Name: building finite element models to investigate zebrafish jaw biomechanics
Uploaded: 2016-12-03T14:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 11 s
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LHB wurde von der Wellcome Trust Dynamische Zell PhD-Programm finanziert werden; KAR wurde von MRC Projektförderung MR / L002566 / 1 (vergeben EJR und CLH) gefördert und CLH wurde von ARUK Zuschuss 19479. finanziert Wir würden auch die Wolfson Bioimaging Einrichtung für die Bildgebung Beratung danken.

Alle Schritte innerhalb des Protokolls folgen der University of Bristol Tierpflege und Tierschutz-Richtlinien und die des britischen Innenministeriums. 1. Visualisierung von Muskel-Skelett-Anatomie HINWEIS: Um die Form der Skelettelemente visualisieren, Muskel zu quantifizieren und die genaue Platzierung der Muskelansätze, immunostain (Abschnitt 1.1) Fisch im entsprechenden Alter für Skelett-Myosin (die Muskel zeigt) zu identifizieren und Typ-II-Kollagen (zu visualisieren Knorpel). Alternativ visualisieren die Muskel - Skelett - Anatomie transgenen fluoreszierenden Reporterlinien wie die Kollagen a1 Reporter COL2A1 mit: mCherry 13,14 Knorpel und die langsame Myosin schwere Kette Reporter smyhc sichtbar zu machen: 15 GFP die Position der Muskelansätze (Abschnitt 1.2) zu visualisieren. Alternative Linien, die Knorpel und Muskeln markieren könnte genauso gut funktionieren. <ol><li> Fluoreszierende Immunostaining <ol><li> Fix Larve in überschüssigem 4% Paraformaldehyd (PFA) in phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) für 1 Stunde. Waschen in PBS mit 0,1% Tween 20 (PBT) und entwässern jeweils in 50% Methanol (MeOH) in PBT und 100% MeOH für 5 min. Achtung: PFA ist giftig und sollte in Übereinstimmung mit dem Material Sicherheitsdatenblatt behandelt werden. HINWEIS: Larve kann in 100% Methanol gelagert werden, bis sie benötigt. </li><li> Rehydrate Larve in 50% MeOH in PBT für 5 min. Waschen in PBT für 5 min. </li><li> Permeabilisierung Larve in 0,25% Trypsin in PBT auf Eis für 5-6 min. in 4x PBT Waschen für jeweils 5 Minuten. </li><li> Block für 2-3 h in 5% Serum in PBT. </li><li> Inkubieren Larve in der empfohlenen Verdünnung von Kaninchen-Anti-Typ-2-Kollagen und Maus-anti-Myosin-Antikörper in 5% Serum in PBT für 1 h bei Raumtemperatur oder über Nacht bei 4 ° C. HINWEIS: Die empfohlene Verdünnungsbereich ist in der Regel auf dem Blatt Antikörper Daten. Wählen Antikörper, die gegen verschiedene Arten angehoben sind miteinander und auch diffemieten, um das Gewebe. </li><li> Waschen Sie Larve 6x für 15 Minuten in PBT. </li><li> Block für 1-2 h in 5% Serum in PBT. </li><li> Inkubieren in Sekundärantikörper im Dunkeln. Verwenden fluoreszenzmarkierten Anti-Maus (550) und Anti-Kaninchen (488) Sekundärantikörper bei einer geeigneten Verdünnung in 5% Serum und PBT für den spezifischen Antikörper. </li><li> Wasch 6X für jeweils 10 Minuten in PBT und Bild auf einem Mikroskop 10X konfokalen so schnell wie möglich. </li></ol></li><li> Imaging Muskel - Skelett - Geometrie <ol><li> Montieren Sie die Larven ventral auf einem Deckglas in lauwarmem 0,3-0,5% mit niedrigem Schmelzpunkt (LMP) Agarose in Danieau-Lösung 16. HINWEIS: Transgene Fische müssen in 0,02% MS222 (Tricaine Methansulfonat, pH 7) vor der Montage und während der Bildgebung sediert werden. </li><li> Nehmen Sie eine konfokale Bildstapel aus der Region von Interesse mit dem 10fach Objektivlinse und das etwa 2,5-fache Digitalzoom. Bereiten Sie Bilder des grünen und roten Kanal mit der 488 nm und 561 nm-Laser sind. Bild mit einer 512 x 512 Pixel Auflösung mit einem Intervall zwischen z-Ebene von 1,3 um und 3 Linie Durchschnitt. Der resultierende Stapel wird von etwa 100 z Scheiben umfassen. </li><li> Exportieren Sie die Daten als TIFF-Serie. Maximale Projektionen der Muskel und des Knorpels Elemente aus einer 5dpf Zebrabärbling Larven sind in Abbildung 1 dargestellt. </li></ol></li></ol> 2. Erstellen eines 3D-Oberflächen <ol style="margin-left: 40px;"><li> Wählen Sie einen repräsentativen Datensatz für jeden Zeitpunkt auf 3, 4 und 5 dpf (wählen Sie nach Visualisierung mehrerer Proben). </li><li> Öffnen Sie 3-dimensionalen TIFF-Stapel und wählen Sie alle Kanäle in der Analyse-Software. Rechtsklick auf den Knorpel Kanal und wählen Sie die Bildfilter und Glättung: Gaussian (2B). </li><li> In Projektansicht rechts auf gefilterte Bild klicken und wählen Sie &quot;Bildsegmentierung&quot; und dann &quot;bearbeiten neues Label &#39;. Erstellen Sie ein neues Etikett für jedes Material, das heißt, Knorpel und junkt. Wählen Sie den Knorpelbereich des Bildes (2C, weißes Signal, lila Umriss) mit dem Zauberstab - Werkzeug. Verwenden Sie das Pinsel-Werkzeug Lärm von den Umrissen zu entfernen. HINWEIS: Wenn Zauberstab-Werkzeug, klicken Sie auf &quot;Alle Scheiben &#39;. </li><li> Wählen Sie den Verbindungsbereich mit dem Pinsel - Werkzeug und weisen auf eine gemeinsame Komponente (2C, blau umrandet) </li><li> Glatte mehrere Scheiben auf einmal durch die Segmentierung im oberen Menü und glatt Auswahl von Etiketten. Rechtsklick auf das Bild und wählen Sie erzeugen Oberfläche eine 3D - Oberfläche des Bauteils (2D) machen zu erzeugen. </li><li> Klicken Sie auf die Oberfläche und Speichern von Daten als hmascii Datei für den Import in kämmenden Software. </li></ol> 3. Berechnung der Muskelkräfte zu sein, in dem FE-Modell <ol style="margin-left: 40px;"><li> Zählen Sie die Anzahl der Muskelfasern von konfokalen Bildern von smyhc: GFP transgenen Zebrabärbling (1A, Pfeilspitze, 1C) und messen Sie den Durchmessereter der Fasern ihre Querschnittsfläche (&amp; pgr; r 2) zu berechnen. </li><li> Identifizieren geeigneter Kraft pro Flächeneinheit Muskel aus der Literatur. Die maximale Muskelkraft erzeugt pro Flächeneinheit für Larven Zebrabärbling Skelettmuskulatur (40 nN / &amp; mgr; m 2) wurden 17 verwendet. </li><li> Berechnen der Kräfte für jeden anatomischen Muskelgruppe durch die Anzahl der Fasern und deren Multiplikation Fläche durch die Kraft pro