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  • matériels
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  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

Les mécanismes de la mort subite inattendue dans l’épilepsie (SUDEP) sont mal compris et difficiles à traduire à partir des modèles actuels. Les lapins transgéniques peuvent offrir des informations sur ces mécanismes. Nous décrivons une méthode d’enregistrement continu à long terme de l’électroencéphalographie et de l’électrocardiographie dans des chatons de lapin transgénique afin d’évaluer les événements graves pouvant entraîner la mort.

Résumé

Les variants pathogènes des gènes des canaux ioniques sont associés à un taux élevé de mort subite et inattendue dans l’épilepsie (SUDEP). Les mécanismes de la SUDEP sont mal compris, mais peuvent impliquer un dysfonctionnement autonome et des arythmies cardiaques en plus des convulsions. Certains gènes des canaux ioniques sont exprimés à la fois dans le cerveau et le cœur, ce qui peut augmenter le risque de SUDEP chez les patients atteints de canalopathies ioniques associées à l’épilepsie et aux arythmies cardiaques. Les lapins transgéniques exprimant des variantes de l’épilepsie fournissent un organisme entier pour étudier la physiologie complexe de la SUDEP. Il est important de noter que les lapins reproduisent plus fidèlement la physiologie cardiaque humaine que les modèles murins. Cependant, les modèles de lapins ont des considérations supplémentaires en matière de santé et d’anesthésie lorsqu’ils subissent des procédures de surveillance invasives. Nous avons mis au point une nouvelle méthode pour implanter chirurgicalement un dispositif de télémétrie pour la surveillance simultanée à long terme de l’électroencéphalogramme (EEG) et de l’électrocardiogramme (ECG) dans les kits de lapin nouveau-né. Ici, nous démontrons des méthodes chirurgicales pour implanter un appareil de télémétrie dans des kits P14 (plage de poids 175-250 g) avec une attention particulière à l’approche chirurgicale, à l’anesthésie et à la surveillance appropriées, et aux soins postopératoires, ce qui entraîne un faible taux de complications. Cette méthode permet une surveillance continue de l’électrophysiologie neurale et cardiaque aux moments critiques du développement des arythmies cardiaques, des convulsions et des SUDEP potentielles dans des modèles de lapin d’épilepsies génétiques ou acquises.

Introduction

La mort subite et inattendue dans l’épilepsie (SUDEP) est l’une des principales causes de décès chez les patients atteints d’épilepsie. Les mécanismes de la SUDEP sont mal compris, mais impliquent potentiellement un dysfonctionnement autonome, une apnée et des arythmies cardiaques en plus des crises d’épilepsie 1,2,3,4,5,6,7. Les patients atteints d’épilepsie génétique liée à la canalopathie ont l’un des taux les plus élevés de SUDEP. Par exemple, la SUDEP survient chez jusqu’à 20 % des patients avec des variantes du gène du canal sodique voltage-dépendant SCN1A8, le gène responsable du syndrome de Dravet, une épilepsie génétique qui apparaît au cours de la première année de vie. De nombreux gènes des canaux ioniques liés à l’épilepsie sont exprimés à la fois dans le cerveau et le cœur, les données de laboratoire et cliniques suggérant que des arythmies cardiaques peuvent être présentes chez les patients atteints d’épilepsies génétiques liées à la canalopathie7, 9, 10, 11, 12, augmentant potentiellement leur risque de SUDEP en raison d’une arythmie cardiaque mortelle induite par une crise ou de l’apparition simultanée de crises et d’arythmies. L’évaluation de la SUDEP en laboratoire pose de nombreux défis. D’un point de vue cardiaque, les potentiels d’action cardiaque chez la souris sont très différents de ceux de l’homme13, et les modèles humains iPSC-myocytes cardiaques14 ne peuvent pas reproduire les complexités de l’organisme entier. Les modèles transgéniques d’épilepsie génétique chez le lapin constituent un système idéal pour étudier la SUDEP, car la physiologie cardiaque du lapin reproduit plus fidèlement celle de l’homme13,15, tout en fournissant un organisme entier pour étudier la physiopathologie complexe. Étant donné que la SUDEP peut survenir dès la première crise, il est essentiel d’évaluer ces modèles animaux à un stade précoce pour comprendre l’apparition des crises et des arythmies cardiaques. L’enregistrement vidéo pendant la période néonatale est difficile, car les chatons sont souvent encore dans le nid. L’enregistrement continu d’un électroencéphalogramme (EEG) ou d’un électrocardiogramme (ECG) avec un système filaire traditionnel n’est pas possible lorsque les kits sont avec la digue. Il est peu probable que l’enregistrement intermittent permette de saisir des événements terminaux rares associés à la SUDEP. Nous nous sommes donc tournés vers le suivi télémétrique implantable sans fil pour fournir un enregistrement EEG et ECG simultané à long terme, continu et simultané dans les kits de lapin.

