Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Epilepside ani beklenmedik ölüm mekanizmaları (SUDEP) tam olarak anlaşılamamıştır ve mevcut modellerden tercüme edilmesi zordur. Transgenik tavşanlar bu mekanizmalar hakkında fikir verebilir. Ölümle sonuçlanabilecek ciddi olayları değerlendirmek için transgenik tavşan kitlerinde uzun süreli, sürekli elektroensefalografi ve elektrokardiyografi kayıtları için bir yöntem tarif ediyoruz.

Özet

İyon kanalı genlerindeki patojenik varyantlar, epilepside (SUDEP) yüksek oranda ani beklenmedik ölüm ile ilişkilidir. SUDEP'in mekanizmaları tam olarak anlaşılamamıştır ancak nöbetlere ek olarak otonomik disfonksiyon ve kardiyak aritmileri de içerebilir. Bazı iyon kanalı genleri hem beyinde hem de kalpte eksprese edilir ve epilepsi ve kardiyak aritmilerle ilişkili iyon kanalopatileri olan hastalarda SUDEP riskini potansiyel olarak artırır. Epilepsi varyantlarını eksprese eden transgenik tavşanlar, SUDEP'in karmaşık fizyolojisini incelemek için bütün bir organizma sağlar. Daha da önemlisi, tavşanlar insan kalp fizyolojisini fare modellerinden daha yakından kopyalar. Bununla birlikte, tavşan modellerinin, invaziv izleme prosedürlerinden geçerken ek sağlık ve anestezi hususları vardır. Yenidoğan tavşan kitlerinde uzun süreli eşzamanlı elektroensefalogram (EEG) ve elektrokardiyogram (EKG) izlemesi için bir telemetri cihazını cerrahi olarak implante etmek için yeni bir yöntem geliştirdik. Burada, P14 (ağırlık aralığı 175-250 g) kitlerine bir telemetri cihazı yerleştirmek için cerrahi yaklaşım, uygun anestezi ve monitörizasyon ve ameliyat sonrası bakım ile ilgili ayrıntılı dikkat gösterilerek düşük komplikasyon oranı elde edilen cerrahi yöntemler gösterilmektedir. Bu yöntem, genetik veya edinilmiş epilepsilerin tavşan modellerinde kardiyak aritmiler, nöbetler ve potansiyel SUDEP gelişimindeki kritik noktalarda nöral ve kardiyak elektrofizyolojinin sürekli izlenmesine izin verir.

Giriş

Epilepside ani beklenmedik ölüm (SUDEP), epilepsili hastalarda önde gelen bir ölüm nedenidir. SUDEP'in mekanizmaları tam olarak anlaşılamamıştır, ancak potansiyel olarak nöbetlere ek olarak otonomik disfonksiyon, apne ve kardiyak aritmileri içerir 1,2,3,4,5,6,7. Lokanalopatiye bağlı genetik epilepsileri olan hastalar en yüksek SUDEP oranlarına sahiptir. Örneğin, SUDEP, yaşamın ilk yılında başlayan genetik bir epilepsi olan Dravet sendromundan sorumlu gen olan voltaj kapılı sodyum kanal geni SCN1A8'de varyantları olan hastaların% 20'sinde görülür. Epilepsiye bağlı birçok iyon kanalı geni hem beyinde hem de kalpte eksprese edilir, laboratuvar ve klinik veriler, kanalopatiye bağlı genetik epilepsileri olan hastalarda kardiyak aritmilerin mevcut olabileceğini düşündürmektedir7, 9,10,11,12 ve potansiyel olarak nöbet kaynaklı ölümcül kardiyak aritmi veya aynı anda nöbet ve aritmi oluşumu nedeniyle SUDEP riskini artırır. SUDEP'in laboratuvar ortamında değerlendirilmesi çok sayıda zorluğu beraberinde getirmektedir. Kardiyak bir bakış açısına göre, farelerdeki kardiyak aksiyon potansiyelleri insanlardakinden çok farklıdır13 ve insan iPSC-kardiyak miyosit modelleri14 tüm organizmanın karmaşıklıklarını çoğaltamaz. Genetik epilepsilerin transgenik tavşan modelleri, tavşan kardiyak fizyolojisi insan13,15'inkini daha yakından kopyaladığından, karmaşık patofizyolojiyi incelemek için bütün bir organizma sağlarken, SUDEP'i incelemek için ideal bir sistem sağlar. SUDEP ilk nöbet kadar erken ortaya çıkabileceğinden, bu hayvan modellerini erken bir zaman noktasından değerlendirmek, hem nöbetlerin hem de kardiyak aritmilerin başlangıcını anlamak için esastır. Yenidoğan döneminde video kaydı zordur, çünkü tavşan kitleri genellikle hala yuvadadır. Geleneksel bir kablolu sistemle sürekli elektroensefalogram (EEG) veya elektrokardiyogram (EKG) kaydı, kitler barajdayken mümkün değildir. Aralıklı kaydın SUDEP ile ilişkili nadir, terminal olayları yakalaması olası değildir. Bu nedenle, tavşan kitlerinde uzun süreli, sürekli, eş zamanlı EEG ve EKG kaydı sağlamak için kablosuz implante edilebilir telemetri izlemeye yöneldik.

