Implantación de dispositivos de telemetría de electroencefalograma y electrocardiograma en kits de conejos neonatos

Resumen

Los mecanismos de muerte súbita inesperada en la epilepsia (SUDEP) son poco conocidos y difíciles de traducir de los modelos actuales. Los conejos transgénicos pueden ofrecer información sobre estos mecanismos. Describimos un método para el registro continuo de electroencefalografías y electrocardiografías a largo plazo en cachorros de conejos transgénicos para evaluar eventos graves que pueden llevar a la muerte.

Resumen

Las variantes patogénicas en los genes de los canales iónicos se asocian con una alta tasa de muerte súbita inesperada en la epilepsia (SUDEP). Los mecanismos de SUDEP son poco conocidos, pero pueden implicar disfunción autonómica y arritmias cardíacas, además de convulsiones. Algunos genes de canales iónicos se expresan tanto en el cerebro como en el corazón, lo que puede aumentar el riesgo de SUDEP en pacientes con canalopatías iónicas asociadas con epilepsia y arritmias cardíacas. Los conejos transgénicos que expresan variantes de epilepsia proporcionan un organismo completo para estudiar la compleja fisiología del SUDEP. Es importante destacar que los conejos replican más de cerca la fisiología cardíaca humana que los modelos de ratón. Sin embargo, los modelos de conejos tienen consideraciones adicionales de salud y anestesia cuando se someten a procedimientos de monitoreo invasivos. Hemos desarrollado un método novedoso para implantar quirúrgicamente un dispositivo de telemetría para la monitorización simultánea a largo plazo de electroencefalograma (EEG) y electrocardiograma (ECG) en cachorros de conejos neonatos. Aquí, demostramos métodos quirúrgicos para implantar un dispositivo de telemetría en kits P14 (rango de peso 175-250 g) con una atención detallada al abordaje quirúrgico, la anestesia y el seguimiento adecuados, y los cuidados postoperatorios, lo que resulta en una baja tasa de complicaciones. Este método permite la monitorización continua de la electrofisiología neural y cardíaca durante los puntos críticos en el desarrollo de arritmias cardíacas, convulsiones y posibles SUDEP en modelos de conejos de epilepsias genéticas o adquiridas.

Introducción

La muerte súbita inesperada en epilepsia (SUDEP) es una de las principales causas de muerte en pacientes con epilepsia. Los mecanismos del SUDEP son poco conocidos, pero potencialmente involucran disfunción autonómica, apnea y arritmias cardíacas, además de convulsiones 1,2,3,4,5,6,7. Los pacientes con epilepsias genéticas ligadas a la canalopatía se encuentran entre las tasas más altas de SUDEP. Por ejemplo, el SUDEP se presenta hasta en el 20% de los pacientes con variantes en el gen del canal de sodio dependiente de voltaje SCN1A⁸, el gen responsable del síndrome de Dravet, una epilepsia genética que comienza en el primer año de vida. Muchos genes de los canales iónicos relacionados con la epilepsia se expresan tanto en el cerebro como en el corazón, y los datos clínicos y de laboratorio sugieren que las arritmias cardíacas pueden estar presentes en pacientes con epilepsias genéticas relacionadas con la canalopatía^7, 9,10,11,12, lo que podría aumentar su riesgo de SUDEP debido a una arritmia cardíaca mortal inducida por convulsiones o a la aparición simultánea de convulsiones y arritmias. La evaluación de SUDEP en el entorno de laboratorio plantea numerosos desafíos. Desde un punto de vista cardíaco, los potenciales de acción cardíaca en ratones son muy diferentes a los de los humanos¹³, y los modelos de miocitos cardíacos iPSC humanos¹⁴ no pueden replicar las complejidades de todo el organismo. Los modelos transgénicos de epilepsias genéticas de conejo proporcionan un sistema ideal para estudiar el SUDEP, ya que la fisiología cardíaca del conejo se asemeja más a la del ser humano^13,15, al tiempo que proporciona un organismo completo para estudiar la fisiopatología compleja. Dado que el SUDEP puede ocurrir tan pronto como en la primera convulsión, la evaluación de estos modelos animales desde un punto de tiempo temprano es esencial para comprender el inicio de las convulsiones y las arritmias cardíacas. La grabación de video durante el período neonatal es un desafío, ya que los cachorros de conejo a menudo todavía están en el nido. El registro continuo de electroencefalograma (EEG) o electrocardiograma (ECG) con un sistema cableado tradicional no es posible mientras los kits están con la presa. Es poco probable que el registro intermitente capture eventos terminales raros asociados con SUDEP. Por lo tanto, hemos recurrido a la monitorización inalámbrica de telemetría implantable para proporcionar un registro de EEG y ECG simultáneo, continuo y a largo plazo en kits de conejos.