Les clés du succès de ce protocole sont une anesthésie appropriée et un soutien postopératoire pour ces animaux vulnérables. Les lapins courent un risque beaucoup plus élevé de mort par anesthésie (1,39 % à 4,8 %) que les chiens et les chats (0,17 % à 0,24 %) en raison de caractéristiques anatomiques et physiologiques uniques16,17. Les principaux facteurs contribuant à ce risque accru d’anesthésie comprennent une gestion sous-optimale des voies respiratoires et des complications postopératoires aiguës. De multiples facteurs contribuent à la difficulté de l’intubation chez les lapins, notamment une bouche longue et étroite avec une langue large, un angle aigu entre la bouche et le larynx, un déplacement dorsal de l’épiglotte, une susceptibilité accrue aux traumatismes laryngés et une propension accrue au laryngospasme 18,19,20. Après l’épisode d’anesthésie immédiat, les lapins risquent de développer un syndrome de stase gastro-intestinale potentiellement mortel. Il s’agit d’un problème complexe et multifactoriel, et l’anesthésie est supposée être contributive via des effets directs de médicaments inhibant la motilité gastrique et/ou l’anorexie secondaire post-procédurale pour n’importe quelle raison (douleur non soulagée, nausées, etc.)21. Aéroport de Lyna

La physiologie unique des lapins, des nouveau-nés et des nourrissons complique les défis associés à l’anesthésie et à la chirurgie. Les lapins ont des jeunes nés nidicoles avec des mécanismes sous-développés pour l’homéostasie physiologique et des considérations anatomiques particulières. L’accès et la surveillance par voie intraveineuse sont difficiles car la plupart des produits commerciaux ne sont pas optimisés pour la petite taille vasculaire, la fréquence cardiaque élevée au repos et la peau pigmentée des lapins à ceinture hollandaise et à croix blanche de Nouvelle-Zélande. Étant donné que le débit cardiaque dépend essentiellement de la fréquence cardiaque chez les nouveau-nés22 et qu’en général, la clairance du médicament par voie rénale ou hépatique est réduite par rapport aux adultes23, il est essentiel de prendre en compte le choix du médicament et la posologie appropriés. On pense que la principale cause de mort par anesthésie chez les lapins est secondaire à la dépression respiratoire et à l’apnée. En plus des problèmes de gestion des voies respiratoires déjà discutés pour tous les lapins, les nouveau-nés ont une respiration déprimée face à l’hypoxémie et à l’hypercapnie, ce qui rend cet aspect déjà difficile de l’anesthésie plus risqué24.

Dans ce protocole, nous décrivons une méthode réussie d’implantation de télémétrie EEG et ECG (Figure 1) dans un modèle d’épilepsie néonatale chez le lapin avec un taux de survie chirurgical et anesthésique élevé. Ces informations permettront à d’autres chercheurs de s’attaquer à des modèles de lapins néonatals difficiles pour faire avancer la recherche sur l’épilepsie, l’arythmie cardiaque et les troubles neurodéveloppementaux connexes.

Protocole

Tous les travaux décrits ont été examinés et approuvés par le comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de l’Université du Michigan dans le cadre d’un protocole d’utilisation des animaux approuvé et sont conformes aux lois et directives fédérales pertinentes, y compris la loi sur le bien-être des animaux de l’USDA et la politique du service de santé publique des NIH. L’Université du Michigan est une institution accréditée par l’AAALACi.

