Dosage de 45 pesticides dans des variétés d’avocats par la méthode QuEChERS et chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de masse en tandem

Résumé

Le présent protocole décrit l’analyse des résidus de pesticides multiclasses dans les variétés d’avocats à l’aide de la méthode Qu ick-E asy-Cheap-E ffective-R ugged-S afe (QuEChERS) avec formiate d’ammonium, suivie d’une chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie de masse en tandem.

Résumé

La spectrométrie de masse en tandem (MS/MS) par chromatographie en phase gazeuse (GC) est un instrument d’analyse prééminent largement utilisé pour la surveillance des résidus de pesticides dans les aliments. Néanmoins, ces méthodes sont vulnérables aux effets de matrice (EM), qui peuvent potentiellement affecter la quantification précise en fonction de la combinaison spécifique de l’analyte et de la matrice. Parmi les diverses stratégies visant à atténuer les EM, l’étalonnage matriciel représente l’approche dominante dans les applications de résidus de pesticides en raison de sa rentabilité et de sa simplicité de mise en œuvre. Dans cette étude, un total de 45 pesticides représentatifs ont été analysés dans trois variétés différentes d’avocats (c.-à-d. Criollo, Hass et Lorena) à l’aide de la méthode Qu ick-Easy-Ch eap-E fective-R ugged-S afe (QuEChERS) avec du formiate d’ammonium et GC-MS/MS.

À cette fin, 5 g de l’échantillon d’avocat ont été extraits avec 10 mL d’acétonitrile, puis 2,5 g de formiate d’ammonium ont été ajoutés pour induire la séparation de phase. Par la suite, le surnageant a subi un processus de nettoyage par extraction en phase solide dispersive utilisant 150 mg de MgSO₄ anhydre, 50 mg d’amine primaire-secondaire, 50 mg d’octadécylsilane, 10 mg de noir de carbone graphitisé et 60 mg d’un sorbant à base d’oxyde de zirconium (Z-Sep+). L’analyse GC-MS/MS a été réalisée avec succès en moins de 25 min. Des expériences de validation rigoureuses ont été menées pour évaluer les performances de la méthode. L’examen d’une courbe d’étalonnage matricielle appariée pour chaque variété d’avocat a révélé que l’EM est demeuré relativement constant et inférieur à 20 % (considéré comme un EM mou) pour la plupart des combinaisons pesticide/variété. De plus, les limites de quantification de la méthode étaient inférieures à 5 μg/kg pour les trois variétés. Enfin, les valeurs de récupération de la plupart des pesticides se situaient dans la fourchette acceptable de 70 à 120 %, avec des valeurs d’écart-type relatif inférieures à 20 %.

Introduction

En analyse chimique, l’effet de matrice (EM) peut être défini de différentes manières, mais une définition générale largement acceptée est la suivante : il s’agit de la modification du signal, en particulier une modification de la pente de la courbe d’étalonnage lorsque la matrice de l’échantillon ou une partie de celle-ci est présente lors de l’analyse d’un analyte spécifique. En tant qu’aspect critique, l’EM nécessite une investigation approfondie lors du processus de validation de toute méthode analytique, car elle affecte directement la précision des mesures quantitatives pour les analytes cibles¹. Idéalement, une procédure de prétraitement d’échantillon devrait être suffisamment sélective pour éviter d’extraire des composants de la matrice de l’échantillon. Cependant, malgré des efforts considérables, bon nombre de ces éléments de la matrice se retrouvent encore dans les systèmes de détermination finale dans la plupart des cas. Par conséquent, ces composants matriciels compromettent souvent les valeurs de récupération et de précision, introduisent du bruit supplémentaire et augmentent le coût global et la main-d’œuvre impliqués dans la méthode.

