Einige Details dieses Protokoll wurden mit Unterstützung von Dr. Adam Dobson optimiert, der auch hilfreiche Kommentare zum Manuskript zur Verfügung gestellt. Diese Arbeit wurde von der Stiftung für die National Institutes of Health (FNIH) Gewährungsnummer R01GM095372 (JMC, A (CN) W, AJD und AED) unterstützt wurde. FNIH Gewährungsnummer 1F32GM099374-01 (PDN) und Brigham Young University Startfonds (JMC, MLK, MV). Publikationskosten wurden von der Brigham Young University College of Life Sciences und Department of Plant and Wildlife Sciences unterstützt.

1. Kultur Bakterien (Start ~ 1 Woche vor der Eier Picking) <ol><li> Bereiten modifizierten MRS 20 (MMRs) -Platten und Brühe Rohre (Tabelle 1). Gießen Sie 20 ml MMRS Agar in jede 100 mm Petrischale und erlauben / trocken über Nacht abkühlen, oder 5 ml MMRS Brühe in 18 mm-Teströhrchen. </li><li> Streak Acetobacter pomorum, A. tropicalis, Lactobacillus brevis und L. plantarum auf MMRS Agarplatten. Inkubieren Acetobacter über Nacht bei 30 ° C. Inkubieren Lactobacillus anaerob durch die Platten in einem luftdichten Behälter und Flutung mit Kohlendioxid Platzierung vor dem Versiegeln. über Nacht bei 30 ° C inkubieren. Anmerkung: L. brevis Kolonien kann bis 24-48 h nicht sichtbar sein. Platten können bei 4 ° C gelagert werden, und Kolonien können für bis zu 3 Wochen verwendet werden. </li><li> Zwei bis drei Tage vor dechorionated Eier sterile Ernährung (Abschnitt 5) zu übertragen, wählen Sie eine einzelne Kolonie von der MMRS Platte in ein Reagenzglas conTaining MMRS Brühe. Wachsen Acetobacter unter Schütteln und wachsen Lactobacillus statisch für 24 Stunden oder bis zur Trübung, die beide bei 30 ° C. </li></ol> 2. Bereiten Sie Sterile Diät <ol><li> Bereiten sterile Diät (Tabelle 2) in einem 2 l Erlenmeyerkolben. Mikrowellen die Diät, bis er drei aufeinanderfolgende mal gekocht hat; mischen zwischen jedem Kochen in. </li><li> Der Kolben wird auf einer Rührplatte unter Rühren zu halten, während Ernährung konischen Zentrifugenröhrchen übertragen. Übertragen 7,5 ml Diät zu 50 ml Zentrifugenröhrchen. Kappe lose die Rohre, und in einem überdachten, autoklavierbar Polypropylen-Rack. </li><li> Sterilisieren Fliegendiät einem Autoklaven bei 121 ° C und 15 psi für 25 min verwendet wird. Entfernen Sie Racks von Autoklaven und sofort jedes Rack horizontal schütteln Diät, um sicherzustellen, nicht trennen während der Abkühlung. Seien Sie vorsichtig, um nicht die Racks schütteln vertikal Übertragung der Ernährung auf den Deckel oder Ränder der Rohre zu verhindern. Lassen Sie die Diät auf einem Schüttler abkühlen für genau 45 Minuten undschütteln wieder die Diät horizontal von Hand. Note: Diät für bis zu einer Woche bei 4-15 ° C gelagert werden. </li><li> Als Alternative zur Verwendung abgedeckt autoklavierbar Racks (Schritte 2.1-2.3) oder Fliegen auf Diäten Konservierungsmittel enthalten, Säure zu erhöhen, führen Sie die folgenden Schritte aus: <ol><li> Bereiten Sie 1 L flüssige Nahrung in einem 2-Liter-Kolben mit einem Rührstab in den Kolben. Autoclave die Diät. </li><li> Nach dem Autoklavieren wurden 10 ml Konservierungsmittel hinzufügen und kontinuierlich auf einem beheizten Rührplatte rühren. Wenn der Agar auf 50-60 ° C abgekühlt ist, in einem Bio-Sicherheitsschrank den Kolben mit einem beheizten Rührplatte bewegen und Kolbentemperatur durch Erhitzen auf 50 bis 60 ° C halten. </li><li> Im Biosicherheitsschrank, pipettieren ~ 7,5 ml einzeln in konische Röhrchen. </li></ol></li></ol> 3. Bereiten Sie Eiablage Cages <ol><li> Machen Sie Traubensaftes Agarplatten durch microwaving 100 ml Wasser, 10 g Bierhefe, 10 g Glucose und 1 g Agar-Agar. Zum Kochen bringen 3 mal in Schritt 1.1 und fügen Sie 10 g gefrorene Traubensaft concentrate, um die Sichtbarkeit der Eier auf der Agarplatte erhöhen. </li><li> Wenn Agar auf 55 ° C abgekühlt ist, gieße 20 ml in 100 mm Petrischalen und Erstarren lassen. </li><li> Decken Sie die Oberfläche der Agarplatten mit einer Hefe-Paste durch Mischen von 1 g Bierhefe mit 15 g Wasser. Gießen Sie Hefe Paste auf die Agar-Platte machen, dass die Oberfläche bedeckt ist, dann das überschüssige abgießen, einen dünnen Hefe Rückstände zu hinterlassen hinter. Wenn mehrere Platten verwendet werden, kann die Paste der Reihe nach auf mehrere Platten gegossen werden. </li><li> Übertragen Agarplatten in den Boden eines Käfigs. Hinweis: Ein 32 Unzen deli Behälter ein guter Ersatz für Acrylfliegenkäfigen ist. <ol><li> Machen Deckel für 32 Unzen deli Behälter durch ein Loch in der oberen Schneide- und eine atmungsaktive Mesh über das Loch mit ungiftigen Leim geklebt wird. Wenn der Kleber auf den Deckel der Einwirkung von Wasser wasserlöslich verhindern. </li></ol></li><li> Transfer 200-300 fliegt in den Behälter und Deckel mit Deckel. Decken Sie die Mesh-geschützten Loch mit einer leeren Petrischale Deckel Prevent Verdampfung von der Agar-Oberfläche und fügen Sie ein feuchtes Tissue-Papier im Inneren des Deckels, falls gewünscht. Inkubieren Fliegen bei 25 ° C über Nacht für 16-20 Std. </li></ol> 4. Sammeln Eier <ol><li> Bereiten Sie ein Sieb für Eiersammlung von Nylon-Mesh in eine Kunststoffbuchse platzieren. </li><li> Um die Platte mit Eiern auf sie abrufen, entfernen Sie fliegt aus dem Käfig durch in einen leeren Behälter zu übertragen. Wenn gleiche Fliegen wird am nächsten Tag verwendet werden, unverzüglich in einen neuen Käfig ein frisch yeasted Traubensaftes Agar-Platte enthält. Fliegen können für 3-5 aufeinander folgenden Tagen verwendet werden </li><li> Entfernen Sie tote Fliegen aus dem Agar mit einem sauberen Pinsel, achten Sie darauf, das Agar nicht zerbrechen. </li><li> Sammeln Sie Eier durch die Agar-Platte mit destilliertem Wasser gespült, sanft Eier von der Agar-Oberfläche, und Gießen des Schlamms über die Maschen zu bürsten. Wiederholen 3-4 mal, bis alle oder die meisten der Eier von der Agarplatte entfernt wurden. </li></ol> 5. Dechorionate Eier und Transfer zum Sterile DIET <ol><li> Bereiten Sie die Biosicherheitsschrank durch das Innere Spritzen (einschließlich Seiten) mit 70% Ethanol. Wischen Sie den Boden mit einem Labor Gewebe und sterilisieren Sie die Haube mit UV-Licht für ~ 15 min. Sterilisieren alle nicht-biologische Vorräte (Probenbecher, Pinsel, Pinzetten, Abfallbehälter, 400 ml sterilisiertem Wasser und 100 ml 0,6% Natriumhypochlorit) durch mit Ethanol Spritzen und sofort in der Biosicherheitsschrank platzieren. Sterilisieren mit UV-Licht für 15 min. </li><li> Starten Sie das erste von 2 Natriumhypochlorit wäscht durch die Buchse mit den Eiern Platzierung in ein 120 ml Probenbecher oder einem anderen sterilen Behälter. gießen langsam ~ 90 ml 0,6% iger Natriumhypochloritlösung in die Hülse bis kurz unterhalb des Randes. </li><li> Spülen Sie Eier für 2,5 min. resuspendieren Sie regelmäßig die Eier mit einer Zange mit der Hülse nach oben und unten in der Hypochlorit-Lösung zu bewegen. </li><li> Übertragen Sie die Buchse direkt in eine zweite Probenbecher, vorgefüllt