1. Préparation des animaux

  1. Kits de rasage grossier (âge P14-P19, poids >175 g) 1 à 2 jours avant l’intervention pour minimiser le temps d’anesthésie le jour de l’intervention à l’aide d’une tondeuse.
  2. Stérilisez à l’autoclave ou au gaz tous les outils et matériaux chirurgicaux (dans la mesure du possible) en préparation de l’intervention.
  3. Induire l’anesthésie avec de la kétamine (10 mg/kg IM), du HCl de buprénorphine (0,01 mg/kg IM) 0,3 mg/mL dilué à 0,03 mg/mL, et du sévoflurane et de l’oxygène par anesthésie par masque à l’aide d’un circuit sans réinspiration.
  4. Placez un cathéter intraveineux (IV) de 26 g dans la veine auriculaire (de préférence) ou la veine céphalique et rincez avec une solution saline héparinisée à 10 unités/ml.
  5. Rasez l’abdomen, la poitrine, le dos, le cou et la tête aussi près que possible de la peau à l’aide d’une lame #40 ou #50.
  6. Appliquez une pommade ophtalmique lubrifiante non médicamenteuse pour prévenir l’ulcération de la cornée.
  7. Administrer des analgésiques (carprofène 4 mg/kg SQ - dilué à 25 mg/mL) et un antibiotique périopératoire (céfazoline 20 mg/kg IV dilué à 50 mg/mL). Réadministrez des antibiotiques toutes les 90 à 180 minutes de temps chirurgical.

2. Préparation chirurgicale (figure 2)

  1. Transférez le kit anesthésié sur la table d’opération et placez-le en décubitus dorsal sur un coussin chauffant infrarouge contrôlé par un thermomètre rectal.
  2. Placez le nez et la bouche dans un masque facial imprimé en 3D personnalisé connecté à un connecteur pivotant à un circuit Jackson-Rees sans réinspiration (sac de 0,5 L) et maintenez une anesthésie au sévoflurane (1,5 % à 7 % pour l’effet) avec un débit d’oxygène de 2 L/min.
  3. Maintenez l’anesthésie avec du sévoflurane et surveillez la profondeur de l’anesthésie à l’aide d’un oxymètre de pouls sur l’oreille ou la patte et/ou d’un Doppler sur l’artère fémorale ou directement sur le cœur.
  4. Ajustez l’anesthésie tout au long de la procédure pour maintenir la fréquence cardiaque (FC) entre 180 et 260, la saturation en oxygène >85 % et la fréquence respiratoire entre 10 et 50 respirations par minute (visualisation directe des excursions ou du mouvement du sac de réinspiration).
    REMARQUE : Ayez à votre disposition des médicaments d’urgence (glycopyrrolate, épinéphrine, doxapram).
  5. Fixez le kit au masque facial en collant doucement les membres avant sur le masque.
  6. Positionnez le kit dans une position légèrement latérale droite en fixant lâchement la patte arrière gauche à la table d’opération.
  7. Préparez l’ensemble de l’abdomen avec un gommage chirurgical réchauffé alternant bétadine et sérum physiologique.
    REMARQUE : Une solution chirurgicale supplémentaire peut être utilisée pour terminer le gommage si vous le souhaitez. Le chirurgien, portant des blouses dédiées, un bonnet et des couvre-chaussures, frottera et enfilera aseptiquement une blouse et des gants stériles pour effectuer la procédure dans des conditions stériles.
  8. Placez des serviettes chirurgicales adhésives de chaque côté du kit et couvrez-le d’un grand champ chirurgical. Découpez un trou de taille appropriée pour exposer l’abdomen et la poitrine.
  9. Ouvrez l’implant sur le champ opératoire et placez des sutures d’ancrage non résorbables dans chacun des trous d’ancrage de l’implant. Laissez la suture attachée avec une queue de 5 à 6 cm (Figure 3A). Placez l’implant dans un bol de sérum physiologique chauffé.

3. Pose de l’implant dans l’abdomen

  1. Après avoir assuré une anesthésie adéquate, faites une incision de 3 cm à travers la peau le long de la linea alba avec un scalpel.
  2. Faites une incision soigneuse à travers le muscle pour ouvrir la cavité péritonéale.
  3. Placez l’implant dans la partie crânienne de la cavité abdominale et positionnez-le à gauche de l’incision.
  4. À l’aide d’un trocart, le fil ECG négatif est creusé dans la cavité péritonéale et la peau à environ 2 cm à droite de l’incision. Tunnelisez les 3 fils restants à 3-4 cm à gauche de l’incision pour permettre à l’implant de s’asseoir confortablement dans la cavité péritonéale.
  5. Fixez l’implant avec les sutures d’ancrage à la paroi ventrale de la cavité péritonéale, en veillant à ce qu’il n’y ait pas de piégeage intestinal (Figure 3B).
  6. Fermez la paroi abdominale avec une suture résorbable de manière continue.
  7. Fermez l’incision cutanée avec une suture non résorbable selon un schéma interrompu.