Las claves del éxito de este protocolo son la adecuada anestesia y el apoyo postoperatorio para estos animales vulnerables. Los conejos tienen un riesgo mucho mayor de muerte anestésica (1,39%-4,8%) en comparación con los perros y gatos (0,17%-0,24%) debido a las características anatómicas y fisiológicas únicas^16,17. Los principales contribuyentes a este mayor riesgo anestésico incluyen el manejo subóptimo de las vías respiratorias y las complicaciones postoperatorias agudas. Múltiples factores contribuyen a la dificultad de la intubación en conejos, incluyendo una boca larga y estrecha con una lengua ancha, un ángulo agudo entre la boca y la laringe, el desplazamiento dorsal de la epiglotis, el aumento de la susceptibilidad al trauma laríngeo y el aumento de la propensión al laringoespasmo 18,19,20. Después del episodio anestésico inmediato, los conejos corren el riesgo de desarrollar el síndrome de estasis gastrointestinal potencialmente mortal. Este es un problema complejo y multifactorial, y se postula que la anestesia contribuye a través de los efectos directos de los medicamentos que inhiben la motilidad gástrica y/o la anorexia secundaria después del procedimiento por cualquier motivo (dolor no aliviado, náuseas, etc.)^{Artículo 21}.

La fisiología única de los conejos recién nacidos y las crías agrava los desafíos asociados con la anestesia y la cirugía. Los conejos tienen crías altriciales nacidas con mecanismos poco desarrollados para la homeostasis fisiológica y consideraciones anatómicas especiales. El acceso intravenoso y el monitoreo son difíciles ya que la mayoría de los productos comerciales no están optimizados para el pequeño tamaño vascular, la alta frecuencia cardíaca en reposo y la piel pigmentada de los cachorros de conejo cruzado de Nueva Zelanda y cinturón holandés. Dado que el gasto cardíaco depende esencialmente de la frecuencia cardíaca en los neonatos²² y, en general, el aclaramiento del fármaco por vía renal o hepática está disminuido en comparación con los adultos²³, es fundamental tener en cuenta la selección y la dosis adecuadas del fármaco. Se cree que la causa principal de la muerte anestésica en los conejos es secundaria a la depresión respiratoria y la apnea. Además de los problemas de manejo de las vías respiratorias ya discutidos para todos los conejos, los neonatos tienen un impulso respiratorio deprimido frente a la hipoxemia y la hipercapnia, lo que hace que este aspecto de la anestesia, ya de por sí desafiante, sea más riesgoso²⁴.

En este protocolo, describimos un método exitoso para el implante de telemetría EEG y ECG (Figura 1) en un modelo neonatal de conejo con epilepsia con una alta tasa de supervivencia quirúrgica y anestésica. Esta información permitirá a otros investigadores abordar modelos desafiantes de conejos neonatos para avanzar en la investigación sobre la epilepsia, la arritmia cardíaca y los trastornos del neurodesarrollo relacionados.

Protocolo

Todo el trabajo descrito fue revisado y aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Michigan como parte de un protocolo de uso de animales aprobado y está en línea con las leyes y pautas federales relevantes, incluida la Ley de Bienestar Animal del USDA y la Política del Servicio de Salud Pública de los NIH. La Universidad de Michigan es una institución acreditada por AAALACi.

