Diese Arbeit wurde durch den National Institutes of Health Grant GM118085 und teilweise durch die Robert Welch Foundation (Grant F-1811 an R.M.H.) unterstützt.

1. Isolierung von Suppressormutanten in motilitätsarmen Stämmen
HINWEIS: Verwenden Sie diese Methode als umfassenden "Catch-All", um die allgemeine Art des Motilitätsdefekts zu identifizieren.
<ol><li>Soft-Agar-Plattenzubereitung HINWEIS: Weich-Agar, auch als Motilitäts- oder Schwimm-Agar bezeichnet, ist ein Agar mit niedrigem Prozentsatz (~ 0,2-0,35% w / v), das seit langem zur Untersuchung von Chemotaxis31,32verwendet wird.<ol>
<li>3 g Bacto-Agar (0,3% w/v) und 20 g LB in einen 2 L Rundkolben geben. 1 L ddH2O (doppelt destilliertes Wasser) in denKolbengeben und die Suspension mit einem Rührstab und einer magnetischen Rührplatte gleichmäßig mischen.</li>
		<li>Autoklav für 20 min bei 121 °C.</li>
		<li>Mit der Stange/Platte wie oben beschrieben mit sanftem Rühren abkühlen lassen. Wenn die Temperatur etwa 50 °C erreicht, gießen Sie 25 ml in sterile Petrischalen (100 mm x 15 mm) und lassen Sie das geschmolzene Agar mindestens 1 h lang mit Deckel einstellen, um es innerhalb von 16 h zu verwenden.</li>
	</ol></li>
	<li>Kulturvorbereitung, Impfung und Isolierung von Suppressormutanten HINWEIS: E. coli, die in der Mitte nährstoffreicher Medien geimpft sind, die mit weichem Agar verfestigt sind, verbrauchen Nährstoffe lokal und erzeugen einen Nährstoffgradienten, dem sie folgen. Wenn sie sich nach außen bewegen, erscheinen definierte "Ringe" (Abbildung 1A), die mit bestimmten Chemoattraktantien verwandt sind, auf die die Bakterien reagieren. Defekte im Chemotaxis-System oder in strukturellen Komponenten des Flagellenmotors können die Leistung in diesem Assay beeinträchtigen. Oft entstehen Mutanten mit einem Motilitätsvorteil während des Screenings und können von einzelnen oder von mehreren Punkten entlang der Peripherie des Rings gesehen werden, von wo aus sie "ausflackern"(Abbildung 1C). Man wird feststellen, dass der äußerste Rand der Schwimmfront leicht mit dem unbesiellten jungfräulichen weichen Agar kontrastiert.<ol>
<li>Über Nacht Kulturen des gewünschten motilitätsarmen Stammes in 5 ml Lennoxbrühe (LB; 10 g/L Trypton, 5 g/L Hefeextrakt und 5 g/L NaCl, Materialtabelle)bei horizontalem Schütteln (220 U/a.m) züchten. Am folgenden Tag Subkultur (1:100 Verdünnung) in frischer LB, unter den gleichen Bedingungen bis zur exponentiellen Phase (OD600 von 0,6) wachsend.</li>
		<li>6 μL der Kultur werden mit einer Pipette in die Mitte einer Soft-Agar-Platte (1.1) geimpft und die beladene sterile Spitze in das Agar gedrückt, um den Inhalt vorsichtig auszustoßen. Übergabe auf 30 °C und Inkubation (Abbildung 1B), bis Motilitäts-"Fackeln" sichtbar sind, die vom Impfpunkt oder der Peripherie der Motilitätsringe ausgehen, typischerweise in 24-36 h (Abbildung 1C). HINWEIS: Bei Motilitätstests wird ein Wildtypstamm neben den mutierten Isolaten zum Vergleich geimpft. Dieser Wildtyp-Stamm zeigt die charakteristischen konzentrischen chemotaktischen Ringe (Abbildung 1A) und füllt die Platte innerhalb von 8-10 h.</li>
		<li>Verwenden Sie eine sterile Drahtschlaufe, um die Zellen aus der "Flare" -Region zu heben und einzelne Kolonien auf eine LB-Hartagarplatte zu reinigen (LB wie oben vorbereitet, erstarrt mit 15 g / L Bacto-Agar).</li>
		<li>Wählen Sie einzelne Kolonien mit einer sterilen Drahtschlaufe aus der Streifenplatte und reinigen Sie sie erneut, indem Sie für einzelne Kolonien streifen, um die Isolierung eines "reinen" Kolonieisolats zu gewährleisten.</li>
	</ol></li>
	<li>Bestätigung und Charakterisierung von Suppressormutanten
	<ol>
<li>Vergewissern Sie sich, dass die isolierte(n) Suppressormutante(n) die Motilität wiederhergestellt haben. Bereiten Sie Weichagarplatten (1.1) und Kulturen für interessante Stämme (wie in 1.2.1) vor, einschließlich Wildtyp und des beginnenden "Motilitätsmangel"-Stammes zum Vergleich.</li>
		<li>Die Platten impfen (wie in 1.2.2) und bei 30 °C für 8-10 h inkubieren.</li>
		<li>Zeichnen Sie den Durchmesser des äußersten Rings (Rand des Kreises) auf und vergleichen Sie, um festzustellen, welche der Isolate die Motilität im Wesentlichen wiederhergestellt haben. HINWEIS: Es wird empfohlen, Platten während des gesamten Zeitraums des Experiments zu fotografieren. Für beste Ergebnisse verwenden Sie ein "Eimer Licht" Gerät30, wo eine Digitalkamera über einer Lichtquelle für eine bessere Beleuchtung montiert ist, um den Durchmesser der Schwimmkolonie zu messen und sie von unkolonisiertem Agar zu unterscheiden.</li>
