Diese Arbeit wurde von der National Institutes of Health (R01 AR061164-01A1) unterstützt.

Alle experimentelle Verfahren wurden von der institutionellen Animal Care und Use Committee am Maine Medical Center Research Institute zugelassen.
1. Sammlung Röhren Vorbereitung
<ol><li>Machen Sie BMSC Kulturmedien durch die Ergänzung von Minimum wesentliche Medium α (MEM α) mit 10 % fötalen Rinderserum und 1 % von Penicillin/Streptomycin.</li>
	<li>Platz 100 µL BMSC Kulturmedien in 1,5 mL Mikrozentrifugenröhrchen. 3 Knochen passen in der Regel in einer einzigen Röhre also entsprechend vorbereiten.</li>
	<li>Kürzen Sie die Enden von 200 µL Pipettenspitzen genug, so dass sie in die Zentrifuge Rohre passen. Setzen Sie die Tipps in den Rohren und sicherzustellen Sie, dass die Deckel schließen können, bevor Sie die Rohre auf Eis legen. Hinweis: Alternativ können 0,75 mL Mikrozentrifugenröhrchen mit dem Schnitt enden in 1,5 mL Microcentrifuge Schlauch eingefügt werden.</li>
</ol>(2) die Ernte der Knochen von Mäusen
<ol><li>Einschläfern Sie die Tiere mit CO2 gefolgt von zervikale Dislokation und sprühen sie mit 70 % Ethanol. Hinweis: Sicherstellen Sie, dass Tiere aus der gleichen Geschlechts und vorzugsweise im gleichen Alter verwendet werden. Wir verwenden routinemäßig Tiere im Alter von 7 bis 8 Wochen. Es wird empfohlen, Bündelung von Zellen aus mindestens 3 Tiere pro Versuchsgruppen zu eine bessere Vertreter und reproduzierbare Zellpopulation führen.</li>
	<li>
Platzieren Sie die euthanasierten Maus auf dem Rücken auf einem sezierenden Brett. Verwenden Sie Zange, um ein Zelt der Haut auf dem Bauch zu schaffen. Machen Sie einen kleinen Schnitt (ca. 1 cm) mit sterilen sezierenden Schere. Ziehen Sie die Haut in Richtung der Gliedmaßen und die Füße aus dem Schnitt um den Unterleib und die Beine offen zu legen.
	<ol>
<li>Schneiden Sie unterhalb des Knöchels zu Fuße zu entfernen. Schneiden Sie entlang der Beckenkamm an der Hüfte, den Femur-Kopf von den Hüftknochen zu trennen. Während die Maus noch auf den Rücken, machen Sie einen Einschnitt in der Mitte der Hüftknochen, trennen die beiden Beckenkamm Knochen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Mit fusselfreien Wischtücher, vorsichtig aus dem Oberschenkelknochen, Schienbeine und Beckenkamm Knochen des Muskels. Hinweis: Schneiden so viel von den Sehnen und Muskeln vom Knochen wie möglich macht die Reinigung schneller und einfacher mit den fusselfreien Tüchern (z.B. Kimwipes). Vorsicht wenn die Knochen zu manipulieren, wie sie neigen dazu, leicht zu brechen und ihre Zerbrechlichkeit mit bestimmte Genotypen erhöht werden kann.</li>
	<li>Sobald die Proben seziert haben, legen Sie sie in PBS auf Eis und verschieben in einen sterilen Kultur-Haube für die übrigen Schritte der Isolation. Hinweis: Arbeiten aseptisch so weit wie möglich verringert das Potenzial für Verschmutzung in den Kulturen.</li>
	<li>Machen Sie kleine Einschnitte (ca. 1 bis 2 mm) an den proximalen und distalen Enden der Knochen vor der Einlagerung in die geschnittenen Spitzen innerhalb der Zentrifuge Rohre. Hinweis: Stellen Sie sicher um eine ausreichende Menge zu schneiden, so dass Knochenmark heraus geschleudert werden kann; Allerdings muss darauf geachtet werden, zu vermeiden schneiden zu viel wie Zell-Populationen sind in der Regel variieren basierend auf Nähe innerhalb Knochenmark.</li>
	<li>Zentrifuge bei 10.000 x g für 15 s bei Raumtemperatur. Sicherzustellen Sie, dass das Knochenmark gespült und oelletiert am unteren Rand der 1,5 mL Tube, während die Knochen im Inneren der Einsätze (entweder 200 µL Pipettieren Tipp oder 0,75 mL Microcentrifuge Schlauch) sind. Sobald das Knochenmark gesammelt werden, entfernen Sie die Einsätze mit den Knochen aus dem Röhrchen. Hinweis: Wenn das Knochenmark geleert ist, werden die Knochen weiß erscheinen. Jedoch wenn Knochenmark in bestimmten Knochen bleibt, versuchen Sie es erneut schneiden enden und Zentrifugieren.</li>
</ol>3. die Zellsuspension
<ol><li>Mit einer 25 G Nadel, ziehen, Holzpellets die Zelle oben und unten langsam Klumpen aufzubrechen und die Proben in ein einzelnes 15 mL konische Röhrchen zu kombinieren. Fügen Sie 10 mL BMSC Nährmedien pro 500 µL der Proben.</li>
	<li>Legen Sie einen 70 µm-Filter auf eine 50 mL konische Rohr und dieser Filter durchlaufen Sie die Zellsuspension, um mögliche Knochensplitter zu entfernen.</li>
</ol>(4) Beschichtung und Kultur der gemischten Populationen von Knochenmarkzellen (Total BMCs)
Hinweis: Zellen sind bei 37 ° C in einem Inkubator mit 5 % CO2kultiviert.
<ol><li>Berechnen Sie die Anzahl der Zellen und Platte sie bei 1,0 x 106 Zellen/cm2 in Kulturmedien. Lassen Sie 72 h der Mischkultur für Zellen befestigen. Hinweis: Wir empfehlen Verdünnen der Zelle Aufhängung 20 X in Kulturmedien und Verdünnung wieder in Trypan blau vor zählen die Zellen mit einem Hemocytometer. Für 7 Wochen alten männlichen C57Bl6/J Mäusen wir routinemäßig ergeben eine Handynummer von rund 50 x 106 Zellen jedoch Alter, Geschlecht und Belastung Zellzahl stark beeinflussen können. Hinweis: Eine Mischung Population von Zellen sollte am unteren Rand der Kultur gut befestigen.</li>