Bu protokolde başarının anahtarı, bu hassas hayvanlar için uygun anestezi ve postoperatif destektir. Tavşanlar, benzersiz anatomik ve fizyolojik özellikler nedeniyle köpek ve kedilere (%0.17-%0.24) kıyasla anestezik ölüm riski (%1.39-%4.8) çok daha yüksektir16,17. Bu artmış anestezik riske ana katkıda bulunanlar arasında optimal olmayan hava yolu yönetimi ve akut postoperatif komplikasyonlar yer alır. Geniş dilli uzun, dar bir ağız, ağız ile gırtlak arasında keskin bir açı, epiglotun dorsal yer değiştirmesi, laringeal travmaya karşı artan duyarlılık ve laringospazm eğiliminin artması dahil olmak üzere birçok faktör tavşanlarda entübasyon zorluğuna katkıda bulunur 18,19,20. Anında anestezik ataktan sonra, tavşanlar hayatı tehdit eden gastrointestinal staz sendromu geliştirme riski altındadır. Bu karmaşık, çok faktörlü bir problemdir ve anestezinin, herhangi bir nedenle (rahatlamayan ağrı, mide bulantısı, vb.) prosedür sonrası mide motilitesini ve/veya sekonder anoreksiyi inhibe eden doğrudan ilaç etkileri yoluyla katkıda bulunduğu varsayılmaktadır.21.

Tavşan yenidoğanların ve bebeklerin benzersiz fizyolojisi, anestezi ve cerrahi ile ilgili zorlukları daha da kötüleştirir. Tavşanlar, fizyolojik homeostaz ve özel anatomik hususlar için az gelişmiş mekanizmalarla doğan altricial gençlere sahiptir. Çoğu ticari ürün, Hollanda kemerli ve Yeni Zelanda Beyaz çapraz tavşan kitlerinin küçük vasküler boyutu, yüksek dinlenme kalp atış hızı ve pigmentli cildi için optimize edilmediğinden, intravenöz erişim ve izleme zordur. Yenidoğanlarda22 kardiyak debi esas olarak kalp atış hızına bağlı olduğundan ve genel olarak böbrek veya karaciğer yolu ile ilaç klerensi yetişkinlere23 kıyasla azaldığından, uygun ilaç seçimi ve dozu ile ilgili hususlar kritiktir. Tavşanlarda anestezik ölümün birincil nedeninin solunum depresyonu ve apneye ikincil olduğu düşünülmektedir. Tüm tavşanlar için daha önce tartışılan hava yolu yönetimi sorunlarına ek olarak, yenidoğanların hipoksemi ve hiperkapni karşısında depresif bir solunum dürtüsü vardır ve bu da anestezinin zaten zorlu olan bu yönünü daha riskli hale getirir24.

Bu protokolde, epilepsi hastasının neonatal tavşan modelinde cerrahi ve anestezik sağkalım oranı yüksek olan EEG ve EKG telemetri implantı için başarılı bir yöntem tanımlanmıştır (Şekil 1). Bu bilgi, diğer araştırmacıların epilepsi, kardiyak aritmi ve ilgili nörogelişimsel bozukluklarla ilgili araştırmaları ilerletmek için zorlu yenidoğan tavşan modellerinin üstesinden gelmelerini sağlayacaktır.

Protokol

Açıklanan tüm çalışmalar, onaylanmış bir hayvan kullanım protokolünün bir parçası olarak Michigan Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi tarafından gözden geçirilmiş ve onaylanmıştır ve USDA Hayvan Refahı Yasası ve NIH Halk Sağlığı Hizmeti Politikası dahil olmak üzere ilgili federal yasalar ve yönergelerle uyumludur. Michigan Üniversitesi, AAALACi tarafından akredite edilmiş bir kurumdur.