		<li>Die Probanden verifizierten Isolate für WGS nach Bedarf, was eine ausreichende "Sequenzabdeckung" ermöglicht, um die Mutationen, die die Wildtypfunktion wiederherstellten, positiv zu identifizieren.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Quantifizierung des motorischen Verhaltens von Flagellen durch Zellanbindeung
HINWEIS: Verwenden Sie diese Methode, wenn das normale Run-Tumble-Verhalten (Chemotaxis) beeinträchtigt zu sein scheint.
<ol><li>
Kulturvorbereitung und Flagellenscherung
	<ol>
<li>Bereiten Sie eine exponentielle Phasenkultur des interessierenden Stammes vor, wie in Schritt 1.2.1 beschrieben.</li>
		<li>Pellet 10 mL Zellen durch Zentrifugation bei 2.000 x g für 3 min vor dem Wiederauffüllen in 10 mL filtersterilisiertem Motilitätspuffer (MB; 10 mM Kaliumphosphatpuffer [0,0935 MK2HPO4,0,0065 M KH2PO4, pH 7,0], 0,1 mM EDTA [pH 7,0], 10 mM NaCl, 75 mM KCl). HINWEIS: MB unterstützt die Motilität, aber nicht das Bakterienwachstum</li>
		<li>Wiederholen Sie Schritt 2.1.2 noch zwei weitere Male, bevor Sie das endgültige Pellet in 1 ml MB erneut verwenden.</li>
		<li>Die Zellsuspension in eine 1-ml-Spritze überführen und am Ende eine 23G-Nadel befestigen. Stellen Sie eine identische Spritze / Nadelvorrichtung zusammen und befestigen Sie die beiden zusammen über 6 Zoll Polyethylenschlauch (Innendurchmesser von 0,58 mm), der fest über jeder Nadelspitze ummantelt ist.</li>
		<li>Scheren Sie die Flagellen (sie sind zerbrechlich und brechen leicht), indem Sie die Zellsuspension sanft von einer Spritze zur anderen 50x hin und her geben, mit 1 Min. Pausen zwischen 10 Durchgängen.</li>
		<li>Zentrifugieren Sie die scherten Zellen bei 2.000 x g für 3 min und resuspendieren Sie in einem Endvolumen von 500 μL MB.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Diavorbereitung und Zellanbindeung
	<ol>
<li>Bereiten Sie eine Zellfixierkammer vor, indem Sie einen 18 mm x 18 mm abdeckungsartigen Abdeckr über einen 3 Zoll x 1 Zoll x 1 mm Glasmikroskopobjektträger stapeln, der durch doppelseitiges Klebeband getrennt ist (Abbildung S1).</li>
		<li>Spülen Sie die Kammer mit 0,01% (w/v) Polylysinlösung, indem Sie sie auf die Oberseite der Kammer auftragen. Neigen Sie den unteren Rand (den Abdeckrbündchen bündig mit dem Objektträger) auf einen Taskwischer (Seidenpapier), um die Lösung durch die Kammer zu ziehen (Abbildung S1). Dann bei Raumtemperatur für 10 min inkubieren.</li>
		<li>Waschen Sie die Kammer dreimal mit 40 μL MB wie in Schritt 2.2.2 beschrieben</li>
		<li>40 μL der scherten Zellsuspension (oben vorbereitet) an die Oberseite der Kammer geben und bei Raumtemperatur für 10 Minuten inkubieren, damit sich die Zellen am Abdeckr anheften können.</li>
		<li>Spülen Sie die Kammer vorsichtig mit 40 μL MB wie in 2.2.3, um nicht befestigte Zellen zu entfernen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Aufzeichnung und Quantifizierung der Zellrotation
	<ol>
<li>Übertragen Sie den mit angebundenen Zellen beladenen Objektträger in den Mikroskopstand.</li>
		<li>Scannen Sie die Population mit Hilfe der Phasenkontrastmikroskopie und eines 100-fachen Objektivs nach Zellen, die an Ort und Stelle fixiert sind und sich um eine einzige Achse drehen, d. H. Glatte Rotationen an einem festen Punkt, anstatt sich in einem Winkel zu präsentieren, in dem sich die Zelle in und aus dem Fokus bewegt (Video 1).</li>
		<li>Verwenden Sie ein handelsübliches Mikroskop und die zugehörige Kamera. Öffnen Sie die zugehörige Software, stellen Sie sicher, dass die interessierendsten Zellen im Fokus sind, und klicken Sie auf die Videoaufnahme, um die Zellrotation für eine Minute (bei 10 Bildern pro Sekunde oder höher) aufzuzeichnen.</li>
		<li>Quantifizieren Sie bei der Videowiedergabe die Anzahl der vollständigen Umdrehungen pro Minute und die Häufigkeit, mit der die Zelle die Richtung ändert (Schaltfrequenz). HINWEIS: Rotationsgeschwindigkeiten und Schaltfrequenzen können zu schnell sein, um mit dem Auge gemessen zu werden, daher wird empfohlen, Videosoftware zu verwenden, die eine langsame / feine Wiedergabe bietet, oder ein automatisiertes Softwaresystem zur Quantifizierung von Rotationsmusternverwendet 33. Eine Alternative wäre, die Viskosität des MB mit Methylcellulose (oder einem ähnlichen Mittel) zu erhöhen, um die Rotation schnellerer Bakterien zu verlangsamen und aufzulösen oder zu kompensieren, wenn Kameras mit niedrigen Bildraten verwendet werden.</li>
		<li>Wiederholen Sie Schritt 2.3.2 mit biologischen Replikaten, um eine Darstellung der interessierenden Population zu erstellen.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Vorbereitung von Schwärmen in einem grenzüberschreitenden Assay