	<li>Entfernen Sie nach 72 h das Medium und ersetzen Sie sie durch neue Medien. Weiter verändern die Medien jeden anderen Tag und suchen Sie nach Konfluenz. Wenn die Zellen 80-100 % Konfluenz erreicht haben, sind sie bereit für eine Differenzierung. Hinweis: Da diese Kultur mit BMSCs und HSCs gemischt wird, kann es direkt für Osteoblastogenesis, angereizte sowie Osteoclastogenesis verwendet werden.</li>
</ol>5. Beschichtung und Kultur der Split Bevölkerung von BMSCs (anhaftende BMSCs)
Hinweis: Zellen sind bei 37 ° C in einem Inkubator mit 5 % CO2kultiviert.
<ol><li>Teller alle Zellen in der Kulturschale 10 cm (55 cm2 Kulturkreis) vom Oberschenkelknochen, Schienbeine und Beckenkamm Knochen von einem Mausklick gesammelt. Hinweis: Bei der Bündelung von 2-3 C57BL/6J Mäuse Platte wir in der Regel diese "Gesamt" Knochenmark-Population in einem 150 cm2 Kolben.</li>
	<li>Entfernen Sie nach 48 h der Mischkultur die Nährmedien (mit der nicht-Anhänger HSCs). Wenn Osteoclastogenesis Experimente durchgeführt werden, setzen Sie diese Population von nicht-anhaftende Zellen beiseite (siehe Abschnitt 7), wenn nicht, Absaugen und entsorgen Sie diese Zellen.</li>
	<li>Waschen Sie die Platte/Flasche mit PBS sorgfältig hinsichtlich der angeschlossenen Zellen nicht zu stören.</li>
	<li>Entfernen Sie PBS und heben Sie die Zellen durch Hinzufügen von 0,25 % Trypsin und Inkubation bei 37 ° C für ca. 1-3 min. Quench die Trypsin, indem Sie die Zellsuspension Zelle Medien hinzufügen. An dieser Stelle BMSCs, die nun aufgehoben, können (als zuvor getan in Schritt 4.1) gezählt und verchromt für zukünftige Experimente.</li>
	<li>Berechnen Sie die Anzahl der Zellen, die für die Beschichtung benötigt. Zentrifugieren Sie das erforderliche Volumen der Zellsuspension bei 1.000 x g für 5 min bei Raumtemperatur. Hinweis: Zellen sind in der Regel vernickelt basierend auf Endpunkt-Experimente. Zum Beispiel wenn Protein/RNA isoliert sein Platte wir in der Regel auf eine höhere Dichte (~1.0-2.0 X 106 Zellen/Brunnen in 6-Well-Platte).</li>
	<li>Entfernen Sie das Medium und Aufschwemmen der Zelle Pellet im Volumen von Nährmedien für die Beschichtung benötigt. Die Zellen in Kultur Medien nach den Experimenten Platte und es ihnen ermöglichen, für ein paar Tage anhängen. Wenn die BMSCs Konfluenz erreicht haben, fahren Sie mit Differenzierung durchführen.</li>
</ol>6. Differenzierung der BMSCs
<ol><li>
Osteoblasten
	<ol>
<li>Machen, Osteoblasten Differenzierung Medien indem 800 µL 1 M β-Glycerin Phosphat in PBS und 200 µL 0,5 M Ascorbinsäure in PBS zu 99 mL BMSC Nährmedien (siehe Schritt 1.1 für die Zusammensetzung der BMSC Kultur Medien).<ol>
<li>Nachdem BMSCs Kulturen (total BMCs aus Schritt 4.3) oder anhaftende BMSCs aus Schritt 5.6 konfluierende sind, unterscheiden sie in Osteoblasten durch den Wechsel der Nährmedien zu Osteoblasten Differenzierung Medien.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Ersetzen Sie die Differenzierung Medien jeden zweiten Tag. Zellen beginnen, weiße Knötchen Mineralisierung. Visualisieren sie mit bloßem Auge auf der Unterseite des Brunnens; Dieser Prozess kann innerhalb von wenigen Tagen bis 3 Wochen stattfinden.<ol>
<li>Führen Sie bei der Beurteilung Osteoblastogenesis alkalische Phosphatase Färbung und/oder Von Kossa Färbung auf den Brunnen wie in Kapitel 8 beschrieben. Hinweis: Ändern Sie die Medien sorgfältig durch die Platten in einem leichten Winkel zur Vermeidung von Störungen der Zelle Monolage kippen.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Adipozyten
	<ol>
<li>Machen Sie Adipocyte base Medien durch mischen zusammen 90 mL Dulbecco geändert Eagle Medium (DMEM) hohe Glucose, 10 mL von fetalen Rinderserum, 1 mL Penicillin/Streptomycin, 100 µL 20 mM Rosiglitazon und 100 µL 2 mM Insulin. Bei Bedarf speichern Sie dieses Medium bei 4 ° C für die Woche während des Experiments Differenzierung.</li>
		<li>Machen Adipocyte Induktion Medien durch Zugabe von 200 µL 62,5 mM 3-Isobutyl-1-Methylxanthin (IBMX) und 25 µL 1 mM Dexamethason bis 25 mL Adipocyte Base Medien.</li>
		<li>Nachdem BMSCs Kulturen (total BMCs aus Schritt 4.3) oder anhaftende BMSCs aus Schritt 5.6 konfluierende sind, wechseln Sie das Medium Adipocyte Induktion Medien. Betrachten Sie diesen Tag 0 der Differenzierung.</li>
		<li>Entfernen Sie nach 48 h das Medium und aktualisieren Sie die Kultur mit Adipocyte Induktion Medien zu.</li>
		<li>Am 4. Tag wechseln Sie zur Adipocyte base Medien. Hinweis: Lipid Tröpfchen können beginnen so früh wie Tag2 oder Tag 4 erscheinen.</li>
		<li>Am 7. Tag beobachten Sie, dass Zellen maximale Lipid Tröpfchen angesammelt haben und einen Phänotyp ähnlich wie eine Reife Adipocyte zeigen. Nicht über diesen Punkt Kultur, da es Zelle Tod/Ablösung führen kann.</li>