Flächeneinheit. Siehe Tabelle 1. </li></ol> 4. Erstellen eines Netz <ol style="margin-left: 40px;"><li> Importieren Sie das 3D-Modell erzeugt in Abschnitt 2 (siehe oben) in ein Softwarepaket der Lage, eine Finite-Elemente-Netz zu erzeugen. </li><li> Generieren A2D Maschen des Knorpel- und Gelenkoberflächen durch die Schrumpffolie Werkzeug unter dem 2D-Menü. Wählen Sie eine entsprechende Elementgröße. Hinweis: Verwenden Sie eine Elementgröße zwischen 1,5-2,5. Falls erforderlich, erzeugen eine Reihe von unterschiedlich großen 2D-Oberflächennetze 3D-Mesh-Optimierung durchzuführen (§ 4.4). </li><li> Führen Sie Mesh Qualitätskontrollen unter den gefundenen &#39;2D&gt; Tools&gt; Überprüfen Sie Elemente&#39; Panel für duplizierte Elemente, Einfügungen und Durchdringungen im Netz zu überprüfen. Fix Diederwinkeln durch das Dienstprogramm Registerkarte in Modellbaum verwenden. </li><li> Generieren Sie ein 3D-Netz aus den 2D-Oberflächennetzen unterschiedlicher Elementgröße mit Hilfe der 3D&gt; Tetramesh subpanel. HINWEIS: Vergleichen Sie die Ergebnisse verschiedener Maschengrößen und wählen Sie das FE-Modell mit der Größe niedrigsten Netz, das nach einer weiteren Simulationen konvergiert und keine Funktionsdefinition beeinträchtigen. Das Beispiel in Figur 3 enthält 1.500.000 tetraedrischen Elemente für den Unterkiefer Knorpeln und hatte eine 2D Elementgröße von 2,0. </li><li> Verwandeln Sie das Netz so Kiefermodell nach konfokalen Stapel zu skalieren ist mit der Geometrie&gt; Entfernung subpanel. HINWEIS: Sicherstellen, dass die Knorpel und Gelenkkomponenten sind in dem Modell verbunden durch ein Mischmodell zu exportieren oder durch Bindern. </li></ol> 5. Finite-Elemente-Model Baumaschinen <ol><li> Mit kommerziellen Finite-Elemente (FE) Software eine FE-Modell. Mit Hilfe der 3D-Muskeln und Knorpel markierte konfokalen Stapel erzeugt in Abschnitt 1 als Leitfaden, weisen Knoten, die zu Muskelansatzpunkte entsprechen. Erstellen Sie einen Vektor zwischen zwei Knoten , die den Ursprung und die Einfügung eines jeden Muskel (Abbildung 3). </li><li> Erstellen Sie eine Last Sammler des Typs &#39;Geschichte&#39; a &#39;C-Last&#39; zu gelten für jeden Muskel. Geben Sie den Betrag in Newton (berechnet in Schritt 3.3) und weisen Sie den zugehörigen Vektor. 3 sind die Befestigungspunkte für die Adduktoren mandibulae (AM) zeigt, Winkelmesser hyoideus (PH) und intermandibularis (IM). HINWEIS: Für diese Kiefermuskeln, Kraft maximale Kontraktions zwischen Ursprung und Ansatz so, dass nur 50% der jeweiligen Last verteilt wird an jedem Standort angewendet wird. </li><li> Weisen Sie entsprechende elastische isotropen Materialeigenschaften, wie durch die Literatur bestimmt. Young-Modul für die Knorpelund die Interzone in diesem Modell waren 1,1 MPa und 0,25 MPa bzw. und das Poisson-Verhältnis betrug 0,25 für beide 18,19. </li><li> Erstellen Sie eine Last Sammler des Typs &#39;Grenze&#39; anfänglichen Beschränkungen für das Modell anzuwenden. Gehen Sie auf die Registerkarte Analyse&gt; Constraints und im schaffen subpanel, wählen Sie die Knoten auf dem Modell, das Sie möchten, zu beschränken. Wählen Sie die Freiheitsgrade (DOF) diese Grenze Bewegung des Modells auf die beste Annäherung seiner natürlichen Bewegungsbereich. HINWEIS: Das Modell in Figur 3 wurde in allen Bewegungsachsen begrenzt (DOF: 1, 2, 3 für x, y und z, jeweils) am ceratohyal es im Raum zu verankern , an einem mittleren Punkt in dem Modell und in der Achse y und z an dem Punkt , wo die palatoquadrate zum Rest des Schädels Zebrabärbling verbindet (Abbildung 3, Tabelle 1). Das Modell muss in allen drei DOF in mindestens einem Knoten eingeschränkt werden. </li><li> Erstellen Sie ein &#39;Load Schritt&#39;, für jede Art von Bewegung, die Sie möchten simulaßen ( das heißt, Öffnen, Schließen), unter der Analysemenü und wählen Sie alle relevanten Lasten (hergestellt in Abschnitt 5.2) und Beschränkungen (hergestellt in Abschnitt 5.4) , um diese Bewegung zu simulieren. Wählen Sie &#39;Static&#39; aus dem Dropdown-Menü, wenn es erscheint. </li><li> Exportmodell einschließlich der Masche, Lasten, Randbedingungen und Materialeigenschaften in einem geeigneten Dateiformat, in diesem Fall &quot;.inp&quot; Format. </li><li> Lastmodell in FE-Analyse-Software. Erstellen Sie einen Job für das Modell ausführen mit dem Job-Modul. </li><li> Analysieren Ausgang für Spannung, Dehnung, Verschiebung usw. in der Ergebnisse Tab und Visualisierung Menü (Abbildung 4 und 5). </li></ol> 6. Validierung von Jaw Deformation / Displacement Entfernungen <ol><li> Wählen Sie 3-6 Tg (Col2a1aBAC: mCherry) transgenen Zebrafisch. </li><li> betäuben leicht die Larven mit 0,02% MS222, bis sie nicht mehr zu reagieren, aber ihre Herzen zu berühren schlagen immer noch. </li><li> Montierendie Larven seitlich (während narkotisierten) auf Deckgläsern in lauwarmem 1% LMP-Agarose (hergestellt in Danieau-Lösung). </li><li> Entfernen Sie die Agarose aus um den Kopf und Kiefer mit einer Pinzette. </li><li> Spülen Sie frische Danieau-Lösung (ohne MS222) über den Kopf der Larve zu entfernen Anästhesie mit einer Pasteur-Pipette, bis die normale Mundbewegungen wieder aufnehmen. </li><li> Verwenden Sie Film-Capture-Software Hellfeld High-Speed-Videos von Mundbewegungen zu nehmen. Nehmen Sie Filme von rund einer Minute Dauer auf dem höchsten Framerate, oder ausreichend mehrere Zyklen von Maulöffnung aufzunehmen. </li><li> Wählen Sie Frames, die den Kiefer offen zu seiner maximalen Verschiebung zeigen. Messen Sie den Abstand zwischen der vorderen Spitze des Meckel-Knorpel und Oberkiefer (Spitze des ethmoid Platte) in &amp; mgr; m. </li><li> Berechnen Sie die mittlere Verschiebung von mehreren Fischlarven. </li><li> Auszug Verschiebungsdaten aus dem Modell. Verwenden Sie die mittlere Verschiebung in 6.8 berechneten Modell Verschiebung Verhalten zu überprüfen ( <strong&gt; 4). Wenn das Modell abweicht von den erwarteten, führen Sensitivitätsanalyse durch sequentielles Materialeigenschaften und Muskelbelastungen zu verändern. </li></ol>