HINWEIS: Verwenden Sie diese Methode, um die Auswirkungen einer Mutation oder eines Zustands auf die Gruppenmotilität zu bewerten. Schwarm-Agar bezieht sich auf Agar, bei dem der Prozentsatz typischerweise höher ist als der von Weichem Agar. Bei weichem Agar (0,3 %) schwimmen die Zellen einzeln im Inneren des Agars. Bei Schwarmagar (0,5% und mehr) bewegen sich Zellen als Gruppe auf der Oberfläche. Während Schwarmplatten wie hier beschrieben verwendet werden müssen, haben Schwimmplatten eine längere Haltbarkeit und können mehrere Tage verwendet werden. Unsere persönliche Präferenz ist es, in 1-2 Tagen zu verwenden.
<ol><li>
Zubereitung von Schwarmagar
	<ol>
<li>5 g Eiken-Agar (0,5 % w/v) und 20 g LB in einen 2-L-Rundkolben geben. 1 L ddH 2 O in denKolbengeben und die Suspension mit Rührstab und magnetischer Rührplatte gleichmäßig mischen.</li>
		<li>Autoklav für 20 min bei 121 °C.</li>
		<li>Mit sanftem Rühren abkühlen lassen, um Luftblasen mit der Stange / Platte wie oben beschrieben zu vermeiden. Bei ca. 50 °C filtersterilisierte Glukose für eine Endkonzentration von 0,5 % hinzufügen.</li>
		<li>25 ml in sterile Petrischalen (100 mm x 15 mm) gießen und mindestens 14 h und nicht mehr als 20 h auf Raumtemperatur einstellen lassen. Nicht für die zukünftige Verwendung aufbewahren.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Impfung und Inkubation von Schwarmplatten
	<ol>
<li>Impfen Sie 6 μL einer mittel exponentiellen Kultur (vorbereitet wie in 1.2), indem Sie auf dem Agar aufflecken.</li>
		<li>Lassen Sie den Deckel für 5-10 min ab und ersetzen Sie ihn, wenn das Inokum in die Agaroberfläche getrocknet ist.</li>
		<li>Bei 30 °C für 8 h inkubieren. Vermeiden Sie die Versuchung, den Schwarmfortschritt zu überprüfen, indem Sie den Deckel entfernen, da dies zum Trocknen des Agars beiträgt und das Schwärmen beeinträchtigt. HINWEIS: Die Inkubationszeit kann je nach Stammphänotyp variieren. Einige isolierte Mutationen können die Schwarmfähigkeit beeinträchtigen und erfordern einen reduzierten Prozentsatz an Agar oder eine längere Inkubationszeit.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Erstellung von grenzüberschreitenden Assay-Platten HINWEIS: Dieser Assay verwendet eine modifizierte Petrischale, bei der eine Kunststoffscheide (Grenze) zwei Kammern anstelle einer erzeugt(Abbildung 2A). Jede Kammer kann unabhängig von der anderen vorbereitet werden und bietet unterschiedliche Bedingungen für das Schwärmen, bevor die beiden "verbunden" werden. Je nach experimentellem Design kann die erste Kammer (links bezeichnet) entweder mit Schwimmagar (0,3% w/v) oder Schwarmagar (0,5% w/v) vorbereitet werden, von wo aus die Bakterien über die Grenze in die rechte Kammer wandern können, die Schwarmagar +/- jede erforderliche Ergänzung oder Herausforderung (z. B. Antibiotika) enthält. Die Migration auf beiden Agaren wird typischerweise gemessen / verglichen, indem der breiteste Durchmesser der Bakterienbesiedlung (von Rand zu Rand) vom ursprünglichen Impfpunkt aufgezeichnet wird.<ol>
<li>Bereiten Sie bei Bedarf Schwimmagar wie in 1.1 beschrieben vor.</li>
		<li>Bereiten Sie Schwarmagar wie in 3.1 beschrieben vor.</li>
		<li>Gießen Sie ~ 30 ml Schwarmagar (bei Bedarf mit gewünschter Ergänzung) in die rechte Kammer einer Petrischale mit zwei Fächern (100 mm x 15 mm), bis zu dem Punkt, an dem sie mit dem Kunststoffteiler zwischen den Kammern gleich ist, aber nicht in die linke überläuft (Abbildung 2B).</li>
		<li>Nachdem das Agar ausgehärtet ist, füllen Sie die linke Kammer mit ~ 30 ml Schwimm- oder Schwarmagar, wieder bis zur Kontaktstelle mit der Kunststoffscheide (Abbildung 2C). Bevor es sich festzieht, ziehen Sie das Agar vorsichtig über den Rand, um die beiden Seiten mit einer ~ 1 mm hohen Agarbrücke zu verbinden, die sich über die gesamte Länge der Trennlinie erstreckt (Abbildung 2D).</li>
		<li>Die Platte bei Raumtemperatur (3.1) trocknen lassen. HINWEIS: Eine alternative Methode zur Herstellung einer Brücke besteht darin, das linke Kammeragar trocknen zu lassen und dann langsam ~ 100 μL geschmolzenes Schwarmagar entlang des Kunststoffteilers zu pipetetten, um die beiden Kammern zu überbrücken (3.4). Impfen Sie die Platten in der linken Kammer wie oben beschrieben für Schwimm- (1.2.2) oder Schwarm-Agar (3.2), bevor Sie bei 30 °C für 12-16 h inkubieren oder bis die Schwärme über der rechten Kammer ausreichende Fortschritte gemacht haben, um Vergleiche zwischen interessierenden Stämmen zu ermöglichen.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preiszugeben.

