Este trabajo fue apoyado por una beca de la MRC.

1. El apareamiento y la recolección de huevos <ol><li> Medaka mujeres y hombres se pueden distinguir fácilmente por el tamaño y la forma de las aletas anal y dorsal. Las aletas anales de los machos son más grandes y con forma de paralelogramo, en comparación con el de las hembras. La aleta anal femenino es más pequeño y con forma de triángulo. La aleta dorsal macho tiene una muesca profunda claramente visible entre los dos últimos rayos. </li><li> Medaka poner hasta 40 huevos todos los días y las hembras llevan los huevos medaka agrupadas en su vientre por filamentos de unión durante varias horas antes de que se despojó a las plantas en el tanque. </li><li> Las hembras pueden quedar atrapados en una red y mantenida en el interior suavemente de ambos lados con una sola mano. Los huevos se pueden suavemente burla de la barriga con el dedo índice de la otra mano. La hembra puede ser devuelto al tanque. Los huevos deben ser transferidos a una placa de Petri de 6 cm llena de medios de embriones con fórceps romos o un dedo. </li><li> Pares medaka rara vez luchan cuando se mantienen en una caja pequeña de apareamiento. Por lo tanto, se pueden mantener en un pequeño tanque con flujo de agua para que puedan ser alimentados y los huevos se pueden recoger desde el mismo par todos los días durante un par de meses. </li><li> Es importante que las hembras no deben ser mantenidos sin los hombres, ya que la ovulación ocurre todos los días en las mujeres medaka. De lo contrario, las mujeres no pueden entregar los huevos y sentirse mal. </li></ol> 2. Embriones de limpieza <ol><li> Transferencia agrupado los huevos con una pipeta de vidrio al papel de lija (P2000 tamaño de grano, resistente al agua) colocado en la tapa de una caja de Petri de 9 cm. Retire el exceso de medio, sino garantizar un volumen suficiente como para evitar que restos de secado de los embriones. </li><li> Ruede suavemente los embriones en el papel de lija con el dedo índice, aplicando una presión mínima y manteniendo los dedos en paralelo a la superficie del papel de la arena durante unos 45-60 segundos para eliminar algunos de los pelos de la superficie externa del corion. No ruede más de 5.7 embriones a la vez esta precaución reducirá al mínimo el riesgo de aplastamiento de los embriones por debajo de la otra. </li><li> La transferencia de embriones limpia con un plato fresco de medio embrión. </li></ol> 3. Hacer las placas de agarosa para la celebración de los embriones durante la microinyección Los embriones se mantienen en depresiones durante la inyección hecha con un molde de plexiglás en el 1,5% de agarosa (Figura 1). La concentración de agarosa es importante mantener los embriones correctamente. <ol><li> En primer lugar, hacer un marco de agarosa para mantener el molde de plexiglás. Vierta agarosa al 1,5% en agua a una profundidad de 0,5 cm en una placa de Petri de 9 cm y esperar hasta que se solidifica por completo. Recorta una zona de la agarosa sólo mayor que el tamaño del molde. </li><li> Vierta agarosa al 1,5% para rellenar el área de corte y colocar el molde para que no queden atrapadas burbujas y esperar hasta que se solidifica de agarosa. Esta placa de agarosa se puede almacenar en el refrigerador para acelerar solidifaction. </li><li> Retire el molde para crear canales para sostener los huevos. Añadir medio embrión suficiente para sumergir el molde, cubrir y guardar a 4 ° C hasta que se necesite. <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. Esquema de la medida del molde utilizado para preparar los canales en placas de agarosa para la microinyección. </li></ol> 4. Microinyección de embriones medaka En medaka, ADN, ARN, oligonucleótidos morfolino y tintes trazadores microinyección a través del corion en el citoplasma del 1 al 64 de células embrionarias etapa en lugar de la yema como en el pez cebra. Desde el citoplasma es más pequeño y menos visible en medaka, práctica mediante la inyección de colorantes como la rodamina dextrano se recomienda para desarrollar esta habilidad. Además del rojo de fenol como trazador también se anima a permitir la confirmación de las inyecciones. A medida que el corion rodea embriones medaka es duro, una aguja corta, fuerte inyección de ancho y es necesario (Figura 2). Prepare esta aguja fuerte inyección de ancho de un filamento de vidrio que contienen capilares. <ol><li> Preparar