Name: combining quantitative food-intake assays and forcibly activating neurons to study appetite in drosophila
Uploaded: 2018-04-24T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 24 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila at JoVE.com

Diese Arbeit wurde teilweise unterstützt durch National Basic Research Program of China (2012CB825504), der National Natural Science Foundation of China (91232720 und 9163210042), chinesische Akademie der Wissenschaften (CAS) (GJHZ201302 und QYZDY-SSW-SMC015), Bill und Melinda Gates Stiftung (OPP1119434) und 100-Talente-Programm von CAS, Y. Zhu.

1. Vorbereitung der füllraum
Hinweis: Der Füllraum für Farbstoff-Kennzeichnung Fütterung Assay besteht aus zwei Teilen: der Außen Container (als Deckel) und innen Container (als Nahrungsquelle).
<ol><li>Ändern den außen Container von einem Glasfläschchen für die Kultivierung von Drosophila mit (einem Innendurchmesser von 31,8 mm) und einer Höhe von 80 mm (Abb. 1A, 1 C). Abdeckung der Unterseite des Behälters mit einer Schicht von 1 % Agarose (5 mL) auf die Fütterung Setup ordnungsgemäß zu halten befeuchtet und dienen als weiche Substrat für die fliegen gehen auf (Abbildung 1 b). Der Container bietet damit eine kontrollierte aber naturalistische Einstellung mit minimalem Stress oder Störung, die fliegen.<ol>
<li>Bereiten Sie den äußeren Container. 0,5 g Agarose in 50 mL doppelt destilliertes Wasser, Wärme unter häufigen rühren, suspendieren und Kochen auf einem Magnetrührer mit einer Heizplatte vollständig auflösen.</li>
		<li>Wenn das 1 % Agarose kühlt auf ca. 60 ° C, 5 mL 1 % Agarose ein leeres außerhalb Containers (Abbildung 1 b), und lasse Sie den Container bleiben offen, bis auf Raumtemperatur bringen eine Agarose-Pad abgekühlt.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Farbstoff-markierten Essen zubereiten. Zusammensetzung der Farbstoff-markierten Lebensmittel variiert je nach verschiedenen experimentellen Zwecken. Hier ist ein Beispiel der Vorbereitung der Farbstoff-markierten Lebensmittel enthalten nur Saccharose.<ol>
<li>0,5 g Agarose in 50 mL doppelt destilliertem Wasser, Wärme unter häufigen Rühren hinzufügen und Kochen auf einen Magnetrührer mit einer Heizplatte vollständig auflösen.</li>
		<li>Wenn die oben genannten 1 % Agarose auf etwa 60 ° C abkühlt, fügen Sie 1,71 g Saccharose die Agarose, 100 mM Saccharose zu erhalten hinzu.</li>
		<li>Die Agarose-Lösung 0,5 % (w/V) Farbstoff-markierten Lebensmittel erhalten fügen Sie 0,25 g blauer Farbstoff (Erioglaucine binatrium hinzu).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Bereiten Sie das innere Container. Setzen Sie die leere im Inneren von Behältern auf einer flachen Unterlage, dann 750 µL der blaue Farbstoff-markierten Lebensmittel an einzelne Lebensmittel-Container, lassen Sie es mindestens 5 min lang zu festigen. Hinweis: Der innere Container ist eine kleine Plastikschale mit einem Innendurchmesser von 13,6 mm und einer Höhe von 7,5 mm (Abb. 1A, 1 C). Es ist gefüllt mit Farbstoff-markierten Essen und ist dann in der Mitte des Agarose-Pads des äußeren Containers positioniert.</li>
	<li>Übertragen Sie einer gefüllten Container in eine vorbereitete außen Container und positionieren Sie es in der Mitte des Agarose-Pad. Lassen Sie die Fütterungen Kammern bei Raumtemperatur für 40 min geöffnet bleiben, bis die Wand des äußeren Containers frei von Kondensation ist. Hinweis: Die Trockenmauer ist notwendig, um zu verhindern, dass die fliegen durch Kontaktaufnahme mit Wassertropfen an der Wand stecken.</li>
	<li>Bereiten Sie Fütterung Kammern mit Farbstoff-freie Lebensmittel (gleiche Zusammensetzung aber ohne Farbstoff) für Hintergrundabzug.</li>
</ol>2. Vorbereitung der fliegen
Hinweis: Erwachsenes Weibchen fliegt 5 bis 10 Tag nach bewegungsapparate dienen normalerweise zur Fütterung Assays. Es empfiehlt sich, fliegt der verschiedenen Genotypen, einschließlich genetischen Kontrollen vorzubereiten und parallel zu testen. 20 fliegen (von einem Füllraum) erzeugen einen Datenpunkt.
<ol><li>Betrachten Sie die Bevölkerungsdichte für die Aufzucht von Erwachsener Flies. In der Regel steuern Sie die Bevölkerungsdichte durch Variation der Anzahl der Eltern fliegen nach den Strapazen und die Dimensionen von Kultur-Flaschen. Als Beispiel 15 Männer und 30 Frauen des Kantons-S eine kulturflasche mit (31,8 mm Durchmesser) und einer Höhe von 80 mm und lasse Sie die Weibchen legen von Eiern für einen Tag, dann entfernen Sie die Erwachsenen fliegen.</li>
	<li>Thermogenetischen Aktivierung fliegen vorbereiten.<ol>
<li>Verwenden Sie die Gal4/UAS-System38 dTRPA133 in verschiedenen Neuronen durch Kreuzung zum Ausdruck zu bringen, die FH-dTrpA1 mit verschiedenen GAL4 Fahrer Linien (Abb. 2 b) fliegt.</li>
		<li>Halten Sie die Erwachsenen fliegen auf standard-Food bei 22 ° C, 60 % relativer Luftfeuchtigkeit und einer 12 h/12 h Hell-Dunkel-Zyklus.</li>
		<li>Zwei Tage vor der Fütterung assay, Sortieren und fliegt auf eine CO2 fliegen Pad unter dem Stereo-Mikroskop in eine frische Lebensmittel Durchstechflasche zu sammeln und eine Dichte von 20 fliegen pro Fläschchen halten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Optogenetische Aktivierung fliegen vorbereiten.<ol>
<li>Verwenden Sie die Gal4/UAS-System38 CsChrimson36 in verschiedenen Nervenzellen durch Kreuzung UAS-CsChrimson fliegen mit verschiedenen GAL4 Fahrer Linien zum Ausdruck zu bringen.</li>
		<li>Neu sammeln Sie geschlüpften (innerhalb von 24 h) fliegen zu und übertragen Sie sie in ein Fläschchen mit standard-Food mit 400 µM All-Trans-Retinal.</li>
		<li>Zur Vermeidung von vorzeitigen Aktivierung der Aufzucht Fläschchen mit Alu-Folie wickeln und dann steckte sie in eine dunkle Kiste fliegen vor unerwünschten Lichtstimulation zu schützen. Halten Sie die fliegen bei 25 ° C, 60 % Luftfeuchtigkeit in der Dunkelheit für 4-6 Tage.</li>
		<li>Zwei Tage vor der Fütterung Assay fliegt Art weiblich auf CO2 fliegen Pad unter dem Stereo-Mikroskop. Sammeln Sie 20 fliegen in einem Lebensmittel Durchstechflasche und halten sie in der Dunkelheit vor der Fütterung Test.</li>
		<li>Führen Sie alle Operationen unter schwachem Licht so schnell wie möglich, die Auswirkungen durch Umgebungslicht zu vermeiden. Verwenden Sie eine LED-Lampe weit weg aus dem Arbeitsbereich platziert, die Intensität auf den Arbeitsbereich 5 µW/cm2. Hinweis: Verwendung verhungert Kanton-S fliegt als Positivkontrolle für die Fütterung Assay. Diese fliegen von Lebensmitteln zu berauben und pflegen auf 1 % Agarose für 24 h vor der Fütterung Test. Die Ebenen der Nahrungsaufnahme dieser fliegen helfen die täglichen Schwankungen zu bewerten.</li>