Dans la chromatographie en phase gazeuse (GC), l’EM apparaît en raison de la présence de sites actifs dans le système GC, qui interagissent avec les analytes cibles par divers mécanismes. D’une part, les constituants de la matrice bloquent ou masquent ces sites actifs qui interagiraient autrement avec les analytes cibles, ce qui entraîne une amélioration fréquente du signal². D’autre part, les sites actifs qui restent dégagés peuvent provoquer un pic de résidus ou une décomposition de l’analyte en raison de fortes interactions, conduisant à une EM négative. Cependant, cela peut offrir des avantages potentiels dans certains cas². Il est crucial de souligner qu’il est extrêmement difficile d’obtenir une inertie totale dans un système GC, malgré l’utilisation de composants très inertes et un entretien approprié. Avec une utilisation continue, l’accumulation de composants matriciels dans le système GC devient plus prononcée, provoquant une augmentation de l’EM. De nos jours, il est largement reconnu que les analytes contenant de l’oxygène, de l’azote, du phosphore, du soufre et des éléments similaires présentent une plus grande EM car ils interagissent facilement avec ces sites actifs. À l’inverse, les composés très stables tels que les hydrocarbures ou les organohalogènes ne subissent pas de telles interactions et ne montrent pas d’EM observable lors de l’analyse ^2,3.

Dans l’ensemble, l’EM ne peut pas être complètement éliminée, ce qui a conduit à l’élaboration de plusieurs stratégies de compensation ou de correction lorsque l’élimination complète des composants de la matrice n’est pas réalisable. Parmi ces stratégies, l’utilisation d’étalons internes (IS) deutérés, de protecteurs d’analytes, d’étalonnage apparié à la matrice, de la méthode d’addition d’étalons ou de la modification des techniques d’injection ont été documentées dans la littérature scientifique 1,2,4,5. Les lignes directrices SANTE/11312/2021 ont également recommandé ces stratégies⁶.

En ce qui concerne l’application de l’étalonnage matriciel pour compenser les EM, les séquences d’échantillons dans des situations pratiques englobent divers types d’aliments ou divers échantillons d’un même produit. Dans ce cas, on suppose que l’utilisation d’un échantillon provenant du même produit compensera efficacement l’EM dans tous les échantillons. Cependant, il n’y a pas suffisamment d’études dans la littérature existante pour examiner spécifiquement cette question⁷.

Le dosage de plusieurs résidus de pesticides dans des matrices contenant un pourcentage appréciable de matières grasses et de pigments constitue une tâche difficile. La quantité considérable de matériau coextrait peut affecter de manière significative l’efficacité de l’extraction et interférer avec la détermination chromatographique ultérieure, endommageant potentiellement la colonne, la source et le détecteur, et entraînant des EM significatifs ^8,9,10. Par conséquent, l’analyse des pesticides à l’état de traces dans de telles matrices nécessite une réduction significative des composants de la matrice avant l’analyse tout en assurant des valeurs de récupération élevées⁷. L’obtention de valeurs de récupération élevées est cruciale pour garantir que les analyses de pesticides restent fiables, précises et conformes aux normes réglementaires. C’est essentiel pour garantir la sécurité alimentaire, la protection de l’environnement et la prise de décisions éclairées dans l’agriculture et les domaines connexes.

L’avocat est un fruit de haute valeur commerciale, cultivé dans les climats tropicaux et méditerranéens du monde entier et largement consommé tant dans ses régions d’origine que sur les nombreux marchés d’exportation. Du point de vue analytique, l’avocat est une matrice complexe contenant un nombre important d’acides gras (oléique, palmitique et linoléique), semblable aux noix, une teneur importante en pigments, comme dans les feuilles vertes, ainsi que des sucres et des acides organiques, similaires à ceux que l’on trouve dans d’autres fruits¹¹. En raison de sa nature grasse, une attention particulière doit être accordée lors de l’utilisation de toute méthode d’analyse pour l’analyse. Bien que l’analyse des résidus de pesticides ait été effectuée sur des avocats à l’aide de la GC-MS dans certains cas 8,12,13,14,15,16,17,18,19,20, elle a été relativement moins fréquente que celle d’autres matrices. Dans la plupart des cas, une version de la méthode Qu ick-Easy-Ch eap-E fective-R ugged-S afe (QuEChERS) a été appliquée 8,12,13,14,15,16,17,18. Aucune de ces études n’a examiné la consistance des EM entre différentes variétés d’avocats.