1. Hayvan hazırlama

  1. İşlemden 1-2 gün önce cerrahi tıraş kitleri (yaş P14-P19, ağırlık >175 g) ve ameliyat günü makas kullanarak anestezi süresini en aza indirin.
  2. Prosedüre hazırlanırken tüm cerrahi alet ve malzemeleri (mümkün olduğunca) otoklav veya gazla sterilize edin.
  3. Ketamin (10 mg / kg IM), buprenorfin HCl (0.01 mg / kg IM) 0.3 mg / mL'ye seyreltilmiş 0.3 mg / mL ve yeniden solumayan bir devre kullanarak maske anestezisi yoluyla sevofluran ve oksijen ile anesteziyi indükleyin.
  4. Auriküler ven (tercih edilen) veya sefalik ven içine 26 G 3/4" intravenöz (IV) kateter yerleştirin ve heparinize salin 10 birim / mL ile yıkayın.
  5. # 40 veya # 50 bıçak kullanarak karın, göğüs, sırt, boyn ve başı cilde mümkün olduğunca yakın tıraş edin.
  6. Kornea ülserasyonunu önlemek için ilaçsız kayganlaştırıcı oftalmik merhem uygulayın.
  7. Analjezikler (carprofen 4 mg / kg SQ - 25 mg / mL'ye seyreltilmiş) ve perioperatif antibiyotik (sefazolin 20 mg / kg IV, 50 mg / mL'ye seyreltilmiş) uygulayın. Cerrahi sürenin her 90-180 dakikasında bir antibiyotikleri yeniden uygulayın.

2. Cerrahi hazırlık (Şekil 2)

  1. Anestezi kitini ameliyat masasına aktarın ve rektal termometre ile kontrol edilen kızılötesi bir ısıtma yastığına sırtüstü yatırın.
  2. Burnu ve ağzı, yeniden nefes almayan bir Jackson-Rees devresine (0,5 L torba) döner bir konektörle bağlı özel bir 3D baskılı yüz maskesine yerleştirin ve 2 L / dk'da oksijen akışıyla sevofluran anestezisine (etki için% 1,5 -% 7) devam edin.
  3. Sevofluran ile anesteziyi koruyun ve anestezi derinliğini kulak veya pençe üzerinde bir nabız oksimetresi ve / veya femoral arter üzerinde veya doğrudan kalp üzerinde bir Doppler ile izleyin.
  4. Kalp atış hızını (HR) 180-260, oksijen satürasyonunu %>85) ve solunum hızını dakikada 10-50 nefes arasında tutmak için prosedür boyunca anesteziyi ayarlayın (gezilerin doğrudan görselleştirilmesi veya yeniden solunum torbasının hareketi).
    NOT: Acil durum ilaçları bulundurun (glikopirrolat, epinefrin, doksapram).
  5. Ön uzuvları maskeye nazikçe bantlayarak kiti yüz maskesine sabitleyin.
  6. Sol arka bacağını ameliyat masasına gevşek bir şekilde sabitleyerek kiti hafif sağ yanal bir konuma getirin.
  7. Tüm karnı ısıtılmış bir cerrahi ovma, alternatif betadin ve steril salin ile hazırlayın.
    NOT: İstenirse fırçalamayı bitirmek için ek bir cerrahi solüsyon kullanılabilir. Özel önlükler, saç boneleri ve galoşlar giyen cerrah, prosedürü steril koşullar altında gerçekleştirmek için aseptik olarak fırçalayacak ve steril önlük ve eldiven giyecektir.
  8. Kitin her iki tarafına yapışkanlı cerrahi havlular yerleştirin ve üzerini büyük bir cerrahi örtü ile örtün. Karın ve göğsü ortaya çıkarmak için uygun büyüklükte bir delik açın.
  9. İmplantı cerrahi alana açın ve implant ankraj deliklerinin her birine emilmeyen ankraj dikişleri yerleştirin. Sütürü 5-6 cm'lik bir kuyrukla bağlı bırakın (Şekil 3A). İmplantı ısıtılmış steril tuzlu su dolu bir kaseye yerleştirin.

3. İmplantın karın içine yerleştirilmesi

  1. Yeterli anesteziyi sağladıktan sonra, bir neşter ile linea alba boyunca deriden 3 cm'lik bir kesi yapın.
  2. Periton boşluğunu açmak için kas boyunca dikkatli bir kesi yapın.
  3. İmplantı karın boşluğunun kraniyal kısmına yerleştirin ve insizyonun soluna yerleştirin.
  4. Negatif EKG telini periton boşluğundan ve cildi insizyonun yaklaşık 2 cm sağında tünellemek için bir trokar kullanın. İmplantın periton boşluğu içinde rahat bir şekilde oturmasını sağlamak için kalan 3 teli insizyonun 3-4 cm soluna tünelleyin.
  5. İmplantı ankraj dikişleri ile periton boşluğunun ventral duvarına sabitleyin ve bağırsak sıkışması olmadığından emin olun (Şekil 3B).
  6. Karın duvarını sürekli bir düzende emilebilir bir sütür ile kapatın.
  7. Cilt kesisini kesikli bir şekilde emilmeyen bir sütürle kapatın.

