Wir danken den Mitarbeitern des World Reference Center for Emerging Viruses and Arboviruses (WRCEVA): Dr. Robert Tesh, Hilda Guzman, Dr. Kenneth Plante, Dr. Jessica Plante, Dionna Scharton und Divya Mirchandani, für ihre unermüdliche Arbeit bei der Kuratierung und Bereitstellung vieler der Virusstämme, die für die Vektorkompetenzexperimente unserer und anderer Gruppen verwendet werden. Die vorgestellten Arbeiten wurden durch den McLaughlin Fellowship Fund (SRA) und die NIH-Zuschüsse AI120942 und AI121452 finanziert.

Alle in diesen Protokollen durchgeführten Verfahren wurden in voller Übereinstimmung mit den Protokollen durchgeführt, die vom Institutional Biosafety Committee und dem Institutional Animal Care and Use Committee der University of Texas Medical Branch in Galveston genehmigt wurden.
1. ZIKV in Vero-Zellen verstärken
<ol><li>Züchten Sie Vero-Zellen (CCL-81 oder VeroE6) in Dulbeccos Modifikation von Eagles minimal essentiellem Medium (DMEM), ergänzt mit 10% v/v hitzeinaktiviertem fetalem Rinderserum (FBS) und 1% (v/v) Penicillin-Streptomycin (100 U/ml bzw. 100 μg/ml) in einem befeuchteten 37 °C-Inkubator mit 5%CO2 bis 80−90% Konfluenz in einem 150 cm2 Gewebekulturkolben.</li>
	<li>Entfernen Sie in einer Biosicherheitswerkbank (BSC) das Medium und entsorgen Sie es entweder in 10% Bleichmittel oder einer Arbeitsverdünnung von dualem quartärem Ammonium (Materialtabelle). Impfen Sie die Monoschicht sofort mit 1 ml Virusbestand, mit dem Ziel, 0,1−1 infektiöse Viruspartikel pro Zelle zu erhalten. Den Kolben sofort so rühren, dass das Inokulum die Monoschicht in seiner Gesamtheit berührt.</li>
	<li>Füllen Sie das Medium auf ein Volumen von 5 ml mit DMEM auf, das mit 2% v / v wärmeinaktiviertem FBS und 1% (v / v) Penicillin-Streptomycin ergänzt wird. Dann den Kolben für 60 min in den befeuchteten 37 °C Inkubator mit5% CO2 geben.</li>
	<li>Nehmen Sie den Kolben aus dem Inkubator und bringen Sie ihn in ein BSC. Fügen Sie zusätzliches Medium zu einem Gesamtvolumen von 15 ml hinzu, indem Sie DMEM verwenden, das mit 2% v / v wärmeinaktiviertem FBS und 1% (v / v) Penicillin-Streptomycin ergänzt wird. Den Kolben in einen befeuchteten 37 °C Inkubator mit 5 %CO2 stellen.</li>
	<li>Untersuchen Sie den Kolben täglich unter Phasenkontrastmikroskopie auf Hinweise auf zytopathische Wirkungen (CPE). Fahren Sie mit der Virusernte (Schritt 1.7) fort, wenn nur etwa 40-50% der Zellen in der Monoschicht verbleiben, in der Regel 3-5 Tage nach der Infektion, abhängig vom verwendeten ZIKV-Stamm.</li>
	<li>Den Überstand ansaugen und in eine konische Durchstechflasche mit 50 ml geben. Klären Sie den Überstand von Zelltrümmern durch Zentrifugation (3.500 x g für 20 min). HINWEIS: Wenn mehrere Kolben identisch infiziert waren, können Überstände aus mehreren Kolben zu konischen 50-ml-Röhrchen kombiniert werden.</li>
	<li>Entfernen Sie den Überstand aus dem konischen 50-ml-Rohr zu einem frischen und achten Sie darauf, das Pellet nicht zu stören. Ergänzen Sie den Überstand mit wärmeinaktiviertem FBS bis zu einer Endkonzentration von 30% (v/v). Aliquotieren Sie diese Mischung in einzelne Schraubverschlussrohre und frieren Sie bei -80 °C bis zum Gebrauch ein.</li>
</ol>2. Herstellung von künstlichen Blutmehlen
<ol><li>An dem Tag, an dem Moskitos infektiösen Blutmehlen ausgesetzt werden sollen, schalten Sie die Stromquelle ( Table of Materials ) in einer Arthropoden-Eindämmungseinrichtung so ein, dass die Fütterungseinheiten (Table of Materials) vorgewärmt sind, wenn die Moskitos für die Exposition vorbereitet sind.</li>
	<li>Bereiten Sie künstliche Blutmehle mit einer der unten beschriebenen Methoden vor.<ol>
<li>Methode 1: Frisch geerntetes (innerhalb einer Woche) zitriertes oder heparinisiertes menschliches Blut, das im Handel gekauft wurde, 1:1 v/v mit Virusmaterial (hergestellt wie in Abschnitt 1 beschrieben) kombinieren. HINWEIS: Diese Methode ist davon abhängig, dass im Blut keine Antikörper gegen das Virus/die Virusfamilie vorhanden sind.</li>
		<li>Wenn das Fehlen von Antikörpern nicht bestätigt werden kann oder bekannt ist, dass die Blutquelle zuvor flavivirusexpositioniert ist, waschen und verpacken Sie die Erythrozyten manuell.<ol>
<li>In einem BSC 30 ml menschliches Vollblut in ein 50 mL konisches Rohr geben und bis zu 50 ml mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) auffüllen.</li>
			<li>Zentrifuge bei 3.500 x g für 20 min.</li>
			<li>Aspirieren Sie den Überstand entweder durch vorsichtiges Gießen in eine Schalenpfanne, die entweder 10% Bleichmittel enthält, oder durch Arbeitsverdünnung von dualem quartärem Ammonium, wobei darauf zu achten ist, dass das Erythrozytenpellet nicht verworfen wird.</li>
			<li>Fügen Sie 10 ml PBS hinzu und klopfen Sie vorsichtig auf den Boden des konischen Röhrchens gegen den Boden des BSC, so dass das Erythrozytenpellet rekonstituiert wurde. Bringen Sie das Volumen der Suspension mit PBS auf bis zu 50 ml. Durch sanfte Inversion mischen.</li>
			<li>Wiederholen Sie die Schritte 2.2.2.1−2.2.2.4 insgesamt 4−6x. Bestätigen Sie, dass der Überstand klar oder nur leicht rosa und nicht mehr undurchsichtig ist. Entfernen Sie den gesamten Überstand mit einer serologischen Pipette. Resuspendieren Sie das Erythrozytenpellet in 1−2 ml PBS.</li>
			<li>Setzen Sie das Blutmehl zusammen: 350 μL gepackte Erythrozyten, 100 μL 10% Saccharose, 200 μL hitzeinaktiviertes FBS, 900 μM rekombinantes ATP und 2 ml entsprechend verdünntes Virusmaterial unter Verwendung von DMEM, ergänzt mit 2% v/v hitzeinaktiviertem FBS und 1% (v/v) Penicillin-Streptomycin.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>Überlagern Sie eine Standard-3-ml-Reservoireinheit(Materialtabelle)mit der Haut einer nicht infizierten Maus (andere Optionen umfassen Paraffinfilm, kollagene Membranen oder Wursthülle).</li>
	<li>Legen Sie den überdachten Behälter auf weiße Papiertücher. Fügen Sie ~ 2 ml infektiöses Blutmehl zu dem Reservoir 1 ml auf einmal hinzu. Untersuchen Sie das Handtuch unter dem Feeder auf Anzeichen von Leckagen. Wenn Leckagen vorhanden sind, holen Sie das Blutmehl aus den Feedern zurück und entsorgen Sie die Abdeckungen. Verschließen Sie die Feeder mit Stopfen. Bestätigen Sie erneut, dass keine Lecks vorhanden sind.</li>
</ol>3. Backtitration von Blutmehl/Plaque-Assay
<ol><li>Unter Verwendung des verbleibenden Volumens des vorbereiteten Blutmehls wird eine 10-fache serielle Verdünnungsreihe (d. h. 6 Verdünnungen, die von 10x bis 1.000.000x verdünnt sind) unter Verwendung von DMEM, ergänzt mit 2% v/v wärmeinaktiviertem FBS und 1% (v/v) Penicillin-Streptomycin, durchgeführt.</li>
	<li>Aliquot 100 μL der Verdünnungen in die Vertiefungen von 24 oder 12 Well Platten von den am meisten verdünnten bis zu den konzentriertesten.</li>
	<li>Inkubieren Sie für 1 h in einem 37 °C, 5% CO2 Inkubator.</li>
	<li>Am Ende der 1-stündigen Inkubationszeit werden die Platten wieder in das BSC gebracht und 1 ml oder 2 ml Methylcellulose-Overlay entsprechend in die 24 Well- oder 12 Well-Platten gegeben.</li>
	<li>Legen Sie die überlagerten Platten wieder in einen 37 °C, 5%CO2-Inkubator und inkubieren Sie für 3-7 Tage (virusstammabhängig).</li>
	<li>Nach der Inkubation die Platten aus dem Inkubator entfernen und in den BSC bringen. Entsorgen Sie das Methylcellulose-Overlay in eine Schalenpfanne, die 10% Bleichmittel oder duales quartäres Ammoniumdesinfektionsmittel enthält.</li>