Par conséquent, l’objectif de ce travail était d’étudier la cohérence des EM et des valeurs de récupération pour 45 pesticides représentatifs dans différentes variétés d’avocats (c’est-à-dire Criollo, Hass et Lorena) en utilisant la méthode QuEChERS avec du formiate d’ammonium et GC-MS/MS. À notre connaissance, c’est la première fois que ce type d’étude est mené sur de tels échantillons de matrice graisseuse.

Protocole

1. Préparation du stock et solutions de travail

REMARQUE : Pour des raisons de sécurité, il est conseillé de porter des gants en nitrile, une blouse de laboratoire et des lunettes de sécurité tout au long du protocole.

1. Préparer des solutions mères individuelles de chacun des 45 étalons de pesticides commerciaux (voir le tableau des matières) à environ 1 000 mg/L dans de l’acétonitrile dans des fioles jaugées de 10 mL.
2. Combiner les solutions mères individuelles ci-dessus pour préparer une solution mère à 400 mg/L dans de l’acétonitrile dans une fiole jaugée de 25 mL.
   REMARQUE : Cette solution mixte sera utilisée pour préparer les solutions de travail pour les expériences de récupération et d’étalonnage.
3. Préparer des solutions mères d’atrazine-d₅ et de phosphate de triphényle (TPP) à des concentrations de 750 mg/L et de 1 050 mg/L, respectivement, dans de l’acétonitrile dans des fioles jaugées de 10 mL. Utiliser l’atrazine-d₅ comme étalon interne procédural (P-IS) et le TPP comme étalon interne d’injection (I-IS).
   REMARQUE : Le scénario idéal impliquerait l’utilisation d’un étalon interne marqué isotopiquement pour chaque analyte cible spécifique.
4. Préparer des solutions mères de récupération dans de l’acétonitrile contenant 0,05 % (v/v) d’acide formique (pour éviter la dégradation) dans des fioles jaugées de 10 mL afin d’obtenir séparément 10, 100 et 400 μg/kg d’équivalents d’échantillon pour les pesticides et 200 μg/kg pour le P-IS. Conservez ces solutions dans des flacons en verre ambré à l’obscurité à −20 °C.
5. Préparer des solutions d’étalonnage des pesticides et du P-IS ensemble dans de l’acétonitrile avec 0,05 % (v/v) d’acide formique dans des fioles jaugées de 10 mL pour produire 5, 10, 25, 75, 200, 400 et 600 μg/kg et 200 ng/ng, respectivement, et les stocker dans des flacons en verre ambré dans l’obscurité à −20 °C.
   REMARQUE : Les mêmes solutions peuvent être utilisées tout au long du travail expérimental, mais il est essentiel de les stocker dans les conditions spécifiées immédiatement après chaque utilisation.
6. Préparez un mélange d’agents protecteurs d’analytes contenant 100 g/L de 3-éthoxy-1,2-propanediol, 10 g/L d’acide L-gulonique γ-lactone, 10 g/L de D-sorbitol et 5 g/L d’acide shikimique dans un rapport de 4/1 (v/v) d’acétonitrile à l’eau avec 0,5 % (v/v) d’acide formique.
   REMARQUE : Ce mélange de protecteurs d’analytes doit être ajouté juste avant l’injection pour atténuer l’EM.