mit 90 ml Bleichmittel, im Inneren des Biosicherheitsschrank. </li><li> WiederholenSchritt 5.3 innerhalb des Biosicherheitsschrank. Am Ende des zweiten Bleichbehandlung sollten die Eier beginnen an den Seiten der Buchse zu halten. </li><li> Führen Sie die Schritte 5,7-5,8 im Biosicherheitsschrank. </li><li> Entsorgen Sie das Bleichmittel und waschen Sie die Buchse mit sterilem Wasser 3 mal. Re-suspend die Eier mehrmals während jeder Wäsche durch die Buchse mit einer Pinzette zu bewegen. Bis zum Ende der dritten Wasch meisten Eier sollte an der Seite der Buchse angebracht werden. </li><li> Mit einem Pinsel in Ethanol sterilisiert, übertragen Eier von der Seite der Buchse in die sterile Ernährung. Übertragen Eier einzeln oder in kleinen Chargen. Ziel ist es für 30 bis 50 Eier pro Fläschchen. Lassen Sie die Kappen lose, damit Sauerstoff in das Rohr einzutreten. Wenn Fläschchen bleiben axenic sind, übertragen auf einen Insekten Inkubator; Andernfalls fügen Sie wie unten Bakterien. </li></ol> 6. Stellen Sie gnotobiotische Fliegen Unter Verwendung von 4 Bakterienart <ol><li> bereiten Bakterien <ol><li> Bereiten Sie eine sterilisierte Biosicherheitsschrank mit notwendigen Materialien (pipettes, Pipettenspitze Boxen, sterilisierte Zentrifugenröhrchen, MRS-Brühe und Reagenzglasständer), wie in Schritt 4.1. Wischen Sie die Außenseite der Reagenzgläser mit einem Ethanol-getränkten Labor wischen, bevor in Biosicherheitswerkbank platzieren. </li><li> Pellet die Bakterien, indem zunächst 500 ul Wachstum über Nacht in ein steriles Mikrozentrifugenröhrchen übertragen. Wenn Bakteriendichte niedrig ist, zu jedem Röhrchen auf 1,5 ml oder sequenziell Überstand entfernen und zusätzliche Kultur das gleiche Rohr hinzuzufügen. Entfernen Proben aus der Biosicherheitsschrank und Zentrifuge für 10 min bei 10.000 x g. Verwenden Filterspitzen Kontamination zwischen den Proben zu vermeiden. </li><li> Bestimmen Sie die Dichte jeder Kultur von OD 600 gemessen wird . Wenn eine Multi-Well-Platten-Lesegerät verwenden, übertragen 200 ul jeder Kultur auf eine 96-Well-Platte in 1-, 2- und 4-fach-Verdünnungen. </li><li> Bestimmung der Menge an MMRS in dem jede Zellpellet (5.2.2) mit einem Plattenlese-Spektralphotometer und die folgenden Gleichungen zu verdünnen. Planen Sie genug Brühe hinzufügen 50 &amp; zu impfen# 956; l zu jedem Fliegen Fläschchen. <ol><li> Sammeln OD 600 Ablesungen für ein 1: 1, 1: 2 und 1: 4 - Verdünnung jeder Bakterienkultur auf einem Plattenlese - Spektralphotometer. Wählen Sie die Verdünnung für jeden Bakterienstamm, der einen OD 600 - Wert zwischen 0,1 und 0,2 und verwenden diesen Wert und den entsprechenden Verdünnungsfaktor als &quot;O&quot; produziert und &#39;D&#39; in den angegebenen Formeln in 6.1.4.2 oder 6.1.4.3. </li><li> Wenn hier beschrieben mit den 4 Arten, normalisieren Zellen in äquivalente koloniebildende Einheit (CFU) / ml Dichte (OD 600 bis CFU Umwandlung bestimmt vorher 20) mit Hilfe dieser Gleichung: E = ((OB) x V x D) / C wobei E = Volumen Pellet in (ul) zu suspendieren, O = OD 600 Bakterien, B = OD 600 leere Medien, D = fach-Verdünnung, V = &amp; mgr; l Bakterienkultur vor der Zentrifugation, C = OD 600 von vorgegebenen konstant. Siehe Ergänzenden Code Beispiele für Berechnungen Datei diese Gleichungen. Für Spektrophotometers, die automatisch leer, &quot;O&quot; anstelle von &quot;OB&quot; zu verwenden. Anmerkung: Die vorbestimmten Konstanten (units OD 600, normiert auf 10 7 CFU ml -1, abgeleitete Konstanten in 20) sind wie folgt: A. tropicalis (0,052), A. pomorum (0,038), L. brevis (0,056), L. plantarum (0,077). </li><li> Wenn andere Bakterienarten verwenden (keine CFU / OD 600 konstant zur Verfügung steht), Dichte normalisieren 600 = 0,1 unter Verwendung dieser Gleichung OD: E = ((OB) x V x D) /0.1 OD 600 Anmerkung: Einheiten sind die gleichen wie in Schritt 6.1.4.2. Siehe Ergänzenden Code Beispiele für Berechnungen Datei diese Gleichungen. </li></ol></li><li> Im Biosicherheitsschrank entfernen Überstand mit einer Pipettenspitze und das Pellet in frischem MMRS oder PBS, wie in Schritt 6.1.4.2 berechnet. </li></ol></li><li> Impfen Bakterien <ol><li> Transfer 50 &amp; mgr; l der Bakterien an die konische Röhrchen mit sterilem Diät eined dechorionated Eier in Biosicherheitsschrank. In Bakterien nach Eitransfer Kontamination zwischen den Fläschchen zu verhindern. </li><li> Platzieren inokulierten Röhrchen in einem Inkubator bei 25 ° C </li></ol></li></ol> 7. Messen CFU Last / Test für Sterilitäts <ol><li> Zur Messung der CFU Belastung in ganzen Körper fliegen Homogenate, Transfer 5 Fliegen (5-7 Tage nach dem Schlüpfen) zu einem 1,7-ml-Mikroröhrchen mit 125 ul Keramikperlen und 125 &amp; mgr; l MMRS Brühe. Homogenisieren fliegt ein Gewebe-Homogenisator für 30 Sekunden bei 4,0 m / s verwendet wird. <ol><li> Alternativ auslassen Perlen und Hand in Mikrozentrifugenröhrchen mit Kunststoff Stampfen für 1 min homogenisieren. </li><li> Wenn die Darmflora zu quantifizieren, die Oberfläche , die Fliegen zu sterilisieren , um exogene Mikroben 22 zu entfernen. Transfer fliegt in ein Mikrozentrifugenröhrchen, das 100 &amp; mgr; l 70% Ethanol für 1 min, absaugen Ethanol und Transfer in ein neues Mikrozentrifugenröhrchen für Homogenisierungen. Wenn der DNA-Gehalt des Darms werden gemessen wird, spülen foder 1 min mit 0,6% Natriumhypochlorit vor dem Ethanol waschen. </li></ol></li><li> Verdünnen Sie das Homogenat mit 875 &amp; mgr; l MMRS, Wirbel für 5 Sekunden, und pipettieren 120 ul Homogenat in die erste Vertiefung einer Mikrotiterplatte. </li><li> Führen Sie zwei aufeinanderfolgenden 1: 8 Verdünnungen unter Verwendung von 10 &amp; mgr; l Homogenat und 70 &amp; mgr; l MRS in den nächsten zwei Brunnen. <ol><li> Entfernen Sie 10 ul aus der ersten Vertiefung und fügen Sie ihn in die zweite Vertiefung mit 70 &amp; mgr; l MRS. Mischen Sie den Inhalt des zweiten und gründlich, Transfer 10 ul aus dem zweiten und dem dritten Vertiefung mit 70 &amp; mgr; l MRS und gründlich mischen. Dies führt zu 3 Gesamtkonzentrationen der ursprünglichen 1000 ul Homogenat: unverdünnt, 1: 8 und 1:64. </li></ol></li><li> Transfer 10 ul jeder Verdünnung auf eine MMRS Platte (ein Mehrkanal-Pipette, wenn gewünscht). Etwas das Gericht neigen die Verdünnung mehrere Millimeter auf der Agar-Oberfläche zu verteilen und Flüssigkeit, bevor die Platte trocknen lassen. Die Flüssigkeit trocknet auf the Platte schnell, wenn die Platten 2 Tage alt sind, von zwei benachbarten Tröpfchen reduziert Mischung. </li><li> Inkubieren bei 30 ° C für 1-2 Tage. Entfernen Platten aus dem Inkubator einmal deutlich, einzelne Kolonien sichtbar sind, und zählen von einer Verdünnung mit 10-100 isolierte Kolonien. </li><li> Berechnen CFU pro Fliege unter Verwendung der Gleichung E = C x D / P x V / F, wobei E = CFU pro Fliege, C = Anzahl der Kolonien gezählt, D = Verdünnungs, P = &amp; mgr; l ausplattiert, V = Volumen des Fliegen Homogenat und F = Anzahl der Fliegen homogenisiert. </li></ol>