	<li>Waschen Sie jede Vertiefung 2x mit PBS und entsorgen Sie die Wäsche in eine Schalenpfanne mit 10% Bleichmittel oder dualem quartärem Ammonium.</li>
	<li>Fügen Sie ~ 1 ml Methanol: Aceton (1: 1 v: v) hinzu und lassen Sie die Zellen mindestens 30 minuten lang im BSC bei Raumtemperatur (RT) auf der Platte fixieren. Entsorgung von Methanol:Aceton gemäß der institutionellen Politik für organische Abfälle.</li>
	<li>Visualisieren Sie ZIKV mit einer von zwei unten beschriebenen Methoden.<ol>
<li>Nach der Entfernung von Methanol:Aceton sofort mit einer kristallvioletten Lösung (0,25% w/v in 30% Methanol) für 5 min einfärben. 2x in Leitungswasser abspülen und trocknen lassen, dann direkt mit dem Auge sichtbar machen, um Hinweise auf Plaques oder Zerstörung der Monoschicht zu erhalten.</li>
		<li>Alternativ können Sie einen Fokusformungsassay durchführen.<ol>
<li>Lassen Sie die Platten an der Luft trocknen, bis kein organisches Fixiermittel mehr übrig ist. HINWEIS: Dies sollte ~ 2−3 h außerhalb des BSC dauern, kann aber durch Lufttrocknung in einem BSC oder chemischen Abzug beschleunigt werden.</li>
			<li>Jede Vertiefung 3x für jeweils 15 min in nichtsterilem PBS(Mg2+ und Ca2+ frei) auf einer Orbitalplattenwippe waschen. Entfernen Sie PBS und geben Sie 1 ml Blockierungslösung (PBS + 3% FBS) zu jeder Vertiefung und gestein für 15 min bei RT.</li>
			<li>100 μL pro Vertiefung α-ZIKV- oder α-Flavivirus-Primärantikörper (z. B. Flavivirus-Gruppenhybrioma D1-4G2-4-15 [4G2]) in einer Verdünnung von 1:2.000 in Blocklösung zugeben. Inkubieren mit Schaukeln für mindestens 4 h (vorzugsweise über Nacht, nicht mehr als 18 h) bei RT.</li>
			<li>Den primären Antikörper entfernen und 3x für jeweils 15 min mit PBS(Mg2+ und Ca2+ frei) auf einer Orbitalplattenwippe waschen.</li>
			<li>Fügen Sie 100 μL pro Vertiefung des sekundären Antikörpers (Ziegen- α Maus-HRP-markiert) hinzu, der 1:2.000 in blocking buffer verdünnt ist. Inkubieren Sie mit Schaukeln für 1 h bei RT.</li>
			<li>3x für je 15 min mit PBS (Mg2+ und Ca2+ frei) auf einer Orbitalplattenwippe waschen.</li>
			<li>Aliquot 100 μL Substratentwicklungsreagenz (Materialtabelle) pro Vertiefung. Gesteinsplatten bei RT für 15 min.</li>
			<li>Stoppen Sie die Reaktion bei der Entwicklung von Herden / Plaques, indem Sie das Substrat entfernen und die Platten 2x mit Leitungswasser spülen. Gießen Sie Leitungswasser ab und lassen Sie die Platten vor der Quantifizierung an der Luft trocknen.</li>
			<li>Zählen Sie virale Herde, um die Anzahl der in der gegebenen Probe vorhandenen FFU zu bestimmen.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Verabreichung von Blutmehl
<ol><li>Verwenden Sie Ae. aegypti Moskitos 2-4 Tage nach der Eklosion. Sortieren Sie weibliche Moskitos in 0,5-Liter-Kartons mit abgeschirmten Deckeln und entziehen Sie ihnen Zucker (im Allgemeinen 36-48 h vor dem infektiösen Blutmehl). Geben Sie ad libitum Wasser über wassergesättigte Wattebällchen.</li>
	<li>Entfernen Sie die wassergesättigten Wattebällchen an dem Morgen, an dem die Moskitos dem infektiösen Blutmehl ausgesetzt sind.</li>
	<li>Befestigen Sie Behälter mit künstlichen Blutmehlen an den Leitungen der Fütterungseinheit in einem durchsichtigen Kunststoffhandschuhfach.</li>
	<li>Legen Sie im Handschuhfach einen 0,5-Liter-Karton mit einem abgeschirmten Deckel mit 50−100 ausgehungerten Ae. aegypti-Mücken unter die am Reservoir befestigte Futtereinheit. HINWEIS: Entsprechend ausgehungerte Moskitos fressen in der Regel innerhalb von 20 Minuten. Die Fütterung kann bei Bedarf verlängert werden, um die Stichprobengröße in langsameren Populationen zu erhöhen, obwohl dies nicht über 60 minuten hinausgehen sollte, da der (ZIKV) Virustiter nach ~ 60 minuten im Feeder abnehmen kann.</li>
	<li>Nach Abschluss der Fütterung entfernen Sie das Reservoir und tauchen Sie es in frisch hergestelltes 10% Bleichmittel ein.</li>
	<li>Kaltanästhesieren Sie Moskitos durch Inkubation für 30 s bei -20 ° C oder für 5 minuten im Kühlschrank.</li>
	<li>Gießen Sie die Moskitos im Handschuhfach in eine Petrischale auf Eis. Zählen und sortieren Sie die geschwollenen Weibchen von ungeschmiedeten Moskitos. Entsorgen Sie die ungefederten Moskitos durch Eintauchen in ein 50 ml langes konisches Röhrchen, das mit 70% Ethanol gefüllt ist. Während die Moskitos noch betäubt sind, gießen Sie sie zurück in den 0,5 L Karton und decken Sie sie schnell mit dem Bildschirm und dem Deckel ab. Schneiden Sie überschüssiges Siebnetz vom Karton ab und sichern Sie das Netz mit Klebeband.</li>
	<li>Fügen Sie einen Wattebausch hinzu, der mit steriler gefilterter 10% wässriger Saccharose gesättigt ist, zum Sieb jedes Kartons. Legen Sie alle Mückenkartons in einen großen Sekundärbehälter aus Kunststoff mit einem feuchten Schwamm, um die Luftfeuchtigkeit aufrechtzuerhalten.</li>
	<li>Stellen Sie einen sekundären Behälter mit Kartons mit Moskitos in einen Inkubator mit einer Temperatur von 27 ± 1 ° C (oder je nach Bedarf zur Simulation von Bedingungen in der Region von Interesse) mit 80% ± 10% relativer Luftfeuchtigkeit und einem 16: 8 Hell: Dunkel-Zyklus). Halten Sie die Moskitos mit Ad-libitum-Zugang zu 10% Saccharose bis zum Abschluss der Experimente aufrecht.</li>
</ol>5. Probenentnahme und -verarbeitung
<ol><li>An bestimmten Tagen nach der Fütterung saugen Sie eine vorbestimmte Anzahl von Moskitos aus den entsprechenden Kartons mit einem mechanischen Aspirator in einem Handschuhfach ab. Schließen Sie das Auffangrohr mit einer Baumwollrunde ab, nachdem die erforderliche Anzahl von Moskitos erworben wurde.</li>
	<li>Kaltanästhesie von Moskitos durch Inkubation für 30 Sekunden bei -20 ° C oder für 5 Minuten bei 4 ° C.</li>
	<li>Gießen Sie die Moskitos im Handschuhfach in eine Petrischale auf Eis. Entfernen Sie mit zwei Pinzettenpaaren alle sechs Beine jeder Mücke und legen Sie sie in ein voretikettiertes 2 ml rundes Mikrozentrifugenrohr mit einem sterilisierten Edelstahlkugellager (7/32 ") und 500 μL Mückensammelmedium (MCM), bestehend aus DMEM, 2% FBS, 1% Penicillin-Streptomycin und 2,5 μg / ml Amphotericin.</li>
	<li>Legen Sie die Mücke vorsichtig auf einen Tropfen Mineralöl, um sie zurückzuhalten, und achten Sie darauf, dass kein Kontakt zwischen dem Öl und dem Kopf und dem Rüssel der Mücke zulässt.</li>
	<li>Führen Sie den Mückenboss in eine 10 μL Pipettenspitze ein, die mit 10 μL wärmeinaktiviertem FBS gefüllt ist. HINWEIS: Alternativ kann die Pipette mit Saccharose, Blut oder Mineralöl gefüllt werden. Das Öl ermöglicht die direkte Visualisierung von Speichelblasen mittels Lichtmikroskopie.</li>
	<li>Lassen Sie die Mücke 30 Minuten lang speicheln. Werfen Sie die Mikropipettenspitze, die FBS + Speichel enthält, in ein Mikrozentrifugenröhrchen mit 100 μL MCM aus und legen Sie dann den Korpus in ein separates 2 ml rundes Mikrozentrifugenrohr mit einem sterilisierten Stahlkugellager und 500 μL MCM. Stellen Sie sicher, dass die für Körper, Beine und Speichel verwendeten Röhrchen so gekennzeichnet sind, dass klar ist, dass alle drei Proben von derselben Mücke stammen.</li>
	<li>Während die Mücken speicheln, führen Sie die Schritte 5,3-5,5 bei den verbleibenden Moskitos durch.</li>
	<li>Transportieren Sie die Röhrchen, die die Körper und Beine enthalten, zu einer Homogenisierungsvorrichtung für das Perlenmahlgewebe, die in einem BSC enthalten ist. Alle Körper- und Beinproben bei 26 Hz für 5 min verdrieren, um virale Partikel in den Überstand freizusetzen. Klären Sie alle Proben durch Zentrifugation bei 200 x g für 5 min, um Zelltrümmer zu pelletieren. HINWEIS: Zu diesem Zeitpunkt können die Proben bei -80 °C eingefroren oder sofort untersucht werden.</li>