1. Preparación animal

1. Kits de afeitado grueso (edad P14-P19, peso >175 g) 1-2 días antes del procedimiento para minimizar el tiempo de anestesia el día de la cirugía con tijeras.
2. Esterilizar en autoclave o con gas todas las herramientas y materiales quirúrgicos (según sea posible) en preparación para el procedimiento.
3. Inducir anestesia con ketamina (10 mg/kg IM), buprenorfina HCl (0,01 mg/kg IM), 0,3 mg/mL diluido a 0,03 mg/mL, y sevoflurano y oxígeno a través de una máscara de anestesia utilizando un circuito sin reinhalación.
4. Colocar un catéter intravenoso (IV) de 26 G 3/4" en la vena auricular (preferiblemente) o vena cefálica y enjuagar con solución salina heparinizada 10 unidades/mL.
5. Afeita el abdomen, el pecho, la espalda, el cuello y la cabeza lo más cerca posible de la piel con una cuchilla #40 o #50.
6. Aplique un ungüento oftálmico lubricante no medicado para prevenir la ulceración de la córnea.
7. Administrar analgésicos (carprofeno 4 mg/kg SQ - diluido a 25 mg/mL) y antibiótico perioperatorio (cefazolina 20 mg/kg IV diluido a 50 mg/mL). Vuelva a administrar antibióticos cada 90-180 min de tiempo quirúrgico.

2. Preparación quirúrgica (Figura 2)

1. Transfiera el kit anestesiado a la mesa de operaciones y colóquelo en decúbito supino sobre una almohadilla térmica infrarroja controlada mediante un termómetro rectal.
2. Coloque la nariz y la boca en una mascarilla personalizada impresa en 3D conectada con un conector giratorio a un circuito Jackson-Rees sin reinhalación (bolsa de 0,5 L) y manténgala con anestesia con sevoflurano (1,5%-7% para el efecto) con un flujo de oxígeno de 2 L/min.
3. Mantenga la anestesia con sevoflurano y controle la profundidad de la anestesia con un oxímetro de pulso en el oído o la pata y/o un Doppler en la arteria femoral o directamente en el corazón.
4. Ajuste la anestesia durante todo el procedimiento para mantener la frecuencia cardíaca (FC) entre 180-260, la saturación de oxígeno >85%, y la frecuencia respiratoria entre 10-50 respiraciones por minuto (visualización directa de las excursiones o el movimiento de la bolsa de reinhalación).
   NOTA: Tenga a mano medicamentos de emergencia (glicopirrolato, epinefrina, doxapram).
5. Asegure el kit a la mascarilla pegando suavemente las extremidades delanteras a la mascarilla.
6. Coloque el kit en una posición ligeramente lateral derecha asegurando sin apretar la pata trasera izquierda a la mesa de operaciones.
7. Prepare todo el abdomen con un exfoliante quirúrgico tibio alternando betadine y solución salina estéril.
   NOTA: Se puede usar una solución quirúrgica adicional para terminar el exfoliante si lo desea. El cirujano, con batas médicas, gorro para el cabello y cubrezapatos, frotará asépticamente y se pondrá una bata y guantes estériles para realizar el procedimiento en condiciones estériles.
8. Coloque toallas quirúrgicas adhesivas a cada lado del kit y cúbralo con un paño quirúrgico grande. Haz un agujero del tamaño adecuado para exponer el abdomen y el pecho.
9. Abra el implante en el campo quirúrgico y coloque suturas de anclaje no absorbibles en cada uno de los orificios de anclaje del implante. Deje la sutura unida con una cola de 5-6 cm (Figura 3A). Coloque el implante en un recipiente con solución salina estéril tibia.

3. Colocación del implante en el abdomen

1. Después de asegurar una anestesia adecuada, haga una incisión de 3 cm a través de la piel a lo largo de la línea alba con un bisturí.
2. Haga una incisión cuidadosa a través del músculo para abrir la cavidad peritoneal.
3. Coloque el implante en la porción craneal de la cavidad abdominal y colóquelo a la izquierda de la incisión.
4. Utilice un trócar para tunelizar el alambre negativo del ECG fuera de la cavidad peritoneal y la piel aproximadamente 2 cm a la derecha de la incisión. Tunelice los 3 alambres restantes a 3-4 cm a la izquierda de la incisión para permitir que el implante se asiente cómodamente dentro de la cavidad peritoneal.
5. Asegure el implante con las suturas de anclaje a la pared ventral de la cavidad peritoneal, asegurándose de que no quede atrapado en el intestino (Figura 3B).
6. Cierre la pared abdominal con una sutura reabsorbible en un patrón continuo.
7. Cierre la incisión cutánea con una sutura no absorbible en un patrón interrumpido.