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Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

<html> Das hier beschriebene Verfahren ist eines von mehreren Ansätzen für Embryo dechorionation 8,11,18,25,26,27, zusammen mit alternativen Methoden der axenic Fliegen Aufzucht, einschließlich der seriellen Übertragung von axenic Erwachsene 18,27 oder Antibiotika - Behandlung 13,18. Andere dechorionation Methoden schließen Ethanol wäscht und reduzieren 11,25,26 oder 8 Hypochlorit Behandlung verlängern. Verschiedene Waschschritte helfen können verschiedene Fliegen Genotypen Aufzucht: in einer früheren Studie meisten ~ 100 Drosophila Genotypen axenic waren , als aufgezogen wie hier beschrieben (ohne Ethanol Wäschen), aber einige Linien wurden kontaminiert und verworfen 24. Vielleicht einige verunreinigte Linien axenic mit Ethanol wäscht oder mehr Hypochloritbehandlung wenn aufgezogen wäre. Wenn die Methode hier skizzierten nicht zur Isolierung von axenic Fliegen für bestimmte Wirts Genotypen führen empfehlen wir Ethanol Spülungen oder mehr Hypochlorit Behandlung, um das Problem zu beheben. ent &quot;&gt; Bei der seriellen Übertragung von Drosophila verwendet werden, wird eine elterliche axenic Generation von Ei dechorionation gemacht axenic wie hier beschrieben, und die nachfolgenden Generationen durch aseptische Transfer in einem Biosicherheitsschrank gehalten werden, mit oder ohne Antibiotika 18,27. Serielle Übertragung ist schneller als axenic Fliegen Ableitung in jeder Generation aufs Neue, und übertragen Fliegen für mehrere Generationen axenic bleiben kann. eine Komplikation von seriellen Übertragungen wird dazu neigen, da axenic Fliegen angepasst Dichten von konventionellen / gnotobiotischer und axenic Fliegen Aufrechterhaltung weniger Eier gegenüber einem vergleichbaren Zeitintervall (Daten nicht zu legen gezeigt). Da Drosophila Dichte mehrere Merkmale beeinflusst, einschließlich bakterieller Zusammensetzung in Fliegendiät 23,28,29 kann Eier neu jeder Generation Übertragung für das Fliegendichte empfindlichen Traits eine überlegene Ansatz. De novo dechorionation vermeidet auch die Möglichkeit einer bakteriellen Kontamination während Transfers. während also serielle Transfers Zeit sparen können, dechorionation ermöglicht mehr Kontrolle über komplizieren Variablen. Antibiotika können auch axenic Fliegen, obwohl im Gegensatz zu dechorionation, Antibiotika - Behandlung ist in der Regel nicht ausreicht , um vollständig zu erstellen verwendet werden entfernen Mikroben 13 kolonisieren. Zusätzlich können Antibiotika den Host direkt beeinflussen. Beispielsweise mit Antibiotika Fliegen auf eine Diät Anhebung verringert sich ihre Fruchtbarkeit und der Proteingehalt, aber diese Effekte wurden nicht in Fliegen aus dechorionated Embryonen angehoben 13 beobachtet. Wir stellen fest , dass Antibiotika notwendig sind endosymbiotic Bakterien zu beseitigen , die vertikal übertragen werden und nicht durch die Oberflächensterilisation, wie Wolbachia 33 beeinflusst. Mehrere Schritte sind entscheidend für den Erfolg von dechorionated axenischen oder gnotobiotischen Fliegen vorbereitet. Erstens ist es wichtig, die Fliegendiät wie in den Schritten 2.3 zu schütteln. Wenn die Zahnstangen sind nicht für etwa 15 sec mit der Hand geschüttelt jeweils vor und nach einer genauen45 Minuten-Intervall auf dem Schüttler, der Hefe und Agar wird absetzen, den Zugang zu Hefe fliegen abgemildert und die Agar-Oberfläche für das Fliegen Kultur zu weich. Zweitens beeinflusst die Dicke der Hefe-Paste und die Agar-Konzentration von Traubensaft Platten Ei Entfernung (Schritt 3.3). Eine dünne Schicht erzeugt durch eine 01.15 Hefe: Wasserverdünnung wird Eier verhindern im Agar von der Einbettung, wenn sie von den Nahrungsmittelplatten Spülen und Entfernen (Schritt 4.4). Drittens, wenn Traubensaft Platten zu weich und brechen während Eiersammlung, Festigkeit der Platten kann durch Zugabe von weniger Traubensaftkonzentrat auf die nächste Charge von Platten erhöht werden. Viertens Ei Erträge sind höher, wenn Fliegen 24 Stunden haben, um den Käfig Umgebung zu akklimatisieren: Dies kann durch Fliegen im Käfig ~ 40 Stunden vor der Sammlung angesprochen werden, einschließlich der Übertragung auf eine neue Sammlung Käfig mit einer frischen Agarplatte &lt;20 Stunden vor dem gewünschten Abholtermin. Fünftens, wenn die Eier sich nicht an der Seite der Buchse während dechorionation (Schritt 5.7), die rinsPeriode sollte um 15-30 sec verlängert werden (Achtung: Zu lange die Spülzeit erstreckt, können die Eier zu töten). Auch den Verlust von Eiern in die Flüssigkeit Spülungen kann durch Prüfen der maschenBuchse Dichtung für eine vollständige Schließung verhindert werden, und stellen Sie sicher, dass Eier verschütten nicht außerhalb des Siebes während der erneuten Suspension. Wenn die Buchse gut abgedichtet ist, können verschüttete Eier durch Gießen der Wäsche durch das Sieb zurückgewonnen werden, wenn die Wäsche wird verworfen. Sechstens nach Fliegen geschlüpft sind, um zu bestimmen, eine vermutliche Test, wenn die Fliegen sind axenic ist die Farbe der Diät zu untersuchen. Wenn die Fliegen axenic sind, wird die oberste Schicht der Diät eine dunkelbraune Farbe Kaffee sein und keine Luftblasen werden während der Diät vorhanden sein. Luftblasen oder braune Farbe der oberen Schicht Diät zeigen bakterielle Präsenz. Bakterielle Anwesenheit sollte noch durch Homogenisierung bestätigt werden. Alternativ PCR - Amplifikation der 16S rRNA - Gens kann auch nicht kultivierbarer Mikroorganismen zu detektieren (zB obligate Anaerobier) 30 durchgeführt werden. Schließlich, nach homogenisierung, Keramikperlen kann durch Schaukeln in einer Lösung von 2% Hypochlorit + 0,05 M Kaliumhydroxid für 30 min, Spülen großzügig (10 - mal oder mehr) in H 2 O, Waschen einmal mit 100% Ethanol (zur Erleichterung der Trocknung) wiederverwendet, und bei 65 ° C getrocknet wird. Wenn alle Schritte sorgfältig befolgt werden, sollte axenic Fliegen jedes Mal, isoliert werden das Protokoll durchgeführt wird. Diese Arbeit beschreibt ein Verfahren zur Wieder Assoziieren sterile Drosophila - Embryonen mit einem 4-Spezies Mikrobioten , die auf einem Hefe-Glucose - Diät Vertreter der Bakteriengemeinschaften von Laborlinie angehoben ist. Frühere Arbeiten haben eine 5-Artengemeinschaft einschließlich der 4-Arten , die hier und Lactobacillus fructivorans verwendet, die 9,19 numerisch reichlich in mehreren Fliegen Umfragen war. Wir empfehlen , das Weglassen L. fructivorans aus mehreren Gründen, einschließlich der Phänotypen in D. melanogaster monoassociated mit L. fructivorans sind weitgehend mit axenic ph kongruentenotypes 31 und L. fructivorans ist anspruchsvoller als andere Fliege isoliert. Wenn L. fructivorans enthalten ist, sollte sie kultiviert werden , wie für L. beschrieben plantarum und L. brevis: statische Flüssigkultur; und in einem luftdichten Behälter mit CO 2 geflutet für feste Kultur (letztere Schritt reduziert die Umgebungssauerstoffgehalt Lactobacillus Wachstum zu unterstützen). Die Ansätze hier skizziert werden kann leicht variiert Drosophila unter verschiedenen gnotobiotischer Bedingungen zu erhöhen. Zum Beispiel monoassociated Fliegen durch Impfen sterile Drosophila - Embryos mit einer mikrobiellen Spezies zu einem Zeitpunkt 15,25,31 aufgezogen werden kann. Multi-Spezies - Assoziationen werden durch Impfen mehrere Arten in äquivalenten Verhältnisse 20,24 gebildet. Obwohl wir CFU / OD 600 Konstanten für jede der 4-Spezies bereitgestellt Normalisierung zu erleichtern, kann es nicht notwendig sein , eine Konstante für die meisten Arten Mischungen ableiten. icht wurde zuvor gezeigt , dass die Häufigkeit von Mikroben in 5-7 DPE Erwachsenen in 2-Spezies Verbände nicht signifikant verschieden war , als die Ausgangsdichte der Bakterien über drei Grßenordnungen 20 variiert wurde. Auch ist die Drosophila gut sehr permissive, und viele Arten , die leicht kultiviert auf Fly - Diät sind , können mit Drosophila bei hohen Dichten in monoassociation (zB E. coli, B. subtilis 25) ermöglicht genetische Dissektion von mikrobiellen Einfluss von Mikroben mit umfangreichen assoziieren genetische und genomische Ressourcen. Schließlich Studien von Drosophila Phänotypen, die von der Mikrobiota beeinflusst werden könnte den Ansatz von Altered Schädler Flora in Mäusen anzupassen , indem sie mit einer definierten mikrobiellen Gemeinschaft natürlich gelegt konventionelle Eier Impfen jedes Fläschchen hat Zugriff auf eine bestimmte Gruppe von Mikroben zu gewährleisten.

