Agradecemos a Santiago Suarez para la lectura crítica del manuscrito y Betty Cowgill para la ayuda en la fotografía. También agradecemos a los revisores anónimos por sus comentarios críticos. Este trabajo es apoyado por la Universidad de Delaware Fondo de Investigación.

1. Preparación de protamina sulfato de (PS) Platos Coated <ol><li> Preparar la solución de 1% de sulfato de protamina (PS) mediante la adición de 0,5 g de PS a 50 ml de agua desionizada, agua destilada (ddH2O) en un tubo cónico de 50 ml. Agite bien a alta velocidad en un agitador banco a temperatura ambiente durante 1-2 horas para asegurar la disolución completa del PS. Esta solución se puede almacenar a 4 ° C durante al menos 3 meses (asegúrese de que para disolver completamente precipitado similar a un gel antes de cada uso) 3. </li><li> Tome una manga de 60 mm x 15 mm de poliestireno placas de Petri y diseñar ambas tapas y fondos en el banco. </li><li> Vierta solución PS 1% en cada plato (ambos fondos y las tapas se pueden utilizar) lo suficiente como para cubrir la superficie, deje por lo menos durante 2 min. La solución PS sobrante puede ser reutilizado muchas veces dentro de 3 meses cuando se almacena a 4 ° C. </li><li> Lugar platos PS-tratada en un vaso de precipitados lleno con agua destilada (dH2O). Deja el vaso bajo el chorro de dH 2 O durante al menos10 min. </li><li> Placas revestidas-PS se pueden utilizar inmediatamente o secar al aire durante el almacenamiento. Cubra su alcance para evitar la acumulación de polvo. Pueden ser almacenados a temperatura ambiente durante 1 mes 3. </li></ol> 2. Obtener Erizo de mar Gametos y Inmovilizar los huevos en un plato recubierto de PS para Microinyección <ol><li> Erizos desovar por agitación o inyección intracoelomic de hasta 1 ml de 0,5% de KCl para inducir la contracción de los músculos lisos para liberar los gametos 3 (Figura 2). </li><li> Si el animal es un macho, como se indica por el color blanco de esperma, recoger esperma seco de la superficie de un animal en un tubo de 1,5 ml. Esperma seco se puede almacenar a 4 ° C durante una semana sin pérdida significativa de la función biológica. </li><li> Si el animal es una hembra, tal como se indica por el color amarillo debido al contenido de yema de huevo, recoger sus gametos mediante la inmersión de los gonoporos en un vaso de precipitados lleno de agua de mar. Los huevos serán liberados de gonoporos y se establecen por la gravedad. &lt;/ Li&gt; <li> Filtrar los huevos de desechos como espinas animales utilizando 80 micras de malla de filtro de nylon. Los mejores resultados se obtienen si los huevos se utilizan dentro de 5-7 horas después del desove. </li><li> Dejelly los huevos: <ol><li> Preparar 100 ml de agua de mar ácida durante aproximadamente 1 ml de huevo. Utilice el ácido cítrico 0,5 M para ajustar el pH del agua de mar de pH 8,0 a 5.1-5.2. Demasiado baja de un pH disminuirá la fertilización y demasiado alta de un pH no permitirán que los huevos se adhieran a las placas recubiertas PS. </li><li> Agregar los huevos (no más de 1 ml) al agua de mar ácida y permita que los huevos se establecen en hielo durante 10 min. Alternativamente, la eliminación de la capa de gelatina puede ser facilitada por agitación suave de los huevos durante el tratamiento. Uno puede efectivamente dejelly huevos de S. purpuratus en 3-4 min de esta manera. </li><li> Con cuidado, vierta el agua de mar ácida, añada agua fresca del mar y dejar que los huevos se establecen en el hielo de nuevo. Huevos dejellied pueden ser almacenados en el hielo para un máximo de 6 horas sin problemas de fertilización </li></ol></li&gt; </ol> 3. Fila de los huevos <ol><li> Preparar solución 1 M de stock de 3-aminotriazol (3-AT, PM = 84,08) por disolución de 0,84 g de 3-AT en 10 ml de ddH 2 O. Esta solución se puede almacenar a 4 ° C durante hasta 6 meses. </li><li> Preparar la solución de trabajo 1 mM de 3-AT mediante la adición de 50 l de una solución 1 M de valores para 50 ml de agua de mar preenfriado. Guardar la solución en hielo. </li><li> Preparar la boca de la pipeta (figura 3) para una manipulación suave de los huevos: <ol><li> Punta de la pipeta se extrae manualmente de micropipetas de vidrio (100 x OD 1.09 mm). Sostenga la micropipeta con las dos manos sobre la llama abierta. Como el cristal comienza a derretirse, tire con cuidado los extremos de la pipeta en direcciones opuestas. </li><li> Conecte un tirado de la pipeta a un tubo de plástico (ID 1,14 mm), sello hermético con Parafilm. La longitud del tubo debe ser de aproximadamente 50-70 cm. </li><li> Insertar un P20 o P200 punta se filtró estéril en el extremo del tubo opuesto al tubo de vidrio aser utilizado como la pieza de boca. </li><li> Sujete el extremo de la micropipeta de vidrio con unas tijeras para ajustar el diámetro de la punta. El diámetro óptimo supera ligeramente el diámetro del huevo (80 micras). </li></ol></li><li> Verter 4 ml de 1 mM agua de mar 3-AT en cada plato recubierto-PS (inferior o tapa). </li><li> Tome la pipeta de la boca, coloque la punta P20/P200 en la boca y seguro que con los dientes. Para aspirar los huevos, primero se aspira una pequeña cantidad de agua de mar. Al tener una columna de líquido antes de cargar los huevos, uno tendrá el máximo control sobre la técnica de pipeteo boca. </li><li> Coloque la punta de la micropipeta cerca de los huevos y aspire suavemente en varios cientos de huevos en la pipeta. Limite los huevos dentro de la micropipeta de vidrio. </li><li> Fila dejellied huevos en una línea recta en un plato soplando suavemente fuera de la pipeta de la boca mientras se mueve la punta en línea recta. Fila de los huevos justo antes de las inyecciones, porque pueden producirse problemas de fertilización debido a la prolonged exposición al agua de mar de 3 en 3. Por otra parte, los adhesivos catiónicos como PS pueden ser tóxicos para los huevos, y no es recomendable para exponer embriones para estos reactivos por periodos largos, especialmente si se han eliminado los sobres de fertilización. </li><li> Hacer un rasguño en el plato cerca de la línea de huevos rowed utilizando una pipeta de vidrio. Este cero será importante para romper la aguja de inyección para ajustar el flujo de la solución según sea necesario. Alternativamente, el cero se puede hacer antes de verter agua de mar 3-AT al plato. </li></ol> 4. La microinyección de los cigotos Urchin Mar <ol><li> Encienda la estación de microinyección. Aquí se describe el uso de sistema de inyección FemtoJet. </li><li> Tire de los capilares de inyección usando una aguja extractora. Un ejemplo de un buen aguja se representa en la Figura 4. Nota: Para las inyecciones de ARN, los capilares de inyección deben tratarse previamente para evitar la contaminación RNAase 31: <ol><li> Coloca los capilares de inyección en 50 ml cónicotubos y añadir 50 ml de metanol se filtra / HCl (9:1). Agitar bien y dejar toda la noche durante no más de 10 horas. </li><li> Retirar el metanol / HCl y enjuague de los capilares 2X con metanol filtrada en el mismo tubo. </li><li> Escurrir metanol tanto como sea posible y liofilizar los capilares durante la noche para asegurar la completa eliminación de metanol. </li></ol></li><li> Monte con cuidado el capilar aguja en un soporte de aguja de carga y cargarlo con &lt;0,5 l de una solución de la muestra utilizando puntas Microloader. Las soluciones de muestra por lo general contienen 20% de glicerol, dependiendo del material inyectado 3. </li><li> Coloque el plato con huevos remado en la platina del microscopio (huevos deben estar alineados verticalmente cuando se ve a través de los oculares) y se centran en los huevos. </li><li> Montar con cuidado la aguja cargada en el soporte de la microinyección de aguja y ajustar la posición de la aguja para tener una punta perfectamente enfocada en el centro del campo. </li><li> Oprima el botón para aplicar la máxima presión de for limpieza aguja. Solución debe salir de la aguja. Ajustar la presión si es necesario: presión de inyección debe estar en el rango de 90-360 hPa, con la presión de compensación en aproximadamente 1/3 de la presión de inyección. </li><li> Ajuste el flujo de la solución mediante la inyección en el óvulo sin fertilizar. El uso de un micromanipulador palanca de mando, dirigir la punta de la aguja de inyección al huevo no fertilizado. Para facilitar la entrada de la aguja, cree un ligero temblor golpeando ligeramente las de la etapa con un objeto duro como un destornillador. Un bolo de inyección que forma el interior del huevo debe ser visto (Figura 5). </li><li> Si el bolo de inyección no está visible, levante un poco la punta de la aguja por encima de los huevos, localizar el rasguño en el plato y ajustarlo a ser colocado en el centro del campo. Golpee suavemente la punta de la aguja a la marca cero para romper la punta de la aguja de inyección. Ajuste las presiones de inyección y de compensación para asegurar que la inyección en bolo no exceda de 1/5 del tque el diámetro del huevo (1-2 pm). </li><li> Una vez que el bolo de inyección está calibrado, fertilizar los huevos añadiendo esperma diluido (1:1000) o 1-2 l de esperma. Mezclar bien con cuidado para evitar que se desprenda la fila de los huevos. </li><li> Comience inyecciones inmediatamente después el sobre fertilización se hace visible (Figura 5). Mover a lo largo de la línea de huevos rowed utilizando el controlador de la etapa e inyectar mayor cantidad de cigotos posible por meter con la aguja controlada por micromanipulador joystick. </li><li> Después de 10-15 minutos, los huevos recién fertilizados se convertirán endurecido y no pueden ser inyectados por más tiempo. Retire el plato de la etapa y con cuidado aspirar a cabo esperma en el agua de mar 3-AT con pipeta Pasteur de plástico. </li><li> No deje que los cigotos seco. Añadir rápidamente el agua fresca del mar preenfriado para cubrir el plato. Incubar los embriones a 15 º C. </li></ol>