4. Placement des dérivations ECG

  1. Tunnelisez la sonde ECG négative sous-cutanée vers la partie supérieure droite du thorax au niveau de la première côte.
  2. Disséquez étourdement une poche sous-cutanée pour enrouler lâchement environ 10 cm de fil.
    REMARQUE : Des bobines serrées sous la peau peuvent entraîner une érosion de la peau et une exposition du fil.
  3. Coupez l’excédent de fil et créez une boucle avec le fil exposé en attachant l’extrémité au fil isolé avec une suture non résorbable.
  4. Fixez la boucle au muscle avec 2 sutures non résorbables.
  5. Fermez le muscle péritonéal à droite autour du fil avec 1 à 2 sutures résorbables selon un schéma interrompu.
  6. Fermez la peau au niveau de la partie supérieure droite de la poitrine et de l’abdomen droit avec 2 à 3 points de suture non résorbables de manière interrompue.
  7. Tunnelisez le conduit ECG positif vers la côte inférieure gauche et répétez les étapes ci-dessus pour le fixer au muscle et fermer l’incision.
  8. Tunnel : l’EEG mène par voie sous-cutanée vers le côté latéral gauche, aussi loin que possible dans le champ opératoire.
  9. Ajoutez 1 suture résorbable au muscle péritonéal gauche autour des fils émergents. Fermez la peau avec une suture non résorbable selon un schéma interrompu.
  10. Enveloppez les fils EEG exposés avec du papier d’aluminium stérile.

5. Préparation de la face dorsale

  1. Un assistant non stérile enlèvera ensuite le drap stérile et l’attache de jambe.
  2. Mettez le kit en position couchée (Figure 2B) tout en vous assurant que le masque reste bien en place en le tournant à l’aide du connecteur pivotant entre le masque et le circuit. Ajustez les moniteurs d’oxymètre de pouls et/ou de doppler au besoin pour assurer une surveillance anesthésique continue.
  3. Préparez le champ opératoire avec un gommage à la bétadine pour inclure la tête, le cou et tout le dos, en prenant soin de frotter autour de la région des fils sortants du côté gauche.
  4. Le chirurgien placera ensuite une serviette adhésive stérile sous le côté gauche pendant que le paquet de fils en papier d’aluminium est tenu par un assistant non stérile.
  5. Retirez stérilement et délicatement les fils du sachet d’aluminium et placez-les sur le champ stérile. Terminez le drapage avec des serviettes stériles.
  6. Couvrez d’un champ stérile et découpez une fenêtre suffisamment grande pour exposer tout le champ stérile.

6. Placement des sondes EEG

  1. Faites une incision de 3 cm à travers le cuir chevelu au milieu de la ligne médiane pour exposer le crâne.
  2. Utilisez un trocart pour creuser sous-cutané les dérivations EEG du côté gauche vers le crâne.
  3. Nettoyez et grattez le périoste des os pariétaux exposés à l’aide d’un scalpel.
  4. Insérez une perceuse à main dans un couvercle d’échographie stérile. Insérez une fraise de perceuse de 1,0 mm dans la perceuse.
  5. Percez des trous de bavure bilatéraux dans les os pariétaux à environ 0,5 cm en avant du lambda et 0,5 cm latéralement par rapport à la suture sagittale.
    REMARQUE : Attention à la quantité de pression exercée sur le crâne dorsal car cela peut obstruer les voies respiratoires ventrales, donc la surveillance respiratoire est essentielle à ce stade de la procédure. Une baisse régulière ou significative de la fréquence cardiaque peut indiquer une occlusion respiratoire (bradycardie secondaire à l’apnée) et devrait inciter à une évaluation et à une action immédiates.
  6. À l’aide d’une pince fine, placez une vis dans le trou de la bavure. À l’aide du tournevis, l’insertion est à peu près à mi-sens (Figure 3C).
  7. Disséquez étourdement une poche sous-cutanée le long de la nuque pour enrouler lâchement environ 10 cm de fil.
  8. Coupez l’excédent de fil. Dénudez l’isolant de la pointe et étirez le fil.
  9. Créez une boucle à l’extrémité du fil exposé en faisant un nœud, en gardant une petite boucle. Placez la boucle sur la vis et serrez la vis sur le crâne, en vous assurant que le fil touche la vis. Placez le fil de terre à gauche et le fil d’enregistrement à droite.
  10. Évaluez la fidélité des signaux de télémétrie sur le logiciel d’analyse une fois que tous les fils sont en place. Le signal EEG apparaîtra à une faible amplitude pendant que le kit est sous sédatif.
  11. Fixez les vis et les fils au crâne avec de l’acrylique dentaire et laissez-le durcir complètement.
  12. Fermez la peau avec une suture non résorbable sur la tête et le flanc gauche.
  13. Injecter de la bupivacaïne (dose maximale de 2 mg/kg de 5 mg/mL diluée à 2,5 mg/mL) par voie sous-cutanée à chaque incision. Couvrez chaque incision avec une petite quantité de colle cutanée administrée à l’aide d’une seringue à tuberculine.

