Bu çalışma, MRC bir hibe ile desteklenmiştir.

1. Çiftleşme ve yumurta toplama <ol><li> Kadın ve erkek Medaka sırt ve anal yüzgeçlerinin büyüklüğü ve şekli ile kolayca ayırt edilebilir. Kadın ile karşılaştırıldığında erkeklerin anal yüzgeçleri daha büyük ve paralelkenar şekilli. Kadın anal yüzgeci küçük ve üçgen şeklinde. Erkek sırt yüzgeci son iki ışınları arasında açıkça görünür derin bir çentik vardır. </li><li> Medaka her gün 40 kadar yumurta yatıyordu ve tank tesislerinde çıkardı önce Medaka kadın, birkaç saat için ek filamentler göbek kümelenmiş yumurtaları taşımak. </li><li> Kadınlar net yakalanmış ve bir yandan her iki taraftan hafifçe içinde tutulur. Yumurta yavaşça diğer elin işaret parmağı ile karnından alay olabilir. Kadın, daha sonra tank iade edilebilir. Yumurta, embriyo medya ile künt forseps veya parmak ile dolu bir 6 cm Petri kabı transfer edilmelidir. </li><li> Küçük bir çiftleşme kutusuna tutulur Medaka çiftleri nadiren mücadele ediyoruz. Bu nedenle, beslenir ve yumurta, birkaç ay boyunca her gün aynı çifti alınabilir böylece, küçük bir su akışı ile tankında muhafaza edilebilir. </li><li> Bu kadın balık yumurtlama Medaka kadınlarda günlük oluşur, erkek olmadan tutulmalıdır gerektiğini önemlidir. Aksi takdirde, kadınlarda yumurta sunmak ve iyi olmak değildir. </li></ol> 2. Temizleme embriyolar <ol><li> Transfer 9cm petri kabı kapağı yerleştirilmiş bir cam pipet zımpara (P2000 tane iriliğine, su geçirmez) ile yumurta unclustered. Aşırı orta çıkarın ancak embriyo kurumasını önlemek için yeterli bir hacim kalmasını sağlamak. </li><li> Yavaşça minimum basınç uygulayarak ve koryon dış yüzey tüyleri bazı kaldırmak için yaklaşık 45-60 saniye parmak kum kağıt yüzeyine paralel tutmak, işaret parmağı kullanılarak zımpara embriyolar rulo. Bu önlem embriyolarının birbirlerine altında ezilme riskini en aza indirecek bir defada 5-7 embriyolar daha fazla rulo etmeyin. </li><li> Embriyo orta taze yemek temizlenmelidir embriyo transferine. </li></ol> 3. Mikroenjeksiyon sırasında embriyoların tutmak için agaroz plakaları yapma Embriyolar% 1.5 agaroz bir pleksiglas kalıp (Şekil 1) ile yapılan enjeksiyon sırasında olukları yapılmaktadır. Agaroz konsantrasyonu, düzgün embriyolar tutmak için önemlidir. <ol><li> İlk olarak, pleksiglas kalıp tutmak için agaroz bir çerçeve yapın. % 1.5 agaroz 0.5cm derinliği 9cm Petri kabındaki su dökün ve tamamen katılaşır kadar bekleyin. Agaroz bir alanda kalıp boyutundan daha büyük kesin. </li><li> % 1.5 agaroz kesim alanını doldurmak ve kabarcıklar sıkışıp kalmasına ve agaroz katılaşır kadar bekleyin böylece kalıp yere dökün. Bu agaroz plaka solidifaction hızlandırmak için buzdolabında saklanabilir. </li><li> Yumurta tutmak için olukları oluşturmak için kalıp çıkarın. 