An erratum was issued for: <a href="https://www.jove.com/t/54219/rearing-fruit-fly-drosophila-melanogaster-under-axenic-gnotobiotic">Rearing the Fruit Fly Drosophila melanogaster Under Axenic and Gnotobiotic Conditions</a>. The Protocol was updated.
Step 6.1.4.2 of the Protocol was updated from:
If using the 4 species described here, normalize cells to equivalent colony forming unit (CFU)/ml densities (OD600 to CFU conversion determined previously20) using this equation: 
E = ((O-B) x V x D)/C 
where E = volume to resuspend pellet in (&#956;l), O = OD600 bacteria, B = OD600 blank media, D = fold-dilution, V = &#181;l bacterial culture prior to centrifugation, C = OD600 of predetermined constant. See Supplemental Code File for examples of calculations using these equations. For spectrophotometers that automatically blank, use &#34;O&#34; in place of &#34;O-B&#34;. 
Note: The predetermined constants (units OD600, normalized to 107 CFU ml-1, constants derived in20) are as follows: A. tropicalis (0.052), A. pomorum (0.038), L. brevis (0.056), L. plantarum (0.077).
to:
If using the 4 species described here, normalize cells to equivalent colony forming unit (CFU)/ml densities (OD600 to CFU conversion determined previously20) using this equation: 
E = ((O-B) x V x D)/C 
where E = volume to resuspend pellet in (&#956;l), O = OD600 bacteria, B = OD600 blank media, D = fold-dilution, V = &#181;l bacterial culture prior to centrifugation, C = OD600 of predetermined constant. See Supplemental Code File for examples of calculations using these equations. For spectrophotometers that automatically blank, use &#34;O&#34; in place of &#34;O-B&#34;. 
Note: The predetermined constants (units OD600, normalized to 107 CFU ml-1, constants derived in20) are as follows: A. tropicalis (0.053), A. pomorum (0.038), L. brevis (0.077), L. plantarum (0.056).

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Erratum: Rearing the Fruit Fly Drosophila melanogaster Under Axenic and Gnotobiotic Conditions