7. Récupération de l’anesthésie

  1. Arrêtez l’anesthésie au sévoflurane et ne fournissez que de l’oxygène pendant au moins 5 minutes tout en retirant le ruban adhésif restant, le drapage et la surveillance anesthésique.
  2. Vérifiez la glycémie à l’aide d’un glucomètre et administrez des liquides sous-cutanés réchauffés à 10 % du poids corporel (kg).
  3. Une fois que l’animal réagit à un stimulus douloureux (pincement des orteils), placez-le dans un incubateur de récupération réglé à 37-38 °C.
    REMARQUE : Souvent, la température du kit baissera considérablement pendant ce transfert. Il peut être avantageux de retourner le kit dans le coussin chauffant infrarouge à biofeedback ou de fournir une chaleur supplémentaire supplémentaire.
  4. Surveillez visuellement en permanence et enregistrez la température rectale, les lectures de l’oxymètre de pouls, la fréquence cardiaque et la fréquence respiratoire toutes les 10 à 15 minutes.
  5. Une fois que l’animal est constamment ambulatoire et alerte, retirez le cathéter intraveineux et appliquez une pression sur le site jusqu’à ce que le saignement cesse.

8. Soins postopératoires et suivi

  1. Retournez le kit à la mère et aux compagnons de portée. Assurez-vous que du matériel de nidification et des aliments supplémentaires (tableau des matériaux) sont disponibles dans la cage pour aider à la thermorégulation et à la récupération.
  2. Vérifiez le kit tous les jours pendant 7 à 10 jours après la chirurgie, pesez-le quotidiennement et fournissez une nutrition supplémentaire dans la cage.
  3. Pendant les 2 premiers jours suivant la récupération (J1 et J2), administrer des analgésiques supplémentaires toutes les 24 h (carprofène 4 mg/kg SQ - dilué à 5 mg/mL) et des liquides sous-cutanés (5-7 mL).
  4. Pendant les 3 premiers jours après la récupération (J1, J2 et J3), vérifiez le kit deux fois par jour, en évaluant les signes de douleur, de déambulation, d’apparence incisionnelle et d’hydratation. Une fois par jour pendant cette période, prenez la température du kit pour vous assurer qu’il n’y a aucun signe d’infection et une thermorégulation appropriée.
  5. Retirez les sutures si les incisions guérissent correctement à 7-10 jours.

Résultats

Le succès de ce projet a nécessité le développement de plusieurs paramètres dans la procédure d’implant et le protocole d’enregistrement. La chirurgie implantaire a été tentée ou réalisée sur 16 petits lapins, dont 14 ont survécu avec succès à la procédure. Parmi eux, 12 ont survécu jusqu’au point final expérimental. Les raisons de la mort peropératoire ou postopératoire sont mises en évidence dans le tableau 1, ainsi que les modifications appor...

Discussion

Le protocole décrit pour l’induction, la surveillance et le soutien de l’anesthésie équilibre les besoins de recherche pour l’approche chirurgicale et la facilité avec les normes d’or des soins vétérinaires. Avant que le laboratoire n’adopte le protocole décrit comme procédure standard, plusieurs autres améliorations potentielles ont été testées, notamment la pose d’implants sous-cutanés dorsaux, l’utilisation d’un tube endotrachéal ou d’un masque laryngé...