4. EKG uçlarının yerleştirilmesi

  1. Negatif EKG ucunu deri altından ilk kaburga seviyesinde sağ üst göğse tünelleyin.
  2. Yaklaşık 10 cm'lik teli gevşek bir şekilde sarmak için deri altı bir cebi kör bir şekilde inceleyin.
    NOT: Deri altındaki sıkı bobinler cilt erozyonuna ve tel maruziyetine neden olabilir.
  3. Fazla teli kesin ve ucunu emilemeyen bir dikiş ile yalıtılmış tele bağlayarak açıkta kalan tel ile bir halka oluşturun.
  4. İlmeği 2 adet emilmeyen sütürle kasın üzerine sabitleyin.
  5. Telin etrafında sağdaki periton kasını 1-2 adet emilebilir sütür ile kesikli bir şekilde kapatın.
  6. Sağ üst göğüs ve sağ karın bölgesindeki cildi 2-3 adet emilmeyen sütürle kesintili bir şekilde kapatın.
  7. Pozitif EKG kablosunu sol alt kaburgaya tünelleyin ve kaslara sabitlemek ve insizyonu kapatmak için yukarıdaki adımları tekrarlayın.
  8. Tünel: EEG, cerrahi alanda mümkün olduğunca deri altından sol lateral tarafa yönlendirir.
  9. Çıkan tellerin etrafında solda bulunan periton kasına 1 adet emilebilir sütür ekleyin. Cildi emilemeyen sütür ile kesikli bir şekilde kapatın.
  10. Açıkta kalan EEG tellerini steril alüminyum folyo ile sarın.

5. Sırt yüzeyinin hazırlanması

  1. Steril olmayan bir asistan daha sonra steril örtüyü ve bacak bağını çıkaracaktır.
  2. Yüz maskesi ile devre arasındaki döner konektörü kullanarak döndürerek yüz maskesinin güvenli bir şekilde yerinde kalmasını sağlarken kiti yüzüstü konuma getirin (Şekil 2B). Sürekli anestezik izlemeyi sağlamak için nabız öküz ve/veya doppler monitörlerini gerektiği gibi ayarlayın.
  3. Cerrahi alanı, sol taraftaki çıkan tellerin bulunduğu bölgeyi fırçalamak için dikkatli bir şekilde baş, boyun ve tüm sırtı içerecek şekilde bir betadin ovma ile hazırlayın.
  4. Cerrah daha sonra sol tarafın altına steril bir yapışkan havlu yerleştirirken, alüminyum folyo tel paketi steril olmayan bir asistan tarafından tutulur.
  5. Kabloları steril ve nazikçe alüminyum paketten çıkarın ve steril alana yerleştirin. Örtüyü steril havlularla bitirin.
  6. Steril bir örtü ile örtün ve tüm steril alanı açığa çıkaracak kadar büyük bir pencere kesin.

6. EEG derivasyonlarının yerleştirilmesi

  1. Kafatasını ortaya çıkarmak için orta hatta kafa derisinden 3 cm'lik bir kesi yapın.
  2. EEG kablolarını sol taraftan kafatasına deri altından tünellemek için bir trokar kullanın.
  3. Bir neşter kullanarak açıkta kalan parietal kemiklerden periosteuumu temizleyin ve kazıyın.
  4. Steril bir ultrason kapağına el tipi bir matkap yerleştirin. Matkaba 1.0 mm'lik bir matkap çapağı yerleştirin.
  5. Parietal kemiklere, lambdanın yaklaşık 0,5 cm önünde ve sagital sütürün 0,5 cm yanında bilateral çapak delikleri açın.
    NOT: Ventral hava yolunu tıkayabileceğinden, dorsal kafatasına uygulanan basınç miktarına dikkat edin, bu nedenle prosedürün bu noktasında solunum izleme çok önemlidir. Kalp atış hızındaki sabit veya önemli bir düşüş, solunum tıkanıklığını (apneye sekonder bradikardi) gösterebilir ve derhal değerlendirme ve harekete geçilmelidir.
  6. Çapak deliğine bir vida yerleştirmek için ince forseps kullanın. Yaklaşık yarıya kadar sokmak için tornavidayı kullanın (Şekil 3C).
  7. Yaklaşık 10 cm'lik teli gevşek bir şekilde sarmak için boynun arkası boyunca deri altı bir cebi kör bir şekilde inceleyin.
  8. Fazla kabloyu kesin. İzolasyonu uçtan soyun ve teli gerin.
  9. Açıkta kalan telin sonunda bir düğüm atarak, küçük bir ilmek tutarak bir ilmek oluşturun. Halkayı vidanın üzerine yerleştirin ve telin vidaya temas ettiğinden emin olarak vidayı kafatasına sıkın. Topraklama kablosunu sola ve kayıt kablosunu sağa yerleştirin.
  10. Tüm kablolar yerleştirildikten sonra analiz yazılımındaki telemetri sinyallerini aslına uygunluk açısından değerlendirin. Kit sakinleştirilirken EEG sinyali düşük bir genlikte görünecektir.
  11. Vidaları ve telleri diş akrilik ile kafatasına sabitleyin ve tamamen sertleşmesine izin verin.
  12. Baş ve sol yanda emilmeyen bir dikiş ile cildi kapatın.
  13. Her insizyonda deri altından bupivakain (maksimum doz 2 mg / kg 5 mg / mL, 2.5 mg / mL'ye seyreltilmiş) enjekte edin. Her kesiği bir tüberkülin şırıngası kullanılarak uygulanan az miktarda cilt yapıştırıcısı ile örtün.