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	<li>Rayfield, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Finite+Element+Analysis+and+Understanding+the+Biomechanics+and+Evolution+of+Living+and+Fossil+Organisms.">Finite Element Analysis and Understanding the Biomechanics and Evolution of Living and Fossil Organisms.</a> Annu. Rev. Earth Planet. Sci. 35, 541-576 (2007).</li><li>Rao, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Finite Element Method in Engineering: Fifth Edition. , (2010).</li><li>Taylor, M., Prendergast, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Four+decades+of+finite+element+analysis+of+orthopaedic+devices:+Where+are+we+now+and+what+are+the+opportunities.">Four decades of finite element analysis of orthopaedic devices: Where are we now and what are the opportunities.</a> J Biomech. 48, 767-778 (2015).</li><li>Button, D. J., Rayfield, E. J., Barrett, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cranial+biomechanics+underpins+high+sauropod+diversity+in+resource-poor+environments.">Cranial biomechanics underpins high sauropod diversity in resource-poor environments.</a> Proc Royal Soc London B: Biol Sci. 281. 281, (2014).</li><li>Mammoto, T., Mammoto, A., Ingber, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanobiology+and+developmental+control.">Mechanobiology and developmental control.</a> Annu Rev Cell Dev Biol. 29, 27-61 (2013).</li><li>Shwartz, Y., Farkas, Z., Stern, T., Aszodi, A., Zelzer, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Muscle+contraction+controls+skeletal+morphogenesis+through+regulation+of+chondrocyte+convergent+extension.">Muscle contraction controls skeletal morphogenesis through regulation of chondrocyte convergent extension.</a> Dev biol. 370, 154-163 (2012).</li><li>Rolfe, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+mechanosensitive+genes+during+skeletal+development:+alteration+of+genes+associated+with+cytoskeletal+rearrangement+and+cell+signalling+pathways.">Identification of mechanosensitive genes during skeletal development: alteration of genes associated with cytoskeletal rearrangement and cell signalling pathways.</a> BMC genomics. 15, 48 (2014).</li><li>Roddy, K. A., Kelly, G. M., van Es, M. H., Murphy, P., Prendergast, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+patterns+of+mechanical+stimulation+co-localise+with+growth+and+cell+proliferation+during+morphogenesis+in+the+avian+embryonic+knee+joint.">Dynamic patterns of mechanical stimulation co-localise with growth and cell proliferation during morphogenesis in the avian embryonic knee joint.</a> J Biomech. 44, 143-149 (2011).</li><li>Haudenschild, D. R., Chen, J., Steklov, N., Lotz, M. K., D'Lima, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+the+chondrocyte+actin+cytoskeleton+in+living+three-dimensional+culture:+response+to+anabolic+and+catabolic+stimuli.">Characterization of the chondrocyte actin cytoskeleton in living three-dimensional culture: response to anabolic and catabolic stimuli.</a> Mol cell biomech. 6, 135-144 (2009).</li><li>Nowlan, N. C., Murphy, P., Prendergast, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+dynamic+pattern+of+mechanical+stimulation+promotes+ossification+in+avian+embryonic+long+bones.">A dynamic pattern of mechanical stimulation promotes ossification in avian embryonic long bones.</a> J Biomech. 41, 249-258 (2008).</li><li>Giorgi, M., Carriero, A., Shefelbine, S. J., Nowlan, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanobiological+simulations+of+prenatal+joint+morphogenesis.">Mechanobiological simulations of prenatal joint morphogenesis.</a> J Biomech. 47, 989-995 (2014).</li><li>Heegaard, J. H., Beaupre, G. S., Carter, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanically+modulated+cartilage+growth+may+regulate+joint+surface+morphogenesis.">Mechanically modulated cartilage growth may regulate joint surface morphogenesis.</a> J Ortho Res. 17, 509-517 (1999).</li><li>Hammond, C. L., Schulte-Merker, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+populations+of+endochondral+osteoblasts+with+differential+sensitivity+to+Hedgehog+signalling.">Two populations of endochondral osteoblasts with differential sensitivity to Hedgehog signalling.</a> Development. 136, 3991-4000 (2009).</li><li>Mitchell, R. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+tools+for+studying+osteoarthritis+genetics+in+zebrafish.">New tools for studying osteoarthritis genetics in zebrafish.</a> Osteoarthritis and cartilage / OARS, Osteoarth Res Soc. 21, 269-278 (2013).</li><li>Elworthy, S., Hargrave, M., Knight, R., Mebus, K., Ingham, P. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+multiple+slow+myosin+heavy+chain+genes+reveals+a+diversity+of+zebrafish+slow+twitch+muscle+fibres+with+differing+requirements+for+Hedgehog+and+Prdm1+activity.">Expression of multiple slow myosin heavy chain genes reveals a diversity of zebrafish slow twitch muscle fibres with differing requirements for Hedgehog and Prdm1 activity.</a> Development. 135, 2115-2126 (2008).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Danieau's+solution+(30&#215;).">Danieau's solution (30&#215;).</a> Cold Spring Harb Prot. , (2011).</li><li>Iorga, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micromechanical+function+of+myofibrils+isolated+from+skeletal+and+cardiac+muscles+of+the+zebrafish.">Micromechanical function of myofibrils isolated from skeletal and cardiac muscles of the zebrafish.</a> J Gen physiol. 137, 255-270 (2011).</li><li>Tanck, E., Blankevoort, L., Haaijman, A., Burger, E. H., Huiskes, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+muscular+activity+on+local+mineralization+patterns+in+metatarsals+of+the+embryonic+mouse.">Influence of muscular activity on local mineralization patterns in metatarsals of the embryonic mouse.</a> J Ortho Res. 18, 613-619 (2000).</li><li>Tanck, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+mechanical+consequences+of+mineralization+in+embryonic+bone.">The mechanical consequences of mineralization in embryonic bone.</a> Bone. 35, 186-190 (2004).</li><li>Brunt, L. H., Norton, J. L., Bright, J. A., Rayfield, E. J., Hammond, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Finite+element+modelling+predicts+changes+in+joint+shape+and+cell+behaviour+due+to+loss+of+muscle+strain+in+jaw+development.">Finite element modelling predicts changes in joint shape and cell behaviour due to loss of muscle strain in jaw development.</a> J Biomech. 48, 3112-3122 (2015).</li><li>Roddy, K. A., Prendergast, P. J., Murphy, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+influences+on+morphogenesis+of+the+knee+joint+revealed+through+morphological,+molecular+and+computational+analysis+of+immobilised+embryos.">Mechanical influences on morphogenesis of the knee joint revealed through morphological, molecular and computational analysis of immobilised embryos.</a> PloS one. 6, e17526 (2011).</li><li>Cuff, A. R., Bright, J. A., Rayfield, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Validation+experiments+on+finite+element+models+of+an+ostrich+(Struthio+camelus)+cranium.">Validation experiments on finite element models of an ostrich (Struthio camelus) cranium.</a> Peer J. 3, 1294 (2015).</li><li>Schilling, T. F., Kimmel, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Musculoskeletal+patterning+in+the+pharyngeal+segments+of+the+zebrafish+embryo.">Musculoskeletal patterning in the pharyngeal segments of the zebrafish embryo.</a> Development. 124, 2945-2960 (1997).</li><li>Dowthwaite, G. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mechanism+underlying+the+movement+requirement+for+synovial+joint+cavitation.">A mechanism underlying the movement requirement for synovial joint cavitation.</a> Matrix biol. 22, 311-322 (2003).</li><li>Nia, H. T., Han, L., Li, Y., Ortiz, C., Grodzinsky, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Poroelasticity+of+cartilage+at+the+nanoscale.">Poroelasticity of cartilage at the nanoscale.</a> Biophys J. 101, 2304-2313 (2011).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren. Einige Daten in den 3-5 wurde von J.Biomech nachgedruckt, 48 (12), Brunt et al., Finite - Elemente - Modellierung prognostiziert Veränderungen in gemeinsamen Form und das Verhalten der Zelle durch den Verlust von Muskelzerrung in Kieferentwicklung, 3112-22. 2015 mit Genehmigung von Elsevier 15.