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Les auteurs sont reconnaissants du financement accordé par les NIH R61NS130070 à LLI.

matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
1 inch elastic wrap - Coban or Vetwrap3Mhttps://www.3m.com/3M/en_US/p/d/b00003186/
4-0 PDS monofilament sutureEthiconhttps://www.jnjmedtech.com/en-US/company/ethicon/all-products
5-0 Ethilon nylon sutureEthiconhttps://www.jnjmedtech.com/en-US/company/ethicon/all-products
Acquisition computerDellhttps://www.dell.com/en-us
Adhesive surgical towelsN/AN/A
Anesthesia circuit - Jackson-Reevs with 0.5 L rebreathing bagJorVetJ0248GA
Betadine scrubN/AN/A
Bupivicaine (0.5%)N/AN/ADiluted to 2.5 mg/mL prior to administration
Buprenorphine (0.3 mg/mL)N/AN/ADiluted to 0.03 mg/mL prior to administration 
Burr - 1.00 mmCell Point Scientific60-1000to drill skull
Cafazolin (1 g lypholized)N/AN/ADiluted to 50 mg/mL
Carprofen (50 mg/mL)MWI VeterinaryDiluted to 25 mg/mL prior to administration
Cotton tipped applicatorsN/AN/A
Custom 3-D printed face maskN/Ahttps://www.thingiverse.com/thing:923725
Dental acrylicN/AN/A
Diet Gel CriticareClear H2O72-05-5042Nutritional support 
Dopper Gel - AquasonicPatterson 07-890-5542
Doppler - Vet-Dop2Patterson07-888-8986
Doxapram (20 mg/mL)MWI VeterinaryN/AEmergency only
Dumont #5 Fine ForcepsFine Science Tools11254-20For holding screws
Duraprep3M8630Final skin prep
ecgAuto data analysis softwareemka technologiesN/A
Epinephrine (1:1000)MWI VeterinaryN/AEmergency only
GauzeN/AN/A
Glucometer ipet ProMWI Veterinary63867Monitor if poor recovery
Glycopyrrolate (0.2 mg/mL)MWI VeterinaryN/AEmergency only
Gram scaleN/AN/A
HemostatsFine Science Tools13008-12Hold wire loops while tying the loop in place
Ideal Micro-drillCell Point Scientific67-1204To drill skull
IncubatorDRE-veterinary (Infantia - NB1)N/A
Induction boxVetEquip941444
Infared heating pad - RightTemp JrKent Scientific CorporationRT-0502
IOX2 data acquisition softwareemka technologiesN/A
IV Catheter - Covidein Monoject 26 G, 3/4 inch PTFE Patterson 07-836-8494
ketamine (100 mg/mL)MWI VeterinaryN/A
Medical tapeN/AN/A
Narrow Pattern Forceps - Straight/12 cmFine Science Tools11002-12
Neonatal stethescopeUltrascopeN/A
Olsen-Hegar Needle holder with scissors - 12 cmFine Science Tools12002-12For suturing
Ophthalmic ointment PuralubeMWI VeterinaryN/AAdministered to both eyes during anesthesia
Opthalmic Lubricant - Paralube VetPatterson 07-888-2572
Pulse oximeter (AccuWave Portable )Patterson07-892-9128For prep and recovery; reads HR up to 400
Pulse oximeter (SDI - Vet/Ox plus 4700)HeskaN/AIntra-operative; no longer producted
Receiveremka technologiesN/A1 receiver for every 4 telemetry implants
Rectal thermometerN/AN/A
ScalpelFine Science Tools10003-12
ScissorsFine Science Tools14002-12To cut drape
Screw driver - 1.0 mmN/AN/AFrom mini-screwdriver set for electronics
Screws 00-96 x 3/32 (2.4 mm)Protech International8L0X3905202F
SevofluraneMWI VeterinaryMaintenance anesthesia
Sevoflurane vaporizer and anesthesia machineN/AN/A
Skin glue, GlutureMWI Veterinary34207Apply sparingly with syringe
Small scissorsFine Science Tools14084-08
Sterile aluminum foilN/AN/ATo wrap wires prior to rotating animal 
Sterile paint brushN/AN/ATo apply dental acrylic 
Sterile SalineN/AN/A
Sterile surgical glovesN/AN/A
Sterile ultrasound coverN/AN/ATo cover the drill
Sterile WaterN/AN/AFor cefazolin reconstitution
Surgical blade no. 15N/AN/A
Surgical drapeN/AN/A
Surgical gownN/AN/A
Swivel connector - Jorgensen LabsPatterson 07-802-2349To connect anesthesia circuit to face mask
Telemetry implantemka technologies easyTEL+_M1_EETA_B_35
TrocarSAITRO-10-6To tunnel wires

Références

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