Die Isolierung und Charakterisierung von Suppressormutationen hat erfolgreich dazu beigetragen, Schlüsselkomponenten des Chemotaxis-Systems35,36,37sowie der Motormaschinen selbst zu identifizieren38,39,40. Bei der Verwendung von Protokoll 1 ist es wichtig, mehrere unabhängige Replikate einzubeziehen, um die Isolierung eines großen Sp...

Bakterien verwenden viele Anhängsel zur Bewegung und Ausbreitung in ihren ökologischenNischen 1. Flagellengetriebene Motilität ist die schnellste von diesen, fördert die Besiedlung günstiger Orte als Reaktion auf Umweltsignale und trägt wesentlich zur pathogenen Fähigkeit einiger Artenbei 2,3. Gegeißelte Bakterien können einzeln in flüssiger Schüttung schwimmen oder als Kollektiv über eine halbfeste Oberflächeschwärmen 4. Extrazelluläre Flagellen haften an und werden von in die Membran eingebetteten Rotationsmotoren angetrieben, die die Kraft der Ionengradienten nutzen, um ein Drehmoment zu erzeugen, das eine Rotation1,2,4,5,6,7,8verursacht . Bei E. coli, deren Motoren mit einem konstanten Drehmoment9laufen , kann die Motorleistung in Bezug auf Drehzahl und Umschaltung des Rotors zwischen gegen den Uhrzeigersinn (CCW) und im Uhrzeigersinn (CW) kategorisiert werden. Die CCW-Rotation fördert die Bildung eines kohärenten Flagellenbündels, das die Zelle vorwärts treibt (Run), während ein transienter Schalter in Rotationsrichtung (CW) dazu führt, dass sich das Bündel entweder teilweise oder vollständig10zerlegt und die Zelle ihre Schwimmrichtung neu ausspricht (Tumble). E. coli laufen typischerweise für eine Sekunde und taumeln für eine Zehntelsekunde. Die Schaltfrequenz des Rotors oder "Tumble Bias" wird durch das Chemotaxis-Signalsystem gesteuert, wobei Transmembran-Chemorezeptoren externe chemische Signale erkennen und über Phosphorelay an den Flagellenmotor übertragen, um Läufe als Reaktion auf Lockstoffe zu verlängern oder sie als Reaktion auf toxische Chemikalien zu unterdrücken11,12. Die Schwimmmotilität wird in 0,3% weichem Agar untersucht.
Während des Schwärmens navigieren Bakterien auf einer halbfesten Oberfläche als dichtes Kollektiv, wo Bakterienpackungen in einer kontinuierlichen Wirbelbewegungströmen 2,13,14,15. E. coli-Schwärme zeigen eine veränderte chemosensorische Physiologie (niedrigere Tumble-Bias), höhere Geschwindigkeiten und eine höhere Toleranz gegenüber antimikrobiellen Wirkstoffen über Zellen, die in flüssiger Schüttung schwimmen16,17. Schwärme unterscheiden sich in der Anwendung einer Vielzahl von Strategien, die die Bewegung unterstützen, einschließlich Tensidproduktion, Hyperflagellation und Zelldehnung2. Schwärmen bietet Bakterien einen Wettbewerbsvorteil sowohl im ökologischen als auch im klinischen Umfeld18,19,20. Es gibt zwei Kategorien von Schwarmbakterien: gemäßigte Schwärme, die nur auf Medien schwärmen können, die mit 0,5-0,8% Agar erstarrt sind, und robuste Schwärmer, die über höhere Agarkonzentrationen navigieren können21.
Es gibt eine Vielzahl von Assays, um die Schwimmmotilität und ihre Regulierung zu untersuchen. Wenn sie durch Mutationen oder Umweltbedingungen beeinträchtigt wird, bietet die Motilität selbst eine starke Auswahl für die Identifizierung von Gain-of-Function-Suppressor-Mutationen. Diese Suppressoren können echte Revertanten der ursprünglichen Mutation oder Pseudo-Revertanten sein, bei denen eine zweite Mutation die Funktionalität wiederherstellt. Solche Mutanten können durch Whole Genome Sequencing (WGS) identifiziert werden. Eine Alternative zur unvoreingenommenen Suppressorauswahl ist eine verzerrte gezielte Mutagenesestrategie (z. B. PCR-Mutagenese). Diese Methoden beleuchten oft die Funktion oder Umweltregulation des Motilitätsapparates. Wenn das Ziel darin besteht, die motorische Funktion zu untersuchen, bedeutet die Wiederherstellung der Wildtyp-Motilität, wie sie in weichem Agar gemessen wird, nicht unbedingt auf die Wiederherstellung der Wildtyp-Motorleistung. Der Cell-Tethering-Assay, bei dem Zellen durch ein einzelnes Flagellum an einer Glasoberfläche befestigt werden und anschließend die Rotation des Zellkörpers überwacht wird, kann der erste Assay der Wahl zur Beurteilung des motorischen Verhaltens sein. Obwohl heute ausgefeiltere Methoden zur Überwachung der Motoreigenschaften zur Verfügung stehen, begrenzen die erforderliche Einrichtung von Hochgeschwindigkeitskameras und die Anwendung von Softwarepaketen für die Bewegungsanalyse ihre weit verbreitete Verwendung22,23,24,25. Der Zell-Tethering-Assay erfordert nur, dass die Flagellen geschert werden, so dass die kurzen Filamente an einem Glasobjektträger anhaften, gefolgt von einer Videoaufzeichnung der Rotation des Zellkörpers. Obwohl die aufgezeichneten Motordrehzahlen in diesem Assay aufgrund der hohen Belastung, die der Zellkörper auf das Flagellum ausübt, niedrig sind, hat dieser Assay dennoch zu wertvollen Erkenntnissen über chemotaktische Reaktionen26,27,28,29beigetragen und bleibt ein gültiges Untersuchungsinstrument, wie unten beschrieben.
Die Schwarmmotilität stellt Forscher vor andere Herausforderungen. Die Auswahl von Gain-of-Function-Suppressoren funktioniert nur in Schwärmen, die reichlich Tenside produzieren und leichtschwärmen 13. Tensid-Nichtproduzenten wie E. coli sind anspruchsvoll in Bezug auf die Wahl des Agars, die Medienzusammensetzung und die Feuchtigkeit der Umgebung2,13,14,21. Sobald die Schwarmbedingungen festgelegt sind, ist der Grenzübergangsassay17 eine nützliche Methode, um die Fähigkeit eines Schwarms zu untersuchen, sich unter neuen/rauen Bedingungen zurechtzufinden. Obwohl sich die unten vorgestellten Protokolle auf E. colibeziehen, können sie leicht für die Anwendung bei anderen Arten angepasst werden.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Reagents&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bacto Dehydrated Agar</td><td>Fisher Scientific</td><td>DF0140-15-4</td><td></td></tr><tr><td>EDTA Disodium Salt, Dihydrate</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-002-786</td><td></td></tr><tr><td>Eiken agar</td><td>Eiken Chemical Co. Japan</td><td>E-MJ00</td><td>Essential for E. coli swarming</td></tr><tr><td>Glucose D (+)</td><td>Fisher Scientific</td><td>410955000</td><td></td></tr><tr><td>LB (Lennox) Broth</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP1427-500</td><td></td></tr><tr><td>Poly-L-lysine Solution (0.1%)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P8920</td><td></td></tr><tr><td>Potassium chloride (KCl)</td><td>Fisher Scientific</td><td>18-605-496</td><td></td></tr><tr><td>Potassium Phosphate monobasic (KH2PO4)</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP362-500</td><td></td></tr><tr><td>Potassium Phosphate dibasic (K2HPO4)</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP363-500</td><td></td></tr><tr><td>Sodium chloride (NaCl)</td><td>Fisher Scientific</td><td>S271-500</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Materials and Equipment&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>CellSense microscope imaging software (V. 1.6)</td><td>Olympus</td><td></td><td>Or equivalent software for microscope used</td></tr><tr><td>Electron Microscopy Sciences Scotch 666 Doube Sided Tape</td><td>Fisher</td><td>50-285-28</td><td></td></tr><tr><td>Frosted microscope slides 3x1x1mm</td><td>Fisher</td><td>12-550-343</td><td></td></tr><tr><td>Olympus BX53 microscope</td><td>Olympus</td><td>BX53</td><td>Any upright or inverted phase microscope can be used</td></tr><tr><td>Petri dishes (100 mm diameter)</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB0875712</td><td>For soft-agar assays</td></tr><tr><td>Polyethylene Nebulizer Capillary Tubing (0.58mm x 99mm 3.0m)</td><td>Perkin Elmer</td><td>9908265</td><td></td></tr><tr><td>Round Petri Dish with 2 Compartments</td><td>VWR</td><td>89200-944</td><td>For border-crossing assays</td></tr><tr><td>Safety Hypodermic Needles (23G)</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-826A</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Syringe - 1 mL</td><td>Fisher scientific</td><td>14-955-450</td><td></td></tr><tr><td>Task/Tissue wipes</td><td>Fisher scientific</td><td>06-666</td><td>Or equivalent single use tissue wipes</td></tr><tr><td>VWR micro cover-glass 18x18mm</td><td>VWR</td><td>48366205</td><td></td></tr><tr><td>XM10 camera</td><td>Olympus</td><td>XM10</td><td>Or equivalent microscope camera</td></tr></tbody></table>