	</ol>
</li>
</ol>(3) thermogenetischen Aktivierung
<ol><li>Führen Sie alle Fütterungsversuche zur gleichen Zeit des Tages, um Zeitgeber Zeit 4-631,32, um Abweichungen aufgrund zirkadianen Rhythmen zu minimieren.</li>
	<li>Inkubator (oder einen kleinen Raum mit einer Temperatur-kontrollierten Heizung) als die Heizung Umwelt vorbereiten.</li>
	<li>Vor Verhaltensexperimente equilibrate der vorbereiteten Fütterungen Kammern an die experimentelle Temperatur (30 ° C) für 2 h um sicherzustellen, dass die Temperatur relativ Uniform in den Füllraum ist.</li>
	<li>Um die Fütterung zu starten, übertragen Sie sorgfältig 20 fliegen aus ihrer Heimat Fläschchen in einem vorgeheizten Füllraum durch sanftes antippen. Fahren Sie fort, Fütterung bei 30 ° C für 60 min ( Abbildung 3A) . Hinweis: Häufige Aufregungen, sollte wie z. B. Öffnen und Schließen der Tür Inkubator beeinträchtigen das Fressverhalten somit minimiert werden.</li>
	<li>30 min nicht mehr in der Fütterung bei 60 min durch das Einfrieren der Fütterungen Kammern bei-80 ° C (oder-20 ° C). Hinweis: Einfrieren hilft, um Fütterungen in allen Kammern gleichzeitig zu stoppen. Fliegen bei-80 ° C Einfrieren dient zwei Zwecken, für die fliegen euthanizing und Einlagerung bis Homogenisierung bis zu einer Woche.</li>
	<li>Übertragen Sie für die Kontrollgruppe Temperatur 20 fliegen in einer Fütterung Kammer mit Farbstoff gefärbte Lebensmittel mit der Fütterung beginnen bei 22 ° C für 60 min. Temperatur.</li>
	<li>30 min nicht mehr in der Fütterung der Kontrollgruppe Temperatur durch das Einfrieren der Kammern bei-80 ° C (oder-20 ° C).</li>
</ol>4. Optogenetische Aktivierung
<ol><li>Führen Sie alle Fütterungsversuche zur gleichen Zeit des Tages, um Zeitgeber Zeit 4-631,32, um Abweichungen aufgrund zirkadianen Rhythmen zu minimieren.</li>
	<li>Sorgfältig 20 fliegen aus einem Fläschchen in einem Füllraum durch sanftes antippen, und setzen Sie dann die Kammer seitlich auf die Beleuchtung Setup (Abbildung 4A, 4 b).<ol>
<li>Für optogenetische Manipulation, verwenden Sie ein Array von orange LEDs (607 nm) als Quelle der Lichtstimulation und Fix eine horizontale Plexiglasplatte über die LEDs, die Fütterung unterstützen Kammern während der Beleuchtung. Halten Sie das Setup in einem Inkubator bei 25 ° C mit 60 % Luftfeuchtigkeit (Abbildung 4A, 4 b).</li>
		<li>Stimulieren die genetische Kontrolle fliegen parallel zu den Taotie > CsChrimson fliegt, aber füttern in verschiedenen Kammern.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Fortfahren Sie der Fütterung für 60 min mit der hinteren Beleuchtung durch das Orange Licht.<ol>
<li>Bestimmen Sie die optimale Beleuchtung Intensitäten für optogenetik experimentell36. Für die Taotie > CsChrimson fliegen, eine Intensität von 2,2 mW/mm2 induziert Lähmung (Einstellung der Fortbewegung) und Verlust der posturalen Kontrolle daher, eine mittlere Intensität 0,1 mW/mm2 verwenden, um die Taotie stimulieren > CsChrimson fliegt während der Fütterung Test.</li>
	</ol>
</li>
	<li>30 min nicht mehr in der Fütterung durch Einfrieren Fütterung Kammern bei-80 ° C (oder-20 ° C).</li>
</ol>5. visuelle Einschätzung der Verzehr von Lebensmitteln
Hinweis: Die visuelle scoring Ansatz bietet eine semi-quantitative Abschätzung der Nahrung Verbrauch. Es ist, zwar nicht so objektiv wie die optische Methode ermöglicht diese Methode durchläuft eine große Anzahl von fliegen-Stämme in einer zeitgemäßen Weise, eignet sich für die erste Runde eine genetische Bildschirm, um die Liste der Kandidaten für weitere Tests schnell eingrenzen.
<ol><li>Nach der Fütterung Prozess zu betäuben und Gäste die fliegen auf einen CO2 fliegen Pad unter dem Stereo-Mikroskop. Jede Fliege anhand der Lautstärke und Intensität der Farbstoff gefärbte Lebensmittel in ihren Bauch (Abbildung 2A) verleihen Sie Einzelnote. Hinweis: Kriterien für visuelle Einschätzung: Score-System verfügt über 4 Ebenen der Nahrungsaufnahme entsprechend unterschiedliche Volumina und Intensitäten der farbigen Nahrung im Bauch.<ol>
<li>Partitur fliegt ohne nachweisbare Farbstoff gefärbte Lebensmittel eine Punktzahl von 0; Gib denen mit schwacher (kaum erkennbar) blauen Farbstoff oder mit Farbstoff-farbigen essen weniger als ein Drittel des Volumens des Bauches besetzen einen Wert von 1.</li>
		<li>Partitur fliegt mit intensiven Farbstoff gefärbte Lebensmittel besetzen Hälfte des Bauches eine Punktzahl von 2.</li>
		<li>Gäste die mit intensiv gefärbten Inhalte besetzen mehr als die Hälfte des Bauches eine Kerbe von 3 (Abbildung 2A).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Berechnen Sie den Anteil von Fliegen mit verschiedenen Punktzahlen in jeder versuchsbedingung (Abb. 2 b).</li>
</ol>6. farbmetrischen Quantifizierung der Verzehr von Lebensmitteln
<ol><li>Gießen Sie nach Beendigung der Fütterung alle 20 fliegen von einem Füllraum auf ein Stück mit einem Gewicht von Papier, dann übertragen sie in 1,5 mL Tube mit einer weichen Bürste. Hinweis: Nehmen Sie alle Kammern aus-80 ° C Lagerung nicht zur gleichen Zeit fliegen festhalten an der Kammerwand wegen Kondenswasser auf der Kältekammer zu vermeiden.</li>
	<li>Das Rohr 500 µL PBST hinzu und homogenisieren die fliegen mit eine Mühle bei 60 Hz für 5 s.<ol>
<li>Bestätigen Sie ausreichende Homogenisierung durch Beobachtung, gibt es keine nachweisbaren Fragmente von Körperteilen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Drehen Sie die Rohre mit Homogenates für 30 min bei 13.000 u/min um die Trümmer zu löschen.</li>
	<li>Übertragen Sie nach Zentrifugation 100 µL des Überstandes auf einen Brunnen einer 96-Well-Platte.</li>
	<li>Nachdem alle Samples geladen werden, setzen die Platte in einen Teller Reader zur Messung der Extinktion der Proben bei 630 nm.</li>
	<li>Entfernen die Hintergrund-Absorption, subtrahieren die Extinktion der Überstände von fliegen gefüttert Lebensmittel ohne Farbstoff aus der Extinktion des Überstands von der blauen Nahrung gefüttert fliegen. Hinweis: Dieser Schritt ist optional, abhängig von den Kompositionen des Essens verwendet. Wenn eine Fliege Essen (ohne den Farbstoff) erzeugt Extinktion bei 630 nm, ist es notwendig, führen Sie diesen Schritt, um den Hintergrund zu eliminieren.</li>
</ol>