Finite - Elemente - Modelle wurden verwendet , um die Bereiche der Skelettelemente zu beziehen , die unter Belastung mit denen unterzieht die Knochenbildung sind 10, sowie die Bereiche unter Belastung während endochondral Verknöcherung und Joint Morphogenese 8,12,21 abzubilden. Andere Studien konnten auch theoretische Wachstumsmodelle anwenden Veränderungen 11,12 während die gemeinsame Entwicklung zu replizieren. Hier zeigen wir das Protokoll für den Aufbau von FE - Modellen für ein relativ einfaches System, der Zebrabärbling Backe 20. Im Gegensatz zu alternativen Methoden der Rohbilder für die FE - Modelle sammeln, wie beispielsweise CT - Abtastung 22, konfokale Bildgebung transgener Linien oder immunhistochemisch Zebrabärbling ermöglicht mehrere Gewebe untersucht werden. Es kann daher liefern direkte Informationen über Muskelbefestigungspunkte in Bezug auf Knorpel. Unter wirbel Modelle sind Zebrabärbling besonders zugänglich für genetische und pharmakologische Manipulation. Die Erzeugung von FE-Modellen für Zebrabärblingcraniofacial Knorpel eröffnet nun die Möglichkeit einer weiteren Untersuchung der Wechselwirkung zwischen Biomechanik und Genetik in gemeinsamen Morphogenese auf. Es gibt eine Reihe von kritischen Schritte in den Prozess ein FE-Modell erzeugt wird; Die erste ist eine genaue dreidimensionale Darstellung des Systems zu erzeugen. Dies erfordert Bildgebung bei ausreichend hoher Auflösung zu deutlich Grenzen definieren. Beachten Sie, dass auch bei Bildgebung mit hoher Auflösung eine gute Oberfläche zu machen, muss dieser einige Regionen glätten kann. Ein weiterer wichtiger Schritt ist die Definition, die korrekte Platzierung der Last und korrekte Einschränkungen. Ein unzureichend eingeschränkt Modell scheitern wird und eine falsche Platzierung der Lasten zu lösen abnorme Bewegung verursachen. Einige Verarbeitung der Rohdaten (Figur 2) ist notwendig , da eine Oberfläche aus den Rohdaten erzeugt würde schwierig sein Mesh (2B). Wir gefiltert , um die Daten , die ein Gauß - Filter (Abbildung 2C </strong&gt;) und führten wir einige manuelle Glätten der Kurven, um eine Reihe von sauberen Konturen zu erzeugen, die in einer 3D-Oberfläche umgewandelt werden können. Zu viel Glättung kann eine &quot;geschmolzen&quot; Oberfläche erzeugen, die viele ihrer Funktionen verloren hat. die richtige Elementgröße zu wählen, ist ein iterativer Prozess als zu klein Wahl eines Elementgröße ein Netz zu groß schafft, die sehr rechenintensiv ist. Allerdings wird zu groß, ein Element der Wahl der Größe erzeugen ein Netz, das die richtige Form der Struktur zu rekapitulieren ausfällt. Die richtige Masche hatte das kleinste Element Größe, die die richtige Form des Kiefers erfasst und konvergierte auf eine korrekte Lösung, überprüften die Backenbewegung verwenden. Es kann auch erforderlich sein, um die Materialeigenschaften oder Lastberechnungen zu ändern, um besser die korrekte Verschiebung emulieren, wie unterschiedlichen Alters und Arten werden im Wesentlichen unterschiedliche Eigenschaften haben. Es ist wichtig, sich daran zu erinnern, dass es immer Einschränkungen auf ein hypothetisches Modell und einssumptions gemacht FE-Modelle laufen. Wenn nur eine oder eine kleine Anzahl von Proben Modellierung ist es wichtig, sicherzustellen, dass eine repräsentative Probe, wie es gewählt wird, sind wahrscheinlich kleine Variationen zwischen Individuen. Da nur enthalten waren einige der Backenelemente und Muskeln, das Modell ist eine vereinfachte Version des Zebrabärbling craniofacial Muskel-Skelett-Systems. Daher mussten Einschränkungen positioniert werden, um zu erklären, wo die modellierten Backenelemente mit dem Rest des Schädels in Verbindung bringen würde und das Modell wurde künstlich im Zentrum gezwungen es in &quot;Raum&quot; zu beheben. Diese künstliche Einschränkung Auswirkungen nicht auf die Interpretation aus den Modellen als ceratohyal gezogen selbst nicht analysiert. Die Einbeziehung von mehr der kraniofazialen Struktur, vor allem andere Maulöffnung Muskeln wie die sternohyals und der ihr beigefügten Knorpel 23, könnte zum Modell hinzugefügt, aber Einschränkungen umfassen die Fähigkeit der größeren Modelle in der Finite - Elemente - Software auszuführen. s = &quot;jove_content&quot;&gt; Eine weitere Einschränkung besteht darin , dass wir nicht Bandinsertion modelliert, obwohl dies durch die Insertion von Federn 8 erreicht werden konnten. Eine andere Annahme in diesem Fall war, dass das Modell linear verhalten würde. Die Größen der Stämme auf die Modelle waren vergleichbar mit denen , die in der veröffentlichten Modelle und auf in - vitro - Zellen 10,24, mit Stämmen unter 3500 und über -5.000 μɛ abgesehen von Zwang und Muskelansatzpunkte sein. Daher wurden die Stämme in den jeweiligen Regionen des Modells innerhalb eines Bereichs akzeptabel für ein lineares Modell angesehen. Cartilage verhält sich nicht ganz als lineares Material und hat zuvor als poroelastischer Material modelliert, die 25 Analyse des Fluid Verhalten im Modell aktiviert. Verbreiten der Muskelansatzpunkte unter einer Gruppe von lokalen Knoten würde die Spitzenkräfte verteilen und genauer den Muskelansatz für bestimmte Muskeln darstellen. ent &quot;&gt; Verwendung von FE ermöglicht eine Bewertung der auf einer Struktur wirkenden Dehnungen und Spannungen. Als Technik häufig in vielen biowissenschaftlichen Disziplinen einschließlich der Orthopädie, Paläontologie und in jüngerer Zeit die Entwicklungsbiologie verwendet wird. Hier beschreiben wir, wie FES für die Zebrabärbling bauen Unterkiefer. in Zukunft könnten diese Modelle auf der ganzen Kiefer aussehen erweitert werden, einschließlich des Gaumens. Ähnliche Techniken verwendet werden könnten, spinal Biomechanik in Fischen, die bisher meist durch kinematische Mittel untersucht worden sind, zu modellieren.