</ol>6. Nachweis von ZIKV durch Infektiologie-Assay
<ol><li>Bereiten Sie in einem BSC 24 h vor Beginn des infektiösen Assays 24 Well-Gewebekulturplatten mit Vero-Zellen (105 Zellen pro Well) vor. Beschriften Sie jede Vertiefung mit der Identität einer einzelnen Mücke / Probe.</li>
	<li>Wenn die Proben bei -80 °C eingefroren wurden, lassen Sie sie auftauen.</li>
	<li>Entfernen Sie das Medium vor der Impfung mit Proben eine Platte nach der anderen von den Vero-Zellplatten.</li>
	<li>Bei Proben, die Körper oder Beine enthalten, vorsichtig 100 μL geklärten Überstand in jede Vertiefung aliquotieren, wobei darauf zu achten ist, dass die Mückenzellablagerungen aus dem Pellet nicht gestört werden. HINWEIS: Speichelproben können vor der Impfung auf Zellen 1:1 (v/v) mit MCM verdünnt werden, um die Proben für eine spätere Titration zu konservieren, falls erforderlich.</li>
	<li>Die Platten in einen 37 °C, 5%CO2-Inkubator geben und 1 h inkubieren.</li>
	<li>Bringen Sie die Platten zum BSC zurück und fügen Sie ~ 1 ml Methylcellulose-Overlay zu jeder Vertiefung hinzu. Legen Sie die überlagerten Platten wieder in einen 37 °C, 5%CO2-Inkubator und inkubieren Sie sie für 3−7 Tage (virus-/stammabhängig).</li>
	<li>Führen Sie die Fixierung und Visualisierung wie in den Schritten 3.6 bis 3.9 beschrieben durch.</li>
	<li>Quantifizieren Sie in Bezug auf das Scoring über einen Fokusformungsassay die positiven Vertiefungen durch Untersuchung unter einem Lichtmikroskop. Der Nachweis einer intrazytoplasmatischen Färbung von Zellen in einem Brunnen weist auf das Vorhandensein eines Virus hin. Stichproben werden ausschließlich als Fokus-positiv oder -negativ bewertet.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Azar, S. R., Weaver, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vector+Competence:+What+Has+Zika+Virus+Taught+Us.">Vector Competence: What Has Zika Virus Taught Us.</a> Viruses. 11 (9), 867 (2019).</li><li>Souza-Neto, J. A., Powell, J. R., Bonizzoni, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aedes+aegypti+vector+competence+studies:+A+review.">Aedes aegypti vector competence studies: A review.</a> Infection, Genetics and Evolution. 67, 191-209 (2019).</li><li>Smith, D. R., Adams, A. P., Kenney, J. L., Wang, E., Weaver, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Venezuelan+Equine+Encephalitis+Virus+in+the+Mosquito+Vector+Aedes+taeniorhynchus:+Infection+Initiated+by+a+Small+Number+of+Susceptible+Epithelial+Cells+and+a+Population+Bottleneck.">Venezuelan Equine Encephalitis Virus in the Mosquito Vector Aedes taeniorhynchus: Infection Initiated by a Small Number of Susceptible Epithelial Cells and a Population Bottleneck.</a> Virology. 372 (1), 176-186 (2008).</li><li>Forrester, N. L., Coffey, L. L., Weaver, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Arboviral+bottlenecks+and+challenges+to+maintaining+diversity+and+fitness+during+mosquito+transmission.">Arboviral bottlenecks and challenges to maintaining diversity and fitness during mosquito transmission.</a> Viruses. 6 (10), 3991-4004 (2014).</li><li>Kramer, L. D., Ciota, A. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissecting+vectorial+capacity+for+mosquito-borne+viruses.">Dissecting vectorial capacity for mosquito-borne viruses.</a> Current Opinion in Virology. 15, 112-118 (2015).</li><li>Kramer, L. D., Hardy, J. L., Presser, S. B., Houk, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissemination+Barriers+for+Western+Equine+Encephalomyelitis+Virus+in+Culex+tarsalis+infected+after+Ingestion+of+Low+Viral+Doses.">Dissemination Barriers for Western Equine Encephalomyelitis Virus in Culex tarsalis infected after Ingestion of Low Viral Doses.</a> American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 30 (1), 190-197 (1981).</li><li>Lounibos, L. P., Kramer, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Invasiveness+of+Aedes+aegypti+and+Aedes+albopictus+and+Vectorial+Capacity+for+Chikungunya+Virus.">Invasiveness of Aedes aegypti and Aedes albopictus and Vectorial Capacity for Chikungunya Virus.</a> The Journal of Infectious Diseases. 214, 453-458 (2016).</li><li>Heitmann, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Forced+Salivation+as+a+Method+to+Analyze+Vector+Competence+of+Mosquitoes.">Forced Salivation as a Method to Analyze Vector Competence of Mosquitoes.</a> Journal of Visualized Experiments. (138), e57980 (2018).</li><li>Beerntsen, B. T., James, A. A., Christensen, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetics+of+Mosquito+Vector+Competence.">Genetics of Mosquito Vector Competence.</a> Microbiology and Molecular Biology Reviews. 64 (1), 115-137 (2000).</li><li>Guo, X. X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Culex+pipiens+quinquefasciatus:+a+potential+vector+to+transmit+Zika+virus.">Culex pipiens quinquefasciatus: a potential vector to transmit Zika virus.</a> Emerging Microbes &amp; Infections. 5 (9), 102 (2016).</li><li>Secundino, N. F. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zika+virus+transmission+to+mouse+ear+by+mosquito+bite:+a+laboratory+model+that+replicates+the+natural+transmission+process.">Zika virus transmission to mouse ear by mosquito bite: a laboratory model that replicates the natural transmission process.</a> Parasites &amp; Vectors. 10 (1), 346 (2017).</li><li>Smith, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Venezuelan+Equine+Encephalitis+Virus+Transmission+and+Effect+on+Pathogenesis.">Venezuelan Equine Encephalitis Virus Transmission and Effect on Pathogenesis.</a> Emerging Infectious Diseases. 12 (8), 1190-1196 (2006).</li><li>Lazear, H. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Mouse+Model+of+Zika+Virus+Pathogenesis.">A Mouse Model of Zika Virus Pathogenesis.</a> Cell Host Microbe. 19 (5), 720-730 (2016).</li><li>Morrison, T. E., Diamond, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+Models+of+Zika+Virus+Infection,+Pathogenesis,+and+Immunity.">Animal Models of Zika Virus Infection, Pathogenesis, and Immunity.</a> Journal of Virology. 91 (8), 9-17 (2017).</li><li>Reynolds, E. S., Hart, C. E., Hermance, M. E., Brining, D. L., Thangamani, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+Overview+of+Animal+Models+for+Arthropod-Borne+Viruses.">An Overview of Animal Models for Arthropod-Borne Viruses.</a> Comparative Medicine. 67 (3), 232-241 (2017).</li><li>Rossi, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+Novel+Murine+Model+to+Study+Zika+Virus.">Characterization of a Novel Murine Model to Study Zika Virus.</a> American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 94 (6), 1362-1369 (2016).</li><li>Styer, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mosquitoes+inoculate+high+doses+of+West+Nile+virus+as+they+probe+and+feed+on+live+hosts.">Mosquitoes inoculate high doses of West Nile virus as they probe and feed on live hosts.</a> PLoS Pathogens. 3 (9), 1262-1270 (2007).</li><li>Azar, S. R., Diaz-Gonzalez, E. E., Danis-Lonzano, R., Fernandez-Salas, I., Weaver, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Naturally+infected+Aedes+aegypti+collected+during+a+Zika+virus+outbreak+have+viral+titres+consistent+with+transmission.">Naturally infected Aedes aegypti collected during a Zika virus outbreak have viral titres consistent with transmission.</a> Emerging Microbes &amp; Infections. 8 (1), 242-244 (2019).