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Los autores declaran no tener que compiten intereses financieros u otros conflictos de intereses.

La microinyección es una técnica poderosa para la entrega de diversos tratamientos, tales como ADN, ARNm, proteínas recombinantes, pérdida de la función y la ganancia de función de reactivos, colorantes y sus combinaciones en huevos, embriones y células de diversos organismos 1-7. Sin embargo, varias consideraciones deben ser tenidas en cuenta al diseñar un experimento de microinyección. Es sumamente importante tener en cuenta la solubilidad del tratamiento administrado y...

La aplicación del tratamiento eficiente y reproducible es uno de los principales desafíos metodológicos para los investigadores. Varios métodos han sido establecidos para ofrecer soluciones de tratamiento de forma transitoria en los huevos, embriones y células. Estos métodos incluyen la electroporación (basado en una generación de poros transitorios en la membrana utilizando pulsos eléctricos cortos) 1,2, lipofección (entrega a través de la fusión de liposomas que contiene el tratamiento con la membrana) 1, bombardeo de micropartículas 1 (ADN se precipita en la micrones partículas de tamaño de metal que luego se utilizan para penetrar en las células a alta velocidad), y la transducción (virus se usa como un vehículo de entrega de transgenes). Por el momento, la microinyección es el único enfoque que tiene la ventaja de entregar cualquier solución con una eficiencia del 100% con un mínimo de reactivos. Por otra parte, una solución de inyección única puede estar compuesto de un complejo cóctel de tratamientos. Esta técnica se ha utilizado con éxito paraLY microinject los huevos y embriones a partir de numerosas especies tales como erizos de mar 3,4, pez cebra 5, 6 del ratón, rana 7, 8 y ganado así como células individuales en el cultivo de tejido 9. Blastómeros individuales inyecciones en las etapas de desarrollo posteriores también se han llevado a cabo 10-12. Los métodos actuales de microinyecciones se basan en el método de presión de inyección que fue descrito inicialmente por Hiramoto 10, sin embargo, se ha hecho un gran progreso hacia la optimización de este proceso. Excelentes técnicas de microinyección se han descrito en otra parte 11, y aquí estamos describir uno de los métodos específicos que se utilizan actualmente para microinyectar erizo de mar (Strongylocentrotus purpuratus) los huevos recién fertilizados. Durante más de un siglo, los erizos de mar han sido un valioso modelo de 15,16 experimental. Los erizos de mar están estrechamente relacionados evolutivamente a cordados (incluyéndonos a nosotros) y el análisis desu genoma reveló que contienen todas las grandes familias de genes como el 17 humano. Ellos producen un gran número de desarrollar sincrónicamente embriones transparentes que pueden ser fácilmente manipulados. El uso de erizo de mar como un organismo modelo, la comunidad de erizo de mar ha contribuido a nuestra comprensión del proceso de la fecundación 18-21, procesos biológicos celulares 22-24, y las redes reguladoras de genes (GRN) 25-28. Microinyección en cigotos de erizo de mar requiere de varios pasos. En primer lugar, los huevos deben ser inmovilizada antes de las inyecciones (descrito a continuación). Platos de microinyección se recubren con sulfato de protamina (PS), que crea una superficie cargada positivamente a la que los huevos cargados negativamente pueden adherirse 3. Los huevos se dejellied por incubación en agua de mar ácida (pH 5,15) durante 10 min, seguido por dos lavados en agua de mar natural o agua de mar artificial (pH 8,0). Los huevos son cuidadosamente dejellied remaron en línea rectaen el medio del plato recubierto de PS en la presencia de 1 mM de 3-aminotriazol (3-AT), que se requiere para inhibir la actividad de ovoperoxidase que es secretada a partir de los gránulos corticales del huevo como un resultado de la fertilización 29. Este paso es importante para evitar el endurecimiento de la envolvente de la fertilización y para facilitar la entrada de la aguja de microinyección. Como una alternativa a 1 mM de 3-AT, 10 mM de ácido paraminobenzoic (PABA) se puede utilizar. La solución de inyección se carga en una aguja de microinyección usando la punta de la pipeta especializada microloading y montado sobre un soporte unido a