	</ol>
</li>
</ol>(7) die Differenzierung von HSZ in Osteoklasten
<ol><li>Osteoklasten Differenzierung Medien durch Zugabe von 50 µL 25 µg/mL der Rezeptor Aktivator von NFKB Liganden (RANKL) und 15 µL von Makrophagen Kolonie stimulierende Faktor (mCSF) 25 µg/mL bis 25 mL BMSC Nährmedien zu machen.</li>
	<li>Sobald die gesamte BMCs (aus Schritt 4.3) oder nicht-anhaftende Zellen (aus Schritt 5.2) Brunnen verbunden sind, können Nährmedien Osteoklasten Differenzierung Medien geschaltet werden. Wieder füllen Sie Differenzierung Medien jeden zweiten Tag auf.</li>
	<li>Beobachten Sie die Osteoklasten Kulturen täglich unter dem Mikroskop bei 10-facher Vergrößerung. Beachten Sie, dass Osteoklasten verschmelzen und mehrkernigen Zellen, in der Regel um Tag 5 bis 7 der Differenzierung bilden.</li>
</ol>(8) Färbung
<ol><li>
Osteoblasten Hinweis: Für die alkalische Phosphatase (AP) Färbung, wir oft benutzen ein AP Färbung kit (siehe Tabelle der Materialien) nach den Richtlinien.<ol>
<li>Führen Sie AP Färbung, indem Sie die folgenden Richtlinien des Herstellers Kit.<ol>
<li>Aspirieren Sie Medien und spülen Sie Zellen mit PBS. Befestigen Sie die Zellen mit 4 % Paraformaldehyd (PFA) mit PBS-Puffer für 12 min bei Raumtemperatur.</li>
			<li>In der Zwischenzeit machen die AP-Lösung unter Verwendung der Reagenzien von der AP Färbung Kit durch Zugabe von 500 µL Natriumnitrit, 500 µL FRV-Lauge und mischen sanft; lassen Sie stehen für 2 min. hinzufügen 22,5 mL dH2O und 500 µL Naphthol AS-BI alkalisch. Mischen Sie vorsichtig. Achtung: PFA ist giftig und muss mit Vorsicht behandelt werden.</li>
			<li>Sobald die Zellen fixiert sind, Spülen mit PBS und AP-Lösung in jede Vertiefung (1 bis 2 mL pro Well) hinzufügen. Deckel mit Alu-Folie und lassen Sie Fleck für 30 min bei Raumtemperatur vor Licht geschützt werden. Aspirieren Sie die Lösung, waschen mit destilliertem Wasser und lassen die Platte zum trocknen.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Abrufen von Bildern der gefärbten Kolonien mit Hilfe einer Kamera um alkalische Phosphatase positive Zellen zu beobachten.</li>
		<li>Alternativ führen Von Kossa statt alkalische Phosphatase Färbung. Hierzu werden Brunnen waschen gründlich mit destilliertem Wasser als alle übrigen PBS mit Silbernitrat. auszufällen.
		<ol>
<li>Befestigen Sie die Zellen mit 4 % PFA mit PBS-Puffer für 12 min bei Raumtemperatur. Fügen Sie dann genug 5 % Silbernitratlösung um den Brunnen zu decken und setzen auf starkes Licht für 1 h bei Raumtemperatur.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Entfernen Sie die Silbernitrat-Lösung und spülen Sie jedes gut mit destilliertem Wasser. Die Zellen 5 % Natriumthiosulfat-Lösung hinzufügen und 3 Minuten lang stehen lassen.</li>
		<li>Die Natriumthiosulfat abzusaugen und mit destilliertem Wasser zu waschen. Lassen Sie die Platte trocken und die Lagerstätte gebeizt in dunkelbraun/schwarz mit bloßem Auge zu beobachten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Adipozyten
	<ol>
<li>Fix für Öl rot O (ORO) Färbung, die Zellen mit 10 % Neutral gepufferte Formalin für 1 h bei Raumtemperatur.</li>
		<li>In der Zwischenzeit machen Sie die ORO-Lager-Lösung durch Auflösen von 0,035 g in 10 mL Isopropanol. Dies ist ausreichend für eine 6-Well-Platte. Mischen und die Lösung mit einem Filterpapier (Pore Größe 11 µm) übergeben.</li>
		<li>Machen Sie die ORO arbeiten Lösung durch 9 mL der Stammlösung ORO mit 6 mL destilliertem Wasser verdünnen. Lassen Sie die Lösung auf einer Wippe bis einsatzbereit.</li>
		<li>60 % Isopropanol in destilliertem Wasser vorbereiten (machen genug, um jede decken gut).</li>
		<li>Sobald die Zellen fixiert sind, entfernen Sie das Fixativ und Waschen einmal mit destilliertem Wasser. Ersetzen Sie das Wasser mit der 60 % Isopropanol-Lösung für 1 min. Hinweis: Fügen Sie Flüssigkeit langsam beim Kippen der Plattenrandes; Adipozyten verdrängen sehr leicht.</li>
		<li>Entfernen Sie das Isopropanol, und fügen Sie genug ORO arbeiten Lösung um alle Zellen zu decken. 15 min auf ein Lowspeed Rocker bei Raumtemperatur inkubieren. Entfernen Sie ORO und waschen Sie zweimal mit destilliertem Wasser. Hinweis: an dieser Stelle können ORO-gefärbten Lipid Tropfen unter dem Mikroskop visualisiert werden.</li>
		<li>Zur Quantifizierung von ORO destain das ORO durch Zugabe von 1 mL 100 % Isopropanol in jede Vertiefung und Schaukeln langsam für 10 Minuten.</li>
		<li>In der Zwischenzeit bereiten eine Verdünnungsreihe erstelle ich eine Standardkurve auf Basis der folgenden 8 Standards mit ORO-arbeiten-Lösung (2.100 µg/mL) und Isopropanol als ein Verdünnungsmittel: 500, 350, 300, 250, 150, 100, 75 und 0 µg/mL.</li>
		<li>200 µL des Standards und die destained Muster in Triplicates auf einem Teller laden und Lesen der Extinktion bei 490 nm.<ol>