</li><li>Dzul-Manzanilla, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evidence+of+vertical+transmission+and+co-circulation+of+chikungunya+and+dengue+viruses+in+field+populations+of+Aedes+aegypti+(L.)+from+Guerrero,+Mexico.">Evidence of vertical transmission and co-circulation of chikungunya and dengue viruses in field populations of Aedes aegypti (L.) from Guerrero, Mexico.</a> Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene. 110 (2), 141-144 (2016).</li><li>Grard, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zika+virus+in+Gabon+(Central+Africa)+&#8211;+2007:+a+new+threat+from+Aedes+albopictus.">Zika virus in Gabon (Central Africa) &#8211; 2007: a new threat from Aedes albopictus.</a> PLoS Neglected Tropical Diseases. 8 (2), 2681 (2014).</li><li>Grubaugh, N. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genomic+epidemiology+reveals+multiple+introductions+of+Zika+virus+into+the+United+States.">Genomic epidemiology reveals multiple introductions of Zika virus into the United States.</a> Nature. 546 (7658), 401-405 (2017).</li><li>Guerbois, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Outbreak+of+Zika+Virus+Infection,+Chiapas+State,+Mexico,+2015,+and+First+Confirmed+Transmission+by+Aedes+aegyti+Mosquitoes+in+the+America.">Outbreak of Zika Virus Infection, Chiapas State, Mexico, 2015, and First Confirmed Transmission by Aedes aegyti Mosquitoes in the America.</a> The Journal of Infectious Diseases. 214 (9), 1349-1356 (2016).</li><li>Lundstrom, J. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sindbis+virus+polyarthritis+outbreak+signalled+by+virus+prevalence+in+the+mosquito+vectors.">Sindbis virus polyarthritis outbreak signalled by virus prevalence in the mosquito vectors.</a> PLoS Neglected Tropical Diseases. 13 (8), 0007702 (2019).</li><li>Miller, B. R., Monath, T. P., Tabachnik, W. J., Ezike, V. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epidemic+yellow+fever+caused+by+an+incompetent+mosquito+vector.">Epidemic yellow fever caused by an incompetent mosquito vector.</a> Tropical Medicine and Parasitology. 40 (4), 396-399 (1989).</li><li>Brown, H. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effectiveness+of+Mosquito+Traps+in+Measuring+Species+Abundance+and+Composition.">Effectiveness of Mosquito Traps in Measuring Species Abundance and Composition.</a> Journal of Medical Entomology. 45 (3), 517-521 (2008).</li><li>Gorsich, E. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparative+assessment+of+adult+mosquito+trapping+methods+to+estimate+spatial+patterns+of+abundance+and+community+composition+in+southern+Africa.">A comparative assessment of adult mosquito trapping methods to estimate spatial patterns of abundance and community composition in southern Africa.</a> Parasites &amp; Vectors. 12 (1), 462 (2019).</li><li>Azar, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ZIKV+Demonstrates+Minimal+Pathologic+Effects+and+Mosquito+Infectivity+in+Viremic+Cynomolgus+Macaques.">ZIKV Demonstrates Minimal Pathologic Effects and Mosquito Infectivity in Viremic Cynomolgus Macaques.</a> Viruses. 10 (11), 661 (2018).</li><li>Azar, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+Vector+Competency+of+Aedes+albopictus+Populations+from+the+Americas+for+Zika+Virus.">Differential Vector Competency of Aedes albopictus Populations from the Americas for Zika Virus.</a> American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 97 (2), 330-339 (2017).</li><li>Hanley, K. A., Azar, S. R., Campos, R. K., Vasilakis, N., Rossi, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Support+for+the+Transmission-Clearance+Trade-Off+Hypothesis+from+a+Study+of+Zika+Virus+Delivered+by+Mosquito+Bite+to+Mice.">Support for the Transmission-Clearance Trade-Off Hypothesis from a Study of Zika Virus Delivered by Mosquito Bite to Mice.</a> Viruses. 11 (11), 1072 (2019).</li><li>Hart, C. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zika+Virus+Vector+Competency+of+Mosquitoes,+Gulf+Coast,+United+States.">Zika Virus Vector Competency of Mosquitoes, Gulf Coast, United States.</a> Emerging Infectious Diseases. 23 (3), 559-560 (2017).</li><li>Karna, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Colonized+Sabethes+cyaneus,+a+Sylvatic+New+World+Mosquito+Species,+Shows+a+Low+Vector+Competence+for+Zika+Virus+Relative+to+Aedes+aegypti.">Colonized Sabethes cyaneus, a Sylvatic New World Mosquito Species, Shows a Low Vector Competence for Zika Virus Relative to Aedes aegypti.</a> Viruses. 10 (8), 434 (2018).</li><li>Roundy, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variation+in+Aedes+aegypti+Mosquito+Competence+for+Zika+Virus+Transmission.">Variation in Aedes aegypti Mosquito Competence for Zika Virus Transmission.</a> Emerging Infectious Diseases. 23 (4), 625-632 (2017).</li><li>Wilson, A. J., Harrup, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reproducibility+and+relevance+in+insect-arbovirus+infection+studies.">Reproducibility and relevance in insect-arbovirus infection studies.</a> Current Opinion in Insect Science. 28, 105-112 (2018).</li><li>Hagan, R. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dehydration+prompts+increased+activity+and+blood+feeding+by+mosquitoes.">Dehydration prompts increased activity and blood feeding by mosquitoes.</a> Scientific Reports. 8 (1), 6804 (2018).</li><li>Guo, X. X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Host+Feeding+Patterns+of+Mosquitoes+in+a+Rural+Malaria-Endemic+Region+in+Hainan+Island,+China.">Host Feeding Patterns of Mosquitoes in a Rural Malaria-Endemic Region in Hainan Island, China.</a> Journal of the American Mosquito Control Association. 30 (4), 309-311 (2014).</li><li>Kuno, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+history+of+laboratory+breeding+of+Aedes+aegypti+(Diptera:+Culicidae)+focusing+on+the+origins+and+use+of+selected+strains.">Early history of laboratory breeding of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) focusing on the origins and use of selected strains.</a> Journal of Medical Entomology. 47 (6), 957-971 (2010).</li><li>Mayilsamy, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extremely+Long+Viability+of+Aedes+aegypti+(Diptera:+Culicidae)+Eggs+Stored+Under+Normal+Room+Condition.">Extremely Long Viability of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) Eggs Stored Under Normal Room Condition.</a> Journal of Medical Entomology. 56 (3), 878-880 (2019).</li><li>Althouse, B. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Potential+for+Zika+Virus+to+Establish+a+Sylvatic+Transmission+Cycle+in+the+Americas.">Potential for Zika Virus to Establish a Sylvatic Transmission Cycle in the Americas.</a> PLoS Neglected Tropical Diseases. 10 (12), 0002055 (2016).</li><li>Vasilakis, N., Cardosa, J., Hanley, K. A., Holmes, E. C., Weaver, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fever+from+the+forest:+prospects+for+the+continued+emergence+of+sylvatic+dengue+virus+and+its+impact+on+public+health.">Fever from the forest: prospects for the continued emergence of sylvatic dengue virus and its impact on public health.</a> Nature Reviews Microbiology. 9 (7), 532-541 (2011).</li><li>Vasilakis, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Potential+of+ancestral+sylvatic+dengue-2+viruses+to+re-emerge.">Potential of ancestral sylvatic dengue-2 viruses to re-emerge.</a> Virology. 358 (2), 402-412 (2007).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preiszugeben.