micromanipulador y unidad de presión (Figura 1). Cada aguja se puede utilizar para microinyectar cigotos individuales en múltiples experimentos en días separados. La microinyección se puede realizar durante 10-15 minutos hasta que los cigotos se endurecen. Los cigotos se lavan a continuación con el agua de mar y se cultivaron a 15 ° C. Cuando los embriones alcanzan la eclosión blástula etapa, que la liberación de enzima que digiere la eclosión componentes de la FERdotación tilización 30 y les permiten desprenden naturalmente del plato recubierto-PS. Si es necesario, los embriones se pueden separar suavemente de la cápsula, utilizando una pipeta de boca o pipeta Pasteur soplando suavemente el agua de mar en los embriones. El método descrito permite la microinyección eficiente y fiable de 100-400 huevos recién fertilizados en un solo plato, proporcionar un método de alto rendimiento para el análisis aguas abajo.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:793px;" width="794">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Glass pasteur pipettes</td>
			<td style="width:200px;">VWR</td>
			<td style="width:211px;">14673-043</td>
			<td style="width:167px;"> </td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Inverted microscope Axiovert 40C</td>
			<td style="width:200px;">Zeiss</td>
			<td style="width:211px;">4109431007990000</td>
			<td>Injection microscope</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Microloader tips</td>
			<td style="width:200px;">Eppendorf</td>
			<td style="width:211px;">5242 956.003</td>
			<td style="width:167px;">Load injection solution</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Nylon filter mesh 80 &#956;m</td>
			<td style="width:200px;">Amazon.com</td>
			<td style="width:211px;">03-80-37</td>
			<td style="width:167px;">Filter eggs to get rid of debris</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">P20 or P200 Aerosol Barrier Pipette Tips</td>
			<td style="width:200px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:211px;">02707432 or 02707430</td>
			<td style="width:167px;">Part of a mouth pipette</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Parafilm</td>
			<td style="width:200px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:211px;">13 374 12</td>
			<td style="width:167px;">Part of a mouth pipette</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Polyethylene tubing</td>
			<td style="width:200px;">Intramedic</td>
			<td style="width:211px;">PE-160</td>
			<td style="width:167px;">Part of a mouth pipette</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Protamine sulfate</td>
			<td style="width:200px;">MP Biomedicals, LLC</td>
			<td style="width:211px;">194729</td>
			<td style="width:167px;">Attach dejellied eggs to injection dishes</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sea urchins S. purpuratus</td>
			<td>Pt. Loma Marine Invertebrate Lab</td>
			<td style="width:211px;">N/A</td>
			<td style="width:167px;"> </td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sea water</td>
			<td style="width:200px;">any pet store</td>
			<td style="width:211px;">Instant Ocean</td>
			<td style="width:167px;"> </td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Sterile 60 mm x 15 mm Polystyrene Petri Dish</td>
			<td style="width:200px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:211px;">0875713A</td>
			<td style="width:167px;">Injection dishes</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Three-Axis Coarse Positioning Micromanipulator MMN-1</td>
			<td style="width:200px;">Narishige</td>
			<td style="width:211px;">9124</td>
			<td>Manipulate injection needle</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:216px;">Three-Axis Joystick Type Oil Hydraulic Fine Micromanipulator MMO-202ND</td>
			<td style="width:200px;">Narishige</td>
			<td style="width:211px;">9212</td>
			<td>Manipulate injection needle</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Transfer pipettes</td>
			<td style="width:200px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:211px;">13-711-9AM</td>
			<td style="width:167px;"> </td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Vertical needle puller </td>
			<td style="width:200px;">Narishige</td>
			<td style="width:211px;">PC-10</td>
			<td>Pull injection needles</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

