Determinación de 45 plaguicidas en variedades de aguacate por el método QuEChERS y cromatografía de gases-espectrometría de masas en tándem

Resumen

El presente protocolo describe el análisis de residuos de plaguicidas multiclase en variedades de aguacate utilizando el método Qu ick-Easy-Ch eap-E ffective-R ugged-S afe (QuEChERS) con formiato de amonio, seguido de cromatografía de gases-espectrometría de masas en tándem.

Resumen

La espectrometría de masas en tándem (MS/MS) por cromatografía de gases (GC) es un instrumento analítico preeminente ampliamente empleado para la vigilancia de residuos de plaguicidas en los alimentos. Sin embargo, estos métodos son vulnerables a los efectos de matriz (ME), que pueden afectar potencialmente a la cuantificación precisa en función de la combinación específica de analito y matriz. Entre las diversas estrategias para mitigar las EM, la calibración emparejada con matrices representa el enfoque predominante en las aplicaciones de residuos de plaguicidas debido a su rentabilidad y a su sencilla implementación. En este estudio, se analizaron un total de 45 plaguicidas representativos en tres variedades diferentes de aguacate (i.e., Criollo, Hass y Lorena) utilizando el método Qu ick-Easy-Ch eap-E ffective-R ugged-S afe (QuEChERS) con formiato de amonio y GC-MS/MS.

Para ello, se extrajeron 5 g de la muestra de aguacate con 10 mL de acetonitrilo, y luego se añadieron 2,5 g de formiato de amonio para inducir la separación de fases. Posteriormente, el sobrenadante se sometió a un proceso de limpieza mediante extracción dispersiva en fase sólida empleando 150 mg de MgSO₄ anhidro, 50 mg de amina primaria-secundaria, 50 mg de octadecisilano, 10 mg de negro de humo grafitizado y 60 mg de un sorbente a base de óxido de circonio (Z-Sep+). El análisis GC-MS/MS se realizó con éxito en menos de 25 minutos. Se llevaron a cabo rigurosos experimentos de validación para evaluar el rendimiento del método. El examen de una curva de calibración emparejada con la matriz para cada variedad de aguacate reveló que la EM se mantuvo relativamente consistente y menos del 20% (considerada como una EM blanda) para la mayoría de las combinaciones de plaguicidas/variedades. Además, los límites de cuantificación del método fueron inferiores a 5 μg/kg para las tres variedades. Por último, los valores de recuperación de la mayoría de los plaguicidas se situaron dentro del rango aceptable del 70-120%, con valores relativos de desviación estándar inferiores al 20%.

Introducción

En el análisis químico, el efecto matriz (ME) se puede definir de varias maneras, pero una definición general ampliamente aceptada es la siguiente: se refiere al cambio en la señal, particularmente un cambio en la pendiente de la curva de calibración cuando la matriz de la muestra o parte de ella está presente durante el análisis de un analito específico. Como aspecto crítico, la EM requiere una investigación exhaustiva durante el proceso de validación de cualquier método analítico, ya que afecta directamente a la precisión de la medición cuantitativa de los analitos objetivo¹. Idealmente, un procedimiento de pretratamiento de muestras debe ser lo suficientemente selectivo como para evitar extraer ningún componente de la matriz de la muestra. Sin embargo, a pesar de los importantes esfuerzos, en la mayoría de los casos muchos de estos componentes de la matriz terminan en los sistemas de determinación final. En consecuencia, estos componentes de la matriz a menudo comprometen los valores de recuperación y precisión, introducen ruido adicional y aumentan el costo total y la mano de obra involucrados en el método.

En la cromatografía de gases (GC), la EM surge debido a la presencia de sitios activos dentro del sistema de GC, que interactúan con los analitos objetivo a través de varios mecanismos. Por un lado, los constituyentes de la matriz bloquean o enmascaran estos sitios activos que, de otro modo, interactuarían con los analitos diana, lo que resulta en una mejora frecuente de la señal². Por otro lado, los sitios activos que permanecen sin obstrucciones pueden causar picos de cola o descomposición del analito debido a interacciones fuertes, lo que conduce a una EM negativa. Sin embargo, esto puede ofrecer beneficios potenciales en ciertos casos². Es crucial enfatizar que lograr la inercia completa en un sistema de GC es extremadamente desafiante, a pesar de utilizar componentes altamente inertes y un mantenimiento adecuado. Con el uso continuo, la acumulación de componentes de la matriz en el sistema de GC se vuelve más pronunciada, lo que provoca un aumento de la EM. Hoy en día, es ampliamente reconocido que los analitos que contienen oxígeno, nitrógeno, fósforo, azufre y elementos similares, exhiben una mayor EM ya que interactúan fácilmente con estos sitios activos. Por el contrario, los compuestos altamente estables, como los hidrocarburos o los organohalógenos, no experimentan tales interacciones y no muestran EM observable durante el análisis ^2,3.