la solución de la inyección con rojo fenol como trazador y cargarlo en la aguja de la parte posterior con un microloader Eppendorf. Conecte la aguja del inyector de aire de la bomba. </li><li> Los huevos se recogerán y agrupado tan pronto como sea posible después de la fertilización para inyectar en el estadio de una célula. Más embriones pueden ser inyectados por el almacenamiento en hielo (no más de 30 minutos) para detener la división celular. <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2. Comparación de las agujas medaka y pez cebra. Tenga en cuenta que la punta de la aguja de MF (arriba) es más corto y más ancho por lo tanto, más fuerte para perforar el corion dura alrededor de embriones medaka. </li><li> La transferencia de los huevos en la placa de agarosa y alinearlos en las bateas con una pinza. Justo antes de la inyección, cinco huevos se deben rotar por lo que la membrana celular del citoplasma de una célula puede ser golpeado por THe aguja perpendicularmente. El citoplasma de la célula se puede encontrar buscando en un área desprovista de pequeñas gotitas de aceite que es opuesto al del lado del huevo con gotas de aceite más denso. El ámbito en el que se puede confirmar que el citoplasma de vista desde el lado. </li><li> Coloque la aguja cerca de los huevos. Abra la punta de la aguja tocando suavemente la punta de la aguja para el corion o el uso de microforceps (Figura 3). Una pequeña cantidad de sustancia de la inyección se debe considerar que el flujo hacia fuera. </li><li> Punción a través del corion para colocar la punta de la aguja en su interior del corion. Ajustar la presión de la celebración del inyector a ser relativamente alta, para asegurar que no se produce el reflujo, debido a la alta presión sobre la punción a través del corion duro (configuración de 80-100hPA de presión de mantenimiento y 500 700 hPa para la presión de inyección). </li><li> Inserte la punta de la aguja en el citoplasma por bruscamente empujando su membrana. No inserte la punta de la aguja en la yema. A diferencia de pez cebra, la sustancia inyectada en la yema no será transferida al citoplasma. Líquidos inyectados tienen un límite distinto cuando se inyecta en la yema de huevo, mientras que la frontera es borrosa cuando está en el citoplasma (Figura 4). De vez en cuando la aguja puede ser bloqueada por agarosa / escombros. Fórceps puede ser usado para tocar / rebreak el extremo de la aguja y eliminar el bloqueo. Si la aguja se rompe en cualquier momento durante la inyección de burbujas, se verá en el medio del embrión y la sustancia que se inyecta se perderá. Las inyecciones deben ser realizadas de manera sistemática, de arriba abajo a lo largo de los canales de agarosa y de izquierda a derecha en el molde. </li><li> Embriones inyectados debe ser transferido a un recipiente limpio con medio embrión y el desarrollo a la temperatura adecuada. <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig3.jpg" alt="Figura 3" /> Figura 3. Romper la punta de la aguja antes de la inyección. 1: Mueva la punta de la aguja cerca del corion del embrión; 2: Toca el corion y mover la aguja hacia atrás y hacia adelante suavemente para romper la punta; 3: Cuando una pequeña cantidad de sustancia de inyección fluye fuera de la final de la aguja, lo que confirma la rotura de la punta. </li></ol> 5. Los resultados representativos <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig4.jpg" alt="Figura 4" /> Figura 4. Imágenes representativas de inyectar embriones medaka. El panel A muestra una imagen representativa de la inyección correcta de rodamina dextrano en el citoplasma de una célula del embrión etapa medaka. El panel B muestra una imagen representativa de la inyección incorrecta de rodamina dextrano en el saco vitelino de un estado embrionario de las células medaka. Los paneles C y D muestran los embriones de los grupos A y B, respectivamente, en aproximadamente 30 horas después de la inyección. EM: embrión, es anterior al alza en los paneles C y D y el punto de vista es dorsal. Tenga en cuenta que el cuerpo del embrión en el panel D no es rojo como el medio de contraste se inyectó correctamente en el saco vitelino. Las flechas en B y D indican rodamina dextrano inyecta incorrectamente en el saco vitelino en cuenta el límite circular distintas. Las líneas de puntos en A y B indican esquema del citoplasma de una célula, vista es lateral.