high throughput microinjections of sea urchin zygotes

La microinyección en células y embriones es una técnica común que se utiliza para estudiar una amplia gama de procesos biológicos. En este método, una pequeña cantidad de solución de tratamiento se carga en una aguja de microinyección que se utiliza para inyectar físicamente células o embriones individuales inmovilizadas. A pesar de la necesidad de una formación inicial para realizar este procedimiento para la entrega de alto rendimiento, la microinyección ofrece la máxima eficiencia y la entrega reproducible de una amplia variedad de soluciones de tratamiento (incluyendo mezclas complejas de muestras) en las células, los óvulos o embriones. Aplicaciones a las microinyecciones incluyen la entrega de las construcciones de ADN, ARNm, proteínas recombinantes, ganancia de función, y la pérdida de función de los reactivos. Colorante fluorescente o colorimétrico se añade a la solución inyectada para permitir la visualización inmediata de la entrega eficiente, así como una herramienta fiable para la normalización de la cantidad de la solución entregada. El método descrito permite la microinyección de 100-400 erizo de mar zygotes dentro de 10 a 15 min.

GFP y mCherry construcciones informadoras fueron transcrito in vitro y microinyectado en los huevos recién fertilizados. Los embriones se incuban a 15 ° C durante 24 horas (hasta la etapa de blástula), y utilizando imágenes Zeiss Observador Z1 microscopio. La inyección de construcciones reportero no condujo a ningún defectos de desarrollo (Figura 6). Para la cuantificación de las señales fluorescentes, adquisición de imágenes se realizó a baja magnificación (100X) para capturar al m...

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High Throughput Microinjections of Sea Urchin Zygotes

La microinyección es una técnica común que se utiliza para entregar construcciones de ADN, ARNm, oligonucleótidos antisentido morfolino u otros tratamientos en los huevos, embriones y células de diversas especies.

High Throughput microinyecciones de Sea Urchin cigotos

Microinjection into cells and embryos is a common technique that is used to study a wide range of biological processes. In this method a small amount of ...

high-throughput-microinjections-of-sea-urchin-zygotes

Research

JoVE Journal

Biology

14.5K vistas.  University of Delaware.  La microinyección es una técnica común que se utiliza para entregar construcciones de ADN, ARNm, oligonucleótidos antisentido morfolino u otros tratamientos en los huevos, embriones y células de diversas especies. 

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High-throughput Yeast Plasmid Overexpression Screen

The budding yeast, Saccharomyces cerevisiae, is a powerful model system for defining fundamental mechanisms of many important cellular processes, including those with direct relevance to human disease. Because of its short generation time and well-characterized genome, a major experimental advantage of the yeast model system is the ability to perform genetic screens to identify genes and pathways that are involved in a given process. Over the last thirty years such genetic screens have been used to elucidate the cell cycle, secretory pathway, and many more highly conserved aspects of eukaryotic cell biology 1-5. In the last few years, several genomewide libraries of yeast strains and plasmids have been generated 6-10. These collections now allow for the systematic interrogation of gene function using gain- and loss-of-function approaches 11-16. Here we provide a detailed protocol for the use of a high-throughput yeast transformation protocol with a liquid handling robot to perform a plasmid overexpression screen, using an arrayed library of 5,500 yeast plasmids. We have been using these screens to identify genetic modifiers of toxicity associated with the accumulation of aggregation-prone human neurodegenerative disease proteins. The methods presented here are readily adaptable to the study of other cellular phenotypes of interest.

Here we describe a plasmid overexpression screen in Saccharomyces cerevisiae, using an arrayed plasmid library and a high-throughput yeast transformation protocol with a liquid handling robot.

La levadura de alto rendimiento de la pantalla sobreexpresión plásmido

The budding yeast, Saccharomyces cerevisiae, is a powerful model system for defining fundamental mechanisms of many important cellular processes, ...

Investigación

Biología

High-throughput Saccharification Assay for Lignocellulosic Materials

Polysaccharides that make up plant lignocellulosic biomass can be broken down to produce a range of sugars that subsequently can be 
used in establishing a biorefinery. These raw materials would constitute a new industrial platform, which is both sustainable and carbon neutral, to replace 
the current dependency on fossil fuel. The recalcitrance to deconstruction observed in lignocellulosic materials is produced by several intrinsic properties 
of plant cell walls. Crystalline cellulose is embedded in matrix polysaccharides such as xylans and arabinoxylans, and the whole structure is encased by the 
phenolic polymer lignin, that is also difficult to digest 1. In order to improve the digestibility of plant materials we need to discover the main bottlenecks 
for the saccharification of cell walls and also screen mutant and breeding populations to evaluate the variability in saccharification 2. These tasks require 
a high throughput approach and here we present an analytical platform that can perform saccharification analysis in a 96-well plate format. This platform has 
been developed to allow the screening of lignocellulose digestibility of large populations from varied plant species. We have scaled down the reaction volumes 
for gentle pretreatment, partial enzymatic hydrolysis and sugar determination, to allow large numbers to be assessed rapidly in an automated system.
This automated platform works with milligram amounts of biomass, performing ball milling under controlled conditions to reduce the plant 
materials to a standardised particle size in a reproducible manner. Once the samples are ground, the automated formatting robot dispenses specified and recorded 
amounts of material into the corresponding wells of 96 deep well plate (Figure 1). Normally, we dispense the same material into 4 wells to have 4 replicates for 
analysis. Once the plates are filled with the plant material in the desired layout, they are manually moved to a liquid handling station (Figure 2). In this 
station the samples are subjected to a mild pretreatment with either dilute acid or alkaline and incubated at temperatures of up to 90&deg;C. The pretreatment solution 
is subsequently removed and the samples are rinsed with buffer to return them to a suitable pH for hydrolysis. The samples are then incubated with an enzyme
mixture for a variable length of time at 50&deg;C. An aliquot is taken from the hydrolyzate and the reducing sugars are automatically determined by the MBTH 
colorimetric method.

A simple, rapid method for determining the saccharification potential of large numbers of plant biomass samples is described. The automated platform for this analysis involves the preparation of the plant biomass for analysis in 96 well plates and the subsequent performance of pretreatment, hydrolysis and quantification of the sugars released.