En general, la EM no se puede eliminar por completo, lo que lleva al desarrollo de varias estrategias de compensación o corrección cuando la eliminación completa de los componentes de la matriz no es factible. Entre estas estrategias, se ha documentado en la literatura científica la utilización de patrones internos (IS) deuterados, protectores de analitos, la calibración emparejada por matrices, el método de adición de patrones o la modificación de técnicas de inyección 1,2,4,5. Las directrices SANTE/11312/2021 también han recomendado estas estrategias⁶.

Con respecto a la aplicación de la calibración emparejada por matrices para compensar las EM, las secuencias de muestras en situaciones prácticas abarcan diversos tipos de alimentos o varias muestras del mismo producto. En este caso, se supone que el empleo de cualquier muestra del mismo producto compensará efectivamente la EM en todas las muestras. Sin embargo, en la literatura existente no existen suficientes estudios que investiguen específicamente esta cuestión⁷.

La determinación multirresiduo de plaguicidas en matrices que contienen un porcentaje apreciable de grasa y pigmentos constituye una tarea difícil. La considerable cantidad de material coextraído puede afectar significativamente la eficiencia de la extracción e interferir con la determinación cromatográfica posterior, dañando potencialmente la columna, la fuente y el detector, y dando lugar a EM significativas ^8,9,10. En consecuencia, el análisis de plaguicidas a niveles de trazas en dichas matrices requiere una reducción significativa de los componentes de la matriz antes del análisis, al tiempo que garantiza altos valores de recuperación⁷. La obtención de altos valores de recuperación es crucial para garantizar que los análisis de plaguicidas sigan siendo fiables, precisos y cumplan con las normas reglamentarias. Esto es vital para garantizar la inocuidad de los alimentos, la protección del medio ambiente y la toma de decisiones informadas en la agricultura y campos relacionados.

El aguacate es una fruta de alto valor comercial, cultivada en climas tropicales y mediterráneos de todo el mundo y ampliamente consumida tanto en sus regiones de origen como en los numerosos mercados de exportación. Desde el punto de vista analítico, el aguacate es una matriz compleja que contiene un número significativo de ácidos grasos (es decir, oleico, palmítico y linoleico), similar a los frutos secos, un contenido significativo de pigmentos, como en las hojas verdes, así como azúcares y ácidos orgánicos, similares a los que se encuentran en otras frutas¹¹. Debido a su naturaleza grasa, se debe prestar especial atención al emplear cualquier método analítico para el análisis. Si bien el análisis de residuos de plaguicidas en aguacates utilizando GC-MS en algunos casos 8,12,13,14,15,16,17,18,19,20, ha sido relativamente menos frecuente en comparación con otras matrices. En la mayoría de los casos, se ha aplicado una versión del método Qu ick-E asy-Cheap-E ffective-R ugged-S afe (QuEChERS) 8,12,13,14,15,16,17,18. Ninguno de estos estudios ha investigado la consistencia de los EM entre las diferentes variedades de aguacate.

Por lo tanto, el objetivo de este trabajo fue estudiar la consistencia de los MEs y los valores de recuperación de 45 plaguicidas representativos en diferentes variedades de aguacate (i.e., Criollo, Hass y Lorena) utilizando el método QuEChERS con formiato de amonio y GC-MS/MS. Hasta donde sabemos, esta es la primera vez que se realiza este tipo de estudio en muestras de matriz grasa.

Protocolo

1. Preparación del stock y de las soluciones de trabajo

NOTA: Por razones de seguridad, es recomendable usar guantes de nitrilo, una bata de laboratorio y gafas de seguridad durante todo el protocolo.