investigating flagella-driven motility in escherichia coli by applying three established techniques in a series

Die Motilität ist entscheidend für das Überleben und den Erfolg vieler Bakterienarten. Es gibt viele Methoden, um die Motilität zu nutzen, um Signalwege zu verstehen, die Funktion und den Aufbau von Flagellenteilen aufzuklären und Bewegungsmuster zu untersuchen und zu verstehen. Hier demonstrieren wir eine Kombination von drei dieser Methoden. Die Motilität in weichem Agar ist die älteste und bietet eine starke Auswahl für die Isolierung von Gain-of-Function-Suppressor-Mutationen in motilitätseingeschränkten Stämmen, bei denen die Motilität durch eine zweite Mutation wiederhergestellt wird. Die Zellanbindetechnik, die zuerst verwendet wurde, um die rotierende Natur des Flagellenmotors zu demonstrieren, kann verwendet werden, um den Einfluss von Signaleffektoren auf die Motordrehzahl und ihre Fähigkeit, die Drehrichtung zu wechseln, zu bewerten. Der "Grenzübertritts"-Assay ist neuer, bei dem schwimmende Bakterien darauf vorbereitet werden können, sich kollektiv als Schwarm zu bewegen. In Kombination stellen diese Protokolle einen systematischen und leistungsfähigen Ansatz dar, um Komponenten der Motilitätsmaschinerie zu identifizieren und ihre Rolle in verschiedenen Facetten des Schwimmens und Schwärmens zu charakterisieren. Sie können leicht angepasst werden, um die Motilität bei anderen Bakterienarten zu untersuchen.

Die Isolierung von Pseudo-Revertanten in einem E. coli-Stamm, dessen Motilität durch hohe Konzentrationen des Signalmoleküls c-di-GMP beeinträchtigt wird, wurde in neueren Arbeiten aus unserem Labor34detailliert beschrieben. Dieser Stamm (JP1442) wies zwei Mutationen auf:Δ yhjH und ΔycgR. YhjH ist die aktivste Phosphodiesterase, die c-di-GMP in E. coliabbaut. Das Fehlen von YhjH führt zu erhöhten c-di-GMP-Spiegeln und einer Hemmung der Motilität. YcgR is...

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Investigating Flagella-Driven Motility in Escherichia coli by Applying Three Established Techniques in a Series

Viele Bakterien verwenden Flagellen-getriebene Motilität, um ihre Umgebung zu navigieren und eine günstige Umgebung sowohl einzeln als auch als Kollektiv zu besiedeln. Demonstriert wird hier die Verwendung von drei etablierten Methoden, die Die Motilität als Selektionswerkzeug nutzen, um Komponenten / Pfade zu identifizieren, die zur Schwimm- und Schwarmmotilität beitragen.