De alto rendimiento de sacarificación de ensayo para materiales lignocelulósicos

Polysaccharides that make up plant lignocellulosic biomass can be broken down to produce a range of sugars that subsequently can be 
used in establishing ...

High-throughput Purification of Affinity-tagged Recombinant Proteins

X-ray crystallography is the method of choice for obtaining a detailed view of the structure of proteins. Such studies need to be complemented by further biochemical analyses to obtain detailed insights into structure/function relationships. Advances in oligonucleotide- and gene synthesis technology make large-scale mutagenesis strategies increasingly feasible, including the substitution of target residues by all 19 other amino acids. Gain- or loss-of-function phenotypes then allow systematic conclusions to be drawn, such as the contribution of particular residues to catalytic activity, protein stability and/or protein-protein interaction specificity.
In order to attribute the different phenotypes to the nature of the mutation - rather than to fluctuating experimental conditions - it is vital to purify and analyse the proteins in a controlled and reproducible manner. High-throughput strategies and the automation of manual protocols on robotic liquid-handling platforms have created opportunities to perform such complex molecular biological procedures with little human intervention and minimal error rates1-5.
Here, we present a general method for the purification of His-tagged recombinant proteins in a high-throughput manner. In a recent study, we applied this method to a detailed structure-function investigation of TFIIB, a component of the basal transcription machinery. TFIIB is indispensable for promoter-directed transcription in vitro and is essential for the recruitment of RNA polymerase into a preinitiation complex6-8. TFIIB contains a flexible linker domain that penetrates the active site cleft of RNA polymerase9-11. This linker domain confers two biochemically quantifiable activities on TFIIB, namely (i) the stimulation of the catalytic activity during the 'abortive' stage of transcript initiation, and (ii) an additional contribution to the specific recruitment of RNA polymerase into the preinitiation complex4,5,12 . We exploited the high-throughput purification method to generate single, double and triple substitution and deletions mutations within the TFIIB linker and to subsequently analyse them in functional assays for their stimulation effect on the catalytic activity of RNA polymerase4. Altogether, we generated, purified and analysed 381 mutants - a task which would have been time-consuming and laborious to perform manually. We produced and assayed the proteins in multiplicates which allowed us to appreciate any experimental variations and gave us a clear idea of the reproducibility of our results.
This method serves as a generic protocol for the purification of His-tagged proteins and has been successfully used to purify other recombinant proteins. It is currently optimised for the purification of 24 proteins but can be adapted to purify up to 96 proteins.

We describe a method for the affinity-tagged purification of recombinant proteins using liquid-handling robotics. This method is generally applicable to the small-scale purification of soluble His-tagged proteins in a high-throughput format.

De alto rendimiento de purificación de afinidad de proteínas marcadas con recombinantes

X-ray crystallography is the method of choice for obtaining a detailed view of the structure of proteins. Such studies need to be complemented by further ...

Flow Cytometry-based Purification of S. cerevisiae Zygotes

Zygotes are essential intermediates between haploid and diploid states in the life cycle of many organisms, including yeast (Figure 1) 1. S. cerevisiae zygotes result from the fusion of haploid cells of distinct mating type (MATa, MATalpha) and give rise to corresponding stable diploids that successively generate as many as 20 diploid progeny as a result of their strikingly asymmetric mitotic divisions 2. Zygote formation is orchestrated by a complex sequence of events: In this process, soluble mating factors bind to cognate receptors, triggering receptor-mediated signaling cascades that facilitate interruption of the cell cycle and culminate in cell-cell fusion. Zygotes may be considered a model for progenitor or stem cell function.
Although much has been learned about the formation of zygotes and although zygotes have been used to investigate cell-molecular questions of general significance, almost all studies have made use of mating mixtures in which zygotes are intermixed with a majority population of haploid cells 3-8. Many aspects of the biochemistry of zygote formation and the continuing life of the zygote therefore remain uninvestigated.
Reports of purification of yeast zygotes describe protocols based on their sedimentation properties 9; however, this sedimentation-based procedure did not yield nearly 90% purity in our hands. Moreover, it has the disadvantage that cells are exposed to hypertonic sorbitol. We therefore have developed a versatile purification procedure. For this purpose, pairs of haploid cells expressing red or green fluorescent proteins were co-incubated to allow zygote formation, harvested at various times, and the resulting zygotes were purified using a flow cytometry-based sorting protocol. This technique provides a convenient visual assessment of purity and maturation. The average purity of the fraction is approximately 90%. According to the timing of harvest, zygotes of varying degrees of maturity can be recovered. The purified samples provide a convenient point of departure for "-omic" studies, for recovery of initial progeny, and for systematic investigation of this progenitor cell.