1. Prepare soluciones madre individuales de cada uno de los 45 estándares de plaguicidas comerciales (consulte la Tabla de materiales) a aproximadamente 1,000 mg/L en acetonitrilo en matraces aforados de 10 mL.
2. Combine las soluciones madre individuales anteriores para preparar una solución madre de 400 mg/L de acetonitrilo en un matraz aforado de 25 mL.
   NOTA: Esta solución mixta se utilizará para preparar las soluciones de trabajo para los experimentos de recuperación y calibración.
3. Preparar soluciones madre de atrazina-d₅ y fosfato de trifenilo (TPP) a concentraciones de 750 mg/L y 1.050 mg/L, respectivamente, en acetonitrilo en matraces aforados de 10 mL. Utilice atrazina-d₅ como estándar interno de procedimiento (P-IS) y TPP como estándar interno de inyección (I-IS).
   NOTA: El escenario ideal implicaría la utilización de un patrón interno marcado isotópicamente para cada analito objetivo específico.
4. Preparar soluciones de recuperación de stock en acetonitrilo que contengan 0,05% (v/v) de ácido fórmico (para evitar la degradación) en matraces aforuados de 10 mL para producir 10, 100 y 400 μg/kg de muestras equivalentes para los plaguicidas y 200 μg/kg para el P-IS por separado. Almacene estas soluciones en viales de vidrio ámbar a oscuras a -20 °C.
5. Preparar soluciones de calibración de los plaguicidas y P-IS juntos en acetonitrilo con 0,05% (v/v) de ácido fórmico en matraces aforuados de 10 mL para producir 5, 10, 25, 75, 200, 400 y 600 μg/kg, y 200 ng/ng, respectivamente, y almacenarlos en viales de vidrio ámbar en la oscuridad a -20 °C.
   NOTA: Se pueden utilizar las mismas soluciones durante todo el trabajo experimental, pero es esencial almacenarlas en las condiciones especificadas inmediatamente después de cada uso.
6. Prepare una mezcla de analitos protectores que contengan 100 g/L de 3-etoxi-1,2-propanodiol, 10 g/L de ácido L-gulónico γ-lactona, 10 g/L de D-sorbitol y 5 g/L de ácido shikímico en una proporción de 4/1 (v/v) de acetonitrilo a agua con 0,5% (v/v) de ácido fórmico.
   NOTA: Esta mezcla de analitos protectores debe añadirse justo antes de la inyección para mitigar la EM.

2. Recogida de muestras

1. Recoja muestras de tres especies de aguacate (por ejemplo, Criollo, Hass y Lorena) disponibles en los supermercados. Garantizar que cada muestra pese aproximadamente 1 kg, lo que es suficiente para realizar todos los estudios posteriores y se alinea con la Directiva 2002/63/CE²¹.
   NOTA: Las muestras orgánicas se seleccionaron preferentemente para minimizar la probabilidad de la presencia de residuos de plaguicidas.
2. Transportar las muestras de aguacate recolectadas al laboratorio y homogeneizarlas individualmente sin la tubería usando un picador (ver Tabla de Materiales). Almacene las muestras homogeneizadas en recipientes de vidrio ámbar a 4 °C hasta el análisis.
   NOTA: Se utilizarán las mismas muestras de aguacate durante todo el estudio. Por lo tanto, es crucial almacenarlos en las condiciones especificadas inmediatamente después de cada uso.

3. Preparación de la muestra utilizando el método QuEChERS con formiato de amonio

NOTA: La Figura 1 ilustra una representación esquemática del método QuEChERS con formiato de amonio.

1. Pesar 5 g de cada muestra de aguacate en un tubo de centrífuga de 50 mL (ver Tabla de Materiales).
2. Añadir 50 μL de la solución de P-IS para obtener una concentración de 200 μg/kg. Para la evaluación de la recuperación, agregue también las soluciones de plaguicidas preparadas en el paso 1.4 para obtener concentraciones de 10, 100 y 400 μg/kg (n = 5 cada una).
3. Agite el tubo durante 30 s para garantizar una integración completa de la espiga en la muestra.
4. Agregue 10 ml de acetonitrilo al tubo de centrífuga. Agite el tubo a 70 rpm durante 5 min.
5. Añadir 2,5 g de formiato de amonio, agitar de nuevo el tubo a 70 rpm durante 5 min y, a continuación, centrifugarlo a 1.800 × g durante 5 min.
6. A un tubo de centrífuga de 2 mL que contiene 150 mg de MgSO₄ anhidro, 50 mg de amina primaria-secundaria (PSA), 50 mg de octadecilsilano (C₁₈), 10 mg de negro de humo grafitizado (GCB) y 60 mg de un sorbente a base de óxido de circonio Z-Sep+, agregue 1 mL del extracto para la purificación utilizando la extracción en fase sólida dispersiva (d-SPE). Agite el tubo durante 30 s y centrifuérrelo a 1.800 × g durante 5 min.
7. Transfiera 200 μL del extracto a un vial de muestreador automático, agregue 20 μL de la solución protectora de analito preparada en el paso 1.6 e incluya 50 μL de la solución de TPP.
8. Realice análisis instrumentales utilizando un sistema GC-MS/MS (consulte la sección 4).
9. Realice la calibración de la matriz siguiendo el mismo procedimiento descrito anteriormente, utilizando extractos en blanco, excepto, durante el paso d-SPE (paso 3.6), limpie 5 mL del sobrenadante en tubos de 15 mL. Agregue las soluciones de pico y P-IS en el paso 3.7. Agregue las soluciones estándar de calibración a los viales del muestreador automático para producir 5, 10, 25, 50, 100, 200, 400 y 600 μg/kg, junto con el TPP, lo que da como resultado un volumen final de 270 μL.
   NOTA: En general, asegúrese de construir curvas de calibración que coincidan con la matriz para cada variedad de aguacate más las calibraciones de solo acetonitrilo.