Untersuchung der Flagellen-getriebenen Motilität in Escherichia coli durch Anwendung von drei etablierten Techniken in einer Serie

Motility is crucial to the survival and success of many bacterial species. Many methodologies exist to exploit motility to understand signaling pathways, ...

investigating-flagella-driven-motility-escherichia-coli-applying

Research

JoVE Journal

Biology

Investigating Flagella-Driven Motility in Escherichia coli by Applying Three Established Techniques in a Series

7.7K Aufrufe.  The University of Texas at Austin. Viele Bakterien verwenden Flagellen-getriebene Motilität, um ihre Umgebung zu navigieren und eine günstige Umgebung sowohl einzeln als auch als Kollektiv zu besiedeln. Demonstriert wird hier die Verwendung von drei etablierten Methoden, die Die Motilität als Selektionswerkzeug nutzen, um Komponenten / Pfade zu identifizieren, die zur Schwimm- und Schwarmmotilität beitragen.

Serie: Investigating Flagella-Driven Motility in Escherichia coli by Applying Three Established Techniques in a Series

Engineering Adherent Bacteria by Creating a Single Synthetic Curli Operon

The method described here consists in redesigning E. coli adherence properties by assembling the minimum number of curli genes under the control of a strong and metal-overinducible promoter, and in visualizing and quantifying the resulting gain of bacterial adherence. This method applies appropriate engineering principles of abstraction and standardization of synthetic biology, and results in the BBa_K540000 Biobrick (Best new Biobrick device, engineered, iGEM 2011).
The first step consists in the design of the synthetic operon devoted to curli overproduction in response to metal, and therefore in increasing the adherence abilities of the wild type strain. The original curli operon was modified in silico in order to optimize transcriptional and translational signals and escape the "natural" regulation of curli. This approach allowed to test with success our current understanding of curli production. Moreover, simplifying the curli regulation by switching the endogenous complex promoter (more than 10 transcriptional regulators identified) to a simple metal-regulated promoter makes adherence much easier to control.
The second step includes qualitative and quantitative assessment of adherence abilities by implementation of simple methods. These methods are applicable to a large range of adherent bacteria regardless of biological structures involved in biofilm formation. Adherence test in 24-well polystyrene plates provides a quick preliminary visualization of the bacterial biofilm after crystal violet staining. This qualitative test can be sharpened by the quantification of the percentage of adherence. Such a method is very simple but more accurate than only crystal violet staining as described previously 1 with both a good repeatability and reproducibility. Visualization of GFP-tagged bacteria on glass slides by fluorescence or laser confocal microscopy allows to strengthen the results obtained with the 24-well plate test by direct observation of the phenomenon.

The design of a synthetic operon encoding both the secretory apparatus and the structural monomers of curli fibers is described. Overproduction of these amyloids and adherent polymers allows a measurable gain of adherence of the E. coli chassis1. Easy ways to visualize and quantify adherence are explained.

Engineering adhärenten Bakterien durch Schaffung eines einheitlichen Synthetic Curli Operon

The  method described here consists in redesigning E. coli adherence properties by assembling the minimum number of  curli genes under the control of a ...

Forschung

Biotechnik

A Microfluidic Device for Quantifying Bacterial Chemotaxis in Stable Concentration Gradients

Chemotaxis allows bacteria to approach sources of attractant chemicals or to avoid sources of repellent chemicals. Bacteria constantly monitor the concentration of specific chemoeffectors by comparing the current concentration to the concentration detected a few seconds earlier. This comparison determines the net direction of movement. Although multiple, competing gradients often coexist in nature, conventional approaches for investigating bacterial chemotaxis are suboptimal for quantifying migration in response to concentration gradients of attractants and repellents. Here, we describe the development of a microfluidic chemotaxis model for presenting precise and stable concentration gradients of chemoeffectors to bacteria and quantitatively investigating their response to the applied gradient. The device is versatile in that concentration gradients of any desired absolute concentration and gradient strength can be easily generated by diffusive mixing. The device is demonstrated using the response of Escherichia coli RP437 to gradients of amino acids and nickel ions.

This protocol describes the development of a microfluidic device for investigating bacterial chemotaxis in stable concentration gradients of chemoeffectors.

Einer mikrofluidischen Vorrichtung zur Quantifizierung von bakteriellen Chemotaxis in Stable Konzentrationsgradienten

Chemotaxis allows bacteria to approach sources of attractant chemicals or to avoid sources of repellent chemicals. Bacteria constantly monitor the ...

Biologie

Visualization of Twitching Motility and Characterization of the Role of the PilG in Xylella fastidiosa

Xylella fastidiosa is a Gram-negative non-flagellated bacterium that causes a number of economically important diseases of plants. The twitching motility provides X. fastidiosa a means for long-distance intra-plant movement and colonization, contributing toward pathogenicity in X. fastidiosa. The twitching motility of X. fastidiosa is operated by type IV pili. Type IV pili of Xylella fastidiosa are regulated by pilG, a chemotaxis regulator in Pil-Chp operon encoding proteins that are involved with signal transduction pathways. To elucidate the roles of pilG in the twitching motility of X. fastidiosa, a pilG-deficient mutant Xf&#916;pilG and its complementary strain Xf&#916;pilG-C containing native pilG were developed. A microfluidic chambers integrated with a time-lapse image recording system was used to observe twitching motility in Xf&#916;pilG, Xf&#916;pilG-C and its wild type strain. Using this recording system, it permits long-term spatial and temporal observations of aggregation, migration of individual cells and populations of bacteria via twitching motility. X. fastidiosa wild type and complementary Xf&#916;pilG-C strain showed typical twitching motility characteristics directly observed in the microfluidic flow chambers, whereas mutant Xf&#916;pliG exhibited the twitching deficient phenotype. This study demonstrates that pilG contributes to the twitching motility of X. fastidiosa. The microfluidic flow chamber is used as a means for observing twitching motility.