<ol>
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C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Independent+optical+excitation+of+distinct+neural+populations.">Independent optical excitation of distinct neural populations.</a> Nat Methods. 11 (3), 338-346 (2014).</li><li>Viswanath, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Opposite+thermosensor+in+fruitfly+and+mouse.">Opposite thermosensor in fruitfly and mouse.</a> Nature. 423 (6942), 822-823 (2003).</li><li>Brand, A. 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D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Subset+of+Serotonergic+Neurons+Evokes+Hunger+in+Adult+Drosophila.">A Subset of Serotonergic Neurons Evokes Hunger in Adult Drosophila.</a> Current Biology. 25 (18), 2435-2440 (2015).</li><li>Ro, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Serotonin+signaling+mediates+protein+valuation+and+aging.">Serotonin signaling mediates protein valuation and aging.</a> eLife. 5, e16843 (2016).</li></ol>

Die Autoren erklären keine konkurrierenden finanziellen Interessen.

Dieser Bericht konzentriert sich auf den technischen Prozess der Farbstoff-Kennzeichnung Fütterung Assays der Verzehr von Lebensmitteln im Rahmen von thermogenetischen und optogenetische Aktivierung von Neuronen zu manipulieren controlling Fütterung. Dieses einfache und zuverlässige Protokoll wird dazu beitragen, die Funktion der Kandidat Neuronen in der Fütterung kontrollieren, Essen bevorzugt fliegen zu messen und zu identifizieren, neue Spieler in der Fütterung Steuerstromkreisen über Fütterung-basierten geneti...