<ol>
	<li>Furutani-Seiki, M., Sasado, T., Morinaga, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+systematic+genome-wide+screen+for+mutations+affecting+organogenesis+in+Medaka,+Oryzias+latipes.">A systematic genome-wide screen for mutations affecting organogenesis in Medaka, Oryzias latipes.</a> Mech Dev. 121, 647-658 (2004).</li><li>Furutani-Seiki, M., Wittbrodt, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Medaka+and+zebrafish,+an+evolutionary+twin+study.">Medaka and zebrafish, an evolutionary twin study.</a> Mech. Dev. 121, 629-6237 (2004).</li></ol>

En este vídeo, se demuestra un método para trazador celular, ARNm, ADN o anti-sentido de la inyección de oligonucleótidos en una etapa de células de embriones medaka. Esta técnica nos ha permitido estudiar diversos procesos de desarrollo in-vivo en tiempo real. Este proceso y el análisis detallado posterior que ofrece tiene el potencial de mejorar significativamente nuestra comprensión de la organogénesis de vertebrados y la biología celular subyacente. Tal conocimiento puede ser importante para el, y el rendimiento de las aplicaciones terapéuticas en medicina regenerativa.

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		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>4" fine net</td>
<td>Tools</td>
<td>J &amp; K Aquatics Ltd.</td>
<td>MD001</td>
<td>Used to capture fish during egg harvesting.</td>
</tr>
<tr>
<td>Embryo medium</td>
<td>Reagent</td>
<td>Made in-house</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>200ml 50X stock solution, 1ml 1%methyleneblue in H2O/10 liter RO water (50X stock solution: NaCl 14.7g, KCl 0.6g, CaCl2 2H2O 2.4g, MgSO4 7H2O 4.0g/1 litre RO water.</td>
</tr>
<tr>
<td>Fine waterproof sandpaper - p2000 grit size </td>
<td>Tools</td>
<td>Hermes Abrasives Ltd.</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Very fine grit size for rolling/cleaning embryos with chorions.</td>
</tr>
<tr>
<td>Borosilicate glass capillaries</td>
<td>Tool</td>
<td>Harvard Apparatus</td>
<td>GC100-10F</td>
<td>For making microinjection needles.</td>
</tr>
<tr>
<td>Micropipette puller</td>
<td>Equipment</td>
<td>Narishige scientific instrument lab</td>
<td>Model PP-830</td>
<td>For making microinjection needles.</td>
</tr>
<tr>
<td>Eppendorf microloader</td>
<td>Tool</td>
<td>Eppendorf</td>
<td>5242956.003</td>
<td>For loading microinjection needles.</td>
</tr>
<tr>
<td>Microinjector apparatus </td>
<td>Equipment</td>
<td>Eppendorf</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Model 5242.</td>
</tr>
<tr>
<td>Micromanipulator</td>
<td>Equipment</td>
<td>Narishige</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Model MN151.</td>
</tr>
<tr>
<td>Agarose injection plate</td>
<td>Tools</td>
<td>Made in-house</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>For holding embryos during injection.</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

microinjection of medaka embryos for use as a model genetic organism

En este vídeo, se demuestra la técnica de microinyección en un escenario de células de embriones medaka. Medaka es una pequeña puesta de huevos de peces de agua dulce que permite a los análisis genéticos y embriológicos y es uno de los organismos modelo vertebrado en el que todo el genoma impulsado fenotipo mutante pantallas se llevaron a cabo 1, como en el pez cebra y el ratón. Divergencia de superposición de funciones de los genes relacionados entre medaka y pez cebra permite la identificación de los fenotipos de la novela que no son identificables en una sola especie 2, por lo tanto medaka y pez cebra son complementarios para la disección genética de las funciones de genoma de los vertebrados. Para aprovechar las ventajas de los peces medaka cuyos embriones son transparentes y desarrollar el exterior, la microinyección es una técnica fundamental para inyectar células marcadores de las células de etiquetado, ARNm o de oligonucleótidos antisentido para la sobre-expresión y derribando los genes de interés, y las autoridades nacionales designadas para la toma de líneas transgénicas.

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Microinjection of Medaka Embryos for use as a Model Genetic Organism

Medaka y pez cebra son complementarios para la disección genética de las funciones de genoma de los vertebrados. Este protocolo pone de relieve los puntos clave para el éxito de microinyección en embriones medaka, una técnica importante para el análisis embriológicos y genéticos con medaka y pez cebra en un laboratorio.