7. Anestezi iyileşmesi

  1. Sevofluran anestezisini kapatın ve kalan bandı, örtüyü ve anestezik izlemeyi çıkarırken en az 5 dakika boyunca sadece oksijen sağlayın.
  2. Bir glükometre kullanarak kan şekeri seviyelerini kontrol edin ve ısıtılmış deri altı sıvılarını vücut ağırlığının% 10'unda (kg) uygulayın.
  3. Hayvan ağrılı bir uyarana (ayak parmağı çimdikleme) tepki verdiğinde, 37-38 °C'ye ayarlanmış bir kurtarma inkübatörüne geçin.
    NOT: Çoğu zaman, bu aktarım sırasında kitin sıcaklığı önemli ölçüde düşecektir. Kiti biofeedback kızılötesi ısıtma yastığına geri döndürmek veya ek ek ısı sağlamak faydalı olabilir.
  4. Görsel olarak sürekli izleyin ve her 10-15 dakikada bir rektal sıcaklığı, nabız oksimetresi okumalarını, kalp atış hızını ve solunum hızını kaydedin.
  5. Hayvan sürekli olarak ayaktan ve uyanık olduğunda, intravenöz kateteri çıkarın ve kanama durana kadar bölgeye baskı uygulayın.

8. Ameliyat sonrası bakım ve izleme

  1. Kiti baraja ve çöp arkadaşlarına iade edin. Termoregülasyon ve toparlanmaya yardımcı olmak için kafeste yuvalama materyali ve ek beslenmenin (Malzeme Tablosu) bulunduğundan emin olun.
  2. Ameliyatı takip eden 7-10 gün boyunca kiti günlük olarak kontrol edin, günlük tartı yapın ve kafes içinde ek beslenme sağlayın.
  3. İyileşmeden sonraki ilk 2 gün (D1 ve D2), her 24 saatte bir ek analjezikler (carprofen 4 mg / kg SQ - 5 mg / mL'ye seyreltilmiş) ve deri altı sıvıları (5-7 mL) verin.
  4. İyileşmeden sonraki ilk 3 gün (D1, D2 ve D3) kiti günde iki kez kontrol edin ve ağrı, ambulasyon, insizyonel görünüm ve hidrasyon kanıtlarını değerlendirin. Bu süre zarfında günde bir kez, enfeksiyon kanıtı olmadığından ve uygun termoregülasyondan emin olmak için kitin sıcaklığını ölçün.
  5. Kesiler 7-10 gün içinde uygun şekilde iyileşirse dikişleri çıkarın.

Sonuçlar

Bu projenin başarılı bir şekilde sonuçlanması, implant prosedüründe ve kayıt protokolünde birden fazla parametrenin geliştirilmesini gerektirdi. İmplant cerrahisi 16 tavşan kiti üzerinde denendi veya gerçekleştirildi ve 14'ü prosedürden başarıyla kurtuldu. Bunlardan 12'si deneysel son noktaya kadar hayatta kaldı. İntraoperatif veya postoperatif ölüm nedenleri, deneysel son noktaya ulaşmada gelecekteki başarıya izin veren prosedür değişiklikleri ile birlikte ...

Tartışmalar

Anestezik indüksiyon, izleme ve destek için açıklanan protokol, cerrahi yaklaşım için araştırma ihtiyaçlarını dengeler ve veteriner bakımının altın standartlarıyla kolaylık sağlar. Laboratuvar tarif edilen protokolü standart prosedür olarak benimsemeden önce, dorsal deri altı implant yerleştirilmesi, endotrakeal tüp veya laringeal maske hava yolunun kullanımı ve kalp atış hızının izlenmesi için özofagus stetoskop eklentisinin kullanımı dahil olmak üze...

Açıklamalar

Yazarların ifşa edecek hiçbir şeyi yok.