Die Menge der aufgenommenen Nahrung die Quantifizierung ist wichtig für die Bewertung mehrere Aspekte der Steuerung durch das Gehirn reagiert auf die internen Bedürfnisse (z. B. Hunger Staaten) und externe Faktoren (z. B. Lebensmittelqualität und Schmackhaftigkeit)1, Fütterung 2 , 3 , 4 , 5 , 6 , 7 , 8 , 9. in den letzten Jahren die Bemühungen der Entzifferung der neurale Substrate der Fütterung Kontrolle in Drosophila führen zu die Entwicklung von mehreren Assays direkt die Menge der aufgenommenen Nahrung zu quantifizieren oder dienen als Indikator für die Fütterung von Motivation 10 , 11 , 12 , 13 , 14 , 15 , 16.
Die Kapillare Einzug (CAFE) Assay12,13 wurde entwickelt, um die Menge des Konsums von flüssigen Lebensmitteln in ein Glas Microcapillary zu messen. Die CAFE-Assay ist sehr empfindlich und reproduzierbare17 und vereinfacht die Messung der Verzehr von Lebensmitteln, vor allem zur Quantifizierung der langfristige Fütterung18. Dieser Test erfordert jedoch die fliegen an der Spitze der Microcapillary Klettern und füttern verkehrt, die eignet sich nicht für alle Stämme. Zusätzlich, da die fliegen, mit CAFE-Assay getestet werden auf flüssige Nahrung aufgezogen werden müssen, bleibt die Wirkung dieser Aufzuchtsbedingungen auf Stoffwechsel-Status oder die möglichen Unterernährung ermittelt werden.
Der Rüssel Erweiterung Antwort (PER) Assay11,14 zählt die Häufigkeit der Rüssel Erweiterung Antworten auf sanfte Berührungen von Lebensmittel Tropfen. PRO Test erwies sich als eine hervorragende Möglichkeit, bewerten Fütterung Motivation der einzelnen Fliege und Esel den Einfluss der Schmackhaftigkeit und Inhalt der Nahrung18,19. Es ist jedoch keine direkte Quantifizierung der Einnahme-Menge.
Vor kurzem wurde ein halbautomatisches Verfahren, die manuelle Zuführung Assay (MAFE)15, entwickelt. In MAFE wird eine Fliege immobilisierte manuell mit einem Microcapillary mit Essen zugeführt. Angesichts der Tatsache, dass Rüssel Erweiterung Antworten und Verzehr von Lebensmitteln gleichzeitig überwacht werden können, eignet sich MAFE für die Beurteilung der Nährwerte und die Auswirkungen der pharmakologischen Manipulation. Jedoch könnte eine Fliege Immobilisierung seine Verhaltensstörungen Leistung, einschließlich Fütterung beeinträchtigen.
Darüber hinaus fliegen Rüssel und Aktivität-Detektor (FlyPAD)10 wurde entwickelt, um automatisch Fressverhalten zu quantifizieren. Mit Machine Vision Methoden zeichnet FlyPAD physikalische Wechselwirkungen zwischen einer Fliege und Lebensmittel, die Häufigkeit und Dauer der Rüssel Erweiterungen als Indikator der Fütterung Motivation zu quantifizieren. FlyPAD bietet ein Hochdurchsatz-Ansatz für die Fütterungen Verhalten einer frei beweglichen Fliege zu überwachen, wenn auch die Empfindlichkeit und die Robustheit dieses Systems noch mehr weiter bestätigt werden12Studien.
Kennzeichnung Strategien werden häufig verwendet, um Nahrungsaufnahme fliegen zu schätzen. Es ist üblich, beschriften Sie Lebensmittel mit chemischen Tracer und nach der Fütterung, Messen Sie die Menge des aufgenommenen Tracer, die Menge der Nahrungsaufnahme zu berechnen. Radioaktiver Tracer16,17,20,21,22,23,24,25 ermöglichen die Erkennung durch die Kutikula ohne Homogenisierung der fliegen. Diese Methode bietet bemerkenswert geringe Variabilität und hohe Empfindlichkeit18und ist für Langzeit-Studie der Nahrungsaufnahme möglich. Allerdings sollte die Verfügbarkeit von nutzbaren Radioisotopen und verschiedene Sätze von Absorption und Ausscheidung berücksichtigt werden bei der Arbeit mit dieser Assay.
Kennzeichnung und Rückverfolgung Nahrungsaufnahme mit ungiftige Lebensmittelfarben ist eine sicherere und einfachere alternative2,3,26,27,28. Fliegen werden nach der Fütterung mit Lebensmitteln, die nicht resorbierbaren und lösliche Farbstoffe homogenisiert und die Menge des aufgenommenen Farbstoffs ist später quantifiziert mit einem Spektrophotometer3,24,28,29 . Die Kennzeichnung Strategie ist einfach durchzuführen und bietet eine hohe Effizienz, aber mit einer Einschränkung. Das Volumen der Nahrungsaufnahme geschätzt aus den aufgenommenen Farbstoff ist kleiner als das tatsächliche Volumen weil Ausscheidung bereits 15 Minuten beginnt nach dem Fliegen fressen17. Darüber hinaus bewertet der Assay Nahrungsaufnahme in der Regel binnen 60 Minuten, die nur geeignet für die Untersuchung von kurzfristigen Fütterung Verhalten24,28. Darüber hinaus mehrere interne und externe Faktoren, wie z. B. Genotyp17, Geschlecht17, Stand17, Aufzucht, Dichte30, zirkadianen Rhythmus31,32und Lebensmittel Qualität3 gedeckt , 8 , 16, Einfluss Nahrungsaufnahme. Daher müssen die Fütterung Dauer nach bestimmten experimentellen Bedingungen angepasst werden. Neben die Quantifizierung der Nahrungsaufnahme zu erleichtern, dienen Lebensmittelfarben, Essen Auswahl2,19,27zu bewerten und den Meniskus in einer Microcapillary im CAFE Assay12zu visualisieren.
Hier stellen wir eine Protokoll kombiniert Manipulation von neuronaler Aktivität mit Farbstoff-labeling-Ansatz. Diese Strategie ist in unserer neurogenetic Studie zur Fütterung Kontrolle in Erwachsenen Fruchtfliegen24nützlich erwiesen. Die visuelle scoring-Methode ermöglicht eine schnelle Einschätzung der Verzehr von Lebensmitteln; Daher ist es sinnvoll für das Screening durch eine große Anzahl von Stämmen in einer zeitgemäßen Weise. Die Kandidaten vom Bildschirm werden dann im Detail mit einer kolorimetrischen Verfahren bieten Objektive und präzise Quantifizierung in zusätzliche Studie analysiert.
Neben der Fütterung Assays erläutern wir im folgenden die thermogenetischen27,33,34,35 optogenetische36 Methoden und Ziel Neuronen in Drosophilagewaltsam zu aktivieren. Neuronen von thermogenetischen aktivieren Bedienung ist einfach und bequem mit Drosophila Transienten Rezeptor potenzielle Ankyrin-Repeat-(AR)-1 (dTRPA1), die eine Temperatur und Spannung-gated kation Kanal, die neuronale Erregbarkeit erhöht wenn die Umgebungstemperatur Temperatur steigt über 23 ° C33,37; jedoch könnte die Tiere bei hohen Temperaturen beim Testen nachteilige Auswirkungen auf Verhalten erstellt. Ein weiteres effektiver Ansatz zur Aktivierung von Neuronen in Drosophila nutzt optogenetik mit CsChrimson36, das ist eine rot-verschoben Variante des Channelrhodopsin, das erhöht die Erregbarkeit der Neuronen bei Lichteinfall. Optogenetik bietet höhere zeitliche Auflösung und weniger Störungen für Verhaltensweisen als Thermogenetics. Die quantitative Messung der Nahrungsaufnahme mit der Manipulation von neuronaler Aktivität zu verbinden, stellt einen effektiven Ansatz zur Erforschung der neuronalen Mechanismen der Fütterung.
Wir beschreiben ausführlich die Vorbereitung der Füllraum und die fliegen getestet werden. Mit Taotie-Gal4 fliegen als ein Modell24, beschreiben wir aktivierende Neuronen durch Thermogenetics und optogenetik. Zwei Tests der Quantifizierung der Verzehr von Lebensmitteln mit Farbstoff-markierten Lebensmittel werden ebenfalls im Protokoll beschrieben.