Microinyección de embriones de medaka para su uso como un organismo modelo genético

In this video, we demonstrate the technique of microinjection into one-cell stage medaka embryos. Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows ...

microinjection-of-medaka-embryos-for-use-as-a-model-genetic-organism

Research

JoVE Journal

Biology

25.6K vistas.  University of Bath. Medaka y pez cebra son complementarios para la disección genética de las funciones de genoma de los vertebrados. Este protocolo pone de relieve los puntos clave para el éxito de microinyección en embriones medaka, una técnica importante para el análisis embriológicos y genéticos con medaka y pez cebra en un laboratorio.

Video: Microinjection of Medaka Embryos for use as a Model Genetic Organism

Microinjection of A. aegypti Embryos to Obtain Transgenic Mosquitoes

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue fever.  The techniques for correctly preparing microinjection needles, dessicating embryos, and performing microinjection are demonstrated.

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue fever. The techniques for correctly preparing microinjection needles, dessicating embryos, and performing microinjection are demonstrated.

Microinyección de A. aegypti embriones para obtener los mosquitos transgénicos

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue ...

Investigación

Biología

Method for Culture of Early Chick Embryos ex vivo (New Culture)

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying  the formation and patterning of brain, neural tube, somite and heart primordia. Applications of chick embryo culture include electroporation of DNA or RNA constructs in order to analyze gene function, grafts of growth factor coated beads such as FGFs and BMPs , as well as whole mount in situ hybridization and immunohistochemistry. This video demonstrates the different steps in chick embryo culture; First, the embryo is explanted in saline. Then, the embryo is centered on a glass ring. The membranes surrounding the embryo are lifted along the walls of the ring. The ring is then placed in a culture dish containing a pool of albumine. The culture dish is sealed and placed in a humid chamber, where the embryo is cultured for up to 24 hrs. Finally, the embryo is removed from the ring, fixed and processed for further applications. A troubleshooting guide is also presented.

Method for Culture of Early Chick Embryos ex vivo New Culture

This video demonstrates New culture, a method by which chick embryos are cultured outside the egg for up to 24 hr. This method enables one to study early development (primitive streak to 14 som.), a period corresponding to E7-9 in mouse. Applications of this technique include electroporation, in situ hybridization and immunohistochemistry.

Método para la Cultura de primeros embriones del polluelo ex vivo (Nueva Cultura)

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ...

Double Whole Mount in situ Hybridization of Early Chick Embryos

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying  gene expression in brain, neural tube, somite and heart primordia formation. This video demonstrates the different steps in 2-color whole mount in situ hybridization; First, the embryo is dissected from the egg and fixed in paraformaldehyde. Second, the embryo is processed for prehybridization. The embryo is then hybridized with two different probes, one coupled to DIG, and one coupled to FITC.  Following overnight hybridization, the embryo is incubated with DIG coupled antibody. Color reaction for DIG substrate is performed, and the region of interest appears blue. The embryo is then incubated with FITC coupled antibody. The embryo is processed for color reaction with FITC, and the region of interest appears red. Finally, the embryo is fixed and processed for phtograph and sectioning. A troubleshooting guide is also presented.

This video demonstrates 2-color whole mount in situ hybridization, a method by which the spatial and temporal expression pattern of 2 different genes can be visualized in young chick embryos. This method was originally introduced by David Wilkinson, Domingos Henrique, Phil Ingham and David Ish -Horowicz.

Monte doble entero hibridación in situ de embriones de pollo temprano

Method for Whole Mount Antibody Staining in Chick

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying antibody expression in developing brain, neural tube and somite. This video demonstrates the different steps in whole-mount antibody staining using HRP conjugated secondary antibodies; First, the embryo is dissected from the egg and fixed in paraformaldehyde. Second, endogenous peroxidase is inactivated; The embryo is then exposed to primary antibody. After several washes, the embryo is incubated with secondary antibody conjugated to HRP. Peroxidase activity is revealed using reaction with diaminobenzidine substrate. Finally, the embryo is fixed and processed for photography and sectioning. The advantage of this method over the use of fluorescent antibodies is that embryos can be processed for wax sectioning, thus enabling the study of antigen sites in cross section. This method was originally introduced by Jane Dodd and Tom Jessell 1.

This video demonstrates whole mount immunohistochemistry, a method by which the spatial and temporal expression pattern of an antigen can be visualized in young chick embryos. This method was originally introduced by Jane Dodd and Tom Jessell.