Finite - Elemente (FE) Modellierung ist ein Engineering - Technik , die rechnerisch berechnen kann und ordnen Sie die Größe und Lage der Stämme auf einer Struktur wirken 1. Das Modell besteht aus der 3D-Struktur, die von einem Netz von &quot;Finite Elemente&quot; dargestellt, und das Endergebnis der Analyse wird durch eine Anzahl von Faktoren ab, einschließlich der Struktur und der Anzahl der Elemente in dem Gitter, die Größe und die Position der mechanischen geregelt Lasten und die Materialeigenschaften. Materialeigenschaften beschreiben bestimmte Aspekte des Verhaltens eines Materials unter einer bestimmten Art der Last; Elastizitätsmodul (E) beschreibt die Elastizität des Materials, während das Poisson-Verhältnis des proportionalen Abnahme der Breite des Materials zu seiner Länge beschreibt, wenn eine Probe gestreckt wird. FE-Modellierung verwendet werden, um eine Vielzahl von Variablen auf dem Modell unter Berücksichtigung der einzigartigen Eingangsdaten über die Struktur einschließlich Verschiebung, Stress, Druck und Dehnung wirkend zu berechnen &#39;; S Form, Lage und Größe der Lasten und die spezifischen Materialeigenschaften. FE - Modellierung wird in der Technik 2 und zunehmend auch für orthopädische 3 und paläontologische Anwendungen 4 weit verbreitet. In der Entwicklung sind als Anregung in vielen Zellen zu biomechanischen Kräfte bekannt wirken zu aktivieren Zellantworten 5-8 und es ist nützlich , sowohl die relativen Positionen und Grßen der mechanische Reize innerhalb der Entwicklungsorgansysteme vorherzusagen, wurde jedoch noch FE Modellierung wenig gebraucht für Zebrabärblingentwicklung. Sowohl Knorpel und Knochen wurden mechanosensitive Materialien erwiesen. Beispielsweise in vitro Kompression gefunden wurde chondrogene Wege zu aktivieren, während die Spannung für die Knochenbildung 9 notwendig erwiesen hat. FE-Analyse (FEA) wurde ausgebeutet Stämme wirken auf biologische Proben zu modellieren, einschließlich derjenigen, auf die Skelettelemente während Knochen wirkenden formationen 10. Andere Entwicklungsanwendungen umfassen seine Verwendung die Form eines gemeinsamen vorherzusagen , nachdem es 11,12 theoretischen biomechanischen Kräften ausgesetzt wurde und das Muster der Stämme 8 vorhanden während Küken Kniegelenk Morphogenese zu zeigen. Dieses Protokoll wird auf die gemeinsame Nutzung der Erfahrungen soll der Erzeugung von 3-dimensionalen Oberflächen, Netze und Finite-Elemente-Modelle von konfokalen Bildern, mit denen die Mechanik der Entwicklung von Geweben zu verstehen. Wir zeigen Ihnen auch Möglichkeiten, die FE - Modelle Validierung obwohl echte gemeinsame Verschiebungsinformation in vivo zu erfassen. Während wir die Zebrabärbling Kiefer als ein Beispiel die gleichen Techniken verwenden könnte auf jedem kleinen biologischen System verwendet werden, für die 3D-Informationen über die Struktur des Muskel-Skelett-System kann durch konfokale oder Multiphotonen-Imaging erhalten werden.

<table><tbody><tr><td>Coll2</td><td>Abcam</td><td>ab34712</td><td>Type II collagen antibody - stains all cartilage</td></tr><tr><td>A4.1025 / MF20</td><td>Developmental studies hybridoma bank</td><td>A4.1025</td><td>Skeletal mysoin antibody - marks all skeletal muscle&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Low melt agarose</td><td>Sigma&amp;nbsp;</td><td>A9414-5G</td><td>For mounting zebrafish</td></tr><tr><td>MS222 (Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate )</td><td>Sigma</td><td>E10521-10G</td><td>To make anesthetic</td></tr><tr><td>Trypsin</td><td>Fisher</td><td>T/3760/48</td><td>sample permeablilisation</td></tr><tr><td>Dylight 488 Mouse IgG</td><td>Thermofisher</td><td>35502</td><td>Secondary antibody</td></tr><tr><td>Dylight 550 Rabbit IgG</td><td>Thermofisher&amp;nbsp;</td><td>84541</td><td>Secondary antibody</td></tr><tr><td>SP8/SP5 or SPE confocal</td><td>Leica&amp;nbsp;</td><td></td><td>For imaging&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>LAS Leica capture software</td><td>Leica</td><td></td><td>Imaging software</td></tr><tr><td>Aviso (version 7.0.0)</td><td>FEI Visualization Science Group</td><td></td><td>3D image analysis software (Section 2)</td></tr><tr><td>Hypermesh part of the Hyperworks package (version 10)</td><td>Altair Engineering</td><td></td><td>FE model generating software (Section 4-5)</td></tr><tr><td>Abaqus (version 6.14)</td><td>SIMULIA</td><td></td><td>FE analysis software (Section 5.7-5.8)</td></tr></tbody></table>

building finite element models to investigate zebrafish jaw biomechanics

Skeletal morphogenesis occurs through tightly regulated cell behaviors during development; many cell types alter their behavior in response to mechanical strain. Skeletal joints are subjected to dynamic mechanical loading. Finite element analysis (FEA) is a computational method, frequently used in engineering that can predict how a material or structure will respond to mechanical input. By dividing a whole system (in this case the zebrafish jaw skeleton) into a mesh of smaller 'finite elements', FEA can be used to calculate the mechanical response of the structure to external loads. The results can be visualized in many ways including as a 'heat map' showing the position of maximum and minimum principal strains (a positive principal strain indicates tension while a negative indicates compression. The maximum and minimum refer the largest and smallest strain). These can be used to identify which regions of the jaw and therefore which cells are likely to be under particularly high tensional or compressional loads during jaw movement and can therefore be used to identify relationships between mechanical strain and cell behavior. This protocol describes the steps to generate Finite Element models from confocal image data on the musculoskeletal system, using the zebrafish lower jaw as a practical example. The protocol leads the reader through a series of steps: 1) staining of the musculoskeletal components, 2) imaging the musculoskeletal components, 3) building a 3 dimensional (3D) surface, 4) generating a mesh of Finite Elements, 5) solving the FEA and finally 6) validating the results by comparison to real displacements seen in movements of the fish jaw.