Die meisten Tiere sind eng mit Bakterien ( &#39;Mikrobiota&#39;) von der Geburt bis zum Tod 1 verbunden. Vergleiche von Mikroorganismen frei ( &#39;axenic&#39;) und Mikroorganismen verbunden sind ( &quot;konventionelle&quot;) Tiere haben Mikroben verschiedene Aspekte der Tiergesundheit beeinflussen gezeigt, einschließlich Stoffwechsel, Ernährung, Kreislauf-, Leber-, Atemwegserkrankungen, immunologische, endokrine und neurologische Funktion 2. Die Fruchtfliege Drosophila melanogaster ist ein Schlüsselmodell für 3,4 in Gegenwart von Mikroben viele dieser Prozesse verstehen und Mikrobiota Einfluss auf die Tiergesundheit 5,6 für das Studium. Keine Bakterienarten ist in jedem einzelnen ( &quot;Core&quot;), aber Acetobacter und Lactobacillus - Arten , die Mikrobiota sowohl im Labor aufgezogen und wild gefangenen D. numerisch dominieren melanogaster. Andere Acetobacteraceae (einschließlich Komagataeibacter und Gluconobacter), Firmicutes (wie Enterococcus und Leuconostoc) und Enterobacteriaceae sind häufig entweder in Drosophila Individuen in geringer Menge vorhanden, oder unregelmäßig in hohen Fülle 12.07. Die Mikrobiota von Drosophila und Säugetieren 14,19 innerhalb und zwischen den Generationen inkonstant. Mikrobiota Unbeständigkeit kann zu phänotypischen Rauschen führen, wenn Mikrobiota abhängigen Merkmale zu messen. Zum Beispiel kann der Acetobacteraceae Einfluss Lipid (Triglycerid) Lagerung in Drosophila 15-18. Wenn Acetobacteraceae häufiger in Fliegen eines Fläschchens sind als in einem anderen 19 kann isogenen Fliegen unterschiedlichen Phänotypen 20 haben. Eine Lösung für das Problem der Mikrobiota Unbeständigkeit bei Mäusen 14 hat sich seit den 1960er Jahren in der Praxis gewesen, indem eine definierte Gemeinschaft von 8 dominanten mikrobiellen Spezies Maus Welpen jede neue Generation (veränderte Schädler Flora) die Einführung,sicherzustellen, dass jeder Welpe den gleichen Schlüssel Mitglieder der Maus Mikrobiota ausgesetzt ist. Diese Praxis steuert für microbiota Zusammensetzung selbst wenn der Mikrobioten nicht das primäre Ziel der Studie 32 und setzt Präzedenzfall das Vorhandensein von Schlüssel Mikroben in einer Vielzahl von experimentellen Bedingungen zu gewährleisten. Um den Einfluss von Mikroben auf Drosophila Ernährung, verschiedene Protokolle zur Ableitung axenic Fliegenlinien definieren , wurden entwickelt, einschließlich Hypochlorit dechorionation von Embryonen (entweder abgeleitet de novo jeder Generation oder generations durch Übertragung auf sterile Nahrung gehalten) und Antibiotika - Behandlung 13. Es gibt Vorteile für unterschiedliche Ansätze, wie die Leichtigkeit und die Schnelligkeit für die beiden Antibiotika - Behandlung und eine serielle Übertragung, im Vergleich zu mehr Kontrolle über Störvariablen mit de novo dechorionation (zB Eierdichte, Rest kontaminierenden Mikroben, off-target antibiotische Wirkung). Unabhängig von der Methode derVorbereitung, Einführung bestimmter Mikrobenarten Embryonen Axenische erlaubt Kultur von Drosophila mit definierten ( &#39;gnotobiotischer&#39;) Gemeinden. Alternativ imitiert die Verwendung von Schädler Flora könnte diese Gemeinschaft zu konventionell gelegte Eier (entsprechend den Schritten 6-7 nur) geimpft werden, um die Anwesenheit von Charakterzug beeinflussenden Mikroben in jedem Fläschchen und vermeiden Komplikationen der Mikrobiota Unbeständigkeit zu gewährleisten. Hier beschreiben wir das Protokoll für die durch de novo dechorionation von Embryonen axenischen und gnotobiotischen Drosophila Anheben und zur Bestätigung der Anwesenheit von eingeführt oder kontaminierende mikrobiellen Taxa.

<table><tbody><tr><td>Brewer&#039;s Yeast</td><td>MP Biomedicals, LLC.</td><td>903312</td><td>http://www.mpbio.com/product.php?pid=02903312</td></tr><tr><td>Glucose</td><td>Sigma Aldrich</td><td>158968-3KG</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/aldrich/158968?lang=en&amp;amp;region=US</td></tr><tr><td>Agar</td><td>Fisher--Lab Scientific</td><td>fly802010</td><td>https://www.fishersci.com/shop/products/drosophila-agar-8-100mesh-10kg/nc9349177</td></tr><tr><td>Welch&#039;s 100% Grape Juice Concentrate</td><td>Walmart or other grocery store</td><td>9116196</td><td>http://www.walmart.com/ip/Welch-s-Frozen-100-Grape-Juice-Concentrate-11.5-oz/10804406</td></tr><tr><td>Cage: 32 oz. Translucent Round Deli Container</td><td>Webstaurant Store</td><td>999L5032Y</td><td>http://www.webstaurantstore.com/newspring-delitainer-sd5032y-32-oz-translucent-round-deli-container-24-pack/999L5032Y.html</td></tr><tr><td>Translucent Round Deli Container Lid</td><td>Webstaurant Store</td><td>999YNL500</td><td>http://www.webstaurantstore.com/newspring-delitainer-ynl500-translucent-round-deli-container-lid-60-pack/999YNL500.html</td></tr><tr><td>Stock Bottles</td><td>Genesee Scientific</td><td>32-130</td><td>https://geneseesci.com/shop-online/product-details/?product=32-130</td></tr><tr><td>Droso-Plugs</td><td>Genesee Scientific</td><td>49-101</td><td>https://geneseesci.com/shop-online/product-details/?product=49-101</td></tr><tr><td>Nylon Mesh</td><td>Genesee Scientific</td><td>57-102&amp;nbsp;</td><td>https://geneseesci.com/shop-online/product-details/715/?product=57-102</td></tr><tr><td>Plastic Bushing</td><td>Home Depot</td><td>100404002</td><td>http://www.homedepot.com/p/Carlon-1-in-Non-Metallic-Terminal-Adapter-E943FR-CTN/100404002</td></tr><tr><td>Plastic Bushing Cap</td><td>Home Depot</td><td>100153897</td><td>http://www.homedepot.com/p/1-1-4- in-Rigid-Plastic-Insulated-Bushing-2-Pack-27529/100153897</td></tr><tr><td>Specimen Cup</td><td>MedSupply Partners</td><td>K01-207067</td><td>http://www.medsupplypartners.com/covidien-specimen-containers.html</td></tr><tr><td>Repeater M4</td><td>Eppendorf</td><td>4982000322</td><td>https://online-shop.eppendorf.us/US-en/Manual-Liquid-Handling-44563/Dispensers--Burettes-44566/Repeater-M4-PF-44619.html</td></tr><tr><td>50 ml Centrifuge Tubes</td><td>TrueLine Centrifuge Tubes</td><td>TR2003</td><td>https://www.lpsinc.com/Catalog4.asp?catalog_nu=TR2003</td></tr><tr><td>Food Boxes</td><td>USA Scientific</td><td>2316-5001</td><td>http://www.usascientific.com/search.aspx?find=2316-5001</td></tr><tr><td>Lysing Matrix D Bulk</td><td>MP Biomedicals, LLC.</td><td>116540434</td><td>http://www.mpbio.com/search.php?q=6540-434&amp;amp;s=Search</td></tr><tr><td>Filter Pipette Tips, 300 &amp;mu;l</td><td>USA Scientific</td><td>1120-9810</td><td>http://www.usascientific.com/search.aspx?find=1120-9810</td></tr><tr><td>Petri Dishes</td><td>Laboratory Product Sales</td><td>M089303</td><td>https://www.lpsinc.com/Catalog4.asp?catalog_nu=M089303</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Decon Laboratories, INC.</td><td>2701</td><td>http://www.deconlabs.com/products.php?ID=88</td></tr><tr><td>Paintbrush</td><td>Walmart</td><td>5133</td><td>http://www.walmart.com/ip/Chenille-Kraft-5133-Acrylic-Handled-Brush-Set-Assorted-Sizes-colors-8-Brushes-set/41446005</td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Fisher</td><td>08-882</td><td>https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-medium-pointed-forceps-3/p-128693</td></tr><tr><td>Household Bleach (6-8% Hypochlorite)</td><td>Walmart</td><td>550646751</td><td>http://www.walmart.com/ip/Clorox-Concentrated-Regular-Bleach-121-fl-oz/21618295</td></tr><tr><td>Universal Peptone</td><td>Genesee Scientific</td><td>20-260</td><td>https://geneseesci.com/shop-online/product-details/?product=20-260</td></tr><tr><td>Yeast Extract</td><td>&amp;nbsp;Fisher Scientific</td><td>BP1422-500</td><td>https://www.fishersci.com/shop/products/fisher-bioreagents-microbiology-media-additives-yeast-extract-3/bp1422500?matchedCatNo=BP1422500</td></tr><tr><td>Dipotassium Phosphate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P3786-1KG</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/catalog/search?term=P3786-1KG&amp;amp;interface=All&amp;amp;&lt;br/&gt;
N=0&amp;amp;mode=match%20partialmax&amp;amp;lang=&lt;br/&gt;
en&amp;amp;region=US&amp;amp;focus=product</td></tr><tr><td>Ammonium Citrate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>25102-500g</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/catalog/search?term=25102-500g&amp;amp;interface=All&amp;amp;N&lt;br/&gt;
=0&amp;amp;mode=match%20partialmax&amp;amp;lang=&lt;br/&gt;
en&amp;amp;region=US&amp;amp;focus=product</td></tr><tr><td>Sodium Acetate</td><td>VWR</td><td>97061-994</td><td>https://us.vwr.com/store/catalog/product.jsp?catalog_number=97061-994</td></tr><tr><td>Magnesium Sulfate</td><td>Fisher Scientific</td><td>M63-500</td><td>https://www.fishersci.com/shop/products/magnesium-sulfate-heptahydrate-crystalline-certified-acs-fisher-chemical-3/m63500?matchedCatNo=M63500</td></tr><tr><td>Manganese Sulfate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>10034-96-5</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/catalog/search?term=10034-96-5&amp;amp;interface=CAS%20No.&amp;amp;N=0&amp;amp;mode=match&lt;br/&gt;
%20partialmax&amp;amp;lang=en&amp;amp;region&lt;br/&gt;=US&amp;amp;focus=product</td></tr><tr><td>MRS Powder</td><td>Sigma Aldrich</td><td>69966-500G</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sial/69966?lang=en&amp;amp;region=US</td></tr><tr><td>96 Well Plate Reader</td><td>BioTek (Epoch)&amp;nbsp;</td><td>NA</td><td>http://www.biotek.com/products/microplate_detection/epoch_microplate_&lt;br/&gt;spectrophotometer.html</td></tr><tr><td>1.7 ml Centrifuge Tubes</td><td>USA Scientific</td><td>1615-5500</td><td>http://www.usascientific.com/search.aspx?find=1615-5500</td></tr><tr><td>Filter Pipette Tips, 1,000 &amp;mu;l</td><td>USA Scientific</td><td>1122-1830</td><td>http://www.usascientific.com/search.aspx?find=1122-1830</td></tr><tr><td>96 Well Plates</td><td>Greiner Bio-One</td><td>655101</td><td>https://shop.gbo.com/en/usa/articles/catalogue/article/0110_0040_0120_0010/&lt;br/&gt;13243/</td></tr><tr><td>Ceramic Beads</td><td>MP Biomedicals, LLC.</td><td>6540-434</td><td>http://www.mpbio.com/product.php?pid=116540434</td></tr><tr><td>Tissue Homogenizer</td><td>MP Biomedicals, LLC.</td><td>116004500</td><td>http://www.mpbio.com/product.php?pid=116004500</td></tr><tr><td>Class 1 BioSafety Cabinet</td><td>Thermo Scientific&amp;nbsp;</td><td>Model 1395</td><td>http://www.thermoscientific.com/en/product/1300-series-class-ii-type-a2-biological-safety-cabinet-packages.html</td></tr></tbody></table>

