neurogenese tritt nicht nur während der Entwicklung, sondern auch im Erwachsenenalter. Die postnatale und adulte Neurogenese erfolgt in ähnlicher Weise mit vielen Gemeinsamkeiten. Definition der Regulierungsmechanismen dieser Faktoren wird sehr hilfreich für das Verständnis neurodegenerativer Erkrankungen, die wiederum zu neuen Therapien und präventive Maßnahmen zu führen. Um diese ...

Der Hippocampus spielt eine wichtige Rolle im Gedächtnis und Lernen sowie emotionales Verhalten. Eine Hauptfunktion besteht in der Konsolidierung des Kurzzeitgedächtnisses in das Langzeitgedächtnis, die hohe Plastizität des Nervensystems erfordert. Der Gyrus dentatus des Hippocampus wirkt als primäre Gateway für Eingabeinformation und ist auch einer der beiden Hirnregionen mit laufenden Neurogenese im Erwachsenenalter 1,2. Die Entwicklung der hippocampalen Struktur tritt während der späten Embryogenese und insbesondere während der ersten 3 bis 4 Wochen nach der Geburt 3. Während der frühen Entwicklung des Gyrus dentatus eine Stammzellpools hergestellt für postnatale erforderlich sowie adulte Neurogenese 4. Entwicklung von Nervenzellen durchlaufen verschiedene Stadien, von der Stammzelle über mehrere Stufen der Vorläuferzellen in die unreifen und schließlich reifen Neuronen während der postnatalen und adulten Neurogenese. In verschiedenen Stadien der Neurogenese die Expressionspezifische Gene erforderlich ist, um die Reifung und Integration neuer Neuronen in Hippocampus-Schaltung 5,6 erlauben. Verwendung Mausgenetik und Phänotypanalyse immunhistochemisch sowie molekulare Methoden erlaubt die Definition der Expressionsmuster und Funktion vieler dieser Gene. Neben Microarray-Analyse sowie Chromatinimmunpräzipitation (ChIP) zur Verfügung gestellten Informationen über potenzielle direkte und indirekte Zielgene 7,8. Allerdings gibt es noch viele offene Fragen über die Regulierungsmechanismen der Hippocampus-Entwicklung, insbesondere die Entwicklung des Gyrus dentatus. Um einen tieferen Einblick, wie spezifische Gene reguliert ein System erforderlich erlaubt die Manipulation von einer kleinen Anzahl von Zellen durch Down- oder Hochregulierung des Gens von Interesse und / oder seinen Zielgenen und folgen ihr Schicksal während der Entwicklung zu erhalten. In utero Elektroporation von shRNAs, cDNA der Gene von Interesse oder Cre recombinase stellt ein solches Werkzeug. Um das Vorhandensein der gewünschten DNA oder kleine RNAs Expressionsplasmide sollte für die Elektroporation verwendet werden, zu gewährleisten. Dieser Ansatz ist erfolgreich bei der Untersuchung kortikalen Entwicklung 9,10 ein herausfordernder Ansatz Untersuchung der Entwicklung des Gyrus dentatus auf Grund der Position der hippocampalen Strukturen tiefer Gehirnschichten implementiert, aber ist. Ex utero Elektroporation gefolgt von organotypischen Kultur ist ein Ansatz, um dieses Problem zu umgehen 11,12. Im Gegensatz zu den in utero Elektroporation nicht den gesamten Embryo aber nur der Kopf verwendet ermöglicht es daher, die Elektroden in einer günstigeren Weise, die shRNA / DNA Richtung Hippocampus und Gyrus dentatus direkt auszulösen. Unsere Gruppe erfolgreich eingesetzt ex utero Elektroporation, um die Rolle des Transkriptionsfaktors BCL11B im Gyrus dentatus Entwicklung 8 studieren. BCL11B hat eine doppelte Funktion Gyrus dentatus Entwicklung regulating Vorläuferzellproliferation und Differenzierung wurde durch Immunhistochemie nachgewiesen. Um einen Mechanismus für BCL11B Einbindung in diesen Prozessen weiter zu definieren, wurden Protokolle des Polleux Gruppe 11,12 eingestellt, um den Gyrus dentatus, wie unten in dem Protokoll beschrieben untersuchen. In einem ersten Ansatz wurde die Frage angesprochen, ob BCL11B regelt neuronalen Zelldifferenzierung Zelle autonom. Ein zweiter Ansatz untersucht, ob Desmoplakin, Direkt Zielgen BCL11B, genügt, um die BCL11B Phänotyp retten.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="271">
	<tbody>
		<tr height="106">
			<td height="106" style="height:106px;width:71px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td style="width:73px;">Company</td>
			<td style="width:63px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:64px;">Comments/ Description</td>
		</tr>
		<tr height="106">
			<td height="106" style="height:106px;width:71px;">Flaming/ Brown Micropipette Puller</td>
			<td style="width:73px;">Sutter Instruments Company (USA)</td>
			<td style="width:63px;">P-97</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:71px;">Fine Glass Pipettes</td>
			<td style="width:73px;">Warner Instruments</td>
			<td style="width:63px;">G100F-4</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:71px;">Microgrinder</td>
			<td style="width:73px;">Narishige, Japan</td>
			<td style="width:63px;">EG-44</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:71px;">Anesthetic Bracket unit</td>
			<td style="width:73px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:63px;">PY2 34-0412</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:71px;">Halovet Vaporizer</td>
			<td style="width:73px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:63px;">PY2 34-0398</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:71px;">Fluovac System</td>
			<td style="width:73px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:63px;">PY2 34-0387</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:71px;">IMS Fluosorber</td>
			<td style="width:73px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:63px;">PY2 34-0415</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:71px;">Anesthetizing Chamber</td>
			<td style="width:73px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:63px;">PY2 34-0460</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:71px;">Electroporator</td>
			<td style="width:73px;">BEX Company</td>
			<td style="width:63px;">CUY21 EDIT</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="106">
			<td height="106" style="height:106px;width:71px;">Tweezers with disk electrodes</td>
			<td style="width:73px;">BEX Company</td>
			<td style="width:63px;">LF650P3</td>
			<td style="width:64px;">3 mm electrodes for E15.5</td>
		</tr>
		<tr height="106">
			<td height="106" style="height:106px;width:71px;">Tweezers with disk electrodes</td>
			<td style="width:73px;">BEX Company</td>
			<td style="width:63px;">LF650P5</td>
			<td style="width:64px;">5 mm electrodes for E18.5</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:71px;">Picospritzer III</td>
			<td style="width:73px;">Parker Hannifin Corporation</td>
			<td style="width:63px;">P/N 052-0500-900</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="148">
			<td height="148" style="height:148px;width:71px;">HM 650V Vibrating Blade Microtome, 230V</td>
			<td style="width:73px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:63px;">920120</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="106">
			<td height="106" style="height:106px;width:71px;">Dissection Microscope</td>
			<td style="width:73px;">Carl Zeiss Microscopy Gmbh</td>
			<td style="width:63px;">Stemi SV8</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:71px;">Inverted Microscope</td>
			<td style="width:73px;">Leica</td>
			<td style="width:63px;">Leica DM IL LED</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:71px;">Confocal Microscope</td>
			<td style="width:73px;">Leica</td>
			<td style="width:63px;">Sp5II</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="42" rowspan="2" style="height:42px;width:71px;">6 well dish</td>
			<td rowspan="2" style="width:73px;">BD Falcon</td>
			<td rowspan="2" style="width:63px;">#353502</td>
			<td rowspan="2" style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:71px;">6 well dish</td>
			<td style="width:73px;">CELLSTAR</td>
			<td style="width:63px;">#657160</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:71px;">Tissue culture inserts</td>
			<td style="width:73px;">BD Falcon</td>
			<td style="width:63px;">#353090</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:71px;">Fast Green</td>
			<td style="width:73px;">Sigma</td>
			<td style="width:63px;">F7252</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:71px;">Laminin</td>
			<td style="width:73px;">Sigma</td>
			<td style="width:63px;">#L2020</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:71px;">Poly-L-lysine</td>
			<td style="width:73px;">Sigma</td>
			<td style="width:63px;">#P5899</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:71px;">Spring scissors</td>
			<td style="width:73px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:63px;">15003-08</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:71px;">Extra Fine Bonn Scissors</td>
			<td style="width:73px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:63px;">14084-08</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:71px;">Forceps</td>
			<td style="width:73px;">Dumont #55</td>
			<td style="width:63px;">11255-20 Inox</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:71px;">HBSS 10X</td>
			<td style="width:73px;">Life Technology</td>
			<td style="width:63px;">14180-046</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:71px;">BME</td>
			<td style="width:73px;">Life Technology</td>
			<td style="width:63px;">41010-26</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