Die hier beschriebenen Methoden bieten einen verallgemeinerten Workflow zur Durchführung von Vektorkompetenzanalysen. Als allgemeiner Rahmen sind viele dieser Methoden in der Literatur erhalten. Es gibt jedoch erheblichen Spielraum für Änderungen (überprüft in Azar und Weaver1). Virus (z. B. virale Abstammung, Speicherung des Challenge-Virus, virale Passage-Geschichte), Entomologie (z. B. Laborbesiedlung von Mückenpopulationen, angeborene Immunität, das Mückenmikrobiom / -virom) und experi...

Vektorkompetenz ist definiert als die Fähigkeit auf der Ebene der Art, der Population und sogar eines Individuums eines bestimmten Arthropoden wie einer Mücke, Zecke oder Phlebotin-Sandfliege, einen Wirkstoff biologisch mit Replikation oder Entwicklung im Arthropoden zu erwerben und zu übertragen1,2. In Bezug auf Moskitos und durch Arthropoden übertragene Viren (dh Arboviren) wird das Mittel von einem virämischen Wirt von einer weiblichen Mücke aufgenommen. Nach der Einnahme muss das Virus produktiv eine aus einer kleinen Population von Mitteldarmepithelzellen infizieren3und verschiedene physiologische Hindernisse wie den proteolytischen Abbau durch Verdauungsenzyme, das Vorhandensein der Mikrobiota (Mitteldarminfektionsbarriere oder MIB) und die sezernierte peritrophe Matrix überwinden. Auf die Infektion des Mitteldarmepithels muss eine Replikation des Virus und ein eventueller Austritt aus dem Mitteldarm in das offene Kreislaufsystem der Mücke oder Hämolymphe folgen, was den Beginn einer disseminierten Infektion darstellt, die die Mitteldarmfluchtbarriere (MEB) überwindet. Zu diesem Zeitpunkt kann das Virus Infektionen von sekundärem Gewebe (z. B. Nerven, Muskeln und Fettkörper) aufbauen und sich weiter replizieren, obwohl eine solche sekundäre Replikation möglicherweise nicht unbedingt notwendig ist, damit das Virus die Azinuszellen der Speicheldrüsen infizieren kann (Überwindung der Speicheldrüseninfektionsbarriere). Der Austritt aus den Acinarzellen der Speicheldrüse in ihre apikalen Hohlräume und die anschließende Bewegung in den Speichelgang ermöglicht die Impfung des Virus in nachfolgende Wirte beim Beißen und schließt den Übertragungszyklus1,2,4,5,6,7ab .
Angesichts dieses gut charakterisierten und allgemein erhaltenen Ausbreitungsmechanismus innerhalb eines Mückenvektors sind Laborvektor-Kompetenzbewertungen oft methodisch ähnlich, obwohl Unterschiede in den Protokollen bestehen1,2. Im Allgemeinen werden Moskitos nach oraler Virusexposition so seziert, dass einzelne Gewebe wie Mitteldarm, Beine, Eierstöcke oder Speicheldrüsen auf Virusinfektion, disseminierte Infektion, disseminierte Infektion / potenzielle transovariale Übertragung bzw. disseminierte Infektion / potenzielle Übertragungskompetenz untersucht werden können8. Das bloße Vorhandensein eines Virus in den Speicheldrüsen ist jedoch kein endgültiger Beweis für die Übertragungsfähigkeit, da hinweise auf eine Speicheldrüsen-Flucht-/Austrittsbarriere (SGEB) in einigen Vektor/Virus-Kombinationen1,2,4,5,7,9. Die Standardmethode zum Nachweis der Übertragungskompetenz bleibt die Mückenübertragung auf ein anfälliges Tier10,11,12. Da dies jedoch für viele Arboviren die Verwendung von immungeschwächten murinen Modellen13,14,15,16erfordert , ist diese Methode oft unerschwinglich. Eine häufig verwendete Alternative ist die Sammlung des Mückenspeichels, der durch reverse Transkriptions-Polymerase-Kettenreaktion (RT-PCR) oder einen infektiösen Assay analysiert werden kann, um das Vorhandensein des viralen Genoms bzw. infektiöser Partikel nachzuweisen. Es ist erwähnenswert, dass solche In-vitro-Speichelentnahmemethoden12 oder 17 der während der In-vivo-Fütterung abgelagerten Virusmenge überschätzen oder unterschätzen können, was darauf hindeutet, dass solche Daten mit Vorsicht interpretiert werden müssen. Nichtsdestotrotz ist die In-vitro-Methode sehr wertvoll, wenn sie aus der Perspektive des bloßen Vorhandenseins von Viren im Speichel analysiert wird, was auf ein Übertragungspotenzial hinweist.
Es gibt zwei Hauptansätze, um die Rolle von Mückenvektoren bei arboviralen Krankheitsausbrüchen zu bestimmen. Die erste Methode beinhaltet die Feldüberwachung, bei der Moskitos im Rahmen der aktiven Übertragung18,19, 20,21,22,23,24gesammelt werden . Angesichts der Tatsache, dass die Infektionsraten jedoch in der Regel recht niedrig sind (z. B. die geschätzte Infektionsrate von Moskitos von 0,061% in Gebieten mit aktiver Zirkulation des Zika-Virus (ZIKV) in den Vereinigten Staaten21),kann die Belastung potenzieller Vektorarten durch die Fangmethodik25,26 und den Zufall (z. B. Probenahme einer infizierten Person von 1.600 nicht infizierten Personen) stark verzerrt sein21 . Unter Berücksichtigung dieser Tatsache kann eine bestimmte Studie nicht genügend Moskitos sowohl in der Rohzahl als auch in der Artenvielfalt erfassen, um Mücken, die an der Übertragung beteiligt sind, genau zu beproben. Im Gegensatz dazu werden Vektorkompetenzanalysen in einem Labor durchgeführt, was eine strenge Kontrolle von Parametern wie der oralen Dosis ermöglicht. Obwohl diese Laborbewertungen nicht vollständig in der Lage sind, die wahre Komplexität der Mückeninfektion und -übertragungsfähigkeit in einer Feldumgebung darzustellen, bleiben diese Laborbewertungen leistungsstarke Werkzeuge auf dem Gebiet der Arbovirologie.
Basierend auf verschiedenen Vektorkompetenzanalysen mit ZIKV in mehreren Mückenarten, Populationen und Methoden27,28,29,30,31,32, sowie einer aktuellen Überprüfung von Vektorkompetenzbewertungen 1 beschreiben wir hier einige der Protokolle, die miteinemtypischen Vektorkompetenz-Workflow verbunden sind. In diesen Experimenten wurden drei Ae. aegypti-Populationen aus Amerika (der Stadt Salvador, Brasilien; der Dominikanischen Republik; und dem unteren Rio Grande Valley, TX, USA) einem einzigen Stamm von ZIKV (Mex 1-7, GenBank Accession: KX247632.1) bei 4, 5 oder 6 log10 focus-forming units (FFU) / ml Dosen durch künstliche Blutmehle ausgesetzt. Anschließend wurden sie nach verschiedenen Zeiten extrinsischer Inkubation (2, 4, 7, 10 und 14 Tage) mittels Dissektion und einem zellkulturbasierten Infektionstest auf Hinweise auf Infektion, disseminierte Infektion und Übertragungskompetenz analysiert. Obwohl die derzeitigen Arbeitsabläufe/Protokolle für ZIKV optimiert sind, sind viele Elemente in den Arthropoden-Eindämmungs- und Biosicherheitsstufen 2 und 3 (ACL/BSL2 oder ACL/BSL3) direkt auf andere durch Mücken übertragene Arboviren übertragbar.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>3mL Standard Reservoir</td>
			<td>R37P30</td>
			<td>Hemotek Ltd</td>
			<td>Insectary Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7/32&#34; Stainless Steel 440 Grade C Balls</td>
			<td>4RJH9</td>
			<td>Grainger</td>
			<td>Grinding Media</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetone, Histological Grade, Fisher Chemicals, Poly Bottle, 4L, 4/Case</td>
			<td>A16-P4</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>Fixative</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adenosine 5&#39;-triphospate disodium salt hydrat, microbial, BioReagent, suitable for cell culture</td>
			<td>A6419-1G</td>
			<td>MilliporeSigma</td>
			<td>Reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Flavivirus Group Antigen Antibody, clone D1-4G2-4-15</td>
			<td>MAB10216</td>
			<td>MilliporeSigma</td>
			<td>Primary Antibody for focus forming assay</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Mouse IgG (H+L) Antibody, Human Serum Adsorbed and Peroxidase-Labeled, 1.0mL/Bottle</td>
			<td>5450-0011</td>
			<td>KPL/Seracare</td>
			<td>Secondary Antibody for focus forming assay</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bleach</td>
			<td>NC0427256</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>Decontamination</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Corning, Cell Culture Treated Flasks, 150cm2, Vented Cap, Case of 50</td>
			<td>10-126-34</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>Cell culture consumable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Costar Cell Culture Plates, 24-well, 5/bag, 100/case, Corning</td>
			<td>07-200-740</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>Cell culture consumable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Costar Cell Culture Plates, 96-well, 5/bag, 100/case, Corning</td>
			<td>07-200-91</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>Cell culture consumable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Crystal Violet</td>
			<td>C0775-100G</td>
			<td>MilliporeSigma</td>
			<td>Stain</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eppendorf Snap Cap Microcentrifuge Safe-Lock 2mL Tubes, 500/Case</td>
			<td>05-402-7</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>Plastic consumable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Falcon 15mL Conical Centrigue Tubes</td>
			<td>14-959-70C</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>Plastic consumable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Falcon 50mL Conical Centrigue Tubes</td>
			<td>14-959-49A</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>Plastic consumable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Falcon Disposable Polystyrene Serological 10mL Pipets, 200/Case</td>
			<td>13-675-20</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>Plastic consumable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Falcon Disposable Polystyrene Serological 1mL Pipets, 1000/Case</td>
			<td>13-675-15B</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>Plastic consumable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Falcon Disposable Polystyrene Serological 25mL Pipets, 200/Case</td>
			<td>13-675-30</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>Plastic consumable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Falcon Disposable Polystyrene Serological 5mL Pipets, 200/Case</td>
			<td>13-675-22</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>Plastic consumable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Falcon Standard Tissue Culture Dishes</td>
			<td>08-772B</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>Plastic consumable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum-Premium, 500mL</td>
			<td>S11150</td>
			<td>Atlanta Biologicals</td>
			<td>Cell culture reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Economy Plain Glass Microscope Slides</td>
			<td>12-550-A3</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>Immobilization of Mosquitos</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FU1 Feeder</td>
			<td>FU1-0</td>
			<td>Hemotek Ltd</td>
			<td>Insectary Equipment; feeding units</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gibco DPBS with Calcium and Magnesium, 10 x 500mL Bottles</td>
			<td>140-040-182</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>Cell culture reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gibco Fungizone, Amphotericin B, 250&#956;g/mL, 50mL/Bottle</td>
			<td>15-290-026</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>Cell culture reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gibco Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL), 100mL/Bottle, 20 Bottles/Case</td>
			<td>15-140-163</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>Cell culture reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gibco, Tryptsin-EDTA (.25%), Phenol red, 20 x 100mL Bottles</td>
			<td>25-200-114</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>Cell culture reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gibcom DMEM, High Glucose, 10 x 500mL Bottles</td>
			<td>11-965-118</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>Cell culture reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human Blood, Unspecified Gender, Na-Citrate, 1 Unit</td>
			<td>7203706</td>
			<td>Lampire</td>
			<td>Bloodmeal preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>InsectaVac Aspirator</td>
			<td>2809B</td>
			<td>Bioquip</td>
			<td>Insectary Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methanol, Certified ACS, Fisher Chemicals, Amber Glass Bottle, 4L, 4/Case</td>
			<td>A412-4</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>Fixative</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methyl cellulose, viscosity: 3,500-5,600 cP, 2 % in water(20 &#176;C), 250g/Bottle</td>
			<td>M0512-250G</td>
			<td>MilliporeSigma</td>
			<td>Cell culture reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-chem Plus Disinfectant Detergent</td>
			<td>C849T34</td>
			<td>Thomas Scientific</td>
			<td>Decontamination; working dilution of dual quaternary ammonium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mineral Oil, BioReagent, for molecular biology</td>
			<td>M5904-5X5ML</td>
			<td>MilliporeSigma</td>
			<td>Immobilization of Mosquitos</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>O-rings</td>
			<td>OR37-25</td>
			<td>Hemotek Ltd</td>
			<td>Insectary Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic Plugs</td>
			<td>PP5-250</td>
			<td>Hemotek Ltd</td>
			<td>Insectary Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PS6 Power Unit (110-120V)</td>
			<td>PS6120</td>
			<td>Hemotek Ltd</td>
			<td>Insectary Equipment; power source</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rubis Forceps, Offset blades, superfine points</td>
			<td>4525</td>
			<td>Bioquip</td>
			<td>Insectary Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sarstedt Inc, 2mL Screw Cap Microtube, Conical Bottom, O-ring Cap, Sterile, 1000/Case</td>
			<td>50-809-242</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>Plastic consumable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose, BioUltra, for molecular biology</td>
			<td>84097-250G</td>
			<td>MilliporeSigma</td>
			<td>Reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ThermoScientific, ART Barrier Low Retention 1000&#956;L Pipette Tips, 100 tips/Rack, 8 Racks/Pack, 4 Packs/Case</td>
			<td>21-402-487</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>Plastic consumable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ThermoScientific, ART Barrier Low Retention 200&#956;L Pipette Tips, 96 tips/Rack, 10 Racks/Pack, 5 Packs/Case</td>
			<td>21-402-486</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>Plastic consumable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ThermoScientific, ART Barrier Low Retention 20&#956;L Pipette Tips, 96 tips/Rack, 10 Racks/Pack, 5 Packs/Case</td>
			<td>21-402-484</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>Plastic consumable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ThermoScientific, ART Barrier Low Retention, Extended Reach 10&#956;L Pipette Tips, 96 tips/Rack, 10 Racks/Pack, 5 Packs/Case</td>
			<td>21-402-482</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>Plastic consumable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TissueLyser II</td>
			<td>85300</td>
			<td>QIAGEN</td>
			<td>Homogenization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TrueBlue Peroxidase Substrate Kit, 200mL</td>
			<td>5510-0030</td>
			<td>Seracare</td>
			<td>Developing solution for focus forming assay</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vero</td>
			<td>CCL-81</td>
			<td>American Type Culture Collection</td>
			<td>Mammalian cell line to amplify virus and conduct infectious assay</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vero C1008 [Vero 76, clone E6, Vero E6]</td>
			<td>CRL-1586</td>
			<td>American Type Culture Collection</td>
			<td>Mammalian cell line to amplify virus and conduct infectious assay</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