rearing the fruit fly drosophila melanogaster under axenic and gnotobiotic conditions

The influence of microbes on myriad animal traits and behaviors has been increasingly recognized in recent years. The fruit fly Drosophila melanogaster is a model for understanding microbial interactions with animal hosts, facilitated by approaches to rear large sample sizes of Drosophila under microorganism-free (axenic) conditions, or with defined microbial communities (gnotobiotic). This work outlines a method for collection of Drosophila embryos, hypochlorite dechorionation and sterilization, and transfer to sterile diet. Sterilized embryos are transferred to sterile diet in 50 ml centrifuge tubes, and developing larvae and adults remain free of any exogenous microbes until the vials are opened. Alternatively, flies with a defined microbiota can be reared by inoculating sterile diet and embryos with microbial species of interest. We describe the introduction of 4 bacterial species to establish a representative gnotobiotic microbiota in Drosophila. Finally, we describe approaches for confirming bacterial community composition, including testing if axenic Drosophila remain bacteria-free into adulthood.

Erfolgreiche Aufzucht von axenic Fliegen wird durch Isolierung ohne KBE von Ganzkörper - Homogenisierungen von D. bestätigt melanogaster Erwachsenen (Abbildung 1). Alternativ, wenn das plattierte Homogenat Kolonien ergibt, werden die Vials kontaminiert und muss entsorgt werden. Für gnotobiotischen Fliegen wurden jeden der vier Bakterien Isolate aus Pools von 5 erwachsenen Männchen getrennt, Unterschiede in Gesamtkeim CFUs demonstrieren mit erwachsenen Fliegen ASSOCIATED (Abbildung 1). Jede Bakterienart hat eine unterschiedliche Morphologie und kann visuell unterschieden werden (Abbildung 2). Wenn eine oder mehrere Kolonietypen nicht erfasst werden kann es wurden Fehler haben in das bakterielle Inokulum Herstellung (beispielsweise Waschen, Normalisieren, Mischen) oder die entsprechenden Spezies nicht mit Kulturbedingungen (zB Drosophila Dichte 23 oder Genotyp 24) kompatibel sein. Um auszuschließen, technische Fehler, die wir recfohlen Plattieren eines Teils des Bakteriengemisch unmittelbar nach fly Vials (Schritt 6.2) Animpfen. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54219/54219fig1.jpg" /> Abbildung 1: Koloniebildende Einheiten Gefunden in Axenic und gnotobiotische Drosophila Die Anzahl der koloniebildenden Einheiten (KBE) pro Fliege in Ganzkörper - Homogenaten von 4-Spezies gnotobiotischer und axenic D.. melanogaster. Mangel an Kolonien in den axenischen Homogenate bestätigt D. melanogaster Sterilität. Die Werte sind als Mittelwert ± SEM von 24 Wiederholungs Werte dargestellt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54219/54219fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54219/54219fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/54219/54219fig2.jpg" /> Abbildung 2: Differenzieren Bakterienkolonien. &lt;/ strong&gt; KBE aus einer Probe Homogenisierung unterschiedliche Morphologien für jede der 4-Spezies in der gnotobiotischer D. zeigt melanogaster. Acetobacter Kolonien sind eine klare, hellbraune Farbe und kommen in verschiedenen Größen , je nach Spezies. ~ 24-36 Stunden nach der Plattierung, A. tropicalis Kolonien sind opak, während A. pomorum ist transparent, obwohl im Laufe der Zeit wird der Unterschied weniger ausgeprägt. L. brevis Kolonien sind klein und weiß und L. plantarum Kolonien sind groß und gelb. Falls notwendig, Wachstum aus dem Homogenat kann auf die ursprünglichen Bakterien Platten verglichen werden , um jede Art von Kolonie 20 unterscheiden. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54219/54219fig2large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54219/54219fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <table fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td colspan="3"> MMRS Rezept </td></tr><tr><td></td><td> Menge in g </td><td>Notizen </td></tr><tr><td> Destilliertes Wasser </td><td> 1000 </td><td></td></tr><tr><td> universal-Pepton </td><td> 12.5 </td><td></td></tr><tr><td> Hefeextrakt </td><td> 7.5 </td><td></td></tr><tr><td> Glucose </td><td> 20 </td><td></td></tr><tr><td> Dikaliumphosphat </td><td> 2 </td><td></td></tr><tr><td> ammoniumcitrat </td><td> 2 </td><td></td></tr><tr><td> Natriumacetat </td><td> 5 </td><td></td></tr><tr><td> Magnesiumsulfat </td><td> 0,1 </td><td></td></tr><tr><td> Manganerze Sulfate </td><td> 0,05 </td><td></td></tr><tr><td> Agar </td><td> 12 </td><td> Fügen Sie nicht Brühe </td></tr></tbody></table> Tabelle 1: MMRS Rezept. <table fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td> Hefe-Glucose Diät Rezept </td><td></td></tr> &lt;tr&gt; <td></td><td> Menge in g </td></tr><tr><td> Destilliertes Wasser </td><td> 500 </td></tr><tr><td> Brauhefe </td><td> 50 </td></tr><tr><td> Glucose </td><td> 50 </td></tr><tr><td> Agar </td><td> 6 </td></tr></tbody></table> Tabelle 2: Hefe-Glucose Diät Rezept. Ergänzenden Code Datei:. Beispielberechnungen <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54219/Jove_SampleCalculations_jmc.docx" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54219/Jove_SampleCalculations_jmc.docx" target="_blank">diese Datei herunterzuladen.</a>