Immunofärbung für Muskel (1A) und des Knorpels (1B) bzw. Abbildungs transgener Reportern (1C) kann die 3D - Struktur des Kiefers visualisiert werden, zusammen mit der zugeordneten Muskulatur. Durch Bildgebung mit einer hohen Auflösung war es möglich , ein Modell zu erstellen , die sowohl die dreidimensionale Form des Kiefers (Abbildung 2) und die Lage und Anordnung der Lasten (3) erfasst. Unter Verwendung in vivo Verschiebungen hoher Geschwindigkeit Video - Capture (Abbildung 4) durch verifiziert wir , dass der Bereich der Bewegung in dem Modell in einem realistischen Bereich war. Die FE - Modelle einmal laufen können eine Reihe von Daten anzuzeigen, wie Stress (5A), minimale und maximale Hauptdehnung (- K 5B) verwendet werden. Diese Ergebnisse sind drei-dim<html> ensional so kann das Modell feine Muster Detail (5E, 5I) zu sehen , der vergrößert werden soll relevante Ansichten (5F, 5G, 5J, 5K) und digital geschnitten (5E &#39;, 5E&#39; &#39;, 5I&#39;, 5I zu erhalten gedreht &#39;&#39;) zu zeigen , wie die Muster von Spannung, Dehnung oder Druckänderung während des gesamten Modells. Es ist auch möglich, quantitative Daten aus dem Modell zu extrahieren (nicht gezeigt). Durch das Modell zu überprüfen und mit den genauesten Materialeigenschaften, Lasten und Netz Form der FE-Modell verwendet werden, um die bestmögliche Schätzung der mechanischen Umgebung zu erkunden, indem Zellen in diesem Fenster der Entwicklung erlebt. Die Ergebnisse des Modells kann direkt auf Veränderungen in Zellverhalten und die Genexpression 20 verglichen werden. <html> re 1 &quot;src =&quot; / files / ftp_upload / 54811 / 54811fig1.jpg &quot;/&gt; Abb . 1: Repräsentative Bilder der Muskel - Skelett - Elemente der Zebrabärbling Unterkiefer bei 5 dpf Repräsentative konfokalen Stapel des Unterkiefers von 5dpf Larven alle mit vorderen gezeigt nach oben (A) Immunostaining für A4.1025 die alle Skelett-Myosin Flecken (B) Immunostaining für Typ - II - Kollagen , das alle Knorpel (C) Stapel von einer Live - Larve markiert die transgenen Reporter COL2A1 ausdrücken: mCherry Knorpel Markierung (rot) und smyhc: GFP langsam Muskel (grün). IA: intermandibularis anterioren, PH: Winkelmesser hyoideus, AM: Adduktoren mandibulae, HALLO: hyoideus minderwertig, HALLO: hyoideus überlegen, CH: sternohyoideus, MC: Meckel-Knorpel, PQ: Palatoquadrate, CH:. Ceratohyal <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54811/54811fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier eine größere Version zu sehen dieser Figur.</a> &quot;Fo: keep-together.within-page =&quot; 1 &quot;&gt; <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/54811/54811fig2.jpg" /> Abbildung 2: Erzeugung einer 3D - Oberfläche von konfokalen Daten Bilder den Übergang von der konfokalen Daten in eine 3D - Oberfläche für den Zebrabärbling Unterkiefer mit höherer Vergrößerung des Verbindungsbereichs zeigt.. (A) Rohdaten konfokalen; (B) Datensatz nach der Anwendung eines Gaußschen Filters; (C) Gefiltert Kontur; (D) 3D - Oberfläche. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54811/54811fig2large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54811/54811fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/54811/54811fig3.jpg" /> Abbildung 3: Repräsentative Maschen Zwänge und Kraftvektoren Repräsentative Maschen für eine 5 dpf Larve für (A) Mund Schließung zeigt und.(B) Mundöffnung. Weiße Punkte bezeichnen Stellen , wo das Modell beschränkt ist , und in dem Maße (beispielsweise x und y oder x, y und z). Weiße Linien bezeichnen Muskel Positionen, die mit dem Vektor der Muskelkraft durch weiße Pfeile gekennzeichnet. Rot zeigt Knorpel und Gelb die interzone. Diese Zahl wurde von ergänzendem Material modifiziert zuvor in Brunt veröffentlicht et al. 15. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54811/54811fig3large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54811/54811fig3large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/54811/54811fig4.jpg" /> Abbildung 4:. Sensibilitätsprüfung FE-Modell Backenbewegung in 5dpf Zebrabärbling für verschiedene Knorpel und Interzonen Young-Module simulieren. Backenbewegung (offen in &amp; mgr; m geschlossen) auf der Backe markiert; mit der Farbtaste aufgezeichnet. Jedes Modell (A - L) eine unterschiedliche Kombination von Knorpel (c = 1,1, 3,1 bzw. 6,1 MPa) oder Interzonen (i = von 0,25, 0,5, 0,75 oder 1 MPa) Eigenschaften aufweisen . Horizontal schwarzer Pfeil hebt den Wert der Backenbewegung an der Spitze der Meckel-Knorpel (durch den vertikalen schwarzen Pfeil dargestellt). M und N Standbilder aus Videos von 5 dpf Larven zeigt Minimum, das heißt, Kiefer geschlossen (M) und Maximum, das heißt, Kiefer vollständig geöffnet (N) mit den beiden überlagerten (O) - weiße Linie auf O steht für die Verschiebung (von 43 &amp; mgr; m). In diesem Fall sind relativ Knorpel Eigenschaften von 1,1 mit einem Interzone von 0,25 (A) am besten entsprechen die Verschiebungen in lebenden Fischen gesehen (O). Panels AL dieser Figur wurden zuvor in Brunt et al. 15. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54811/54811fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier um einen größeren vers anzuzeigen</a>Ion dieser Figur. <img alt="Abbildung 5" src="/files/ftp_upload/54811/54811fig5.jpg" /> Abbildung 5: Repräsentative Daten aus den FE - Modelle FE-Modell Simulation aller in einem 5 dpf Larve angewendet Muskeln (A - C).. (A) Von Mises (EMaxmin) (B) Mindesthauptdehnung (E Min. P, μɛ) (C) Maximaler Hauptdehnung (E Max. P., μɛ). FE-Modell-Simulation der maximalen und minimalen Hauptstämme bei Kieferöffnung. (D - K): Die maximale Hauptdehnung (. E Max P., μɛ) in (D) ventralen Kiefer Sicht und (E) ventralen Gelenkansicht (E) zeigt Lage von proximal-distalen Abschnitte durch den Knorpel Meckel Gelenk und das Interzonen in (E &#39;) und (E&#39; &#39;), respectively. (F): seitlichKiefer-Ansicht. (G): Lateralgelenk Ansicht. (H - K): minimale Hauptstamm (. E Min P, μɛ) in (H) ventralen Kiefer Sicht und (I) ventralen gemeinsamen Ansicht. (I) zeigt Lage der proximal-distalen Abschnitte durch den Knorpel Gelenk Meckel und interzone in (I &#39;) und (I&#39; &#39;) bzw. (J): seitliche Kieferansicht. (K): Lateralgelenk Ansicht. Diese Zahl wurde veröffentlicht früher al in Brunt et. 15. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54811/54811fig5large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54811/54811fig5large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td></td><td> Anzahl der Muskelfasern </td><td> Muskelfaserbereich (um 2) </td><td> Muskelgruppe Bereich (&amp; mgr; m2) </td><td> Force (N) </td></tr><tr><td> 5 dpf intermandibularis anterioren </td><td> 5 </td><td> 23.8 </td><td> 119 </td><td> 4.76e-6 </td></tr><tr><td> 5 dpf Winkelmesser hyoideus </td><td> 6 </td><td> 23.8 </td><td> 142,8 </td><td> 5.71e-6 </td></tr><tr><td> 5 dpf Adduktoren mandibulae </td><td> 9 </td><td> 23.8 </td><td> 214,2 </td><td> 8.57e-6 </td></tr></tbody></table> Tabelle 1: Muskel - Quantifizierung. Durchschnittliche Muskelkräfte für die Intermandibularis Anterior, Adduktoren mandibulae und Protractor Hyoideus bei 5 dpf unter Verwendung von 40 nN / &amp; mgr; m 2 (Wert pro Flächeneinheit von Referenz 17 genommen) berechnet. (Lorga et al., 2011) (n = 3).

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Aufbau von Finite-Elemente-Modellen zur Untersuchung der Biomechanik des Zebrafischkiefers | Entwicklungsbiologie | Video

Building Finite Element Models to Investigate Zebrafish Jaw Biomechanics

Finite Element Analysis is a frequently used tool to investigate the mechanical performance of structures under load. Here we apply its use to modeling the biomechanics of the zebrafish jaw.

Der Aufbau Finite-Elemente-Modelle zu Zebrabärbling Jaw Biomechanik Untersuchen

Skeletal morphogenesis occurs through tightly regulated cell behaviors during development; many cell types alter their behavior in response to mechanical ...