4. Análisis instrumental mediante GC-MS/MS

1. Realice los análisis empleando un sistema GC-MS/MS con un triple cuadrupolo (TQ) equipado con una interfaz de ionización de electrones (-70 eV) y un muestreador automático (ver Tabla de Materiales).
2. Emplee una columna MS GC (enlace de sílice de 30 m de longitud, 0,25 mm de diámetro interior, 0,25 μm de espesor de película) junto con helio de ultra alta pureza como gas portador a un caudal constante de 1,2 mL/min.
3. Verifique los siguientes parámetros antes de continuar con la operación del equipo:
   1. Asegúrese de que las presiones de gas sean correctas: helio a 140 psi y argón a 65 psi.
   2. Compruebe el estado del aceite de la bomba rotativa para asegurarse de que esté limpio y en el nivel adecuado.
   3. Asegúrese de que la jeringa de inyección no tenga ninguna obstrucción de inyecciones anteriores.
   4. Confirme que los viales de lavado contienen un volumen suficiente de cada disolvente.
   5. Compruebe que el contador de consumibles (tabique, revestimiento) no haya alcanzado su límite.
4. Encienda el interruptor GC principal ubicado en el panel frontal y encienda el interruptor MS ubicado en la parte posterior.
5. Abra el software de análisis en tiempo real GCMS que controla todos los parámetros del sistema GC-MS/MS.
   NOTA: El sistema de instrumentos incluye el software de análisis en tiempo real GCMS de forma predeterminada.
6. Haga clic en Control de vacío | Avanzado | Bomba rotativa 1 para iniciar el sistema de vacío.
   NOTA: En esta ventana, controle la presión para determinar los valores óptimos de vacío, que deben ser inferiores a 9,0 Pa. Tendrá una duración aproximada de 12 h.
7. Haga clic en Iniciar para encender la bomba turbomolecular 1 y la bomba turbomolecular 2.
8. Haga clic en Iniciar para la opción Calentador de fuente de iones .
   NOTA: Después de un tiempo recomendado de 1 h, verifique el vacío del sistema para confirmar que el valor recomendado es inferior a 1.6e-3 Pa.
9. Ajuste la temperatura de la interfaz MS a 250 °C y la temperatura de la fuente de iones a 300 °C.
10. Mantenga el horno GC a una temperatura inicial de 50 °C durante 1 min, luego aumente a 180 °C a una velocidad de 25 °C/min. A continuación, aumente la temperatura a 230 °C a 5 °C/min y luego a 290 °C a 25 °C/min. Finalmente, mantenga la temperatura constante a 290 °C durante 6 min. El tiempo total de análisis es de 24,6 min.
11. Haga clic en Cerrar una vez que todos estos sistemas estén encendidos.
12. Haga clic en la opción Ajuste del software de análisis y haga clic en Vista del monitor de picos para realizar una verificación inicial de las condiciones del espectrómetro de masas.
    NOTA: Si es necesario, realice el ajuste automático.
13. Haga clic en Adquisición y, en la ventana que se muestra, haga clic en Descargar parámetros iniciales. Verifique que el equipo esté listo GC y listo MS.