ex utero electroporation and organotypic slice culture of mouse hippocampal tissue

Mouse genetics offers a powerful tool determining the role of specific genes during development. Analyzing the resulting phenotypes by immunohistochemical and molecular methods provides information of potential target genes and signaling pathways. To further elucidate specific regulatory mechanisms requires a system allowing the manipulation of only a small number of cells of a specific tissue by either overexpression, ablation or re-introduction of specific genes and follow their fate during development. To achieve this ex utero electroporation of hippocampal structures, especially the dentate gyrus, followed by organotypic slice culture provides such a tool. Using this system to generate mosaic deletions allows determining whether the gene of interest regulates cell-autonomously developmental processes like progenitor cell proliferation or neuronal differentiation. Furthermore it facilitates the rescue of phenotypes by re-introducing the deleted gene or its target genes. In contrast to in utero electroporation the ex utero approach improves the rate of successfully targeting deeper layers of the brain like the dentate gyrus. Overall ex utero electroporation and organotypic slice culture provide a potent tool to study regulatory mechanisms in a semi-native environment mirroring endogenous conditions.

Ablation des Transkriptionsfaktors BCL11B verursacht die Beeinträchtigung der Vorläuferzellproliferation und neuronalen Differenzierung, was zu einer reduzierten Gyrus dentatus Größe und die Zellzahl. Darüber mutierten Neuronen nicht in die Hippocampus-Schaltung verursacht Lern- und Gedächtnisstörungen 8 zu integrieren. Um Fragen bezüglich der regulatorischen Mechanismus (n) des BCL11B in diesen Prozessen ex utero Elektroporation beschäftigt war zu beantworten. A...

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Ex Utero Electroporation and Organotypic Slice Culture of Mouse Hippocampal Tissue

Here we present a protocol providing a tool to examine regulatory mechanisms of specific genes during hippocampal development. Employing ex utero electroporation and organotypic slice culture allows the up- and down-regulation of the expression of genes of interest in single cells and follow their fate during development.

Ex Utero Elektroporation und Organotypischen Kultur der Maus Hippocampus-Gewebe

Mouse genetics offers a powerful tool determining the role of specific genes during development. Analyzing the resulting phenotypes by immunohistochemical ...

ex-utero-electroporation-organotypic-slice-culture-mouse-hippocampal

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Ex Utero Electroporation and Organotypic Slice Culture of Mouse Hippocampal Tissue

9.4K Aufrufe.  University of Ulm. Here we present a protocol providing a tool to examine regulatory mechanisms of specific genes during hippocampal development. Employing ex utero electroporation and organotypic slice culture allows the up- and down-regulation of the expression of genes of interest in single cells and follow their fate during development.