Método para la tinción de anticuerpos enteros en el monte del polluelo

Assay for Neural Induction in the Chick Embryo

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying the formation and initial patterning of the nervous system. This video demonstrates how to graft organizer tissue into a host, a method by which Hensen s node (the organizer in the chick embryo) is grafted to a host competent ectoderm. The organizer graft instructs overlying na ve tissue to adopt a neural fate via neural inducing signals. This mechanism is referred to as neural induction, and constitutes the initial step in the formation of brain and spinal cord in amniotes. This method is essentially used for the characterization of putative neural inducing molecules in chick. This video demonstrates the different steps in the assay for neural induction; First, the donnor embryo is explanted and pinned on a dish. Then, the host embryo is prepared for New culture. The graft is excised and transplanted to the host area pellucida margin. The host is cultured for 18-22 hrs. The assembly is fixed and processed for further applications (e.g. in situ hybridization). This method was originally devised by Waddington 1,2 and Gallera 3,4.

Neural induction is the first step in the formation of the brain. It is a mechanism by which Hensen's node (organizer), instructs adjacent tissue to adopt a neural fate, i.e. to give rise to the nervous system. This video demonstrates an assay for neural induction in chick embryo.

Ensayo de inducción neural en el embrión de pollo

Use of Rotorod as a Method for the Qualitative Analysis of Walking in Rat

High speed videoanalysis of the details of movement can provide a source of information about qualitative aspects of walking movements. When walking on a rotorod, animals remain in approximately the same place making repetitive movements of stepping. Thus the task provides a rich source of information on the details of foot stepping movements. Subjects were hemi-Parkinson analogue rats, produced by injection of 6-hydroxydopamine (6-OHDA) into the right nigrostriatal bundle to deplete nigrostriatal dopamine (DA). The present report provides a video analysis illustration of animals previously were filmed from frontal, lateral, and posterior views as they walked (15). Rating scales and frame-by-frame replay of the video records of stepping behavior indicated that the hemi-Parkinson rats were chronically impaired in posture and limb use contralateral to the DA-depletion. The contralateral limbs participated less in initiating and sustaining propulsion than the ipsilateral limbs. These deficits secondary to unilateral DA-depletion show that the rotorod provides a use task for the analysis of stepping movements.

The rotorod test is used to assess motor status in the walking movement of hemi-Parkinson analogue rats.

El uso de Rotorod como un método para el análisis cualitativo de la Ruta de la rata

High speed videoanalysis of the details of movement can provide a source of information about qualitative aspects of walking movements. When walking on a ...

Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic oligonucleotides with antisense complementarity to target RNAs, can be added to the embryo to reduce the expression of a particular gene product.  Conversely, processed mRNA can be added to the embryo to increase levels of a gene product.  The vehicle for adding either mRNA or morpholino to an embryo is microinjection.  Microinjection is efficient and rapid, allowing for the injection of hundreds of embryos per hour.  This video shows all the steps involved in microinjection.  Briefly, eggs are collected immediately after being laid and lined up against a microscope slide in a Petri dish.  Next, a fine-tipped needle loaded with injection material is connected to a microinjector and an air source, and the microinjector controls are adjusted to produce a desirable injection volume.  Finally, the needle is plunged into the embryo's yolk and the morpholino or mRNA is expelled.

This video shows how morpholino or mRNA can be injected into zebrafish embryos at the one-cell stage to decrease or increase the level of specific gene products during subsequent development.

Microinyección de embriones de pez cebra para analizar la función génica

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic ...

Genetic Studies of Human DNA Repair Proteins Using Yeast as a Model System 

Understanding the roles of human DNA repair proteins in genetic pathways is a formidable challenge to many researchers. Genetic studies in mammalian systems have been limited due to the lack of readily available tools including defined mutant genetic cell lines, regulatory expression systems, and appropriate selectable markers. To circumvent these difficulties, model genetic systems in lower eukaryotes have become an attractive choice for the study of functionally conserved DNA repair proteins and pathways. We have developed a model yeast system to study the poorly defined genetic functions of the Werner syndrome helicase-nuclease (WRN) in nucleic acid metabolism. Cellular phenotypes associated with defined genetic mutant backgrounds can be investigated to clarify the cellular and molecular functions of WRN through its catalytic activities and protein interactions. The human WRN gene and associated variants, cloned into DNA plasmids for expression in yeast, can be placed under the control of a regulatory plasmid element. The expression construct can then be transformed into the appropriate yeast mutant background, and genetic function assayed by a variety of methodologies. Using this approach, we determined that WRN, like its related RecQ family members BLM and Sgs1, operates in a Top3-dependent pathway that is likely to be important for genomic stability. This is described in our recent publication [1] at <a href="http://www.impactaging.com">www.impactaging.com</a>. Detailed methods of specific assays for genetic complementation studies in yeast are provided in this paper.