4. Colocación de las derivaciones de ECG

1. Tunelizar el electrodo ECG negativo por vía subcutánea hasta la parte superior derecha del tórax a la altura de la primera costilla.
2. Diseccione sin rodeos una bolsa subcutánea para enrollar sin apretar aproximadamente 10 cm de alambre.
   NOTA: Las espirales apretadas debajo de la piel pueden provocar erosión de la piel y exposición del alambre.
3. Corta el exceso de alambre y crea un lazo con el alambre expuesto atando el extremo al alambre aislado con una sutura no absorbible.
4. Asegure el lazo al músculo con 2 suturas no absorbibles.
5. Cierre el músculo peritoneal a la derecha alrededor del alambre con 1-2 suturas reabsorbibles en un patrón interrumpido.
6. Cierre la piel en la parte superior derecha del tórax y el abdomen derecho con 2-3 suturas no absorbibles en un patrón interrumpido.
7. Tunelice el electrodo ECG positivo hasta la costilla inferior izquierda y repita los pasos anteriores para asegurarlo al músculo y cerrar la incisión.
8. Túnel: el EEG conduce por vía subcutánea hacia el lado lateral izquierdo en la medida de lo posible en el campo quirúrgico.
9. Agregue 1 sutura reabsorbible al músculo peritoneal a la izquierda alrededor de los alambres emergentes. Cierre la piel con una sutura no absorbible en un patrón interrumpido.
10. Envuelva los cables de EEG expuestos con papel de aluminio estéril.

5. Preparación de la superficie dorsal

1. A continuación, un asistente no estéril retirará el paño estéril y el lazo de la pierna.
2. Gire el kit a la posición prona (Figura 2B) mientras se asegura de que la mascarilla permanezca en su lugar de forma segura girándola con el conector giratorio entre la mascarilla y el circuito. Ajuste los monitores de pulso oxímetro y/o Doppler según sea necesario para garantizar un monitoreo anestésico continuo.
3. Prepare el campo quirúrgico con un exfoliante betadine que incluya la cabeza, el cuello y toda la espalda con cuidado de frotar alrededor de la región de los alambres de salida en el lado izquierdo.
4. Luego, el cirujano colocará una toalla adhesiva estéril debajo del lado izquierdo mientras un asistente no estéril sostiene el paquete de cables de papel de aluminio.
5. Retire estéril y suavemente los cables del paquete de aluminio y colóquelos en el campo estéril. Termine de cubrir con toallas estériles.
6. Cubra con una cortina estéril y corte una ventana lo suficientemente grande como para exponer todo el campo estéril.

6. Colocación de electrodos electroencefalograma

1. Haz una incisión de 3 cm a través del cuero cabelludo en la línea media para exponer el cráneo.
2. Use un trócar para tunelizar subcutáneamente los cables del EEG desde el lado izquierdo hasta el cráneo.
3. Limpie y raspe el periostio de los huesos parietales expuestos con un bisturí.
4. Inserte un taladro de mano en una cubierta de ultrasonido estéril. Inserte una fresa de broca de 1,0 mm en la broca.
5. Taladre orificios de fresa bilaterales en los huesos parietales aproximadamente 0,5 cm por delante de la lambda y 0,5 cm lateral a la sutura sagital.
   NOTA: Tenga cuidado con la cantidad de presión ejercida sobre el cráneo dorsal, ya que esto puede ocluir las vías respiratorias ventrales, por lo que la monitorización respiratoria es clave en este punto del procedimiento. Una disminución constante o significativa de la frecuencia cardíaca puede indicar una oclusión respiratoria (bradicardia secundaria a la apnea) y debe requerir una evaluación y acción inmediatas.
6. Use pinzas finas para colocar un tornillo en el orificio de la rebaba. Utilice el destornillador para insertarlo aproximadamente hasta la mitad (Figura 3C).
7. Diseccione sin rodeos una bolsa subcutánea a lo largo de la parte posterior del cuello para enrollar sin apretar aproximadamente 10 cm de alambre.
8. Corta el exceso de alambre. Pele el aislamiento de la punta y estire el cable.
9. Crea un lazo en el extremo del alambre expuesto haciendo un nudo, manteniendo un pequeño lazo. Coloque el lazo sobre el tornillo y apriételo a la calavera, asegurándose de que el cable toque el tornillo. Coloque el cable de tierra a la izquierda y el cable de grabación a la derecha.
10. Evalúe la fidelidad de las señales de telemetría en el software de análisis una vez que todos los cables estén en su lugar. La señal del EEG aparecerá a una amplitud baja mientras el kit esté sedado.
11. Asegure los tornillos y alambres al cráneo con acrílico dental y deje que se endurezca por completo.
12. Cerrar la piel con una sutura no reabsorbible en la cabeza y el flanco izquierdo.
13. Inyecte bupivacaína (dosis máxima de 2 mg/kg de 5 mg/mL diluida a 2,5 mg/mL) por vía subcutánea en cada incisión. Cubra cada incisión con una pequeña cantidad de pegamento para la piel administrado con una jeringa de tuberculina.