2. Prélèvement d’échantillons

1. Prélevez des échantillons de trois espèces d’avocats (par exemple, Criollo, Hass et Lorena) disponibles dans les supermarchés. Veiller à ce que chaque échantillon pèse environ 1 kg, ce qui est suffisant pour mener à bien toutes les études ultérieures et est conforme à la directive 2002/63/CE²¹.
   REMARQUE : Les échantillons organiques ont été choisis de préférence afin de réduire au minimum la probabilité de présence de résidus de pesticides.
2. Transporter les échantillons d’avocats collectés au laboratoire, et les homogénéiser individuellement sans le tuyau à l’aide d’un hachoir (voir tableau des matériaux). Conserver les échantillons homogénéisés dans des récipients en verre ambré à 4 °C jusqu’à l’analyse.
   REMARQUE : Les mêmes échantillons d’avocats seront utilisés tout au long de l’étude. Par conséquent, il est crucial de les stocker dans les conditions spécifiées immédiatement après chaque utilisation.

3. Préparation d’échantillons à l’aide de la méthode QuEChERS avec du formiate d’ammonium

REMARQUE : La figure 1 illustre une représentation schématique de la méthode QuEChERS avec du formiate d’ammonium.

1. Peser 5 g de chaque échantillon d’avocat dans un tube à centrifuger de 50 ml (voir le tableau des matières).
2. Ajouter 50 μL de la solution P-IS pour obtenir une concentration de 200 μg/kg. Pour l’évaluation du rétablissement, ajouter également les solutions de pesticides préparées à l’étape 1.4 pour obtenir des concentrations de 10, 100 et 400 μg/kg (n = 5 chacune).
3. Agitez le tube pendant 30 s pour assurer une intégration complète de la pointe dans l’échantillon.
4. Ajouter 10 ml d’acétonitrile dans le tube à centrifuger. Agitez le tube à 70 tr/min pendant 5 min.
5. Ajoutez 2,5 g de formiate d’ammonium, agitez à nouveau le tube à 70 tr/min pendant 5 min, puis centrifugez-le à 1 800 × g pendant 5 min.
6. À un tube à centrifuger de 2 mL contenant 150 mg de MgSO₄ anhydre, 50 mg d’amine primaire-secondaire (PSA), 50 mg d’octadécylsilane (C₁₈), 10 mg de noir de carbone graphitisé (GCB) et 60 mg d’un sorbant à base d’oxyde de zirconium Z-Sep+, ajoutez 1 mL de l’extrait pour la purification par extraction en phase solide dispersive (d-SPE). Agitez le tube pendant 30 s et centrifugez-le à 1 800 × g pendant 5 min.
7. Transvaser 200 μL de l’extrait dans un flacon d’échantillonneur automatique, ajouter 20 μL de la solution de protection de l’analyte préparée à l’étape 1.6 et inclure 50 μL de la solution de TPP.
8. Effectuer une analyse instrumentale à l’aide d’un système GC-MS/MS (voir section 4).
9. Effectuer l’étalonnage matriciel en suivant la même procédure que celle décrite ci-dessus, en utilisant des extraits à blanc, sauf que, pendant l’étape d-SPE (étape 3.6), nettoyer 5 mL du surnageant dans des tubes de 15 mL. Ajoutez les solutions de pointe et P-IS à l’étape 3.7. Ajoutez les solutions étalons d’étalonnage aux flacons de l’échantillonneur automatique pour obtenir des doses de 5, 10, 25, 50, 100, 200, 400 et 600 μg/kg, ainsi que le TPP, ce qui donne un volume final de 270 μL.
   REMARQUE : Dans l’ensemble, assurez-vous de construire des courbes d’étalonnage adaptées à la matrice pour chaque variété d’avocat, ainsi que des étalonnages à l’acétonitrile uniquement.