5. Adquisición de datos

1. Haga clic en Nuevo archivo de lote del software y cree una secuencia que contenga información como el nombre de la muestra, el ID de la muestra, el archivo de método, el archivo de datos, el volumen de inyección y el archivo de ajuste. Agregue filas según sea necesario y haga clic en Guardar.
2. Haga clic en Inicio por lotes y deje que comience el proceso de inyección.
3. Realice la inyección a 250 °C en el modo splitless, manteniendo un volumen de inyección de 1 μL. Después de 1 minuto después de la inyección, abra el split.
   NOTA: Entre inyecciones, asegúrese de limpiar la jeringa de 10 μL con metanol, acetato de etilo y acetonitrilo, usando un solo enjuague con cada solvente. Todas las inyecciones se realizan por triplicado.
4. Analice los analitos utilizando el modo de monitorización de reacciones múltiples (MRM), que es el modo estándar empleado en los sistemas MS/MS con un TQ.
   NOTA: La Tabla 1 proporciona los tiempos de retención (en min) y las transiciones de cuantificadores y calificadores para los plaguicidas multiclase, P-IS, e I-IS. El análisis cuantitativo se basa en la relación entre el área del pico del ion de cuantificación y el ion P-IS. El I-IS se emplea para el control de calidad durante la inyección. El Archivo Suplementario 1 contiene cromatogramas para los 45 plaguicidas analizados.
5. Abra el software Análisis posterior a la ejecución para el análisis de datos.
   NOTA: El sistema de instrumentos incluye el software GCMS Postrun Analysis de forma predeterminada.
6. Haga clic en la inyección que se va a analizar, navegue por la tabla que contiene los analitos y seleccione el pico de interés.
7. Haga clic en el pico o en la región de interés para visualizar el cromatograma. Revise las integraciones máximas y, si es necesario, realice la integración manual. Verificar las áreas de todos los analitos para realizar los cálculos necesarios y la evaluación del método.

Resultados

Se llevó a cabo una validación exhaustiva del método analítico de acuerdo con las directrices⁶ de SANTE/11312/2021, que abarcó evaluaciones de linealidad, EM, recuperación y repetibilidad.

Para la evaluación de la linealidad, se construyeron curvas de calibración emparejadas con matrices utilizando muestras en blanco enriquecidas a múltiples niveles de concentración (que oscilan entre 5 y 600 μg/kg). Se encontró que los coeficientes de determinación (R^...