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9.2K Aufrufe.  University of Bristol. Finite Element Analysis is a frequently used tool to investigate the mechanical performance of structures under load. Here we apply its use to modeling the biomechanics of the zebrafish jaw. 

Serie: Building Finite Element Models to Investigate Zebrafish Jaw Biomechanics

Microbead Implantation in the Zebrafish Embryo

The zebrafish has emerged as a valuable genetic model system for the study of developmental biology and disease. Zebrafish share a high degree of genomic conservation, as well as similarities in cellular, molecular, and physiological processes, with other vertebrates including humans. During early ontogeny, zebrafish embryos are optically transparent, allowing researchers to visualize the dynamics of organogenesis using a simple stereomicroscope. Microbead implantation is a method that enables tissue manipulation through the alteration of factors in local environments. This allows researchers to assay the effects of any number of signaling molecules of interest, such as secreted peptides, at specific spatial and temporal points within the developing embryo. Here, we detail a protocol for how to manipulate and implant beads during early zebrafish development.

The zebrafish is an excellent model system for genetic and developmental studies. Bead implantation is a valuable tissue manipulation technique that can be used to interrogate developmental mechanisms by introducing alterations in local cellular environments. This protocol describes how to perform microbead implantation in the zebrafish embryo.

Microbead Implantation im Zebrafischembryo

The zebrafish has emerged as a valuable genetic model system for the study of developmental biology and disease. Zebrafish share a high degree of genomic ...

Forschung

Entwicklungsbiologie

Drug Treatment and In Vivo Imaging of Osteoblast-Osteoclast Interactions in a Medaka Fish Osteoporosis Model

Bone-forming osteoblasts interact with bone-resorbing osteoclasts to coordinate the turnover of bone matrix and to control skeletal homeostasis. Medaka and zebrafish larvae are widely used to analyze the behavior of bone cells during bone formation, degeneration, and repair. Their optical clarity allows the visualization of fluorescently labeled bone cells and fluorescent dyes bound to the mineralized skeletal matrix. Our lab has generated transgenic medaka fish that express the osteoclast-inducing factor Receptor Activator of Nuclear-factor &#954;B Ligand (RANKL) under the control of a heat&#160;shock-inducible promoter. Ectopic expression of RANKL results in the excess formation of activated osteoclasts, which can be visualized in reporter lines with nlGFP expression under the control of the cathepsin K (ctsk) promoter. RANKL induction and ectopic osteoclast formation leads to severe osteoporosis-like phenotypes. Compound transgenic medaka lines that express ctsk:nlGFP in osteoclasts, as well as mCherry under the control of the osterix (osx) promoter in premature osteoblasts, can be used to study the interaction of both cell types. This facilitates the in vivo observation of cellular behavior under conditions of bone degeneration and repair. Here, we describe the use of this system to test a drug commonly used in human osteoporosis therapy and describe a protocol for live imaging. The medaka model complements studies in cell culture and mice, and offers a novel system for the in vivo analysis of drug action in the skeletal system.

Drug Treatment and In Vivo Imaging of Osteoblast-Osteoclast Interactions in a Medaka Fish Osteoporosis Model

Small laboratory fish have become popular models for bone research on the mechanisms underlying human bone disorders and for the screening of bone-modulating drugs. In this report, we describe a protocol to assess the effect of alendronate on bone cells in medaka larvae with osteoporotic lesions.

Medikamentöse Behandlung und<em&gt; In Vivo</em&gt; Imaging von Osteoblasten-Osteoklasten-Wechselwirkungen in Medaka-Fisch Osteoporose Modell

Bone-forming osteoblasts interact with bone-resorbing osteoclasts to coordinate the turnover of bone matrix and to control skeletal homeostasis. Medaka ...

Shifting Zebrafish Lethal Skeletal Mutant Penetrance by Progeny Testing

Zebrafish mutant phenotypes are often incompletely penetrant, only manifesting in some mutants. Interesting phenotypes that inconsistently appear can be difficult to study, and can lead to confounding results. The protocol described here is a straightforward breeding paradigm to increase and decrease penetrance in lethal zebrafish skeletal mutants. Because lethal mutants cannot be selectively bred directly, the classic selective breeding strategy of progeny testing is employed. This method also includes protocols for Kompetitive Allele Specific PCR (KASP) genotyping zebrafish and staining larval zebrafish cartilage and bone. Applying the husbandry strategy described here can increase the penetrance of an interesting skeletal phenotype enabling more reproducible results in downstream applications. In addition, decreasing the mutant penetrance through this selective breeding strategy can reveal the developmental processes that most crucially require the function of the mutated gene. While the skeleton is specifically considered here, we propose that this methodology will be useful for all zebrafish mutant lines.

The goal of this protocol is to alter the penetrance of lethal skeletal mutant phenotypes in zebrafish by selective breeding. Lethal mutants cannot be grown to adulthood and bred themselves, therefore this protocol describes a method for tracking and selecting penetrance through multiple generations by progeny testing.

Verschiebung der Zebrafisch letale Skelett mutierte Penetranz um Nachkommen testen

Zebrafish mutant phenotypes are often incompletely penetrant, only manifesting in some mutants. Interesting phenotypes that inconsistently appear can be ...

Adult Zebrafish Injury Models to Study the Effects of Prednisolone in Regenerating Bone Tissue

Zebrafish are able to regenerate various organs, including appendages (fins) after amputation. This involves the regeneration of bone, which regrows within roughly two weeks after injury. Furthermore, zebrafish are able to heal bone rapidly after trepanation of the skull, and repair fractures that can be easily introduced into zebrafish bony fin rays. These injury assays represent feasible experimental paradigms to test the effect of administered drugs on rapidly forming bone. Here, we describe the use of these 3 injury models and their combined use with systemic glucocorticoid treatment, which exerts bone inhibitory and immunosuppressive effects. We provide a workflow on how to prepare for immunosuppressive treatment in adult zebrafish, illustrate how to perform fin amputation, trepanation of calvarial bones, and fin fractures, and describe how the use of glucocorticoids affects both bone forming osteoblasts and cells of the monocyte/macrophage lineage as part of innate immunity in bone tissue.

Here, we describe 3 adult zebrafish injury models and their combined use with immunosuppressive drug treatment. We provide guidance on imaging of regenerating tissues and on detecting bone mineralization therein.

Erwachsenen Zebrafisch Verletzungen Modelle zur Untersuchung der Auswirkungen von Prednisolon bei der Regeneration von Knochengewebe

Zebrafish are able to regenerate various organs, including appendages (fins) after amputation. This involves the regeneration of bone, which regrows ...

Methods for the Study of the Zebrafish Maxillary Barbel

Barbels are skin sensory appendages found in fishes, reptiles and amphibians. The zebrafish, Danio rerio, develops two pairs of barbels- a short nasal pair and a longer maxillary pair. Barbel tissue contains cells of ectodermal, mesodermal and neural crest origin, including skin cells, glands, taste buds, melanocytes, circulatory vessels and sensory nerves. Unlike most adult tissue, the maxillary barbel is optically clear, allowing us to visualize the development and maintenance of these tissue types throughout the life cycle. 
This video shows early development of the maxillary barbel (beginning approximately one month post-fertilization) and demonstrates a surgical protocol to induce regeneration in the adult appendage (&gt;3 months post-fertilization). Briefly, the left maxillary barbel of an anesthetized fish is elevated with sterile forceps just distal to the caudal edge of the maxilla. A fine, sterile spring scissors is positioned against the forceps to cut the barbel shaft at this level, establishing an anatomical landmark for the amputation plane. Regenerative growth can be measured with respect to this plane, and in comparison to the contralateral barbel. Barbel tissue regenerates rapidly, reaching maximal regrowth within 2 weeks of injury.
Techniques for analyzing the regenerated barbel include dissecting and embedding matched pairs of barbels (regenerate and control) in the wells of a standard DNA electrophoresis gel. Embedded specimens are conveniently photographed under a stereomicroscope for gross morphology and morphometry, and can be stored for weeks prior to downstream applications such as paraffin histology, cryosectioning, and/or whole mount immunohistochemistry. These methods establish the maxillary barbel as a novel in vivo tissue system for studying the regenerative capacity of multiple cell types within the genetic context of zebrafish.