<table><tbody><tr><td>UAS-CsChrimson</td><td>Bloomintoon</td><td>55135</td><td></td></tr><tr><td>UAS-dTrpA1</td><td>Bloomintoon</td><td>26263</td><td></td></tr><tr><td>TDC1-GAL4&amp;nbsp;</td><td>Bloomintoon</td><td>9312</td><td></td></tr><tr><td>TDC2-GAL4</td><td>Bloomintoon</td><td>9313</td><td></td></tr><tr><td>sNPF-GAL4</td><td></td><td></td><td>Provided by Z. Zhao</td></tr><tr><td>NPF-GAL4</td><td></td><td></td><td>Provided by Y. Rao</td></tr><tr><td>TH-GAL4</td><td></td><td></td><td>Provided by Y. Rao</td></tr><tr><td>5-HT-GAL4</td><td></td><td></td><td>Provided by Y. Rao</td></tr><tr><td>AKH-GAL4</td><td></td><td></td><td>Provided by Y. Rao</td></tr><tr><td>dip2-GAL4</td><td></td><td></td><td>Provided by Y. Rao</td></tr><tr><td>Taotie-GAL4</td><td></td><td></td><td>Provided by J. Carlson</td></tr><tr><td>Agarose</td><td>Biowest</td><td>G-10</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>Sigma</td><td>S7903</td><td></td></tr><tr><td>Erioglaucine disodium salt</td><td>Sigma</td><td>861146</td><td></td></tr><tr><td>all-trans-retinal&amp;nbsp;</td><td>Sigma&amp;nbsp;</td><td>R2500</td><td>stored in darkness</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Amresco</td><td>9002-93-01</td><td></td></tr><tr><td>Fly food</td><td></td><td>1 L food contains: 77.7 g corn meal, 32.19 g yeast, 5 g agar, 0.726 g CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, 31.62 g sucrose, 63.2 g glucose, 2 g potassium sorbate, pH&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>&amp;nbsp;1x PBS buffer&amp;nbsp;</td><td></td><td>1 L 1X PBS contains: 8 g Nacl, 0.2 g Kcl, 1.44 g Na&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;HPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;, 0.24 g KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;, pH 7.4</td><td></td></tr><tr><td>PBST buffer</td><td></td><td>1X PBS with 1% Triton X-100</td><td></td></tr><tr><td>&amp;nbsp;Grinding mill</td><td>Shang Hai Jing Xin</td><td>Tissuelyser-24</td><td></td></tr><tr><td>Incubator</td><td>Ning Bo Jiang Nan</td><td>HWS-80</td><td></td></tr><tr><td>Magnetic stirrer with a heat plate</td><td>Chang Zhou Bo Yuan</td><td>CJJ 78-1</td><td></td></tr><tr><td>Spectrometer</td><td>Thorlabs</td><td>CCS200/M</td><td></td></tr><tr><td>Microplate Spectrophotometer</td><td>Thermo Scientific&amp;nbsp;</td><td>Multiskan GO Type: 1510, REF 51119200</td><td></td></tr><tr><td>Fluorescence stereo microscope&amp;nbsp;</td><td>Leica</td><td>&amp;nbsp;M205FA</td><td></td></tr><tr><td>Stereo microscope</td><td>Leica&amp;nbsp;</td><td>S6E</td><td></td></tr><tr><td>Outside container</td><td>Jiang Su Hai Men</td><td>glass vial with a diameter of 31.8 mm and a height of 80 mm (inside dimension)</td><td></td></tr><tr><td>Inside container&amp;nbsp;</td><td>Beijing Yi Ran machinery factory</td><td>plastic dish with a diameter of 13.6 mm and a height of 7.5 mm (inside dimension)</td><td></td></tr><tr><td>1.5 mL Eppendorf tubes</td><td>Hai Men Ning Mong</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&amp;nbsp;96 well plate</td><td>Corning Incorporated</td><td>&amp;nbsp;Costar 3599</td><td></td></tr><tr><td>LEDs</td><td>Xin Xing Yuan Guangdian</td><td>607 nm, 3W&amp;nbsp;</td><td>https://item.taobao.com/item.htm?id=20158878058</td></tr></tbody></table>