Flow Cytometry-based Purification of S. cerevisiae Zygotes

To purify zygotes of S. cerevisiae, haploid cells of opposite mating type were engineered to express red or green fluorescent proteins, co-incubated to allow zygote formation, and fractionated using a flow cytometry-based protocol. The highly-enriched fraction enables subsequent "-omic" studies, recovery of initial progeny, and systematic investigation of zygote morphogenesis.

Citometría de flujo basado Purificación de<em&gt; S. cerevisiae</em&gt; Los cigotos

Zygotes are essential intermediates between haploid and diploid states in the life cycle of many organisms, including yeast (Figure 1) 1. S. cerevisiae ...

Generation of High Quality Chromatin Immunoprecipitation DNA Template for High-throughput Sequencing (ChIP-seq)

ChIP-sequencing (ChIP-seq) methods directly offer whole-genome coverage, where combining chromatin immunoprecipitation (ChIP) and massively parallel sequencing can be utilized to identify the repertoire of mammalian DNA sequences bound by transcription factors in vivo. "Next-generation" genome sequencing technologies provide 1-2 orders of magnitude increase in the amount of sequence that can be cost-effectively generated over older technologies thus allowing for ChIP-seq methods to directly provide whole-genome coverage for effective profiling of mammalian protein-DNA interactions.
For successful ChIP-seq approaches, one must generate high quality ChIP DNA template to obtain the best sequencing outcomes. The description is based around experience with the protein product of the gene most strongly implicated in the pathogenesis of type 2 diabetes, namely the transcription factor transcription factor 7-like 2 (TCF7L2). This factor has also been implicated in various cancers.
Outlined is how to generate high quality ChIP DNA template derived from the colorectal carcinoma cell line, HCT116, in order to build a high-resolution map through sequencing to determine the genes bound by TCF7L2, giving further insight in to its key role in the pathogenesis of complex traits.

Generation of High Quality Chromatin Immunoprecipitation DNA Template for High-throughput Sequencing ChIP-seq

The combination of chromatin immunoprecipitation and ultra-high-throughput sequencing (ChIP-seq) can identify and map protein-DNA interactions in a given tissue or cell line. Outlined is how to generate a high quality ChIP template for subsequent sequencing, using experience with the transcription factor TCF7L2 as an example.

Generación de Plantilla ADN Immunoprecipitation cromatina alta calidad para la secuenciación de alto rendimiento (chip-ss)

ChIP-sequencing (ChIP-seq) methods directly  offer whole-genome coverage, where combining chromatin immunoprecipitation  (ChIP) and massively parallel ...

High-throughput Titration of Luciferase-expressing Recombinant Viruses

Standard plaque assays to determine infectious viral titers can be time consuming, are not amenable to a high volume of samples, and cannot be done with viruses that do not form plaques. As an alternative to plaque assays, we have developed a high-throughput titration method that allows for the simultaneous titration of a high volume of samples in a single day. This approach involves infection of the samples with a Firefly luciferase tagged virus, transfer of the infected samples onto an appropriate permissive cell line, subsequent addition of luciferin, reading of plates in order to obtain luminescence readings, and finally the conversion from luminescence to viral titers. The assessment of cytotoxicity using a metabolic viability dye can be easily incorporated in the workflow in parallel and provide valuable information in the context of a drug screen. This technique provides a reliable, high-throughput method to determine viral titers as an alternative to a standard plaque assay.

This article presents a high-throughput luciferase expression-based method of titrating various RNA and DNA viruses using automated and manual liquid handlers.

De Alto Rendimiento La titulación de luciferasa que expresan virus recombinantes

Standard plaque assays to determine infectious viral titers can be time consuming, are not amenable to a high volume of samples, and cannot be done with ...

A Method for Microinjection of Patiria minata Zygotes

Echinoderms have long been a favorite model system for studies of reproduction and development, and more recently for the study of gene regulation and evolution of developmental processes. The sea star, Patiria miniata, is gaining prevalence as a model system for these types of studies which were previously performed almost exclusively in the sea urchins, Strongylocentrotus purpuratus and Lytechinus variegatus. An advantage of these model systems is the ease of producing modified embryos in which a particular gene is up or downregulated, labeling a group of cells, or introducing a reporter gene. A single microinjection method is capable of creating a wide variety of such modified embryos. Here, we present a method for obtaining gametes from P. miniata, producing zygotes, and introducing perturbing reagents via microinjection. Healthy morphant embryos are subsequently isolated for quantitative and qualitative studies of gene function. The availability of genome and transcriptome data for this organism has increased the types of studies that are performed and the ease of executing them.

A Method for Microinjection of Patiria minata Zygotes

Methods that produce morphant embryos are essential to study developmental mechanisms and gene regulatory networks. The sea star Patiria miniata is an emerging model system for these studies. Here we present a protocol for obtaining gametes, producing cultures of embryos, and rapid microinjection of zygotes from this species.