The zebrafish maxillary barbel is an integumentary sense organ containing ectodermal, mesodermal and neural crest derivatives. Importantly, the adult barbel can regenerate after proximal amputation. This video introduces maxillary barbel development and demonstrates a surgical protocol to induce regeneration, followed by collection, embedding and downstream imaging of barbel specimens.

Methoden zur Untersuchung des Zebrafisch Maxillary Barbel

Barbels are skin sensory appendages found in fishes, reptiles and amphibians.  The zebrafish, Danio rerio, develops two pairs of barbels- a short nasal ...

Biologie

Real Time and Repeated Measurement of Skeletal Muscle Growth in Individual Live Zebrafish Subjected to Altered Electrical Activity

A number of methods can be used to visualize individual cells throughout the body of live embryonic, larval or juvenile zebrafish. We show that live fish with fluorescently-marked plasma membranes can be scanned in a confocal laser scanning microscope in order to determine the volume of muscle tissue and the number of muscle fibers present. Efficient approaches for the measurement of cell number and size in live animals over time are described and validated against more arduous segmentation methods. Methods are described that permit the control of muscle electrical, and thus contractile, activity. Loss of skeletal muscle contractile activity greatly reduced muscle growth. In larvae, a protocol is described that allows reintroduction of patterned electrical-evoked contractile activity. The described methods minimize the effect of inter-individual variability and will permit analysis of the effect of electrical, genetic, drug, or environmental stimuli on a variety of cellular and physiological growth parameters in the context of the living organism. Long-term follow-up of the measured effects of a defined early-life intervention on individuals can subsequently be performed.

Optical clarity is a major advantage for cell biological and physiological work in zebrafish. Robust methods for measurement of cell growth in individual animals are described that permit novel insights into how growth of skeletal muscle and neighboring tissues are integrated with whole body growth.

Echtzeit- und wiederholte Messung des Skelettmuskelwachstums bei einzelnen lebenden Zebrafischen, die einer veränderten elektrischen Aktivität ausgesetzt sind

A number of methods can be used to visualize individual cells throughout the body of live embryonic, larval or juvenile zebrafish. We show that live fish ...

<meta charset="utf8"></head><body>Entnahme von Zebrafischschuppen für die Kultivierung und knochenbiologische Untersuchungen

In Vitro Culturing Technique for Studying Cellular Dynamics in Zebrafish Scales

Zebrafish scales offer a variety of advantages for use in standard laboratories for teaching and research purposes. Scales are easily collected without the need for euthanasia, regenerate within a couple of weeks, and are translucent and small, allowing them to be viewed using a standard microscope. Zebrafish scales are especially useful in educational environments, as they provide a unique opportunity for students to engage in hands-on learning experiences, particularly in understanding cellular dynamics and in vitro culturing methods. The main objective of this protocol is to describe a method for collecting and maintaining zebrafish scales in culture for use in a variety of biological studies using basic laboratory equipment. Additionally, the protocol details their use in understanding bone homeostasis by examining the activity of bone cells involved in bone resorption and deposition. It also includes additional protocols for general techniques, such as the visualization of nuclei and apoptotic cells. The in vitro culturing protocol produces reliable results with minimal reagents and equipment. This article discusses the benefits of using in vitro cultures of zebrafish scales to foster scientific inquiry and outlines the resources needed to support their integration into educational settings.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor im Rampenlicht: Weiterentwicklung der Knochenzellaktivitätsforschung mit Zebrafischschuppen

This protocol offers a method to study cellular dynamics using a simple in vitro culture technique. It provides an opportunity for zebrafish researchers and educators to study cellular processes, such as those related to bone homeostasis and basic cell biology, by visualizing fluorescent nuclei and apoptotic cells within the scales.

In-vitro-Kultivierungstechnik zur Untersuchung der zellulären Dynamik in Zebrafischschuppen

Zebrafish scales offer a variety of advantages for use in standard laboratories for teaching and research purposes. Scales are easily collected without ...

Analyzing Craniofacial Morphogenesis in Zebrafish Using 4D Confocal Microscopy

Time-lapse imaging is a technique that allows for the direct observation of the process of morphogenesis, or the generation of shape. Due to their optical clarity and amenability to genetic manipulation, the zebrafish embryo has become a popular model organism with which to perform time-lapse analysis of morphogenesis in living embryos. Confocal imaging of a live zebrafish embryo requires that a tissue of interest is persistently labeled with a fluorescent marker, such as a transgene or injected dye. The process demands that the embryo is anesthetized and held in place in such a way that healthy development proceeds normally. Parameters for imaging must be set to account for three-dimensional growth and to balance the demands of resolving individual cells while getting quick snapshots of development. Our results demonstrate the ability to perform long-term in vivo imaging of fluorescence-labeled zebrafish embryos and to detect varied tissue behaviors in the cranial neural crest that cause craniofacial abnormalities. Developmental delays caused by anesthesia and mounting are minimal, and embryos are unharmed by the process. Time-lapse imaged embryos can be returned to liquid medium and subsequently imaged or fixed at later points in development. With an increasing abundance of transgenic zebrafish lines and well-characterized fate mapping and transplantation techniques, imaging any desired tissue is possible. As such, time-lapse in vivo imaging combines powerfully with zebrafish genetic methods, including analyses of mutant and microinjected embryos.

Time-lapse confocal imaging is a powerful technique useful for characterizing embryonic development. Here, we describe the methodology and characterize craniofacial morphogenesis in wild-type, as well as pdgfra, smad5, and smo mutant embryos.

Analyse Craniofacial Morphogenese in Zebrafisch Mit 4D konfokale Mikroskopie

Time-lapse imaging is a technique that allows for the direct observation of the process of morphogenesis, or the generation of shape. Due to their optical ...

Der Aufbau Finite-Elemente-Modelle zu Zebrabärbling Jaw Biomechanik Untersuchen

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Microbead Implantation im Zebrafischembryo

Medikamentöse Behandlung und

Verschiebung der Zebrafisch letale Skelett mutierte Penetranz um Nachkommen testen

Erwachsenen Zebrafisch Verletzungen Modelle zur Untersuchung der Auswirkungen von Prednisolon bei der Regeneration von Knochengewebe

Methoden zur Untersuchung des Zebrafisch Maxillary Barbel

Echtzeit- und wiederholte Messung des Skelettmuskelwachstums bei einzelnen lebenden Zebrafischen, die einer veränderten elektrischen Aktivität ausgesetzt sind

In-vitro-Kultivierungstechnik zur Untersuchung der zellulären Dynamik in Zebrafischschuppen

In-vitro-Kultivierungstechnik zur Untersuchung der zellulären Dynamik in Zebrafischschuppen

In-vitro-Kultivierungstechnik zur Untersuchung der zellulären Dynamik in Zebrafischschuppen

Analyse Craniofacial Morphogenese in Zebrafisch Mit 4D konfokale Mikroskopie