vector competence analyses on aedes aegypti mosquitoes using zika virus

Die vorgestellten Verfahren beschreiben eine verallgemeinerte Methodik zur Infektion von Aedes aegypti-Mücken mit dem Zika-Virus unter Laborbedingungen, um die Infektionsrate, die disseminierte Infektion und die mögliche Übertragung des Virus in der betreffenden Mückenpopulation zu bestimmen. Diese Verfahren werden weltweit mit verschiedenen Modifikationen in der Vektorkompetenzbewertung eingesetzt. Sie sind wichtig für die Bestimmung der potenziellen Rolle, die eine bestimmte Mücke (dh Art, Population, Individuum) bei der Übertragung eines bestimmten Erregers spielen kann.

Drei Populationen von Ae. aegypti aus Amerika (Salvador, Brasilien; die Dominikanische Republik; und das Rio Grande Valley, TX, USA) wurden einem Ausbruchsstamm von ZIKV aus Amerika (ZIKV Mex 1-7, Chiapas State, Mexiko, 2015) über eine Reihe von Blutmehltitern (4, 5 und 6 log10 FFU / ml) ausgesetzt, die in einem gewaschenen künstlichen Blutmehl auf der Basis von menschlichen Erythrozyten präsentiert wurden. An den Tagen 2, 4, 7, 10 und 14 nach der Infektion wurden Untergruppen von Moskitos verarbei...

Watch this Scientific Journal Video about Vector Competence Analyses on Aedes aegypti Mosquitoes using Zika Virus at JoVE.com

Vector Competence Analyses on Aedes aegypti Mosquitoes using Zika Virus

Das vorgestellte Protokoll kann die Vektorkompetenz von Aedes aegypti-Mückenpopulationen für ein bestimmtes Virus, wie Zika, in einer Containment-Umgebung bestimmen.

Vektorkompetenzanalysen an Aedes aegypti Mücken mit Zika-Virus

The procedures presented describe a generalized methodology to infect Aedes aegypti mosquitoes with Zika virus under laboratory conditions to determine ...

vector-competence-analyses-on-aedes-aegypti-mosquitoes-using-zika

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Vector Competence Analyses on Aedes aegypti Mosquitoes using Zika Virus

2.9K Aufrufe.  University of Texas Medical Branch. Das vorgestellte Protokoll kann die Vektorkompetenz von Aedes aegypti-Mückenpopulationen für ein bestimmtes Virus, wie Zika, in einer Containment-Umgebung bestimmen.

Serie: Vector Competence Analyses on Aedes aegypti Mosquitoes using Zika Virus

A Calcium Bioluminescence Assay for Functional Analysis of Mosquito (Aedes aegypti) and Tick (Rhipicephalus microplus) G Protein-coupled Receptors

Arthropod hormone receptors are potential targets for novel pesticides as they regulate many essential physiological and behavioral processes. The majority of them belong to the superfamily of G protein-coupled receptors (GPCRs). We have focused on characterizing arthropod kinin receptors from the tick and mosquito. Arthropod kinins are multifunctional neuropeptides with myotropic, diuretic, and neurotransmitter function. Here, a method for systematic analyses of structure-activity relationships of insect kinins on two heterologous kinin receptor-expressing systems is described. We provide important information relevant to the development of biostable kinin analogs with the potential to disrupt the diuretic, myotropic, and/or digestive processes in ticks and mosquitoes.
The kinin receptors from the southern cattle tick, Boophilus microplus (Canestrini), and the mosquito Aedes aegypti (Linnaeus), were stably expressed in the mammalian cell line CHO-K1. Functional analyses of these receptors were completed using a calcium bioluminescence plate assay that measures intracellular bioluminescence to determine cytoplasmic calcium levels upon peptide application to these recombinant cells. This method takes advantage of the aequorin protein, a photoprotein isolated from luminescent jellyfish. We transiently transfected the aequorin plasmid (mtAEQ/pcDNA1) in cell lines that stably expressed the kinin receptors. These cells were then treated with the cofactor coelenterazine, which complexes with intracellular aequorin. This bond breaks in the presence of calcium, emitting luminescence levels indicative of the calcium concentration. As the kinin receptor signals through the release of intracellular calcium, the intensity of the signal is related to the potency of the peptide.
This protocol is a synthesis of several previously described protocols with modifications; it presents step-by-step instructions for the stable expression of GPCRs in a mammalian cell line through functional plate assays (Staubly et al., 2002 and Stables et al., 1997). Using this methodology, we were able to establish stable cell lines expressing the mosquito and the tick kinin receptors, compare the potency of three mosquito kinins, identify critical amino acid positions for the ligand-receptor interaction, and perform semi-throughput screening of a peptide library. Because insect kinins are susceptible to fast enzymatic degradation by endogenous peptidases, they are severely limited in use as tools for pest control or endocrinological studies. Therefore, we also tested kinin analogs containing amino isobutyric acid (Aib) to enhance their potency and biostability. This peptidase-resistant analog represents an important lead in the development of biostable insect kinin analogs and may aid in the development of neuropeptide-based arthropod control strategies.