<li>Bestimmen Sie Konzentration von ORO für jede Probe anhand der Standardkurve. Hinweis: Wir empfehlen normalisieren die Konzentration ORO, Anzahl von Zellen. Anzahl von Zellen kann mit Kristallviolett beflecken oder DNA-Menge quantifiziert werden.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Osteoklasten Hinweis: Wenn Sie bereit sind, empfehlen wir die Färbung Osteoklasten für Tartrat-resistente Acid Phosphatase (TRAP) mit der Falle Färbung kit (siehe Tabelle der Materialien).<ol>
<li>Befestigen Sie für TRAP Färbung Zellen für 30 min bei Raumtemperatur mit 2,5 % Glutaraldehyd in PBS. In der Zwischenzeit machen Sie die TRAP-Lösung von 50 µL schnell Granate Basis Lösung, 50 µL Natriumnitrit, 4,55 mL destilliertes Wasser, 50 µL Napthol AS-Biphosphate, 200 µL der Acetat-Lösung und 100 µL Tartrat Lösung vermischen.</li>
		<li>Aspirieren Sie Fixiermittel, und spülen Sie die Zellen mit PBS zweimal vor dem Hinzufügen von TRAP-Lösung für 1 h bei 37 ° C.</li>
		<li>Waschen Sie mit destilliertem Wasser vor dem zählen Osteoklasten unter dem Mikroskop (10 X Vergrößerung). Die Falle+ -Zellen erscheinen violett mit 3 oder mehr Kernen.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
	<li>Friedenstein, A. J., Latzinik, N. W., Grosheva, A. G., Gorskaya, U. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Marrow+microenvironment+transfer+by+heterotopic+transplantation+of+freshly+isolated+and+cultured+cells+in+porous+sponges.">Marrow microenvironment transfer by heterotopic transplantation of freshly isolated and cultured cells in porous sponges.</a> Exp Hematol. 10 (2), 217-227 (1982).</li><li>Chen, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+growth+and+differentiation+of+osteoprogenitors+in+mouse+bone+marrow+stromal+cell+cultures+by+increased+donor+age+and+glucocorticoid+treatment.">Inhibition of growth and differentiation of osteoprogenitors in mouse bone marrow stromal cell cultures by increased donor age and glucocorticoid treatment.</a> Bone. 35 (1), 83-95 (2004).</li><li>Kokabu, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=BMP3+suppresses+osteoblast+differentiation+of+bone+marrow+stromal+cells+via+interaction+with+Acvr2b.">BMP3 suppresses osteoblast differentiation of bone marrow stromal cells via interaction with Acvr2b.</a> Mol Endocrinol. 26 (1), 87-94 (2012).</li><li>Ghali, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dexamethasone+in+osteogenic+medium+strongly+induces+adipocyte+differentiation+of+mouse+bone+marrow+stromal+cells+and+increases+osteoblast+differentiation.">Dexamethasone in osteogenic medium strongly induces adipocyte differentiation of mouse bone marrow stromal cells and increases osteoblast differentiation.</a> BMC Cell Biol. 16, 9 (2015).</li><li>Kretlow, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Donor+age+and+cell+passage+affects+differentiation+potential+of+murine+bone+marrow-derived+stem+cells.">Donor age and cell passage affects differentiation potential of murine bone marrow-derived stem cells.</a> BMC Cell Biol. 9, 60 (2008).</li><li>DeMambro, V. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Igfbp2+Deletion+in+Ovariectomized+Mice+Enhances+Energy+Expenditure+but+Accelerates+Bone+Loss.">Igfbp2 Deletion in Ovariectomized Mice Enhances Energy Expenditure but Accelerates Bone Loss.</a> Endocrinology. 156 (11), 4129-4140 (2015).</li><li>Maridas, D. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=IGFBP-4+regulates+adult+skeletal+growth+in+a+sex-specific+manner.">IGFBP-4 regulates adult skeletal growth in a sex-specific manner.</a> J Endocrinol. 233 (1), 131-144 (2017).</li><li>Nadri, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+efficient+method+for+isolation+of+murine+bone+marrow+mesenchymal+stem+cells.">An efficient method for isolation of murine bone marrow mesenchymal stem cells.</a> Int J Dev Biol. 51 (8), 723-729 (2007).</li><li>Sreejit, P., Dilip, K. B., Verma, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+mesenchymal+stem+cell+lines+from+murine+bone+marrow.">Generation of mesenchymal stem cell lines from murine bone marrow.</a> Cell Tissue Res. 350 (1), 55-68 (2012).</li><li>Abdallah, B. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CD34+defines+an+osteoprogenitor+cell+population+in+mouse+bone+marrow+stromal+cells.">CD34 defines an osteoprogenitor cell population in mouse bone marrow stromal cells.</a> Stem Cell Res. 15 (3), 449-458 (2015).</li><li>Akiyama, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+bone+marrow+derived+mesenchymal+stem+cells+in+suspension.">Characterization of bone marrow derived mesenchymal stem cells in suspension.</a> Stem Cell Res Ther. 3 (5), 40 (2012).</li><li>Lin, C. S., Ning, H., Lin, G., Lue, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Is+CD34+truly+a+negative+marker+for+mesenchymal+stromal+cells?.">Is CD34 truly a negative marker for mesenchymal stromal cells?.</a> Cytotherapy. 14 (10), 1159-1163 (2012).</li></ol>