Teşekkürler

Yazarlar, NIH R61NS130070 tarafından LLI'ye sağlanan finansman için minnettardır.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
1 inch elastic wrap - Coban or Vetwrap3Mhttps://www.3m.com/3M/en_US/p/d/b00003186/
4-0 PDS monofilament sutureEthiconhttps://www.jnjmedtech.com/en-US/company/ethicon/all-products
5-0 Ethilon nylon sutureEthiconhttps://www.jnjmedtech.com/en-US/company/ethicon/all-products
Acquisition computerDellhttps://www.dell.com/en-us
Adhesive surgical towelsN/AN/A
Anesthesia circuit - Jackson-Reevs with 0.5 L rebreathing bagJorVetJ0248GA
Betadine scrubN/AN/A
Bupivicaine (0.5%)N/AN/ADiluted to 2.5 mg/mL prior to administration
Buprenorphine (0.3 mg/mL)N/AN/ADiluted to 0.03 mg/mL prior to administration 
Burr - 1.00 mmCell Point Scientific60-1000to drill skull
Cafazolin (1 g lypholized)N/AN/ADiluted to 50 mg/mL
Carprofen (50 mg/mL)MWI VeterinaryDiluted to 25 mg/mL prior to administration
Cotton tipped applicatorsN/AN/A
Custom 3-D printed face maskN/Ahttps://www.thingiverse.com/thing:923725
Dental acrylicN/AN/A
Diet Gel CriticareClear H2O72-05-5042Nutritional support 
Dopper Gel - AquasonicPatterson 07-890-5542
Doppler - Vet-Dop2Patterson07-888-8986
Doxapram (20 mg/mL)MWI VeterinaryN/AEmergency only
Dumont #5 Fine ForcepsFine Science Tools11254-20For holding screws
Duraprep3M8630Final skin prep
ecgAuto data analysis softwareemka technologiesN/A
Epinephrine (1:1000)MWI VeterinaryN/AEmergency only
GauzeN/AN/A
Glucometer ipet ProMWI Veterinary63867Monitor if poor recovery
Glycopyrrolate (0.2 mg/mL)MWI VeterinaryN/AEmergency only
Gram scaleN/AN/A
HemostatsFine Science Tools13008-12Hold wire loops while tying the loop in place
Ideal Micro-drillCell Point Scientific67-1204To drill skull
IncubatorDRE-veterinary (Infantia - NB1)N/A
Induction boxVetEquip941444
Infared heating pad - RightTemp JrKent Scientific CorporationRT-0502
IOX2 data acquisition softwareemka technologiesN/A
IV Catheter - Covidein Monoject 26 G, 3/4 inch PTFE Patterson 07-836-8494
ketamine (100 mg/mL)MWI VeterinaryN/A
Medical tapeN/AN/A
Narrow Pattern Forceps - Straight/12 cmFine Science Tools11002-12
Neonatal stethescopeUltrascopeN/A
Olsen-Hegar Needle holder with scissors - 12 cmFine Science Tools12002-12For suturing
Ophthalmic ointment PuralubeMWI VeterinaryN/AAdministered to both eyes during anesthesia
Opthalmic Lubricant - Paralube VetPatterson 07-888-2572
Pulse oximeter (AccuWave Portable )Patterson07-892-9128For prep and recovery; reads HR up to 400
Pulse oximeter (SDI - Vet/Ox plus 4700)HeskaN/AIntra-operative; no longer producted
Receiveremka technologiesN/A1 receiver for every 4 telemetry implants
Rectal thermometerN/AN/A
ScalpelFine Science Tools10003-12
ScissorsFine Science Tools14002-12To cut drape
Screw driver - 1.0 mmN/AN/AFrom mini-screwdriver set for electronics
Screws 00-96 x 3/32 (2.4 mm)Protech International8L0X3905202F
SevofluraneMWI VeterinaryMaintenance anesthesia
Sevoflurane vaporizer and anesthesia machineN/AN/A
Skin glue, GlutureMWI Veterinary34207Apply sparingly with syringe
Small scissorsFine Science Tools14084-08
Sterile aluminum foilN/AN/ATo wrap wires prior to rotating animal 
Sterile paint brushN/AN/ATo apply dental acrylic 
Sterile SalineN/AN/A
Sterile surgical glovesN/AN/A
Sterile ultrasound coverN/AN/ATo cover the drill
Sterile WaterN/AN/AFor cefazolin reconstitution
Surgical blade no. 15N/AN/A
Surgical drapeN/AN/A
Surgical gownN/AN/A
Swivel connector - Jorgensen LabsPatterson 07-802-2349To connect anesthesia circuit to face mask
Telemetry implantemka technologies easyTEL+_M1_EETA_B_35
TrocarSAITRO-10-6To tunnel wires