A Calcium Bioluminescence Assay for Functional Analysis of Mosquito Aedes aegypti and Tick Rhipicephalus microplus G Protein-coupled Receptors

This protocol provides instructions for clonal-cell line selection and a calcium bioluminescence assay to analyze the structure-activity relationships of synthesized arthropod neuropeptides on their cognate GPCRs. This assay can be used for receptor deorphanization and structure-activity relationship studies for synthetic analog design and peptide/drug-lead discovery.

Ein Calcium Biolumineszenzassay für die funktionelle Analyse von Mosquito ( Aedes aegypti) Und Tick ( Rhipicephalus microplus) G-Protein gekoppelten Rezeptoren

Arthropod hormone receptors are potential targets for novel pesticides as they regulate many essential physiological and behavioral processes.  The ...

Forschung

Immunologie und Infektion

A Protocol for Collecting and Staining Hemocytes from the Yellow Fever Mosquito Aedes aegypti

Mosquitoes are vectors for a number of disease-causing pathogens such as the yellow fever virus, malaria parasites and filarial worms. Laboratories are investigating anti-pathogen components of the innate immune system in disease vector species in the hopes of generating transgenic mosquitoes that are refractory to such pathogens1, 2. The innate immune system of mosquitoes consists of several lines of defense 3. Pathogens that manage to escape the barrier imposed by the epithelium-lined mosquito midgut 4 enter the hemolymph and encounter circulating hemocytes, important cellular components that encapsulate and engulf pathogens 5, 6. Researchers have not found evidence for hematopoietic tissues in mosquitoes and current evidence suggests that the number of hemocytes is fixed at adult emergence and numbers may actually decline as the mosquito ages 7. The ability to properly collect and identify hemocytes from medically important insects is an essential step for studies in cellular immunity. However, the small size of mosquitoes and the limited volume of hemolymph pose a challenge to collecting immune cells. 
Two established methods for collecting mosquito hemocytes include expulsion of hemolymph from a cut proboscis 8, and volume displacement (perfusion), in which saline is injected into the membranous necklike region between the head and thorax (i.e., cervix) and the perfused hemolymph is collected from a torn opening in a distal region of the abdomen 9, 10. These techniques, however, are limited by low recovery of hemocytes and possible contamination by fat body cells, respectively 11. More recently a method referred to as high injection/recovery improved recovery of immunocytes by use of anticoagulant buffers while reducing levels of contaminating scales and internal tissues 11. While that method allows for an improved method of collecting and maintaining hemocytes for primary culture, it entails a number of injection and collecting steps that are not necessary if the downstream goal is to collect, fix and stain hemocytes for diagnostics. Here, we demonstrate our method of collecting mosquito hemolymph that combines the simplicity of perfusion, using anticoagulant buffers in place of saline solution, with the accuracy of high injection techniques to isolate clean preparations of hemocytes in Aedes mosquitoes.

A Protocol for Collecting and Staining Hemocytes from the Yellow Fever Mosquito Aedes aegypti

A simplified yet accurate method to collect and stain mosquito hemocytes is described. Our method combines the simplicity of perfusion with the accuracy of high injection techniques to isolate clean preparations of hemocytes in Aedes mosquitoes. This method facilitates studies requiring knowledge of the types of hemocytes and their abundance.

Ein Protokoll für die Erfassung und Färbung Blutzellen aus dem Gelbfiebermücke Aedes aegypti</em

 Mosquitoes are vectors for a number  of disease-causing pathogens such as the yellow fever virus, malaria parasites  and filarial worms. Laboratories are ...

Detection of Infectious Virus from Field-collected Mosquitoes by Vero Cell Culture Assay

Mosquitoes transmit a number of distinct viruses including important human pathogens such as West Nile virus, dengue virus, and chickungunya virus. Many of these viruses have intensified in their endemic ranges and expanded to new territories, necessitating effective surveillance and control programs to respond to these threats. One strategy to monitor virus activity involves collecting large numbers of mosquitoes from endemic sites and testing them for viral infection. In this article, we describe how to handle, process, and screen field-collected mosquitoes for infectious virus by Vero cell culture assay. Mosquitoes are sorted by trap location and species, and grouped into pools containing &le;50 individuals. Pooled specimens are homogenized in buffered saline using a mixer-mill and the aqueous phase is inoculated onto confluent Vero cell cultures (Clone E6). Cell cultures are monitored for cytopathic effect from days 3-7 post-inoculation and any viruses grown in cell culture are identified by the appropriate diagnostic assays. By utilizing this approach, we have isolated 9 different viruses from mosquitoes collected in Connecticut, USA, and among these, 5 are known to cause human disease. Three of these viruses (West Nile virus, Potosi virus, and La Crosse virus) represent new records for North America or the New England region since 1999. The ability to detect a wide diversity of viruses is critical to monitoring both established and newly emerging viruses in the mosquito population.

We describe a method to process and screen field-collected mosquitoes for a diversity of viruses by Vero cell culture assay. By employing this technique, we have detected 9 different viruses from 4 taxonomic families in mosquitoes collected in Connecticut.

Nachweis von infektiösen Viren aus Field-gesammelt Moskitos von Vero Cell Culture Assay

Mosquitoes transmit a number of distinct viruses including important human pathogens such as West Nile virus, dengue virus, and chickungunya virus. Many ...

Hybridization in situ of Salivary Glands, Ovaries, and Embryos of Vector Mosquitoes

Mosquitoes are vectors for a diverse set of pathogens including arboviruses, protozoan parasites and nematodes. Investigation of transcripts and gene regulators that are expressed in tissues in which the mosquito host and pathogen interact, and in organs involved in reproduction are of great interest for strategies to reduce mosquito-borne disease transmission and disrupt egg development. A number of tools have been employed to study and validate the temporal and tissue-specific regulation of gene expression. Here, we describe protocols that have been developed to obtain spatial information, which enhances our understanding of where specific genes are expressed and their products accumulate. The protocol described has been used to validate expression and determine accumulation patterns of transcripts in tissues related to mosquito-borne pathogen transmission, such as female salivary glands, as well as subcellular compartments of ovaries and embryos, which relate to mosquito reproduction and development. 
 The following procedures represent an optimized methodology that improves the efficiency of various steps in the protocol without loss of target-specific hybridization signals. Guidelines for RNA probe preparation, dissection of soft tissues and the general procedure for fixation and hybridization are described in Part A, while steps specific for the collection, fixation, pre-hybridization and hybridization of mosquito embryos are detailed in Part B.

Hybridization in situ of Salivary Glands, Ovaries, and Embryos of Vector Mosquitoes

Temporal and spatial gene expression analyses have a crucial role in functional genomics. Whole-mount hybridization in situ is useful for determining the localization of transcripts within tissues and subcellular compartments. Here we outline a hybridization in situ protocol with modifications for specific target tissues in mosquitoes.

Hybridisierung<em&gt; In-situ-</em&gt; Der Speicheldrüsen, Ovarien und Embryonen von Vektor-Mücken

Mosquitoes are vectors for a diverse set of pathogens including arboviruses, protozoan parasites and nematodes.  Investigation of transcripts and gene ...