Discusión

La principal limitación asociada con la calibración emparejada por matrices surge del uso de muestras en blanco como patrones de calibración. Esto conduce a un mayor número de muestras que se deben procesar para el análisis y a una mayor inyección de componentes de la matriz en cada secuencia analítica, lo que puede conducir a mayores demandas de mantenimiento de los instrumentos. Sin embargo, esta estrategia es más adecuada que la adición estándar, que generaría un número mucho mayor de muestras a inyectar d...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
3-Ethoxy-1,2-propanediol	Sigma Aldrich	260428-1G
Acetonitrile	Merk	1006652500
Ammonium formate	Sigma Aldrich	156264-1KG
AOAC 20i/s autosampler	Shimadzu	221-723115-58
Automatic shaker MX-T6-PRO	SCILOGEX	8.23222E+11
Balance	OHAUS	PA224
Centrifuge tubes, 15 mL	Nest	601002
Centrifuge tubes, 2 mL	Eppendorf	4610-1815
Centrifuge tubes, 50 mL	Nest	602002
Centrifuge Z206A	MERMLE	6019500118
Choper 2L	Oster	2114111
Column SH-Rxi-5sil MS, 30 m x 0.25 mm, 0.25 µm	Shimadzu	221-75954-30	MS GC column
Dispensette 5-50 mL	BRAND	4600361
DSC-18	Sigma Aldrich	52600-U
D-Sorbitol	Sigma Aldrich	240850-5G
Ethyl acetate	Merk	1313181212
GCMS-TQ8040	Shimadzu	211552
Graphitized carbon black	Sigma Aldrich	57210-U
Injection syringe	Shimadzu	LC2213461800
L-Gulonic acid γ-lactone	Sigma Aldrich	310301-5G
Linner splitless	Shimadzu	221-4887-02
Magnesium sulfate anhydrus	Sigma Aldrich	M7506-2KG
Methanol	Panreac	131091.12.12
Milli-Q ultrapure (type 1) water	Millipore	F4H4783518
Pipette tips 10 - 100 µL	Biologix	200010
Pipette tips 100 - 1000 µL	Brand	541287
Pipette tips 20 - 200 µL	Brand	732028
Pipettes Pasteur	NORMAX	5426023
Pippette Transferpette S variabel 10 - 100 µL	BRAND	704774
Pippette Transferpette S variabel 100 - 1000 µL	BRAND	704780
Pippette Transferpette S variabel 20 - 200 µL	SCILOGEX	7.12111E+11
Primary-secondary amine	Sigma Aldrich	52738-U
Shikimic acid	Sigma Aldrich	S5375-1G
Syringe Filter PTFE/L 25 mm, 0.45 µm	NORMAX	FE2545I
Triphenyl phosphate (QC)	Sigma Aldrich	241288-50G
Vials with fused-in insert	Sigma Aldrich	29398-U
Z-SEP+	Sigma Aldrich	55299-U	zirconium oxide-based sorbent
Pesticides			CAS registry number
4,4´-DDD	Sigma Aldrich	35486-250MG	72-54-8
4,4´-DDE	Sigma Aldrich	35487-100MG	72-55-9
4,4´-DDT	Sigma Aldrich	31041-100MG	50-29-3
Alachlor	Sigma Aldrich	45316-250MG	15972-60-8
Aldrin	Sigma Aldrich	36666-25MG	309-00-2
Atrazine	Sigma Aldrich	45330-250MG-R	1912-24-9
Atrazine-d5 (IS)	Sigma Aldrich	34053-10MG-R	163165-75-1
Buprofezin	Sigma Aldrich	37886-100MG	69327-76-0
Carbofuran	Sigma Aldrich	32056-250-MG	1563-66-2
Chlorpropham	Sigma Aldrich	45393-250MG	101-21-3
Chlorpyrifos	Sigma Aldrich	45395-100MG	2921-88-2
Chlorpyrifos-methyl	Sigma Aldrich	45396-250MG	5598-13-0
Deltamethrin	Sigma Aldrich	45423-250MG	52918-63-5
Dichloran	Sigma Aldrich	45435-250MG	99-30-9
Dichlorvos	Sigma Aldrich	45441-250MG	62-73-7
Dieldrin	Sigma Aldrich	33491-100MG-R	60-57-1
Diphenylamine	Sigma Aldrich	45456-250MG	122-39--4
Endosulfan A	Sigma Aldrich	32015-250MG	115-29-7
Endrin	Sigma Aldrich	32014-250MG	72-20-8
EPN	Sigma Aldrich	36503-100MG	2104-64-5
Esfenvalerate	Sigma Aldrich	46277-100MG	66230-04-4
Ethion	Sigma Aldrich	45477-250MG	563-12-2
Fenamiphos	Sigma Aldrich	45483-250MG	22224-92-6
Fenitrothion	Sigma Aldrich	45487-250MG	122-14-5
Fenthion	Sigma Aldrich	36552-250MG	55-38-9
Fenvalerate	Sigma Aldrich	45495-250MG	51630-58-1
HCB	Sigma Aldrich	45522-250MG	118-74-1
Iprodione	Sigma Aldrich	36132-100MG	36734-19-7
Lindane	Sigma Aldrich	45548-250MG	58-89-9
Malathion	Sigma Aldrich	36143-100MG	121-75-5
Metalaxyl	Sigma Aldrich	32012-100MG	57837-19-1
Methidathion	Sigma Aldrich	36158-100MG	950-37-8
Myclobutanil	Sigma Aldrich	34360-100MG	88671-89-0
Oxyfluorfen	Sigma Aldrich	35031-100MG	42874-03-3
Parathion-methyl	Sigma Aldrich	36187-100MG	298-00-0
Penconazol	Sigma Aldrich	36189-100MG	66246-88-6
Pirimiphos-methyl	Sigma Aldrich	32058-250MG	29232-93-7
Propiconazole	Sigma Aldrich	45642-250MG	60207-90-1
Propoxur	Sigma Aldrich	45644-250MG	114-26-1
Propyzamide	Sigma Aldrich	45645-250MG	23850-58-5
Pyriproxifen	Sigma Aldrich	34174-100MG	95737-68-1
Tolclofos-methyl	Sigma Aldrich	31209-250MG	5701804-9
Triadimefon	Sigma Aldrich	45693-250MG	43121-43-3
Triflumizole	Sigma Aldrich	32611-100MG	68694-11-1
α-HCH	Sigma Aldrich	33377-50MG	319-86-8
β-HCH	Sigma Aldrich	33376-100MG	319-85-7