Referanslar

  1. Bagnall, R. D., Crompton, D. E., Semsarian, C. Genetic Basis of Sudden Unexpected Death in Epilepsy. Front Neurol. 8, 348 (2017).
  2. Surges, R., et al. Pathologic cardiac repolarization in pharmacoresistant epilepsy and its potential role in sudden unexpected death in epilepsy: a case-control study. Epilepsia. 51 (2), 233-242 (2010).
  3. Surges, R., Thijs, R. D., Tan, H. L., Sander, J. W. Sudden unexpected death in epilepsy: risk factors and potential pathomechanisms. Nat Rev Neurol. 5 (9), 492-504 (2009).
  4. Shorvon, S., Tomson, T. Sudden unexpected death in epilepsy. Lancet. 378 (9808), 2028-2038 (2011).
  5. Schuele, S. U., et al. Video-electrographic and clinical features in patients with ictal asystole. Neurology. 69 (5), 434-441 (2007).
  6. Massey, C. A., Sowers, L. P., Dlouhy, B. J., Richerson, G. B. Mechanisms of sudden unexpected death in epilepsy: the pathway to prevention. Nat Rev Neurol. 10 (5), 271-282 (2014).
  7. Sahly, A. N., Shevell, M., Sadleir, L. G., Myers, K. A. SUDEP risk and autonomic dysfunction in genetic epilepsies. Auton Neurosci. 237, 102907 (2022).
  8. Cooper, M. S., et al. Mortality in Dravet syndrome. Epilepsy Res. 128, 43-47 (2016).
  9. Negishi, Y., et al. SCN8A-related developmental and epileptic encephalopathy with ictal asystole requiring cardiac pacemaker implantation. Brain Dev. 43 (7), 804-808 (2021).
  10. Meisler, M. H., et al. SCN8A encephalopathy: Research progress and prospects. Epilepsia. 57 (7), 1027-1035 (2016).
  11. Watanabe, H., et al. Sodium channel β1 subunit mutations associated with Brugada syndrome and cardiac conduction disease in humans. J Clin Invest. 118 (6), 2260-2268 (2008).
  12. Goldman, A. M., Glasscock, E., Yoo, J., Chen, T. T., Klassen, T. L., Noebels, J. L. Arrhythmia in heart and brain: KCNQ1 mutations link epilepsy and sudden unexplained death. Sci Transl Med. 1 (2), 2ra6 (2009).
  13. Nerbonne, J. M. Mouse models of arrhythmogenic cardiovascular disease: challenges and opportunities. Curr Opin Pharmacol. 15, 107-114 (2014).
  14. Frasier, C. R., et al. Channelopathy as a SUDEP Biomarker in Dravet Syndrome patient-derived cardiac myocytes. Stem Cell Rep. 11 (3), 626-634 (2018).
  15. Camacho, P., Fan, H., Liu, Z., He, J. -. Q. Small mammalian animal models of heart disease. Am J Cardiovasc. 6 (3), 70-80 (2016).
  16. Brodbelt, D. Perioperative mortality in small animal anaesthesia. Vet J. 182 (2), 152-161 (2009).
  17. Lee, H. W., Machin, H., Adami, C. Peri-anaesthetic mortality and nonfatal gastrointestinal complications in pet rabbits: a retrospective study on 210 cases. Vet Anaes Anal. 45 (4), 520-528 (2018).
  18. Comolli, J., et al. Comparison of endoscopic endotracheal intubation and the v-gel supraglottic airway device for spontaneously ventilating New Zealand white rabbits undergoing ovariohysterectomy. Vet Rec. 187 (10), e84-e84 (2020).
  19. Grint, N. J., Sayers, I. R., Cecchi, R., Harley, R., Day, M. J. Postanaesthetic tracheal strictures in three rabbits. Lab Anim. 40 (3), 301-308 (2006).
  20. Phaneuf, L. R., Barker, S., Groleau, M. A., Turner, P. V. Tracheal injury after endotracheal intubation and anesthesia in rabbits. J Am Assoc Lab Anim Sci. 45 (6), 67-72 (2006).
  21. Quesenberry, K. E., Orcutt, C. J., Mans, C., Carpenter, J. W. Gastrointestinal Diseases of Rabbits. Ferrets, Rabbits, and Rodents. , (2020).
  22. Desai, A., Macrae, D. . Cardiovascular Physiology in Infants, Children, and Adolescents. Pediatric and Congenital Cardiology, Cardiac Surgery and Intensive Care. , (2020).
  23. Bansal, N., Momin, S., Bansal, R., Venkata, S. K. R. G., Ruser, L., Yusuf, K. Pharmacokinetics of drugs: newborn perspective. Pediatr Med. 7, 19 (2024).
  24. Trachsel, D., Erb, T. O., Hammer, J., von Ungern-Sternberg, B. S. Developmental respiratory physiology. Paediat Anaesth. 32 (2), 108-117 (2022).