7. Recuperación de la anestesia

1. Apague la anestesia con sevoflurano y suministre solo oxígeno durante al menos 5 minutos mientras retira la cinta restante, el paño y el control anestésico.
2. Controle los niveles de glucosa en sangre con un glucómetro y administre líquidos subcutáneos calientes al 10% del peso corporal (kg).
3. Una vez que el animal esté reactivo a un estímulo doloroso (pellizco de los dedos del pie), pase a una incubadora de recuperación colocada a 37-38 °C.
   NOTA: A menudo, la temperatura del kit bajará significativamente durante esta transferencia. Puede ser beneficioso devolver el kit a la almohadilla térmica infrarroja de biorretroalimentación o proporcionar calor suplementario adicional.
4. Controle visualmente de forma continua y registre la temperatura rectal, las lecturas del oxímetro de pulso, la frecuencia cardíaca y la frecuencia respiratoria cada 10-15 minutos.
5. Una vez que el animal esté constantemente ambulatorio y alerta, retire el catéter intravenoso y aplique presión en el sitio hasta que se detenga el sangrado.

8. Cuidados y seguimiento postoperatorio

1. Devuelva el kit a la madre y a los compañeros de camada. Asegúrese de que el material de anidación y la nutrición suplementaria (Tabla de materiales) estén disponibles en la jaula para ayudar en la termorregulación y recuperación.
2. Revise el kit diariamente durante 7-10 días después de la cirugía, pesando diariamente y proporcionando nutrición suplementaria en la jaula.
3. Durante los 2 primeros días después de la recuperación (D1 y D2), administrar analgésicos adicionales cada 24 h (carprofeno 4 mg/kg SQ - diluido a 5 mg/mL) y líquidos subcutáneos (5-7 mL).
4. Durante los primeros 3 días después de la recuperación (D1, D2 y D3), revise el kit dos veces al día, evaluando la evidencia de dolor, deambulación, apariencia incisional e hidratación. Una vez al día durante este período de tiempo, tome la temperatura del kit para asegurarse de que no haya evidencia de infección y de que la termorregulación sea adecuada.
5. Retire las suturas si las incisiones cicatrizan adecuadamente a los 7-10 días.

Resultados

El resultado exitoso de este proyecto requirió el desarrollo de múltiples parámetros en el procedimiento de implante y el protocolo de registro. La cirugía de implante se intentó o se realizó en 16 cachorros de conejo, y 14 sobrevivieron con éxito al procedimiento. De ellos, 12 sobrevivieron hasta el criterio de valoración experimental. En la Tabla 1 se destacan las causas de muerte intraoperatoria o posoperatoria, junto con las modificaciones del procedimiento q...