Die Autoren offen zu legen, dass sie keine finanziellen Interessenkonflikt haben.

In diesem Artikel werden zwei Methoden der Kultur des BMSCs mit ihren Vorteilen und Einschränkungen vorgestellt. Zellen aus dem Knochenmark zu isolieren, ist ein relativ müheloses Prozess. Erlangung einer Zellpopulation, die repräsentativ für die mesenchymalen Stammzellen oder osteoclastic Vorfahren kann jedoch aufgrund der vielfältigen zellulären Umgebung des Hohlraums Knochenmark eine Herausforderung sein.
Kultivierung der Gesamtheit der Knochenmark-Inhalte bietet einen engen Darstellu...

Primären murinen BMSCs werden häufig als in-vitro- Modell von mesenchymalen Stammzellen seit ihrer Entdeckung in den frühen 1980er Jahren1verwendet. Kulturen der Kunststoff-anhaftende Zellen aus dem Knochenmark Hohlraum der langen Knochen gespült pflegen in der Tat, die Fähigkeit, differenziert in Osteoblasten, Osteoklasten, Chondrozyten oder Adipozyten in vielen Studien2,3, 4 , 5. ist eine einzigartige Gewebe bestehend aus vielen unterschiedlichen Zellpopulationen einschließlich, aber nicht beschränkt auf, BMSCs, HSCs, Endothelzellen und Immun-Zellen jedoch das Knochenmark. So können Isolation und Kulturtechniken Zell-Populationen mit unterschiedlichen Homogenität nachgeben. Mit solchen Techniken, um die mögliche Differenzierung von Zellen zu testen, kann schwierig sein. Z. B. Grenzen, wenn Zellen von Mäusen mit verschiedenen Genotypen zu vergleichen, beginnend mit einer gemischten Zellpopulation der Interpretation der Daten. Umgekehrt erhalten homogene Bevölkerung von BMSCs und HSCs technisch schwierig sein kann und möglicherweise nicht als Vertreter eines ex-Vivo -Modells.
In unserem Labor sind wir in erster Linie interessiert die Nutzung der BMSCs durch ihr Potenzial in Osteoblasten und Osteoklasten Adipozyten unterschieden werden. Hier präsentieren wir Ihnen Techniken der BMSCs und HSCs Isolation und Kultur verwendet, um Osteoblastogenesis oder angereizte in Vitrozu bewerten, sowie Kulturen von HSZ in Osteoklasten zu unterscheiden. Eine Methode verwendet eine gemischte Bevölkerung von Knochenmarkzellen (BMCs) mit BMSCs und HSCs direkt geeignet für angereizte, Osteoblastogenesis und Osteoclastogenesis (Total BMCs genannt). Diese Methode ist eine engere ex Vivo -Darstellung der Heterogenität zwischen den Zellen des Knochenmarks Mikroumgebung gefunden. Eine andere Methode trennt Anhänger von nicht-anhaftende Zellen in einem Versuch, Kultur "reiner" Populationen von BMSCs und HSCs (Anhänger BMSCs genannt). Die späteren Methode ermöglicht die Zellkultur um zu beginnen mit einer genauer Anzahl von BMSCs oder HSCs experimentiert und verringert das Potenzial von komplexen indirekten Auswirkungen der anderen Zell-Populationen, die in der Kultur bleiben. Beide Methoden haben zuvor veröffentlicht und verwendet, um verschiedene Forschung Fragen6,7,8,9anzugehen.

<table><tbody><tr><td>200&amp;mu;L pipet tips&amp;nbsp;</td><td>Rainin</td><td>17014401</td><td></td></tr><tr><td>1.5 mL centrifuge tubes</td><td>USA Scientific</td><td>1615-5500</td><td></td></tr><tr><td>15 mL conical tube&amp;nbsp;</td><td>VWR</td><td>89039-668</td><td></td></tr><tr><td>50 mL conical tube</td><td>VWR</td><td>89039-660</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate Buffered Saline (PBS)&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>21-040-CM</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Fisher Science</td><td>04-355-451</td><td></td></tr><tr><td>Dissection tools</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>70 &amp;mu;m filters</td><td>BD Falcon</td><td>352350</td><td></td></tr><tr><td>0.25% trypsin</td><td>Gibco</td><td>25200</td><td></td></tr><tr><td>Kimwipe</td><td>VWR</td><td>82003-820</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde (PFA)</td><td>Electron Microscopy Science</td><td>15710</td><td></td></tr><tr><td>Alkaline Phosphatase kit</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>86R</td><td></td></tr><tr><td>Silver Nitrate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S6506</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Thiosulfate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S7026</td><td></td></tr><tr><td>Oil Red O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>O0625</td><td></td></tr><tr><td>Isopropanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>190764</td><td></td></tr><tr><td>10% Neutral Buffered Formalin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F5554-4L</td><td></td></tr><tr><td>Whatman filter Grade 1</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z274852</td><td></td></tr><tr><td>Tartrate-Resistant Acid Phosphatase kit</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>387A</td><td></td></tr><tr><td>Glutaraldehyde</td><td>Electron</td><td>16220</td><td></td></tr><tr><td>MEM&amp;alpha;</td><td>Gibco</td><td>12571</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum</td><td>VWR</td><td>97068-085</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin/Streptomycin</td><td>Invitrogen</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>&amp;beta;-glycerol phosphate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G9891</td><td></td></tr><tr><td>Ascorbic acid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A4544</td><td></td></tr><tr><td>DMEM High Glucose&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D5796</td><td></td></tr><tr><td>Rosiglitazone</td><td>Cayman Chemical</td><td>717410</td><td></td></tr><tr><td>Insulin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I6634</td><td></td></tr><tr><td>IBMX</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I5879</td><td></td></tr><tr><td>Dexamethasone</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D4902</td><td></td></tr><tr><td>RANKL</td><td>Peprotech</td><td>310-01</td><td></td></tr><tr><td>mCSF</td><td>Peprotech</td><td>315-02</td><td></td></tr><tr><td>Axio Observer inverter microscope</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

isolation, culture, and differentiation of bone marrow stromal cells and osteoclast progenitors from mice

Knochenmark-Stromazellen Zellen (BMSCs) bilden eine Zellpopulation, die routinemäßig als eine Darstellung von mesenchymalen Stammzellen verwendet in-vitro-. Sie befinden sich in dem Knochenmark Hohlraum neben hämatopoetischen Stammzellen (HSCs), die roten Blutkörperchen, immun Stammväter und Osteoklasten hervorrufen können. So, Extraktionen der Zell-Populationen von der Knochenmark resultiert eine sehr heterogene Mischung aus verschiedenen Zell-Populationen, die Herausforderungen im experimentellen Design und Interpretation der Daten zu verwirren können. Mehrere Isolation und Kulturtechniken wurden im Labor entwickelt, um mehr oder weniger homogenen Bevölkerungen von BMSCs und HSCs Invitrozu erhalten. Hier stellen wir zwei Methoden zur Isolierung von BMSCs und HSCs aus Maus Röhrenknochen: eine Methode, die eine gemischte Bevölkerung von BMSCs und HSCs ergibt und eine Methode, die versucht, die zwei Zellpopulationen zu trennen Abkommen beruht auf. Beide Methoden liefern Zellen geeignet für osteogene und adipogenen Differenzierung Experimente sowie Funktions-Tests.