Visualization of Twitching Motility and Characterization of the Role of the PilG in Xylella fastidiosa

In this study, a nano-microfluidic flow chamber was employed to visualize and functionally characterize the twitching motility of Xylella fastidiosa, a bacterium that causes Pierce&#39;s disease in grapevine.

Visualisierung von Twitching Motilität und Charakterisierung der Rolle des<em&gt; Pilg</em&gt; in<em&gt; Xylella fastidiosa</em

Xylella fastidiosa is a Gram-negative non-flagellated bacterium that causes a number of economically important diseases of plants. The twitching motility ...

Immunologie und Infektion

Single-Molecule Analysis of Sf9 Purified Superprocessive Kinesin-3 Family Motors

A complex cellular environment poses challenges for single-molecule motility analysis. However, advancement in imaging techniques have improved single-molecule studies and has gained immense popularity in detecting and understanding the dynamic behavior of fluorescent-tagged molecules. Here, we describe a detailed method for&#160;in vitro single-molecule studies of kinesin-3 family motors using Total Internal Reflection Fluorescence (TIRF) microscopy. Kinesin-3 is a large family that plays critical roles in cellular and physiological functions ranging from intracellular cargo transport to cell division to development. We have shown previously that constitutively active dimeric kinesin-3 motors exhibit fast and superprocessive motility with high microtubule affinity at the single-molecule level using cell lysates prepared by expressing motor in mammalian cells. Our lab studies kinesin-3 motors and their regulatory mechanisms using cellular, biochemical and biophysical approaches, and such studies demand purified proteins at a large scale. Expression and purification of these motors using mammalian cells would be expensive and time-consuming, whereas expression in a prokaryotic expression system resulted in significantly aggregated and&#160;inactive protein. To overcome the limitations posed by bacterial purification systems and mammalian cell lysate, we have established a robust Sf9-baculovirus expression system to express and purify these motors. The kinesin-3 motors are C-terminally tagged with 3-tandem fluorescent proteins (3xmCitirine or 3xmCit) that provide enhanced signals and decreased photobleaching. In vitro single-molecule and multi-motor gliding analysis of Sf9 purified proteins demonstrate that kinesin-3 motors are fast and superprocessive akin to our previous studies using mammalian cell lysates. Other applications using these assays include detailed knowledge of oligomer conditions of motors, specific binding partners paralleling biochemical studies, and their kinetic state.

This study details purification of KIF1A(1-393LZ), a member of kinesin-3 family, using Sf9-baculovirus expression system. In vitro single-molecule and multi-motor gliding analysis of these purified motors exhibited robust motility properties comparable to motors from mammalian cell lysate. Thus, Sf9-baculovirus system is amenable to express and purify motor protein of interest.

Einzelmolekülanalyse von Sf9-gereinigten superprozessiven Motoren der Kinesin-3-Familie

A complex cellular environment poses challenges for single-molecule motility analysis. However, advancement in imaging techniques have improved ...

Biochemie

Continuous Measurement of Biological Noise in Escherichia Coli Using Time-lapse Microscopy

The protocol developed here offers a tool to enable computer tracking of Escherichia coli division and fluorescent levels over several hours. The process starts by screening for colonies that survive on minimal media, assuming that only Escherichia coli harboring the correct plasmid will be able to thrive in the specific conditions. Since the process of building large genetic circuits, requiring the assembly of many DNA parts, is challenging, circuit components are often distributed between multiple plasmids at different copy numbers requiring the use of several antibiotics. Mutations in the plasmid can destroy transcription of the antibiotic resistance genes and interject with resources management in the cell leading to necrosis. The selected colony is set on a glass-bottom Petri dish and a few focus planes are selected for microscopy tracking in both bright field and fluorescent domains. The protocol maintains the image focus for more than 12 hours under initial conditions that cannot be regulated, creating a few difficulties. For example, dead cells start to accumulate in the lenses' field of focus after a few hours of imaging, which causes toxins to buildup and the signal to blur and decay. Depletion of nutrients introduces new metabolic processes and hinder the desired response of the circuit. The experiment's temperature lowers the effectivity of inducers and antibiotics, which can further damage the reliability of the signal. The minimal media gel shrinks and dries, and as a result the optical focus changes over time. We developed this method to overcome these challenges in Escherichia coli, similar to previous works developing analogous methods for other micro-organisms. In addition, this method offers an algorithm to quantify the total stochastic noise in unaltered and altered cells, finding that the results are consistent with flow analyzer predictions as shown by a similar coefficient of variation (CV).

Continuous Measurement of Biological Noise in Escherichia Coli Using Time-lapse Microscopy

This work presents a microscopy method that allows live imaging of a single cell of Escherichia coli for analysis and quantification of the stochastic behavior of synthetic gene circuits.

Kontinuierliche Messung des biologischen Rauschens in Escherichia Coli mittels Zeitraffermikroskopie

The protocol developed here offers a tool to enable computer tracking of Escherichia coli division and fluorescent levels over several hours. The process ...

Applying Live Cell Imaging and Cryo-Electron Tomography to Resolve Spatiotemporal Features of the Legionella pneumophila Dot/Icm Secretion System

The Dot/Icm secretion system of Legionella pneumophila is a complex type IV secretion system (T4SS) nanomachine that localizes at the bacterial pole and mediates the delivery of protein and DNA substrates to target cells, a process generally requiring direct cell-to-cell contact. We have recently solved the structure of the Dot/Icm apparatus by cryo-electron tomography (cryo-ET) and showed that it forms a cell envelope-spanning channel that connects to a cytoplasmic complex. Applying two complementary approaches that preserve the native structure of the specimen, fluorescent microscopy in living cells and cryo-ET, allows in situ visualization of proteins and assimilation of the stoichiometry and timing of production of each machine component relative to other Dot/Icm subunits. To investigate the requirements for polar positioning and to characterize dynamic features associated with T4SS machine biogenesis, we have fused a gene encoding superfolder green fluorescent protein to Dot/Icm ATPase genes at their native positions on the chromosome. The following method integrates quantitative fluorescence microscopy of living cells and cryo-ET to quantify polar localization, dynamics, and structure of these proteins in intact bacterial cells. Applying these approaches for studying the Legionella pneumophila T4SS is useful for characterizing the function of the Dot/Icm system and can be adapted to study a wide variety of bacterial pathogens that utilize the T4SS or other types of bacterial secretion complexes.