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Rearing the Fruit Fly Drosophila melanogaster Under Axenic and Gnotobiotic Conditions

Verfahren zur Aufzucht von Drosophila melanogaster unter axenic und gnotobiotischer Bedingungen vorgestellt. Fly Embryonen werden in Natriumhypochlorit, aseptisch in sterile Ernährung dechorionated und aufgezogen in geschlossenen Behältern. Impfen Ernährung und Embryonen mit Bakterien führt zu gnotobiotischer Verbänden und bakterielle Präsenz wird durch Plattierung Ganzkörper- Drosophila Homogenate bestätigt.

Aufzucht der Fruit Fly<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Unter Axenic und gnotobiotische Bedingungen

The influence of microbes on myriad animal traits and behaviors has been increasingly recognized in recent years. The fruit fly Drosophila melanogaster is ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Rearing the Fruit Fly Drosophila melanogaster Under Axenic and Gnotobiotic Conditions

21.0K Aufrufe.  Brigham Young University.  Verfahren zur Aufzucht von Drosophila melanogaster unter axenic und gnotobiotischer Bedingungen vorgestellt. Fly Embryonen werden in Natriumhypochlorit, aseptisch in sterile Ernährung dechorionated und aufgezogen in geschlossenen Behältern. Impfen Ernährung und Embryonen mit Bakterien führt zu gnotobiotischer Verbänden und bakterielle Präsenz wird durch Plattierung Ganzkörper- Drosophila Homogenate bestätigt. 

Serie: Rearing the Fruit Fly Drosophila melanogaster Under Axenic and Gnotobiotic Conditions

A Drosophila In Vivo Injury Model for Studying Neuroregeneration in the Peripheral and Central Nervous System

The regrowth capacity of damaged neurons governs neuroregeneration and functional recovery after nervous system trauma. Over the past few decades, various intrinsic and extrinsic inhibitory factors involved in the restriction of axon regeneration have been identified. However, simply removing these inhibitory cues is insufficient for successful regeneration, indicating the existence of additional regulatory machinery. Drosophila melanogaster, the fruit fly, shares evolutionarily conserved genes and signaling pathways with vertebrates, including humans. Combining the powerful genetic toolbox of flies with two-photon laser axotomy/dendriotomy, we describe here the Drosophila sensory neuron &#8211; dendritic arborization (da) neuron injury model as a platform for systematically screening for novel regeneration regulators. Briefly, this paradigm includes a) the preparation of larvae, b) lesion induction to dendrite(s) or axon(s) using a two-photon laser, c) live confocal imaging post-injury and d) data analysis. Our model enables highly reproducible injury of single labeled neurons, axons, and dendrites of well-defined neuronal subtypes, in both the peripheral and central nervous system.

A Drosophila In Vivo Injury Model for Studying Neuroregeneration in the Peripheral and Central Nervous System

Here, we present a protocol using the Drosophila sensory neuron - dendritic arborization (da) neuron injury model, which combines in vivo live imaging, two-photon laser axotomy/dendriotomy, and the powerful fly genetic toolbox, as a platform for screening potential promoters and inhibitors of neuroregeneration.

Eine Drosophila In Vivo Verletzungen Modell für das Studium Neuroregeneration in den peripheren und zentralen Nervensystems

The regrowth capacity of damaged neurons governs neuroregeneration and functional recovery after nervous system trauma. Over the past few decades, various ...

Forschung

Medizin

Drosophila melanogaster Larva Injection Protocol

The use of unconventional models to study innate immunity and pathogen virulence provides a valuable alternative to mammalian models, which can be costly and raise ethical issues. Unconventional models are notoriously cheap, easy to handle and culture, and do not take much space. They are genetically amenable and possess complete genome sequences, and their use presents no ethical considerations. The fruit fly Drosophila melanogaster, for instance, has provided great insights into a variety of behavior, development, metabolism, and immunity research. More specifically, D. melanogaster adult flies and larvae possess several innate defense reactions that are shared with vertebrate animals. The mechanisms regulating immune responses have been mostly revealed through genetic and molecular studies in the D. melanogaster model. Here a novel larval injection technique is provided, which will further promote investigations of innate immune processes in D. melanogaster larvae and explore the pathogenesis of a wide range of microbial infections.

Drosophila melanogaster Larva Injection Protocol

Drosophila melanogaster adult flies have been extensively utilized as model organisms to investigate the molecular mechanisms underlying host antimicrobial innate immune responses and microbial infection strategies. To promote the D. melanogaster larva stage as an additional or alternative model system, a larval injection technique is described.

Drosophila melanogaster Larven-Injektionsprotokoll

The use of unconventional models to study innate immunity and pathogen virulence provides a valuable alternative to mammalian models, which can be costly ...

Immunologie und Infektion

Neural Stem Cell Reactivation in Cultured Drosophila Brain Explants

Neural stem cells (NSCs) have the ability to proliferate, differentiate, undergo apoptosis, and even enter and exit quiescence. Many of these processes are controlled by the complex interplay between NSC intrinsic genetic programs with NSC extrinsic factors, local and systemic. In the genetic model organism, Drosophila melanogaster, NSCs, known as neuroblasts (NBs), switch from quiescence to proliferation during the embryonic to larval transition. During this time, larvae emerge from their eggshells and begin crawling, seeking out dietary nutrients. In response to animal feeding, the fat body, an endocrine organ with lipid storage capacity, produces a signal, which is released systemically into the circulating hemolymph. In response to the fat body-derived signal (FBDS), Drosophila insulin-like peptides (Dilps) are produced and released from brain neurosecretory neurons and glia, leading to downstream activation of PI3-kinase growth signaling in NBs and their glial and tracheal niche. Although this is the current model for how NBs switch from quiescence to proliferation, the nature of the FBDS extrinsic cue remains elusive. To better understand how NB extrinsic systemic cues regulate exit from quiescence, a method was developed to culture early larval brains in vitro before animal feeding. With this method, exogenous factors can be supplied to the culture media and NB exit from quiescence assayed. We found that exogenous insulin is sufficient to reactivate NBs from quiescence in whole-brain explants. Because this method is well-suited for large-scale screens, we aim to identify additional extrinsic cues that regulate NB quiescence versus proliferation decisions. Because the genes and pathways that regulate NSC proliferation decisions are evolutionarily conserved, results from this assay could provide insight into improving regenerative therapies in the clinic.

Neural Stem Cell Reactivation in Cultured Drosophila Brain Explants

A method to reactivate quiescent neural stem cells in cultured Drosophila brain explants has been established. Using this method, the role of systemic signals can be uncoupled from tissue-intrinsic signals in the regulation of neural stem cell quiescence, entry and exit.

Reaktivierung neuronaler Stammzellen in kultivierten Drosophila-Hirnexplantationen

Neural stem cells (NSCs) have the ability to proliferate, differentiate, undergo apoptosis, and even enter and exit quiescence. Many of these processes ...