4. Analyse instrumentale à l’aide de la GC-MS/MS

1. Effectuer les analyses à l’aide d’un système GC-MS/MS doté d’un quadripôle triple (TQ) équipé d’une interface d’ionisation d’électrons (−70 eV) et d’un échantillonneur automatique (voir le Tableau des matériaux).
2. Utiliser une colonne MS GC (liaison de silice de 30 m de longueur, 0,25 mm de diamètre intérieur, 0,25 μm d’épaisseur de film) avec de l’hélium de très haute pureté comme gaz porteur à un débit constant de 1,2 mL/min.
3. Vérifiez les paramètres suivants avant de procéder au fonctionnement de l’équipement :
   1. Assurez-vous que les pressions de gaz sont correctes : hélium à 140 psi et argon à 65 psi.
   2. Vérifiez l’état de l’huile de la pompe rotative pour vous assurer qu’elle est claire et au niveau approprié.
   3. Assurez-vous que la seringue d’injection ne présente aucune obstruction due aux injections précédentes.
   4. Confirmez que les flacons de lavage contiennent un volume suffisant de chaque solvant.
   5. Vérifiez que le compteur de consommables (septum, doublure) n’a pas atteint sa limite.
4. Allumez le commutateur GC principal situé sur le panneau avant et allumez le commutateur MS situé à l’arrière.
5. Ouvrez le logiciel d’analyse en temps réel du SMGC qui contrôle tous les paramètres du système GC-MS/MS.
   REMARQUE : Le système d’instruments comprend par défaut le logiciel d’analyse en temps réel du SMGC.
6. Cliquez sur Contrôle du vide | Avancé | Pompe rotative 1 pour initier le système de vide.
   REMARQUE : Dans cette fenêtre, surveillez la pression pour déterminer les valeurs de vide optimales, qui doivent être inférieures à 9.0 Pa. Cela prendra environ 12 h.
7. Cliquez sur Démarrer pour activer la pompe turbomoléculaire 1 et la pompe turbomoléculaire 2.
8. Cliquez sur Démarrer pour l’option Réchauffeur de source d’ions .
   REMARQUE : Après un temps recommandé de 1 h, vérifiez le vide du système pour confirmer que la valeur recommandée est inférieure à 1,6e-3 Pa.
9. Réglez la température de l’interface MS sur 250 °C et la température de la source d’ions sur 300 °C.
10. Maintenez le four GC à une température initiale de 50 °C pendant 1 min, puis augmentez-le jusqu’à 180 °C à une vitesse de 25 °C/min. Ensuite, augmentez la température à 230 °C à 5 °C/min, puis à 290 °C à 25 °C/min. Enfin, maintenez la température constante à 290 °C pendant 6 min. Le temps total d’analyse est de 24,6 min.
11. Cliquez sur Fermer une fois que tous ces systèmes sont allumés.
12. Cliquez sur l’option Tuning du logiciel d’analyse et cliquez sur Peak Monitor View pour effectuer une première vérification des conditions du spectromètre de masse.
    REMARQUE : Si nécessaire, effectuez un réglage automatique.
13. Cliquez sur Acquisition, puis dans la fenêtre qui s’affiche, cliquez sur Télécharger les paramètres initiaux. Vérifiez que l’équipement est prêt GC et MS.

5. Acquisition de données

1. Cliquez sur Nouveau fichier de lot dans le logiciel et créez une séquence contenant des informations telles que le nom de l’échantillon, l’ID de l’échantillon, le fichier de méthode, le fichier de données, le volume d’injection et le fichier de réglage. Ajoutez des lignes si nécessaire et cliquez sur Enregistrer.
2. Cliquez sur Démarrage par lots et laissez le processus d’injection commencer.
3. Effectuez l’injection à 250 °C en mode splitless, en maintenant un volume d’injection de 1 μL. Après 1 minute après l’injection, ouvrez la fente.
   REMARQUE : Entre les injections, assurez-vous de nettoyer la seringue de 10 μL avec du méthanol, de l’acétate d’éthyle et de l’acétonitrile, en utilisant un seul rinçage avec chaque solvant. Toutes les injections sont réalisées en trois exemplaires.
4. Analysez les analytes à l’aide du mode de surveillance des réactions multiples (MRM), qui est le mode standard utilisé dans les systèmes MS/MS avec un TQ.
   REMARQUE : Le tableau 1 présente les temps de rétention (en min) et les transitions entre le quantificateur et le qualificatif pour les pesticides multiclasses, P-IS et I-IS. L’analyse quantitative repose sur le rapport entre l’aire du pic de l’ion de quantification et l’ion P-IS. L’I-IS est utilisé pour le contrôle de la qualité pendant l’injection. Le fichier supplémentaire 1 contient des chromatogrammes pour l’ensemble des 45 pesticides analysés.
5. Ouvrez le logiciel Postrun Analysis pour l’analyse des données.
   REMARQUE : Le système d’instruments comprend par défaut le logiciel d’analyse post-exécution GCMS.
6. Cliquez sur l’injection à analyser, naviguez dans le tableau contenant les analytes et sélectionnez le pic qui vous intéresse.
7. Cliquez sur le pic ou la région d’intérêt pour visualiser le chromatogramme. Examinez les intégrations de pointe et, si nécessaire, effectuez une intégration manuelle. Vérifiez les zones de tous les analytes pour effectuer les calculs nécessaires et l’évaluation de la méthode.