Applying Live Cell Imaging and Cryo-Electron Tomography to Resolve Spatiotemporal Features of the Legionella pneumophila Dot/Icm Secretion System

Imaging of bacterial cells is an emerging systems biology approach focused on defining static and dynamic processes that dictate the function of large macromolecular machines. Here, integration of quantitative live cell imaging and cryo-electron tomography is used to study Legionella pneumophila type IV secretion system architecture and functions.

Anwendung von Live Cell Imaging und Cryo-Electron Tomography zur Auflösung der raumzeitlichen Merkmale des Legionella pneumophila Dot/Icm Sekretionssystems

The Dot/Icm secretion system of Legionella pneumophila is a complex type IV secretion system (T4SS) nanomachine that localizes at the bacterial pole and ...

Bioprinting-Bakterien in Hydrogel-Matrizen zur Untersuchung von Motilität und Wachstum

3D Printing Bacteria to Study Motility and Growth in Complex 3D Porous Media

Bacteria are ubiquitous in complex three-dimensional (3D) porous environments, such as biological tissues and gels, and subsurface soils and sediments. However, the majority of previous work has focused on studies of cells in bulk liquids or at flat surfaces, which do not fully recapitulate the complexity of many natural bacterial habitats. Here, this gap in knowledge is addressed by describing the development of a method to 3D-print dense colonies of bacteria into jammed granular hydrogel matrices. These matrices have tunable pore sizes and mechanical properties; they physically confine the cells, thus supporting them in 3D. They are optically transparent, allowing for direct visualization of bacterial spreading through their surroundings using imaging. As a proof of this principle, here, the capability of this protocol is demonstrated by 3D printing and imaging non-motile and motile Vibro cholerae, as well as non-motile Escherichia coli, in jammed granular hydrogel matrices with varying interstitial pore sizes.

Autor im Rampenlicht: Untersuchung des bakteriellen Wachstums in 3D-Hydrogel-Matrizen

This protocol describes a procedure for three-dimensional (3D) printing of bacterial colonies to study their motility and growth in complex 3D porous hydrogel matrices that are more akin to their natural habitats than conventional liquid cultures or Petri dishes.

3D-Druck von Bakterien zur Untersuchung von Motilität und Wachstum in komplexen porösen 3D-Medien

Bacteria are ubiquitous in complex three-dimensional (3D) porous environments, such as biological tissues and gels, and subsurface soils and sediments. ...

Generation of Null Mutants to Elucidate the Role of Bacterial Glycosyltransferases in Bacterial Motility

The study of glycosylation in prokaryotes is a rapidly growing area. Bacteria harbor different glycosylated structures on their surface whose glycans constitute a strain-specific barcode. The associated glycans show higher diversity in sugar composition and structure than those of eukaryotes and are important in bacterial-host recognition processes and interaction with the environment. In pathogenic bacteria, glycoproteins have been involved in different stages of the infectious process, and glycan modifications can interfere with specific functions of glycoproteins. However, despite the advances made in the understanding of glycan composition, structure, and biosynthesis pathways, understanding of the role of glycoproteins in pathogenicity or interaction with the environment remains very limited. Furthermore, in some bacteria, the enzymes required for protein glycosylation are shared with other polysaccharide biosynthetic pathways, such as lipopolysaccharide and capsule biosynthetic pathways. The functional importance of glycosylation has been elucidated in several bacteria through mutation of specific genes thought to be involved in the glycosylation process and the study of its impact on the expression of the target glycoprotein and the modifying glycan. Mesophilic Aeromonas have a single and O-glycosylated polar flagellum. Flagellar glycans show diversity in carbohydrate composition and chain length between Aeromonas strains. However, all strains analyzed to date show a pseudaminic acid derivative as the linking sugar that modifies serine or threonine residues. The pseudaminic acid derivative is required for polar flagella assembly, and its loss has an impact on adhesion, biofilm formation, and colonization. The protocol detailed in this article describes how the construction of null mutants can be used to understand the involvement of genes or genome regions containing putative glycosyltransferases in the biosynthesis of a flagellar glycan. This includes the potential to understand the function of the glycosyltransferases involved and the role of the glycan. This will be achieved by comparing the glycan deficient mutant to the wild-type strain.

Here, we describe the construction of null mutants of Aeromonas in specific glycosyltransferases or regions containing glycosyltransferases, the motility assays, and flagella purification performed to establish the involvement and function of their encoded enzymes in the biosynthesis of a glycan, as well as the role of this glycan in bacterial pathogenesis.

Erzeugung von Nullmutanten zur Aufklärung der Rolle bakterieller Glykosyltransferasen in der bakteriellen Motilität

The study of glycosylation in prokaryotes is a rapidly growing area. Bacteria harbor different glycosylated structures on their surface whose glycans ...

Untersuchung der Flagellen-getriebenen Motilität in Escherichia coli durch Anwendung von drei etablierten Techniken in einer Serie

Zusammenfassung

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Visualisierung von Twitching Motilität und Charakterisierung der Rolle des

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3D-Druck von Bakterien zur Untersuchung von Motilität und Wachstum in komplexen porösen 3D-Medien

3D-Druck von Bakterien zur Untersuchung von Motilität und Wachstum in komplexen porösen 3D-Medien

3D-Druck von Bakterien zur Untersuchung von Motilität und Wachstum in komplexen porösen 3D-Medien

Erzeugung von Nullmutanten zur Aufklärung der Rolle bakterieller Glykosyltransferasen in der bakteriellen Motilität