Zika Virus Infectious Cell Culture System and the In Vitro Prophylactic Effect of Interferons

Zika Virus (ZIKV) is an emerging pathogen that is linked to fetal developmental abnormalities such as microcephaly, eye defects, and impaired growth. ZIKV is an RNA virus of the Flaviviridae family. ZIKV is mainly transmitted by mosquitoes, but can also be spread by maternal to fetal vertical transmission as well as sexual contact. To date, there are no reliable treatment or vaccine options available to protect those infected by the virus. The development of a reproducible, effective Zika virus infectious cell culture system is critical for studying the molecular mechanisms of ZIKV replication as well as drug and vaccine development. In this regard, a protocol describing a mammalian cell-based in vitro Zika virus culture system for viral production and growth analysis is reported here. Details on the formation of plaques by Zika virus on a cell monolayer and plaque assay for measuring viral titer are presented. Viral genome replication kinetics and double-stranded RNA genome replicatory intermediates are determined. This culture platform was utilized to screen against a library of a small set of cytokines resulting in the identification of interferon-&#945; (IFN-&#945;), IFN-&#946; and IFN-&#947; as potent inhibitors of Zika viral growth. In summary, an in vitro infectious Zika viral culture system and various virological assays are demonstrated in this study, which has the potential to greatly benefit the research community in elucidating further the mechanisms of viral pathogenesis and the evolution of viral virulence. Antiviral IFN-alpha can further be evaluated as a prophylactic, post-exposure prophylactic, and treatment option for Zika virus infections in high-risk populations, including infected pregnant women.

Zika Virus Infectious Cell Culture System and the In Vitro Prophylactic Effect of Interferons

Zika Virus (ZIKV), an emerging pathogen, is linked to fetal developmental abnormalities and microcephaly. The establishment of an effective infectious cell culture system is crucial for studies of ZIKV replication as well as vaccine and drug development. In this study, various virological assays pertaining to ZIKV are illustrated and discussed.

Zika Virus Infectious Zellkultursystem und die<em&gt; In Vitro</em&gt; Prophylaktische Wirkung von Interferonen

Zika Virus (ZIKV) is an emerging pathogen that is linked to fetal developmental abnormalities such as microcephaly, eye defects, and impaired growth. ZIKV ...

Rescue and Characterization of Recombinant Virus from a New World Zika Virus Infectious Clone

Infectious cDNA clones allow for genetic manipulation of a virus, thus facilitating work on vaccines, pathogenesis, replication, transmission and viral evolution. Here we describe the construction of an infectious clone for Zika virus (ZIKV), which is currently causing an explosive outbreak in the Americas. To prevent toxicity to bacteria that is commonly observed with flavivirus-derived plasmids, we generated a two-plasmid system which separates the genome at the NS1 gene and is more stable than full-length constructs that could not be successfully recovered without mutations. After digestion and ligation to join the two fragments, full-length viral RNA can be generated by in vitro transcription with T7 RNA polymerase. Following electroporation of transcribed RNA into cells, virus was recovered that exhibited similar in vitro growth kinetics and in vivo virulence and infection phenotypes in mice and mosquitoes, respectively.

This protocol describes the recovery of infectious Zika virus from a two-plasmid infectious cDNA clone.

Rettung und Charakterisierung des rekombinanten Virus aus einer neuen Welt Zika Virus Infectious Clone

Infectious cDNA clones allow for genetic manipulation of a virus, thus facilitating work on vaccines, pathogenesis, replication, transmission and viral ...

Zika Virus Specific Diagnostic Epitope Discovery

High-density peptide microarrays allow screening of more than six thousand peptides on a single standard microscopy slide. This method can be applied for drug discovery, therapeutic target identification, and developing of diagnostics. Here, we present a protocol to discover specific Zika virus (ZIKV) diagnostic peptides using a high-density peptide microarray. A human serum sample validated for ZIKV infection was incubated with a high-density peptide microarray containing the entire ZIKV protein translated into 3,423 unique 15 linear amino acid (aa) residues with a 14-aa residue overlap printed in duplicate. Staining with different secondary antibodies within the same array, we detected peptides that bind to Immunoglobulin M (IgM) and Immunoglobulin G (IgG) antibodies present in serum. These peptides were selected for further validation experiments. In this protocol, we describe the strategy followed to design, process, and analyze a high-density peptide microarray.

In this protocol, we describe a technique to discover Zika virus specific diagnostic peptides using a high-density peptide microarray. This protocol can readly be adapted for other emerging infectious diseases.

Zika-Virus spezifische diagnostische Epitop Entdeckung

High-density peptide microarrays allow screening of more than six thousand peptides on a single standard microscopy slide. This method can be applied for ...

A Simple Flow Cytometry Based Assay to Determine In Vitro Antibody Dependent Enhancement of Dengue Virus Using Zika Virus Convalescent Serum

Antibody dependent enhancement of infection has been shown to play a major role in Dengue viral pathogenesis. Traditional assays that measure the capacity of antibodies or serum to enhance infection in impermissible cell lines have relied on using viral output in the media followed by plaque assays to quantify infection. More recently, these assays have examined Dengue virus (DENV) infection in the cell lines using fluorescently labeled antibodies. Both these approaches have limitations that restrict the widespread use of these techniques. Here, we describe a simple in vitro assay using Dengue virus reporter viral particles (RVPs) that express green fluorescent protein and K562 cells to examine antibody dependent enhancement (ADE) of DENV infection using serum that was obtained from rhesus macaques 16 weeks after infection with Zika virus (ZIKV). This technique is reliable, involves minimal manipulation of cells, does not involve the use of live replication competent virus, and can be performed in a high throughput format to get a quantitative readout using flow cytometry. Additionally, this assay can be easily adapted to examine antibody dependent enhancement (ADE) of other flavivirus infections such as Yellow Fever virus (YFV), Japanese Equine Encephalitis virus (JEEV), West Nile virus (WNV) etc. where RVPs are available. The ease of setting up the assay, analyzing the data, and interpreting results makes it highly amenable to most laboratory settings.

A Simple Flow Cytometry Based Assay to Determine In Vitro Antibody Dependent Enhancement of Dengue Virus Using Zika Virus Convalescent Serum

We describe a simple and easy protocol for measuring antibody dependent enhancement of infection by Zika virus convalescent serum using Dengue virus Reporter Viral Particles.

Eine einfache Durchflusszytometrie basierten Test um festzustellen, In-vitro- Antikörper abhängige Verbesserung des Dengue-Virus mit Zika-Virus genesenden Serum

Antibody dependent enhancement of infection has been shown to play a major role in Dengue viral pathogenesis. Traditional assays that measure the capacity ...

Quantification of Antibody-dependent Enhancement of the Zika Virus in Primary Human Cells

The recent emergence of the flavivirus Zika and neurological complications, such as Guillain-Barr&#233; syndrome and microcephaly in infants, has brought serious public safety concerns. Among the risk factors, antibody-dependent enhancement (ADE) poses the most significant threat, as the recent re-emergence of the Zika virus (ZIKV) is primarily in areas where the population has been exposed and is in a state of pre-immunity to other closely related flaviviruses, especially dengue virus (DENV). Here, we describe a protocol for quantifying the effect of human serum antibodies against DENV on ZIKV infection in primary human cells or cell lines.

We describe a method to evaluate the effect of pre-existing immunity against dengue virus on the Zika virus infection by using human serum, primary human cells, and infection quantification by quantitative real-time polymerase chain reaction.

Quantifizierung der Antikörper-abhängige Verstärkung der Zika-Virus in primären humanen Zellen

The recent emergence of the flavivirus Zika and neurological complications, such as Guillain-Barr&#233; syndrome and microcephaly in infants, has brought ...

Rescue of Recombinant Zika Virus from a Bacterial Artificial Chromosome cDNA Clone

The association of Zika virus (ZIKV) infection with neurological complications during the recent worldwide outbreak and the lack of approved vaccines and/or antivirals have underscored the urgent need to develop ZIKV reverse genetic systems to facilitate the study of ZIKV biology and the development of therapeutic and/or prophylactic approaches. However, like with other flaviviruses, the generation of ZIKV full-length infectious cDNA clones has been hampered due to the toxicity of viral sequences during its amplification in bacteria. To overcome this problem, we have developed a nontraditional approach based on the use of bacterial artificial chromosomes (BACs). Using this approach, the full-length cDNA copy of the ZIKV strain Rio Grande do Norte Natal (ZIKV-RGN) is generated from four synthetic DNA fragments and assembled into the single-copy pBeloBAC11 plasmid under the control of the human cytomegalovirus (CMV) immediate-early promoter. The assembled BAC cDNA clone is stable during propagation in bacteria, and infectious recombinant (r)ZIKV is recovered in Vero cells after transfection of the BAC cDNA clone. The protocol described here provides a powerful technique for the generation of infectious clones of flaviviruses, including ZIKV, and other positive-strand RNA viruses, particularly those with large genomes that have stability problems during bacterial&#160;propagation.

The recent epidemic of Zika virus highlights the importance of establishing reverse genetic approaches to develop vaccines and/or therapeutic strategies. Here, we describe the protocol to rescue an infectious recombinant Zika virus from a full-length cDNA clone assembled in a bacterial artificial chromosome under the control of the human cytomegalovirus immediate-early promoter.

Rettung des rekombinanten Zika-Virus aus einem bakteriellen künstlichen Chromosom cDNA-Klon

The association of Zika virus (ZIKV) infection with neurological complications during the recent worldwide outbreak and the lack of approved vaccines ...