combining quantitative food-intake assays and forcibly activating neurons to study appetite in drosophila

Verzehr von Lebensmitteln ist unter strenge Kontrolle des Gehirns, die die physiologischen Zustand, Schmackhaftigkeit und Ernährung Inhalt der Ernährungs- und Themen-Befehle zum Starten und stoppen Fütterung integriert. Entschlüsseln die Verfahren für die Beschlussfassung rechtzeitig und moderate Hauptimplikationen trägt in unserem Verständnis der physiologischen und psychologischen Erkrankungen im Zusammenhang mit der Kontrolle Fütterung Fütterung. Robustere, einfach und quantitative Methoden sind erforderlich, um die Nahrungsaufnahme der Tiere nach experimentelle Manipulation, wie die zwangsweise Erhöhung der Aktivitäten von bestimmten Ziel-Neuronen zu messen. Hier führten wir ein Farbstoff-Kennzeichnung-basierte Fütterung Assays zur Erleichterung die neurogenetic Studie der Fütterung Kontrolle bei Erwachsenen Fruchtfliegen. Wir überprüfen zur Verfügung Fütterung Assays, und dann beschreiben unsere Methoden Schritt für Schritt von Setup zur Analyse, die thermogenetischen kombinieren und optogenetische Manipulation von Neuronen Steuern Fütterung Motivation mit Farbstoff-markierten Lebensmittel Aufnahme Assay. Wir diskutieren auch die Vorzüge und Grenzen unserer Methoden, im Vergleich zu anderen Fütterung Assays, wählen Sie einen entsprechenden Assay Lesern helfen.

Thermogenetischen Bildschirm.
Abnorm gesteigerter Appetit führt zu erhöhter Nahrungsaufnahme, unabhängig von physiologischen Bedürfnissen. Wir nutzten diese Regelung zu einer Hochdurchsatz-design Verhaltens Bildschirm zu genetischen Griffe von Neuronen im Zusammenhang mit hunger und satt Staaten (Abbildung 1). Der Bildschirm hat Taotie-Gal424ergeben. Bei aktivier...

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Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

Quantitative Nahrungsaufnahme Assays mit gefärbten Lebensmittel bieten eine robuste und Hochdurchsatz-Mittel zur Fütterung Motivation zu bewerten. Kombination des Lebensmittel Verbrauch Tests mit thermogenetischen und optogenetische Bildschirme ist ein leistungsfähiger Ansatz zu untersuchen, die neuronale Schaltkreise, die zugrunde liegenden Appetit bei Erwachsenen Drosophila Melanogaster.

Kombination von quantitativer Nahrungsaufnahme Assays und zwangsweise Aktivierung von Neuronen um Appetit in Drosophila studieren

Food consumption is under the tight control of the brain, which integrates the physiological status, palatability, and nutritional contents of the food, ...

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Research

JoVE Journal

Behavior

Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

8.2K Aufrufe.  University of Science and Technology of China. Quantitative Nahrungsaufnahme Assays mit gefärbten Lebensmittel bieten eine robuste und Hochdurchsatz-Mittel zur Fütterung Motivation zu bewerten. Kombination des Lebensmittel Verbrauch Tests mit thermogenetischen und optogenetische Bildschirme ist ein leistungsfähiger Ansatz zu untersuchen, die neuronale Schaltkreise, die zugrunde liegenden Appetit bei Erwachsenen Drosophila Melanogaster.

Serie: Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated. Thus, simultaneous recordings of neuronal activity and behavior are essential to correlate brain activity to behavior. For such behavioral analyses, the fruit fly, Drosophila melanogaster, allows us to incorporate genetically encoded calcium indicators such as GCaMP1, to monitor neuronal activity, and to use sophisticated genetic manipulations for optogenetic or thermogenetic techniques to specifically activate identified neurons2-5. Use of a thermogenetic technique has led us to find critical neurons for feeding behavior (Flood et al., under revision). As a main part of feeding behavior, a Drosophila adult extends its proboscis for feeding6 (proboscis extension response; PER), responding to a sweet stimulus from sensory cells on its proboscis or tarsi. Combining the protocol for PER7 with a calcium imaging technique8 using GCaMP3.01, 9, I have established an experimental system, where we can monitor activity of neurons in the feeding center &#x2013; the suboesophageal ganglion (SOG), simultaneously with behavioral observation of the proboscis. I have designed an apparatus ("Fly brain Live Imaging and Electrophysiology Stage": "FLIES") to accommodate a Drosophila adult, allowing its proboscis to freely move while its brain is exposed to the bath for Ca2+ imaging through a water immersion lens. The FLIES is also appropriate for many types of live experiments on fly brains such as electrophysiological recording or time lapse imaging of synaptic morphology. Because the results from live imaging can be directly correlated with the simultaneous PER behavior, this methodology can provide an excellent experimental system to study information processing of neuronal networks, and how this cellular activity is coupled to plastic processes and memory.