Résultats

Une validation complète de la méthode analytique a été effectuée conformément aux lignes directrices⁶ de SANTE/11312/2021, englobant les évaluations de la linéarité, de l’EM, de la récupération et de la répétabilité.

Pour l’évaluation de la linéarité, des courbes d’étalonnage appariées à la matrice ont été construites à l’aide d’échantillons à blanc enrichis à plusieurs niveaux de concentration (allant de 5 à 600 μg/kg). Les coeffic...

Discussion

La principale limitation associée à l’étalonnage matriciel provient de l’utilisation d’échantillons vierges comme étalons d’étalonnage. Cela conduit à une augmentation du nombre d’échantillons à traiter pour l’analyse et à une augmentation de l’injection de composants matriciels dans chaque séquence analytique, ce qui peut entraîner une augmentation des exigences de maintenance des instruments. Néanmoins, cette stratégie est plus adaptée que l’addition standard, qui générerait un nombre b...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
3-Ethoxy-1,2-propanediol	Sigma Aldrich	260428-1G
Acetonitrile	Merk	1006652500
Ammonium formate	Sigma Aldrich	156264-1KG
AOAC 20i/s autosampler	Shimadzu	221-723115-58
Automatic shaker MX-T6-PRO	SCILOGEX	8.23222E+11
Balance	OHAUS	PA224
Centrifuge tubes, 15 mL	Nest	601002
Centrifuge tubes, 2 mL	Eppendorf	4610-1815
Centrifuge tubes, 50 mL	Nest	602002
Centrifuge Z206A	MERMLE	6019500118
Choper 2L	Oster	2114111
Column SH-Rxi-5sil MS, 30 m x 0.25 mm, 0.25 µm	Shimadzu	221-75954-30	MS GC column
Dispensette 5-50 mL	BRAND	4600361
DSC-18	Sigma Aldrich	52600-U
D-Sorbitol	Sigma Aldrich	240850-5G
Ethyl acetate	Merk	1313181212
GCMS-TQ8040	Shimadzu	211552
Graphitized carbon black	Sigma Aldrich	57210-U
Injection syringe	Shimadzu	LC2213461800
L-Gulonic acid γ-lactone	Sigma Aldrich	310301-5G
Linner splitless	Shimadzu	221-4887-02
Magnesium sulfate anhydrus	Sigma Aldrich	M7506-2KG
Methanol	Panreac	131091.12.12
Milli-Q ultrapure (type 1) water	Millipore	F4H4783518
Pipette tips 10 - 100 µL	Biologix	200010
Pipette tips 100 - 1000 µL	Brand	541287
Pipette tips 20 - 200 µL	Brand	732028
Pipettes Pasteur	NORMAX	5426023
Pippette Transferpette S variabel 10 - 100 µL	BRAND	704774
Pippette Transferpette S variabel 100 - 1000 µL	BRAND	704780
Pippette Transferpette S variabel 20 - 200 µL	SCILOGEX	7.12111E+11
Primary-secondary amine	Sigma Aldrich	52738-U
Shikimic acid	Sigma Aldrich	S5375-1G