Überblick über die Zellkulturen Die beiden Kulturtechniken ermöglichen die Beurteilung der Differenzierung auf eine Mischpopulation BMCs bestehend aus BMSCs und HSCs (Total BMCs, Abb. 1A) oder eine Bevölkerung von BMSCs von HSZ (Anhänger BMSCs, Abbildung 1 b) aufgeteilt. 48 Stunden, nachdem die Zellen aus dem Knochenmark isoliert werden und (Abbildung 1 beschichtet), sie schn...

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Isolation, Culture, and Differentiation of Bone Marrow Stromal Cells and Osteoclast Progenitors from Mice

In diesem Artikel präsentieren wir Methoden zum isolieren und Stromazellen Knochenmarkzellen und Blutstammzellen von Röhrenknochen Maus unterscheiden. Zwei verschiedene Protokolle sind nachgiebig unterschiedliche Zellpopulationen geeignet für Erweiterung und Differenzierung in Adipozyten, Osteoblasten und Osteoklasten vorgestellt.

Isolation, Kultur und Differenzierung von Stromazellen Knochenmarkzellen und Osteoklasten-Vorläufer von Mäusen

Bone marrow stromal cells (BMSCs) constitute a cell population routinely used as a representation of mesenchymal stem cells in vitro. They reside within ...

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Research

JoVE Journal

Developmental Biology

30.8K Aufrufe.  Maine Medical Center Research Institute. In diesem Artikel präsentieren wir Methoden zum isolieren und Stromazellen Knochenmarkzellen und Blutstammzellen von Röhrenknochen Maus unterscheiden. Zwei verschiedene Protokolle sind nachgiebig unterschiedliche Zellpopulationen geeignet für Erweiterung und Differenzierung in Adipozyten, Osteoblasten und Osteoklasten vorgestellt.

Serie: Isolation, Culture, and Differentiation of Bone Marrow Stromal Cells and Osteoclast Progenitors from Mice

Stimulation of Notch Signaling in Mouse Osteoclast Precursors

Notch signaling is a key component of multiple physiological and pathological processes. The nature of Notch signaling, however, makes in vitro investigation of its varying and sometimes contradictory roles a challenge. As a component of direct cell-cell communication with both receptors and ligands bound to the plasma membrane, Notch signaling cannot be activated in vitro by simple addition of ligands to culture media, as is possible with many other signaling pathways. Instead, Notch ligands must be presented to cells in an immobilized state. 
Variations in methods of Notch signaling activation can lead to different outcomes in cultured cells. In osteoclast precursors, in particular, differences in methods of Notch stimulation and osteoclast precursor culture and differentiation have led to disagreement over whether Notch signaling is a positive or negative regulator of osteoclast differentiation. While closer comparisons of osteoclast differentiation under different Notch stimulation conditions in vitro and genetic models have largely resolved the controversy regarding Notch signaling and osteoclasts, standardized methods of continuous and temporary stimulation of Notch signaling in cultured cells could prevent such discrepancies in the future.
This protocol describes two methods for stimulating Notch signaling specifically in cultured mouse osteoclast precursors, though these methods should be applicable to any adherent cell type with minor adjustments. The first method produces continuous stimulation of Notch signaling and involves immobilizing Notch ligand to a tissue culture surface prior to the seeding of cells. The second, which uses Notch ligand bound to agarose beads allows for temporary stimulation of Notch signaling in cells that are already adhered to a culture surface. This protocol also includes methods for detecting Notch activation in osteoclast precursors as well as representative transcriptional markers of Notch signaling activation.

Notch signaling is a form of cellular communication that relies upon direct contact between cells. To properly induce Notch signaling in vitro, Notch ligands must be presented to cells in an immobilized state. This protocol describes methods for in vitro stimulation of Notch signaling in mouse osteoclast precursors.

Die Stimulation der Notch-Signalweg in Maus-Osteoklasten Precursors

Notch signaling is a key component of multiple physiological and pathological processes. The nature of Notch signaling, however, makes in vitro ...

Forschung

Entwicklungsbiologie

Identification and Isolation of Oligopotent and Lineage-committed Myeloid Progenitors from Mouse Bone Marrow

Myeloid progenitors that yield neutrophils, monocytes and dendritic cells (DCs) can be identified in and isolated from the bone marrow of mice for hematological and immunological analyses. For example, studies of the cellular and molecular properties of myeloid progenitor populations can reveal mechanisms underlying leukemic transformation, or demonstrate how the immune system responds to pathogen exposure. Previously described flow cytometry strategies for myeloid progenitor identification have enabled significant advances in many fields, but the fractions they identify are very heterogeneous. The most commonly used gating strategies define bone marrow fractions that are enriched for the desired populations, but also contain large numbers of &#34;contaminating&#34; progenitors. Our recent studies have resolved much of this heterogeneity, and the protocol we present here permits the isolation of 6 subpopulations of oligopotent and lineage-committed myeloid progenitors from 2 previously described bone marrow fractions. The protocol describes 3 stages: 1) isolation of bone marrow cells, 2) enrichment for hematopoietic progenitors by magnetic-activated cell sorting (lineage depletion by MACS), and 3) identification of myeloid progenitor subsets by flow cytometry (including fluorescence-activated cell sorting, FACS, if desired). This approach permits progenitor quantification and isolation for a variety of in vitro and in vivo applications, and has already yielded novel insight into pathways and mechanisms of neutrophil, monocyte, and DC differentiation.