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, extends its proboscis for feeding, responding to a sugar stimulus from its proboscis or tarsus. I have combined observations of the proboscis extension response (PER) with a calcium imaging technique, allowing us to monitor the activity of neurons in the brain, simultaneously with behavioral observation.

Gleichzeitige Aufnahme von Calcium-Signale von identifizierten Neuronen und Fressverhalten von Drosophila melanogaster</em

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated.  Thus, ...

Forschung

Neurowissenschaften

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

In the following we describe the methodological details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with genetic interference, provides a handle to analyze the neuronal and molecular fundamentals of specifically associative learning in a simple larval brain.
Organisms can use past experience to adjust present behavior. Such acquisition of behavioral potential can be defined as learning, and the physical bases of these potentials as memory traces1-4. Neuroscientists try to understand how these processes are organized in terms of molecular and neuronal changes in the brain by using a variety of methods in model organisms ranging from insects to vertebrates5,6. For such endeavors it is helpful to use model systems that are simple and experimentally accessible. The Drosophila larva has turned out to satisfy these demands based on the availability of robust behavioral assays, the existence of a variety of transgenic techniques and the elementary organization of the nervous system comprising only about 10,000 neurons (albeit with some concessions: cognitive limitations, few behavioral options, and richness of experience questionable)7-10.
Drosophila larvae can form associations between odors and appetitive gustatory reinforcement like sugar11-14. In a standard assay, established in the lab of B. Gerber, animals receive a two-odor reciprocal training: A first group of larvae is exposed to an odor A together with a gustatory reinforcer (sugar reward) and is subsequently exposed to an odor B without reinforcement 9. Meanwhile a second group of larvae receives reciprocal training while experiencing odor A without reinforcement and subsequently being exposed to odor B with reinforcement (sugar reward). In the following both groups are tested for their preference between the two odors. Relatively higher preferences for the rewarded odor reflect associative learning - presented as a performance index (PI). The conclusion regarding the associative nature of the performance index is compelling, because apart from the contingency between odors and tastants, other parameters, such as odor and reward exposure, passage of time and handling do not differ between the two groups9.

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are able to associate odor stimuli with gustatory reward. Here we describe a simple behavioral paradigm that allows the analysis of appetitive associative olfactory learning.

Appetitive Assoziative olfaktorischen Lernens in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven

In the following we describe the methodological  details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with ...

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

Ein Single-fly-Assay für Sammelverhalten in<em&gt; Drosophila</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

A High Throughput Microplate Feeder Assay for Quantification of Consumption in Drosophila

Quantifying food intake in Drosophila is used to study the genetic and physiological underpinnings of consumption-associated traits, their environmental factors, and the toxicological and pharmacological effects of numerous substances. Few methods currently implemented are amenable to high throughput measurement. The Microplate Feeder Assay (MFA) was developed for quantifying the consumption of liquid food for individual flies using absorbance. In this assay, flies consume liquid food medium from select wells of a 1536-well microplate. By incorporating a dilute tracer dye into the liquid food medium and loading a known volume into each well, absorbance measurements of the well acquired before and after consumption reflect the resulting change in volume (i.e., volume consumed). To enable high throughput analysis with this method, a 3D-printed coupler was designed that allows flies to be sorted individually into 96-well microplates. This device precisely orients 96- and 1536-well microplates to give each fly access to up to 4 wells for consumption, thus enabling food preference quantification in addition to regular consumption. Furthermore, the device has barrier strips that toggle between open and closed positions to allow for controlled containment and release of a column of samples at a time. This method enables high throughput measurements of consumption of aqueous solutions by many flies simultaneously. It also has the potential to be adapted to other insects and to screen consumption of nutrients, toxins, or pharmaceuticals.

A High Throughput Microplate Feeder Assay for Quantification of Consumption in Drosophila

The microplate feeder assay offers an economical, high throughput method for quantifying liquid food consumption in Drosophila. A 3D-printed device connects a 96-well microplate in which flies are housed to a 1536-well microplate from which flies consume a feeding solution with a tracer dye. The solution volume decline is measured spectrophotometrically.

Ein Hochdurchsatz-Mikroplatten-Feeder-Assay zur Quantifizierung des Verbrauchs in Drosophila

Quantifying food intake in Drosophila is used to study the genetic and physiological underpinnings of consumption-associated traits, their environmental ...

Verhalten

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

Ein einfacher Weg zu messen Veränderungen in Reward-seeking Verhalten verwenden<em&gt; Drosophila melanogaster</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

Die kapillare feeder Assay misst die Nahrungsaufnahme in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

Quantification of Macronutrients Intake in a Thermogenetic Neuronal Screen using Drosophila Larvae

Foraging and feeding behaviors allow animals to access sources of energy and nutrients essential for their development, health, and fitness. Investigating the neuronal regulation of these behaviors is essential for the understanding of the physiological and molecular mechanisms underlying nutritional homeostasis. The use of genetically tractable animal models such as worms, flies, and fish greatly facilitates these types of studies. In the last decade, the fruit fly Drosophila melanogaster has been used as a powerful animal model by neurobiologists investigating the neuronal control of feeding and foraging behaviors. While undoubtedly valuable, most studies examine adult flies. Here, we describe a protocol that takes advantage of the simpler larval nervous system to investigate neuronal substrates controlling feeding behaviors when larvae are exposed to diets differing in their protein and carbohydrates content. Our methods are based on a quantitative colorimetric no-choice feeding assay, performed in the context of a neuronal thermogenetic-activation screen. As a read-out, the amount of food eaten by larvae over a 1 h interval was used when exposed to one of the three dye-labeled diets that differ in their protein to carbohydrates (P:C) ratios. The efficacy of this protocol is demonstrated in the context of a neurogenetic screen in larval Drosophila, by identifying candidate neuronal populations regulating the amount of food eaten in diets of different macronutrient quality. We were also able to classify and group the genotypes tested into phenotypic classes. Besides a brief review of the currently available methods in the literature, the advantages and limitations of these methods are discussed and, also, some suggestions are provided about how this protocol might be adapted to other specific experiments.