  25. Benito, S., Hadley, S., Camprubí-Camprubí, M., Sanchez-de-Toledo, J. Blind endotracheal intubation in neonatal rabbits. J Vis Exp. 168, e61874 (2021).
  26. Okamoto, S., Matsuura, N., Ichinohe, T. Effects of volatile anesthetics on oral tissue blood flow in rabbits: A comparison among isoflurane, sevoflurane, and desflurane. J Oral Maxillofac Surg. 73 (9), 1714.e1-1714.e8 (2015).
  27. Elshalakany, N. A., Salah, A. M. Comparative study: evaluation of the effect of sevoflurane versus isoflurane in general anesthesia for pediatric patients undergoing cardiac catheterization. Egypt J Anaesth. 38 (1), 409-414 (2022).
  28. Anjana, R. R., Parikh, P. V., Mahla, J. K., Kelawala, D. N., Patel, K. P., Ashwath, S. N. Comparative evaluation of isoflurane and sevoflurane in avian patients. Vet World. 14 (5), 1067-1073 (2021).
  29. Johnson, R. A., Striler, E., Sawyer, D. C., Brunson, D. B. Comparison of isoflurane with sevoflurane for anesthesia induction and recovery in adult dogs. Am J Vet Res. 59 (4), 478-481 (1998).
  30. Campbell, C., Nahrwold, M. L., Miller, D. D. Clinical comparison of sevoflurane and isoflurane when administered with nitrous oxide for surgical procedures of intermediate duration. Can J Anaesth. 42 (10), 884-890 (1995).
  31. TerRiet, M. F., et al. Which is most pungent: isoflurane, sevoflurane, or desflurane. Br J Anaesth. 85 (2), 305-307 (2000).
  32. Khanna, V. K., Pleuvry, B. J. A study of naloxone and doxapram as agents for the reversal of neuroleptanalgesic respiratory depression in the conscious rabbit. Br J Anaesth. 50 (9), 905-912 (1978).
  33. Flecknell, P. A., Liles, J. H., Wootton, R. Reversal of fentanyl/fluanisone neuroleptanalgesia in the rabbit using mixed agonist/antagonist opioids. Lab Anim. 23 (2), 147-155 (1989).
  34. Shafford, H. L., Schadt, J. C. Respiratory and cardiovascular effects of buprenorphine in conscious rabbits. Vet Anaesth Analg. 35 (4), 326-332 (2008).
  35. Feldman, E. R., Singh, B., Mishkin, N. G., Lachenauer, E. R., Martin-Flores, M., Daugherity, E. K. Effects of cisapride, buprenorphine, and their combination on gastrointestinal transit in New Zealand white rabbits. J Am Assoc Lab Anim Sci. 60 (2), 221-228 (2021).
  36. Harcourt-Brown, F. M., Harcourt-Brown, S. F. Clinical value of blood glucose measurement in pet rabbits. Vet Rec. 170 (26), 674-674 (2012).
  37. Rivera, D. A., Buglione, A. E., Ray, S. E., Schaffer, C. B. MousePZT: A simple, reliable, low-cost device for vital sign monitoring and respiratory gating in mice under anesthesia. PLoS One. 19 (3), e0299047 (2024).
  38. Nicou, C. M., Passaglia, C. L. Characterization of intraocular pressure variability in conscious rats. Exp Eye Res. 239, 109757 (2024).
  39. Sadko, K. J., Leishman, D. J., Bailie, M. B., Lauver, D. A. A simple accurate method for concentration-QTc analysis in preclinical animal models. J Pharmacol Toxicol Methods. 128, 107528 (2024).
  40. Vuong, J. S., Garrett, J. J., Connolly, M. J., York, A. R., Gross, R. E., Devergnas, A. Head mounted telemetry system for seizures monitoring and sleep scoring on non-human primate. J Neurosci Methods. 346, 108915 (2020).
  41. Bosinski, C., Wagner, K., Zhou, X., Liu, L., Auerbach, D. S. Multi-system monitoring for identification of seizures, arrhythmias and apnea in conscious restrained rabbits. J Vis Exp. (169), e62256 (2021).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

ElektroensefalogramElektrokardiyogramTelemetri CihazlarYenido an Tav an KitleriEpilepside Ani Beklenmedik l mSUDEPyon Kanal GenleriKardiyak AritmilerTransgenik Tav anlarCerrahi mplantasyonElektrofizyoloji zlemiAnestezi HususlarAmeliyat Sonras Bak m

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır