Commencez par porter un masque, un couvre-cheveux et une blouse ou des gommages propres. Ensuite, placez la souris anesthésiée sur une surface propre séparée de la zone chirurgicale et équipez-la d’un cône nasal délivrant 1,5 % d’isoflurane avec 21 % d’oxygène. Injectez ensuite de la buprénorphine par voie sous-cutanée dans la région thoracique cervicale dorsale.
Injectez également de l’héparine par voie intrapéritonéale pour prévenir la formation de thrombus pendant la période d’occlusion. Appliquez une pommade ophtalmique sur les yeux pour prévenir les lésions cornéennes et retirez les poils de l’abdomen ventral à l’aide d’une tondeuse. Déplacez la souris vers la couverture d’eau chauffée dans la zone de chirurgie.
Encore une fois, équipez-le d’un cône nasal délivrant de l’isoflurane. Ensuite, positionnez la souris en position couchée dorsale et fixez les membres à la table avec du ruban chirurgical. Surveillez la température corporelle de l’animal à l’aide d’un thermomètre rectal spécifique aux rongeurs.
Après avoir soigneusement désinfecté l’abdomen, effectuez un test de pincement des orteils pour vous assurer que l’animal est complètement anesthésié. Enfin, portez des gants stériles et drapez aseptiquement le site chirurgical. Tout d’abord, faites une incision abdominale ventrale de trois à cinq centimètres dans la peau à l’aide d’une lame de scalpel numéro 15.
Séparez 0,5 centimètre du bord de la peau du fascia musculaire sous-jacent pour permettre la mise en place d’agrafes plus tard. Continuez ensuite l’incision à travers la paroi abdominale le long de l’alba linéaire à l’aide de micro-ciseaux à ressort et placez un écarteur. Placez des compresses de gaze stériles imbibées d’une solution saline stérile chaude autour de la zone d’opération.
Retirez l’intestin grêle de la cavité abdominale. Retournez-le crânien et à gauche de l’animal, et placez-le sur les coussinets humidifiés. Placez un autre tampon de gaze humidifié sur les mouchoirs pour éviter la dessiccation.
Localisez l’artère mésentérique supérieure, ou SMA, ventrale à la veine cave inférieure, caudale à l’artère cœliaque et crânienne à l’artère rénale. Disséquez-le loin du tissu conjonctif environnant. Placez une pince microvasculaire atraumatique le long de la base de l’AS où elle se ramifie à partir de l’aorte abdominale.
Vérifiez l’ischémie de l’intestin grêle en notant le changement de couleur du rose au blanc pâle. Remettre les viscères dans leur position initiale à l’intérieur de la cavité abdominale pendant toute la durée de la période ischémique. Retirez l’écarteur et couvrez l’incision avec de la gaze humide.
Après une période d’ischémie de 45 minutes, retirez le clip d’occlusion. Vérifiez le rétablissement du flux sanguin en observant une pulsation mésentérique et une couleur rouge. Appliquer une solution saline stérile chaude par voie intrapéritonéale pour maintenir une hydratation appropriée.
Fermez ensuite les muscles abdominaux avec une suture polyglactin 910 6-0. Administrer la bupivacaïne par voie topique le long de la ligne d’incision musculaire pour soulager la douleur. Fermez la peau avec des agrafes chirurgicales ou des pinces à plaie.
Remettez la souris dans une chambre chaude sur une couverture d’eau en circulation. Laissez la souris récupérer pendant 90 minutes et surveillez-la pour détecter des signes de douleur ou de détresse. Après avoir effectué l’euthanasie sans cruauté, prélevez les tissus souhaités tels que les lobes du foie, y compris les lobes latéral gauche, médian gauche et médian droit.
Ensuite, prélevez les deux reins. Coupez le rein gauche longitudinalement et le rein droit en coupe transversale. Enfin, prélevez toute la longueur de l’intestin grêle et du gros intestin.
Pour diviser les segments de l’intestin grêle en sections de longueur égale, pliez l’intestin grêle en forme de Z où la ligne supérieure est le duodénum, la ligne médiane est le jéjunum et la ligne inférieure est l’iléon. La partie restante de l’intestin est le côlon. Rincer la lumière des segments intestinaux avec une solution saline à l’aide d’une seringue de 10 millilitres fixée avec un angiocathéter de calibre 20.
Ensuite, coupez la longueur des intestins à l’aide de micro-ciseaux de dissection et posez chaque segment intestinal à plat avec le côté luminal vers le haut. À l’aide d’une seringue de trois millilitres fixée avec une aiguille de calibre 27, appliquer généreusement du formol tamponné à 10 % goutte à goutte pour enrober toute la longueur de la muqueuse. Ensuite, enroulez chaque segment circonférentiellement autour d’un cure-dent, en veillant à ce que la partie proximale forme la partie intérieure du rouleau et que la lumière soit tournée vers l’intérieur.
Après avoir roulé, l’intestin devrait ressembler à un rouleau suisse. Placez la spirale du rouleau suisse vers le haut à l’intérieur des cassettes de tissus étiquetées séparément. Enfin, placez les mouchoirs dans des flacons étiquetés remplis de formol tamponné à 10 % pour les fixer à température ambiante.
Après IRI intestinal, la coloration H&E du jéjunum et de l’iléon des souris du groupe placebo a montré des villosités longues et minces sans distorsion. Alors que des sections des souris du groupe IRI présentaient des zones de nécrose et d’hémorragie avec émoussement et distorsion des villosités restantes. De plus, les dommages microscopiques aux trois segments de l’intestin grêle chez les animaux subissant une IRI étaient significativement plus élevés que ceux ayant subi une laparotomie simulée.