We demonstrate how to identify and isolate 6 subsets of myeloid progenitors from murine bone marrow using a combination of magnetic and fluorescence sorting (MACS and FACS). This protocol can be used for in vitro culture assays (methylcellulose or liquid cultures), in vivo adoptive transfer experiments, and RNA/protein analyses.

Identifizierung und Isolierung von Oligopotent und Lineage-committed myeloischen Vorläuferzellen aus Maus Knochenmark

Myeloid progenitors that yield neutrophils, monocytes and dendritic cells (DCs) can be identified in and isolated from the bone marrow of mice for ...

Immunologie und Infektion

Phenotypic Analysis and Isolation of Murine Hematopoietic Stem Cells and Lineage-committed Progenitors

The bone marrow is the principal site where HSCs and more mature blood cells lineage progenitors reside and differentiate in an adult organism. HSCs constitute a minute cell population of pluripotent cells capable of generating all blood cell lineages for a life-time1. The molecular dissection of HSCs homeostasis in the bone marrow has important implications in hematopoiesis, oncology and regenerative medicine. We describe the labeling protocol with fluorescent antibodies and the electronic gating procedure in flow cytometry to score hematopoietic progenitor subsets and HSCs distribution in individual mice (Fig. 1). In addition, we describe a method to extensively enrich hematopoietic progenitors as well as long-term (LT) and short term (ST) reconstituting HSCs from pooled bone marrow cell suspensions by magnetic enrichment of cells expressing c-Kit. The resulting cell preparation can be used to sort selected subsets for in vitro and in vivo functional studies (Fig. 2).
Both trabecular osteoblasts2,3 and sinusoidal endothelium4 constitute functional niches supporting HSCs in the bone marrow. Several mechanisms in the osteoblastic niche, including a subset of N-cadherin+ osteoblasts3 and interaction of the receptor tyrosine kinase Tie2 expressed in HSCs with its ligand angiopoietin-15 concur in determining HSCs quiescence. "Hibernation" in the bone marrow is crucial to protect HSCs from replication and eventual exhaustion upon excessive cycling activity6. Exogenous stimuli acting on cells of the innate immune system such as Toll-like receptor ligands7 and interferon-&alpha;6 can also induce proliferation and differentiation of HSCs into lineage committed progenitors. Recently, a population of dormant mouse HSCs within the lin- c-Kit+ Sca-1+ CD150+ CD48- CD34- population has been described8. Sorting of cells based on CD34 expression from the hematopoietic progenitors-enriched cell suspension as described here allows the isolation of both quiescent self-renewing LT-HSCs and ST-HSCs9. A similar procedure based on depletion of lineage positive cells and sorting of LT-HSC with CD48 and Flk2 antibodies has been previously described10. In the present report we provide a protocol for the phenotypic characterization and ex vivo cell cycle analysis of hematopoietic progenitors, which can be useful for monitoring hematopoiesis in different physiological and pathological conditions. Moreover, we describe a FACS sorting procedure for HSCs, which can be used to define factors and mechanisms regulating their self-renewal, expansion and differentiation in cell biology and signal transduction assays as well as for transplantation.

A method to analyse the distribution of bone marrow hematopoietic progenitors in flow cytometry as well as to efficiently isolate highly purified hematopoietic stem cells (HSCs) is described. The isolation procedure is essentially based on magnetic enrichment of c-Kit+ cells and cell sorting to purify HSCs for cellular and molecular studies.

Phänotypische Analyse und Isolierung von murinen hämatopoetischen Stammzellen und Lineage-festgelegte Vorläuferzellen

The bone marrow is the principal site where HSCs and more mature blood cells lineage progenitors reside and differentiate in an adult organism. HSCs ...

Biologie

Economical and Efficient Protocol for Isolating and Culturing Bone Marrow-derived Dendritic Cells from Mice

The demand for dendritic cells (DCs) is gradually increasing as immunology research advances. However, DCs are rare in all tissues. The traditional method for isolating DCs primarily involves inducing bone marrow (BM) differentiation into DCs by injecting large doses (&#62;10 ng/mL) of granulocyte-macrophage colony-stimulating factor/interleukin-4 (GM-CSF/IL-4), making the procedure complex and expensive. In this protocol, using all BM cells cultured in 10 ng/mL GM-CSF/IL-4 medium, after 3-4 half-culture exchanges, up to 2.7 x 107 CD11c+ cells&#160;(DCs) per mouse (two femurs) were harvested with a purity of 80%-95%. After 10 days in culture, the expression of CD11c, CD80, and MHC II increased, whereas the number of cells decreased. The number of cells peaked after 7 days of culture. Moreover, this method only took 10 min to harvest all bone marrow cells, and a high number of DCs were obtained after 1 week of culture.

Here, we present an economical and efficient method to isolate and generate high-purity bone marrow-derived dendritic cells from mice after 7 days of culture with 10 ng/mL GM-CSF/IL-4.

Wirtschaftliches und effizientes Protokoll zur Isolierung und Kultivierung von aus Knochenmark gewonnenen dendritischen Zellen aus Mäusen

The demand for dendritic cells (DCs) is gradually increasing as immunology research advances. However, DCs are rare in all tissues. The traditional method ...

Isolation and Culture of Bone Marrow-Derived Macrophages from Mice

Macrophages have important effector functions in homeostasis and inflammation. These cells are present in every tissue in the body and have the important ability to change their profile according to the stimuli present in the microenvironment. Cytokines can profoundly affect macrophage physiology, especially IFN-&#947; and interleukin 4, generating M1 and M2 types respectively. Because of the versatility of these cells, the production of a population of bone marrow-derived macrophages can be a basic step in many experimental models of cell biology. The aim of this protocol is to help researchers in the isolation and culture of macrophages derived from bone marrow progenitors. Bone marrow progenitors from pathogen-free C57BL/6 mice are transformed into macrophages upon exposure to macrophage colony-stimulating factor (M-CSF) that, in this protocol, is obtained from the supernatant of the murine fibroblast lineage L-929. After incubation, mature macrophages are available for use from the 7th to the 10th day. A single animal can be the source of approximately 2 x 107 macrophages. Therefore, it is an ideal protocol for obtaining large amounts of primary macrophages using basic methods of cell culture.