Genetic Studies of Human DNA Repair Proteins Using Yeast as a Model System

Genetic studies in yeast can be employed to investigate the molecular and cellular functions of human genes in cellular DNA metabolism. Methods are described for the genetic characterization of the human WRN gene product defective in the premature aging disorder Werner syndrome in functionally conserved pathways using yeast as a tractable model system.

Los estudios genéticos de proteínas humanas de reparación del ADN utilizando la levadura como un sistema modelo

Understanding the roles of human DNA repair proteins in genetic pathways is a formidable challenge to many researchers.  Genetic studies in mammalian ...

Dechorionation of Medaka Embryos and Cell Transplantation for the Generation of Chimeras

Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows both genetic and embryological analyses and is one of the three vertebrate model organisms in which genome-wide phenotype-driven mutant screens were carried out 1. Divergence of functional overlap of related genes between medaka and zebrafish allows identification of novel phenotypes that are unidentifiable in a single species 2, thus medaka and zebrafish are complementary for genetic dissection of the vertebrate genome functions. Manipulation of medaka embryos, such as dechorionation, mounting embryos for imaging and cell transplantation, are key procedures to work on both medaka and zebrafish in a laboratory. Cell transplantation examines cell autonomy of medaka mutations. Chimeras are generated by transplanting labeled cells from donor embryos into unlabeled recipient embryos. Donor cells can be transplanted to specific areas of the recipient embryos based on the fate maps 3 so that clones from transplanted cells can be integrated in the tissue of interest during development. Due to the hard chorion and soft embryos, manipulation of medaka embryos is more involved than in zebrafish. In this video, we show detailed procedures to manipulate medaka embryos.

Due to the hard chorion and soft embryos, manipulation of medaka embryos is more involved than in zebrafish. This video shows step-by-step procedures for how to manipulate medaka embryos, including dechorionation, mounting in agarose for imaging and cell transplantation for the production of chimeras. These procedures are essential to use medaka and zebrafish in a laboratory to take full advantage of their complementary features for the genetic dissection of vertebrate genome functions.

Dechorionation de embriones de medaka y trasplante de células para la generación de quimeras

Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows both genetic and embryological analyses and is one of the three vertebrate model organisms in ...

Use of Time Lapse Microscopy to Visualize Anoxia-induced Suspended Animation in C. elegans Embryos

Caenorhabdits elegans has been used extensively in the study of stress resistance, which is facilitated by the transparency of the adult and embryo stages as well as by the availability of genetic mutants and transgenic strains expressing a myriad of fusion proteins1-4. In addition, dynamic processes such as cell division can be viewed using fluorescently labeled reporter proteins. The study of mitosis can be facilitated through the use of time-lapse experiments in various systems including intact organisms; thus the early C. elegans embryo is well suited for this study. Presented here is a technique by which in vivo imaging of sub-cellular structures in response to anoxic (99.999% N2; &lt;2 ppm O2) stress is possible using a simple gas flow through setup on a high-powered microscope. A microincubation chamber is used in conjunction with nitrogen gas flow through and a spinning disc confocal microscope to create a controlled environment in which animals can be imaged in vivo. Using GFP-tagged gamma tubulin and histone, the dynamics and arrest of cell division can be monitored before, during and after exposure to an oxygen-deprived environment. The results of this technique are high resolution, detailed videos and images of cellular structures within blastomeres of embryos exposed to oxygen deprivation.

Use of Time Lapse Microscopy to Visualize Anoxia-induced Suspended Animation in C. elegans Embryos

Described here is an in vivo technique to image sub-cellular structures in animals exposed to anoxia using a gas flow through microincubation chamber in conjunction with a spinning disc confocal microscope. This method is straightforward and flexible enough to suit a variety of experimental parameters and model systems.

El uso de microscopía lapso de tiempo para Visualizar anoxia inducida animación suspendida en<em&gt; C. elegans</em&gt; Los embriones

Caenorhabdits elegans has been used extensively in the study of stress resistance, which is facilitated by the transparency of the adult and embryo stages ...