Neurowissenschaften

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life cycle of Drosophila enables collection of large quantities of material from embryos, larvae, pupae and adult flies, in a synchronized way, at a low economic cost. A major strategy for propagating large numbers of flies is the use of a fly population cage. This useful and common tool in the Drososphila community is an efficient way to regularly produce milligrams to tens of grams of embryos, depending on uniformity of developmental stage desired. While a population cage can be time consuming to set up, maintaining a cage over months takes much less time and enables rapid collection of biological material in a short period. This paper describes a detailed and flexible protocol for the maintenance of a Drosophila melanogaster population cage, starting with 1.5 g of harvested material from the previous cycle.

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

This manuscript reports a detailed protocol for culturing, on a regular basis, a population of Drosophila melanogaster using a fly population cage.

Aufrechterhaltung eines<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Bevölkerung Cage

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life ...

Biologie

Experimental Protocol for Using Drosophila As an Invertebrate Model System for Toxicity Testing in the Laboratory

Emergent properties and external factors (population-level and ecosystem-level interactions, in particular) play important roles in mediating ecologically-important endpoints, though they are rarely considered in toxicological studies. D. melanogaster is emerging as a toxicology model for the behavioral, neurological, and genetic impacts of toxicants, to name a few. More importantly, species in the genus Drosophila can be utilized as a model system for an integrative framework approach to incorporate emergent properties and answer ecologically-relevant questions in&#160;toxicology research. The aim of this paper is to provide a protocol for exposing species in the genus Drosophila to pollutants to be used as a model system for a range of phenotypic outputs and ecologically-relevant questions. More specifically, this protocol can be used to 1) link multiple biological levels of organization and understand the impact of toxicants on both individual- and population-level fitness; 2) test the impact of toxicants at different stages of developmental exposure; 3) test multigenerational and evolutionary implications of pollutants; and 4) test multiple contaminants and stressors simultaneously.

Experimental Protocol for Using Drosophila As an Invertebrate Model System for Toxicity Testing in the Laboratory

In this paper, we provide a detailed protocol for exposing species in the genus Drosophila to pollutants with the goal of studying the impact of exposure on a range of phenotypic outputs at different developmental stages and for more than one generation.

Experimentelles Protokoll für die Verwendung von Drosophila als ein Wirbellosen Modellsystem für Toxizitätstests im Labor

Emergent properties and external factors (population-level and ecosystem-level interactions, in particular) play important roles in mediating ...

Oral Bacterial Infection and Shedding in Drosophila melanogaster

The fruit fly Drosophila melanogaster is one of the best developed model systems of infection and innate immunity. While most work has focused on systemic infections, there has been a recent increase of interest in the mechanisms of gut immunocompetence to pathogens, which require methods to orally infect flies. Here we present a protocol to orally expose individual flies to an opportunistic bacterial pathogen (Pseudomonas aeruginosa) and a natural bacterial pathogen of D. melanogaster (Pseudomonas entomophila). The goal of this protocol is to provide a robust method to expose male and female flies to these pathogens. We provide representative results showing survival phenotypes, microbe loads, and bacterial shedding, which is relevant for the study of heterogeneity in pathogen transmission. Finally, we confirm that Dcy mutants (lacking the protective peritrophic matrix in the gut epithelium) and Relish mutants (lacking a functional immune deficiency (IMD) pathway), show increased susceptibility to bacterial oral infection. This protocol, therefore, describes a robust method to infect flies using the oral route of infection, which can be extended to the study of a variety genetic and environmental sources of variation in gut infection outcomes and bacterial transmission.

Oral Bacterial Infection and Shedding in Drosophila melanogaster

This protocol describes methods to orally expose and infect the fruit fly Drosophila melanogaster with bacterial pathogens, and to measure the number of infectious bacteria shed following gut infection. We further describe the effect of immune mutants on fly survival following oral bacterial infection.

Mündliche bakterielle Infektion und Shedding in Drosophila melanogaster

The fruit fly Drosophila melanogaster is one of the best developed model systems of infection and innate immunity. While most work has focused on systemic ...

Simple Homemade Tools to Handle Fruit Flies&#8212;Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in practice, as adult flies fly. Demonstrated here is how to make some simple and cost-effective tools to address difficult issues in the handling of Drosophila. Holes in foam stoppers are made and pipette tips or funnels are inserted into the holes. Flies then move only in one direction into the pipette tip/funnel assemblage, allowing efficient control of the transfer of adult Drosophila into or out of a vial. Existing protocols have been modified for cool-anesthetizing flies by chilling in crushed ice and transferring them onto a cold, hard icepack surface. The icepack is covered with a piece of medical gauze that keeps immobilized flies from the condensed water when examined under a stereomicroscope. The flies are finally euthanized for counting and sorting or discarded by microwaving. A bottle-shaped cage has also been developed for collecting eggs, as well as a labor-saving device and accompanying protocol for cleaning glass culture vials.

Described here is the use of several homemade tools to transfer, chill, and kill adult Drosophila, as well as to clean glass culture vials and collect eggs. These tools are easy to make and are rather efficient in handling Drosophila.

Einfache hausgemachte Werkzeuge, um Fruchtfliegen zu behandeln —Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in ...

An Introduction to Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster, also known as the fruit fly, is a powerful model organism widely used in biological research that has made significant contributions to the greater scientific community over the last century. First, this video introduces the fruit fly as an organism, including its physical characteristics, life cycle, environment, and diet. Next, the reasons why fruit flies make an excellent model organism are discussed. For example, fruit flies are inexpensive to maintain in the laboratory, have simplified genetics, and short generation times allow for quick experiments with high sample numbers. Then, key discoveries and important Drosophila researchers, such as Thomas Hunt Morgan are profiled. Finally, applications of Drosophila research, ranging from genetics to cardiac and neurological development and disease, are provided. This video serves as an overview of the highly-important and influential model organism that is Drosophila melanogaster.

Drosophila melanogaster Fruit Fly as a Model Organism

Eine Einführung in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster, also known as the fruit fly, is a powerful model organism widely used in biological research that has made significant ...

Lehre

JoVE Science Education

Grundlegende Biologie

Modellorganismen I: Hefe, Drosophila und C. elegans

Drosophila Maintenance

Drosophila melanogaster, commonly known as fruit flies, are a frequently used model organism for life science research. Although starting a collection of these critters may seem as easy as leaving a banana on your kitchen counter for too long, a productive fly colony in the lab requires careful husbandry and maintenance.
This video demonstrates the necessary steps for maintaining a healthy fly stock. The overview begins with the preparation and storage of the yeast and sugar-containing media on which flies feed. Next, the vessels most commonly used for housing Drosophila are shown, as well as how and when to move flies between these containers. Finally, the presentation also includes examples of the ways in which housing and feeding conditions are manipulated for biological experiments.

Maintenance and Husbandry of Drosophila melanogaster

Haltung und Pflege von Drosophila

Drosophila melanogaster, commonly known as fruit flies, are a frequently used model organism for life science research. Although starting a collection of ...

Drosophila Egg Collection and Dechorionation: A Method to Remove the Outermost Egg Layer

Source: Koyle, M. L., et al. <a href="https://www.jove.com/video/54219/" target="_blank">Rearing the Fruit Fly Drosophila melanogaster Under Axenic and Gnotobiotic Conditions</a>. J. Vis. Exp. (2016).
The Drosophila embryo is surrounded by protective outer membranes. To gain access to the embryo, the chorion&#8211;the outermost of the membranes&#8211;is often removed. This video describes a commonly used method of dechorionation using sodium hypochlorite. The example protocol demonstrates the procedure while employing sterile techniques necessary for axenic or gnotobiotic animal rearing.

Drosophila Eizellentnahme und Dechorionierung: Eine Methode zur Entfernung der äußersten Eischicht

Source: Koyle, M. L., et al. Rearing the Fruit Fly Drosophila melanogaster Under Axenic and Gnotobiotic Conditions. J. Vis. Exp. (2016).
The Drosophila ...

Aufzucht der Fruit Fly

Zusammenfassung

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