The present protocol describes the isolation and culture of bone marrow-derived macrophages from mice.

Isolierung und Kultivierung von Makrophagen aus dem Knochenmark aus Mäusen

Macrophages have important effector functions in homeostasis and inflammation. These cells are present in every tissue in the body and have the important ...

Optimierung der Isolierung von Stromazellen aus Thymus und Knochenmark

Stromal Cell Isolation From Hematopoietic Organs

Single-cell sequencing has enabled the mapping of heterogeneous cell populations in the stroma of hematopoietic organs. These methodologies provide a lens through which to study previously unresolved heterogeneity at steady state, as well as changes in cell type representation induced by extrinsic stresses or during aging. Here, we present step-wise protocols for the isolation of high-quality stromal cell populations from murine and human thymus, as well as murine bone and bone marrow. Cells isolated through these protocols are suitable for generating high-quality single-cell multiomics datasets. The impacts of sample digestion, hematopoietic lineage depletion, FACS analysis/sorting, and how these factors influence compatibility with single-cell sequencing are discussed here. With examples of FACS profiles indicating successful and inefficient dissociation and downstream stromal cell yields in post-sequencing analysis, recognizable pointers for users are provided. Considering the specific requirements of stromal cells is crucial for acquiring high-quality and reproducible results that can advance knowledge in the field.

Autor im Rampenlicht: Weiterentwicklung der hämatopoetischen Forschung mit Stromazellisolierung für die Einzelzellsequenzierung

Here we present protocols that enable isolation of stromal cells from murine bone, bone marrow, thymus and human thymic tissue compatible with single-cell multiomics.

Isolierung von Stromazellen aus hämatopoetischen Organen

Single-cell sequencing has enabled the mapping of heterogeneous cell populations in the stroma of hematopoietic organs. These methodologies provide a lens ...

Osteoclast Derivation from Mouse Bone Marrow

Osteoclasts are highly specialized cells that are derived from the monocyte/macrophage lineage of the bone marrow. Their unique ability to resorb both the organic and inorganic matrices of bone means that they play a key role in regulating skeletal remodeling. Together, osteoblasts and osteoclasts are responsible for the dynamic coupling process that involves both bone resorption and bone formation acting together to maintain the normal skeleton during health and disease.
As the principal bone-resorbing cell in the body, changes in osteoclast differentiation or function can result in profound effects in the body. Diseases associated with altered osteoclast function can range in severity from lethal neonatal disease due to failure to form a marrow space for hematopoiesis, to more commonly observed pathologies such as osteoporosis, in which excessive osteoclastic bone resorption predisposes to fracture formation.
An ability to isolate osteoclasts in high numbers in vitro has allowed for significant advances in the understanding of the bone remodeling cycle and has paved the way for the discovery of novel therapeutic strategies that combat these diseases. 
Here, we describe a protocol to isolate and cultivate osteoclasts from mouse bone marrow that will yield large numbers of osteoclasts.

Osteoclasts are the principal bone-resorbing cell in the body. An ability to isolate osteoclasts in large numbers has resulted in significant advances in the understanding of osteoclast biology. In this protocol, we describe a method for isolation, cultivating and quantifying osteoclast activity in vitro.

Osteoklasten Ableitung aus Knochenmark der Maus

Osteoclasts are highly specialized cells that are derived from the monocyte/macrophage lineage of the bone marrow. Their unique ability to resorb both the ...

Isolation, Purification, and Differentiation of Osteoclast Precursors from Rat Bone Marrow

Osteoclasts are large, multinucleated, and bone-resorbing cells of the monocyte-macrophage lineage that are formed by the fusion of monocytes or macrophage precursors. Excessive bone resorption is one the most significant cellular mechanisms leading to osteolytic diseases, including osteoporosis, periodontitis, and periprosthetic osteolysis. The main physiological function of osteoclasts is to absorb both the hydroxyapatite mineral component and the organic matrix of bone, generating the characteristic resorption appearance on the surface of bones. There are relatively few osteoclasts compared to other cells in the body, especially in adult bones. Recent studies have focused on how to obtain more mature osteoclasts in less time, which has always been a problem. Several improvements in the isolation and culture techniques have developed in laboratories in order to obtain more mature osteoclasts. Here, we introduce a method that isolates bone marrow in less time and with less effort compared to the traditional procedure, using a special and simple device. With the use of density gradient centrifugation, we obtain large amounts of fully differentiated osteoclasts from rat bone marrow, which are identified by classical methods.

Osteoclasts are tissue-specific macrophage polykaryons derived from the monocyte-macrophage lineage of hematopoietic stem cells. This protocol describes how to isolate bone marrow cells so that large quantities of osteoclasts are obtained while reducing the risk of accidents found in traditional methods.

Isolation, Kultur und Differenzierung von Stromazellen Knochenmarkzellen und Osteoklasten-Vorläufer von Mäusen

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Die Stimulation der Notch-Signalweg in Maus-Osteoklasten Precursors

Identifizierung und Isolierung von Oligopotent und Lineage-committed myeloischen Vorläuferzellen aus Maus Knochenmark

Phänotypische Analyse und Isolierung von murinen hämatopoetischen Stammzellen und Lineage-festgelegte Vorläuferzellen

Wirtschaftliches und effizientes Protokoll zur Isolierung und Kultivierung von aus Knochenmark gewonnenen dendritischen Zellen aus Mäusen

Isolierung und Kultivierung von Makrophagen aus dem Knochenmark aus Mäusen

Isolierung von Stromazellen aus hämatopoetischen Organen

Isolierung von Stromazellen aus hämatopoetischen Organen

Isolierung von Stromazellen aus hämatopoetischen Organen

Osteoklasten Ableitung aus Knochenmark der Maus

Isolierung, Reinigung und Differenzierung von Osteoclast-Laufläufern aus der Rattenmarkierung