Syringe Filter PTFE/L 25 mm, 0.45 µm	NORMAX	FE2545I
Triphenyl phosphate (QC)	Sigma Aldrich	241288-50G
Vials with fused-in insert	Sigma Aldrich	29398-U
Z-SEP+	Sigma Aldrich	55299-U	zirconium oxide-based sorbent
Pesticides			CAS registry number
4,4´-DDD	Sigma Aldrich	35486-250MG	72-54-8
4,4´-DDE	Sigma Aldrich	35487-100MG	72-55-9
4,4´-DDT	Sigma Aldrich	31041-100MG	50-29-3
Alachlor	Sigma Aldrich	45316-250MG	15972-60-8
Aldrin	Sigma Aldrich	36666-25MG	309-00-2
Atrazine	Sigma Aldrich	45330-250MG-R	1912-24-9
Atrazine-d5 (IS)	Sigma Aldrich	34053-10MG-R	163165-75-1
Buprofezin	Sigma Aldrich	37886-100MG	69327-76-0
Carbofuran	Sigma Aldrich	32056-250-MG	1563-66-2
Chlorpropham	Sigma Aldrich	45393-250MG	101-21-3
Chlorpyrifos	Sigma Aldrich	45395-100MG	2921-88-2
Chlorpyrifos-methyl	Sigma Aldrich	45396-250MG	5598-13-0
Deltamethrin	Sigma Aldrich	45423-250MG	52918-63-5
Dichloran	Sigma Aldrich	45435-250MG	99-30-9
Dichlorvos	Sigma Aldrich	45441-250MG	62-73-7
Dieldrin	Sigma Aldrich	33491-100MG-R	60-57-1
Diphenylamine	Sigma Aldrich	45456-250MG	122-39--4
Endosulfan A	Sigma Aldrich	32015-250MG	115-29-7
Endrin	Sigma Aldrich	32014-250MG	72-20-8
EPN	Sigma Aldrich	36503-100MG	2104-64-5
Esfenvalerate	Sigma Aldrich	46277-100MG	66230-04-4
Ethion	Sigma Aldrich	45477-250MG	563-12-2
Fenamiphos	Sigma Aldrich	45483-250MG	22224-92-6
Fenitrothion	Sigma Aldrich	45487-250MG	122-14-5
Fenthion	Sigma Aldrich	36552-250MG	55-38-9
Fenvalerate	Sigma Aldrich	45495-250MG	51630-58-1
HCB	Sigma Aldrich	45522-250MG	118-74-1
Iprodione	Sigma Aldrich	36132-100MG	36734-19-7
Lindane	Sigma Aldrich	45548-250MG	58-89-9
Malathion	Sigma Aldrich	36143-100MG	121-75-5
Metalaxyl	Sigma Aldrich	32012-100MG	57837-19-1
Methidathion	Sigma Aldrich	36158-100MG	950-37-8
Myclobutanil	Sigma Aldrich	34360-100MG	88671-89-0
Oxyfluorfen	Sigma Aldrich	35031-100MG	42874-03-3
Parathion-methyl	Sigma Aldrich	36187-100MG	298-00-0
Penconazol	Sigma Aldrich	36189-100MG	66246-88-6
Pirimiphos-methyl	Sigma Aldrich	32058-250MG	29232-93-7
Propiconazole	Sigma Aldrich	45642-250MG	60207-90-1
Propoxur	Sigma Aldrich	45644-250MG	114-26-1
Propyzamide	Sigma Aldrich	45645-250MG	23850-58-5
Pyriproxifen	Sigma Aldrich	34174-100MG	95737-68-1
Tolclofos-methyl	Sigma Aldrich	31209-250MG	5701804-9
Triadimefon	Sigma Aldrich	45693-250MG	43121-43-3
Triflumizole	Sigma Aldrich	32611-100MG	68694-11-1
α-HCH	Sigma Aldrich	33377-50MG	319-86-8
β-HCH	Sigma Aldrich	33376-100MG	319-85-7