Quantification of Macronutrients Intake in a Thermogenetic Neuronal Screen using Drosophila Larvae

Described here is a protocol that enables the colorimetric quantification of the amount of food eaten within a defined interval of time by Drosophila melanogaster larvae exposed to diets of different macronutrient quality. These assays are conducted in the context of a neuronal thermogenetic screen.

Quantifizierung der Zufuhr von Makronährstoffen in einem thermogenetischen neuronalen Bildschirm mit Drosophila Larven

Foraging and feeding behaviors allow animals to access sources of energy and nutrients essential for their development, health, and fitness. Investigating ...

A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila

To select food with nutritional value while avoiding the consumption of harmful agents, animals need a sophisticated and robust taste system to evaluate their food environment. The fruit fly, Drosophila melanogaster, is a genetically tractable model organism that is widely used to decipher the molecular, cellular, and neural underpinnings of food preference. To analyze fly food preference, a robust feeding method is needed. Described here is a two-choice feeding assay, which is rigorous, cost-saving, and fast. The assay is Petri-dish-based and involves the addition of two different foods supplemented with blue or red dye to the two halves of the dish. Then, ~70 prestarved, 2-4-day-old flies are placed in the dish and&#160;allowed to choose between blue and red foods in the dark for about 90 min. Examination of the abdomen of each fly is followed by the calculation of the preference index. In contrast to multiwell plates, each Petri dish takes only ~20 s to fill and saves time and effort. This feeding assay can be employed to quickly determine whether flies like or dislike a particular food.

A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila

We present a protocol for a two-choice feeding assay for flies. This feeding assay is fast and easy to run and is suitable not only for small-scale laboratory research, but also for high-throughput behavioral screens in flies.

Ein schneller Food-Preference-Test in Drosophila

To select food with nutritional value while avoiding the consumption of harmful agents, animals need a sophisticated and robust taste system to evaluate ...

In Vivo Calcium Imaging of Taste-Induced Neural Responses in Adult Drosophila

For nearly two decades, in vivo calcium imaging has been an effective method for measuring cellular responses to taste stimuli in the fruit fly model organism, Drosophila melanogaster. A key strength of this methodology is its ability to record taste-induced neural responses in awake animals without the need for anesthesia. This approach employs binary expression systems (e.g., Gal4-UAS) to express the calcium indicator GCaMP in specific neurons of interest. This protocol describes a procedure in which flies expressing GCaMP are mounted with the labellum securely positioned, enabling fluorescence in the brain to be recorded at millisecond resolution under a confocal microscope while a solution is applied to the labellum, stimulating all labellar taste sensilla. The examples provided focus on calcium responses in primary gustatory receptor neurons of D. melanogaster. However, this approach can be adapted to record from other neurons of interest within the brain of Drosophilids or other insect species. This imaging method enables researchers to simultaneously record collective calcium responses from groups of gustatory neurons across the labellum, complementing electrophysiological tip recordings that quantify action potentials from individual neurons. The in vivo calcium imaging technique outlined here has been instrumental in uncovering molecular and cellular mechanisms of chemosensation, identifying unique temporal response patterns in primary taste neurons, investigating mechanisms of gustatory modulation, and exploring taste processing in downstream circuits.

A calcium imaging approach enables the recording of taste-induced responses in the brains of awake flies while a solution is applied to the labellum. Primary gustatory responses in Drosophila melanogaster are used as an example, but this protocol can be adapted to study downstream neurons or other species.

Im lebenden Organismus Kalzium-Bildgebung von geschmacksinduzierten neuronalen Reaktionen bei adulten Drosophila

For nearly two decades, in vivo calcium imaging has been an effective method for measuring cellular responses to taste stimuli in the fruit fly model ...

Taste Preference Assay: A Method for Measuring Feeding Behavior in Drosophila

Source: Bantel, A. P. and Tessier, C. R. <a href="https://www.jove.com/video/54403/" target="_blank">Taste Preference Assay for Adult Drosophila</a>. J. Vis. Exp. (2016).
This video describes the taste preference assay, a behavioral method used to measure attraction or avoidance towards colored solutions that taste differently by assessing the fly&#39;s abdominal coloration after ingestion of the preferred substance. The featured protocol demonstrates the procedure used to measure flies&#39; preference towards solutions of varying sucrose concentrations.

Geschmackspräferenz-Assay: Eine Methode zur Messung des Fressverhaltens bei Drosophila

Source: Bantel, A. P. and Tessier, C. R. Taste Preference Assay for Adult Drosophila. J. Vis. Exp. (2016).
This video describes the taste preference ...

Kombination von quantitativer Nahrungsaufnahme Assays und zwangsweise Aktivierung von Neuronen um Appetit in Drosophila studieren

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Gleichzeitige Aufnahme von Calcium-Signale von identifizierten Neuronen und Fressverhalten von Drosophila melanogaster

Appetitive Assoziative olfaktorischen Lernens in

Ein Single-fly-Assay für Sammelverhalten in

Ein Hochdurchsatz-Mikroplatten-Feeder-Assay zur Quantifizierung des Verbrauchs in Drosophila

Ein einfacher Weg zu messen Veränderungen in Reward-seeking Verhalten verwenden

Die kapillare feeder Assay misst die Nahrungsaufnahme in

Quantifizierung der Zufuhr von Makronährstoffen in einem thermogenetischen neuronalen Bildschirm mit Drosophila Larven

Ein schneller Food-Preference-Test in Drosophila

Im lebenden Organismus Kalzium-Bildgebung von geschmacksinduzierten neuronalen Reaktionen bei adulten Drosophila

Geschmackspräferenz-Assay: Eine Methode zur Messung des Fressverhaltens bei Drosophila