Discusión

El protocolo descrito para la inducción, el monitoreo y el apoyo anestésico equilibra las necesidades de investigación para el abordaje quirúrgico y la facilidad con los estándares de oro de la atención veterinaria. Antes de que el laboratorio adoptara el protocolo descrito como procedimiento estándar, se probaron otros posibles refinamientos, incluida la colocación de un implante subcutáneo dorsal, el uso de un tubo endotraqueal o una máscara laríngea para la vía aérea, y e...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
1 inch elastic wrap - Coban or Vetwrap	3M	https://www.3m.com/3M/en_US/p/d/b00003186/
4-0 PDS monofilament suture	Ethicon	https://www.jnjmedtech.com/en-US/company/ethicon/all-products
5-0 Ethilon nylon suture	Ethicon	https://www.jnjmedtech.com/en-US/company/ethicon/all-products
Acquisition computer	Dell	https://www.dell.com/en-us
Adhesive surgical towels	N/A	N/A
Anesthesia circuit - Jackson-Reevs with 0.5 L rebreathing bag	JorVet	J0248GA
Betadine scrub	N/A	N/A
Bupivicaine (0.5%)	N/A	N/A	Diluted to 2.5 mg/mL prior to administration
Buprenorphine (0.3 mg/mL)	N/A	N/A	Diluted to 0.03 mg/mL prior to administration
Burr - 1.00 mm	Cell Point Scientific	60-1000	to drill skull
Cafazolin (1 g lypholized)	N/A	N/A	Diluted to 50 mg/mL
Carprofen (50 mg/mL)	MWI Veterinary		Diluted to 25 mg/mL prior to administration
Cotton tipped applicators	N/A	N/A
Custom 3-D printed face mask	N/A	https://www.thingiverse.com/thing:923725
Dental acrylic	N/A	N/A
Diet Gel Criticare	Clear H2O	72-05-5042	Nutritional support
Dopper Gel - Aquasonic	Patterson	07-890-5542
Doppler - Vet-Dop2	Patterson	07-888-8986
Doxapram (20 mg/mL)	MWI Veterinary	N/A	Emergency only
Dumont #5 Fine Forceps	Fine Science Tools	11254-20	For holding screws
Duraprep	3M	8630	Final skin prep
ecgAuto data analysis software	emka technologies	N/A
Epinephrine (1:1000)	MWI Veterinary	N/A	Emergency only
Gauze	N/A	N/A
Glucometer ipet Pro	MWI Veterinary	63867	Monitor if poor recovery
Glycopyrrolate (0.2 mg/mL)	MWI Veterinary	N/A	Emergency only
Gram scale	N/A	N/A
Hemostats	Fine Science Tools	13008-12	Hold wire loops while tying the loop in place
Ideal Micro-drill	Cell Point Scientific	67-1204	To drill skull
Incubator	DRE-veterinary (Infantia - NB1)	N/A
Induction box	VetEquip	941444
Infared heating pad - RightTemp Jr	Kent Scientific Corporation	RT-0502
IOX2 data acquisition software	emka technologies	N/A
IV Catheter - Covidein Monoject 26 G, 3/4 inch PTFE	Patterson	07-836-8494
ketamine (100 mg/mL)	MWI Veterinary	N/A
Medical tape	N/A	N/A
Narrow Pattern Forceps - Straight/12 cm	Fine Science Tools	11002-12
Neonatal stethescope	Ultrascope	N/A
Olsen-Hegar Needle holder with scissors - 12 cm	Fine Science Tools	12002-12	For suturing
Ophthalmic ointment Puralube	MWI Veterinary	N/A	Administered to both eyes during anesthesia
Opthalmic Lubricant - Paralube Vet	Patterson	07-888-2572
Pulse oximeter (AccuWave Portable )	Patterson	07-892-9128	For prep and recovery; reads HR up to 400
Pulse oximeter (SDI - Vet/Ox plus 4700)	Heska	N/A	Intra-operative; no longer producted
Receiver	emka technologies	N/A	1 receiver for every 4 telemetry implants
Rectal thermometer	N/A	N/A
Scalpel	Fine Science Tools	10003-12
Scissors	Fine Science Tools	14002-12	To cut drape
Screw driver - 1.0 mm	N/A	N/A	From mini-screwdriver set for electronics
Screws 00-96 x 3/32 (2.4 mm)	Protech International	8L0X3905202F
Sevoflurane	MWI Veterinary		Maintenance anesthesia
Sevoflurane vaporizer and anesthesia machine	N/A	N/A
Skin glue, Gluture	MWI Veterinary	34207	Apply sparingly with syringe
Small scissors	Fine Science Tools	14084-08
Sterile aluminum foil	N/A	N/A	To wrap wires prior to rotating animal
Sterile paint brush	N/A	N/A	To apply dental acrylic
Sterile Saline	N/A	N/A
Sterile surgical gloves	N/A	N/A
Sterile ultrasound cover	N/A	N/A	To cover the drill
Sterile Water	N/A	N/A	For cefazolin reconstitution
Surgical blade no. 15	N/A	N/A
Surgical drape	N/A	N/A
Surgical gown	N/A	N/A
Swivel connector - Jorgensen Labs	Patterson	07-802-2349	To connect anesthesia circuit to face mask
Telemetry implant	emka technologies	easyTEL+_M1_EETA_B_35
Trocar	SAI	TRO-10-6	To tunnel wires