Un método para la microinyección de<em&gt; Patiria minata</em&gt; Los cigotos

Echinoderms have long been a favorite model system for studies of reproduction and development, and more recently for the study of gene regulation and ...

Recovery of Adult Zebrafish Hearts for High-throughput Applications

Use of the zebrafish model system for studying development, regeneration, and disease is expanding toward use of adult hearts for cell dissociation and purification of RNA, DNA, and proteins. All of these applications demand the rapid recovery of significant numbers of zebrafish hearts to avoid gene regulatory, metabolic, and other changes that begin after death. Adult zebrafish hearts are also required for studying heart structure for a variety of mutants and for studying heart regeneration. However, the traditional zebrafish heart dissection is slow and difficult and requires specialized tools, making large-scale dissection of adult zebrafish hearts tedious. Traditional methods also harbor the risk of damaging the heart during the dissection. Here, we describe a method for dissection of adult zebrafish hearts that is fast, reproducible, and preserves heart architecture. Furthermore, this method does not require specialized tools, is painless for the zebrafish, can be performed on fresh or fixed specimens, and can be performed on zebrafish as young as one month old. The approach described expands the use of adult zebrafish for cardiovascular research.

Use of zebrafish for cardiovascular research is expanding towards research on adult hearts. For these applications, quick and simple isolation of cardiac tissues is key to avoid post-mortem changes and to obtain an adequate number of samples. Here, we describe a fast and reproducible method for dissecting adult zebrafish hearts.

Recuperación de adultos de pez cebra Corazones para aplicaciones de alto rendimiento

Use of the zebrafish model system for studying development, regeneration, and disease is expanding toward use of adult hearts for cell dissociation and ...

High-throughput Screening for Chemical Modulators of Post-transcriptionally Regulated Genes

Both transcriptional and post-transcriptional regulation have a profound impact on genes expression. However, commonly adopted cell-based screening assays focus on transcriptional regulation, being essentially aimed at the identification of promoter-targeting molecules. As a result, post-transcriptional mechanisms are largely uncovered by gene expression targeted drug development. Here we describe a cell-based assay aimed at investigating the role of the 3&#39; untranslated region (3&#8217; UTR) in the modulation of the fate of its mRNA, and at identifying compounds able to modify it. The assay is based on the use of a luciferase reporter construct containing the 3&#8217; UTR of a gene of interest stably integrated into a disease-relevant cell line. The protocol is divided into two parts, with the initial focus on the primary screening aimed at the identification of molecules affecting luciferase activity after 24 hr of treatment. The second part of the protocol describes the counter-screening necessary to discriminate compounds modulating luciferase activity specifically through the 3&#8217; UTR. In addition to the detailed protocol and representative results, we provide important considerations about the assay development and the validation of the hit(s) on the endogenous target. The described cell-based reporter gene assay will allow scientists to identify molecules modulating protein levels via post-transcriptional mechanisms dependent on a 3&#8217; UTR.

Here we describe a cell-based reporter gene assay as a valuable tool to screen chemical libraries for compounds modulating post-transcriptional control mechanisms exerted through 3&#8217; UTR.

Selección de alto rendimiento para moduladores químicos de genes post-transcripcionalmente regulados

Both transcriptional and post-transcriptional regulation have a profound impact on genes expression. However, commonly adopted cell-based screening assays ...

High Throughput Danio Rerio Energy Expenditure Assay

Zebrafish are an important model organism with inherent advantages that have the potential to make zebrafish a widely applied model for the study of energy homeostasis and obesity. The small size of zebrafish allows for assays on embryos to be conducted in a 96- or 384-well plate format, Morpholino and CRISPR based technologies promote ease of genetic manipulation, and drug treatment by bath application is viable. Moreover, zebrafish are ideal for forward genetic screens allowing for novel gene discovery. Given the relative novelty of zebrafish as a model for obesity, it is necessary to develop tools that fully exploit these benefits. Herein, we describe a method to measure energy expenditure in thousands of embryonic zebrafish simultaneously. We have developed a whole animal microplate platform in which we use 96-well plates to isolate individual fish and we assess cumulative NADH2 production using the commercially available cell culture viability reagent alamarBlue. In poikilotherms the relationship between NADH2 production and energy expenditure is tightly linked. This energy expenditure assay creates the potential to rapidly screen pharmacological or genetic manipulations that directly alter energy expenditure or alter the response to an applied drug (e.g. insulin sensitizers).

High Throughput Danio Rerio Energy Expenditure Assay

Zebrafish are an important model organism for the study of energy homeostasis. By utilizing a NADH2 sensitive redox indicator, alamar Blue, we have developed an assay that measures the metabolic rate of zebrafish larvae in a 96 well plate format and can be applied to drug or gene discovery.

High Throughput<em&gt; Danio rerio</em&gt; Ensayo gasto energético

Zebrafish are an important model organism with inherent advantages that have the potential to make zebrafish a widely applied model for the study of ...