4 gerekli ° C ye kadar kalıp, kapak ve mağaza batırmayın yeterli embriyo orta ekleyin. <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig1.jpg" alt="Şekil 1" /> Şekil 1 olukları mikroenjeksiyon için agaroz plakaları hazırlamak için kullanılan ölçüye göre kalıp şematik. </li></ol> 4. Medaka embriyolar, Mikroenjeksiyon Medaka, DNA, RNA, morfolino oligonükleotidler ve tracer boyalar 64-hücreli aşamada embriyo yerine zebrafish gibi sarısı 1 sitoplazma içine koryon yoluyla microinjected. Sitoplazma rodamin-dekstran, bu beceriyi geliştirmek için tavsiye edilir boyalar enjekte edilerek uygulama, Medaka içinde daha küçük ve daha az görünür olduğu için. Fenol kırmızısı bir izleme olarak eklenmesi de enjeksiyon onay izin teşvik edilmektedir. Medaka embriyoları çevreleyen koryon zor olduğu gibi, kısa, güçlü ve geniş bir enjeksiyon iğnesi gereklidir (Şekil 2). Filament içeren cam kapiller bu güçlü geniş enjeksiyon iğnesi hazırlayın. <ol><li> Bir izleme olarak fenol kırmızısı ile enjeksiyon solüsyonu hazırlayın ve bir Eppendorf Microloader arka iğne içine yüklemek. Hava pompası enjektör iğnesi bağlayın. </li><li> Yumurta en kısa sürede tek hücreli aşamada enjekte döllenme sonrasında toplanan ve unclustered olmalıdır. Daha fazla embriyolar hücre bölünmesini durdurmak için buz (30 dakikadan fazla) saklayarak enjekte edilebilir. <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig2.jpg" alt="Şekil 2" /> Şekil 2 Medaka ve zebrafish iğneler karşılaştırılması. MF iğne ucu (üst) kısa ve sert koryon delinmesiyle Medaka embriyoları çevreleyen güçlü dolayısıyla daha geniş. </li><li> Agaroz plaka içine yumurta transferi ve forseps ile olukları hizalamak. Sadece enjeksiyondan önce tek hücre bir sitoplazma ve hücre zarının th vurmak olabilir, bu yüzden beş yumurta rotasyona tabi tutulmalıdıre iğne dik. Tek hücre sitoplazma yoğun yağ damlacıkları yumurta yan karşısında küçük yağ damlacıkları yoksun bir alana bakarak bulunabilir. Belirlenen alanda yan görüş sitoplazma teyit edilebilir. </li><li> Iğne yakın yumurta yerleştirin. Koryon iğne ucu hafifçe dokunarak ya da microforceps (Şekil 3) kullanılarak iğne ucu açın. Enjeksiyon maddenin küçük bir miktarı akmaya görülmelidir. </li><li> Ponksiyon yoluyla koryon iğne içinde ucu yere koryon. Hiçbir reflü sert koryon (tutma basıncı ve enjeksiyon basıncı 500 700hPA 80-100hPA ayarları) ile ponksiyon üzerine yüksek basınç nedeniyle oluşur sağlamak için, nispeten yüksek tutma basıncı enjektör ayarlayın. </li><li> Iğne ucu keskin bir membran alay sitoplazma içine yerleştirin. Sarısı içine iğne ucu ekleme kaçının. Aksine Zebra balığı, yumurta sarısı içerisine enjekte edilen malzeme sitoplazma içine aktarılabilir. Enjekte sıvılar sitoplazma sınır bulanık ise yumurta sarısı (Şekil 4) enjekte edildiğinde belirgin bir sınır var. Bazen iğne agaroz / enkaz tarafından engellenmiş olabilir. Forseps, iğne sonuna dokunmatik / rebreak ve tıkanma kaldırmak için kullanılabilir. Iğne, enjeksiyon sırasında herhangi bir noktada kırılırsa, embriyo orta köpüren görülebilir ve madde enjekte kaybolur. Enjeksiyonlar agaroz kanal boyunca alt üst ve kalıp boyunca soldan sağa doğru sistematik olarak yapılmalıdır. </li><li> Enjekte edilen embriyolar embriyo orta içeren temiz bir tabak aktarılır ve uygun sıcaklıkta olmalıdır. <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig3.jpg" alt="Şekil 3" /> Şekil 3, enjeksiyon için önce iğne ucu Breaking . 1: embriyonun koryon yakın iğne ucu hareket ettirin; 2: koryon dokunun ve ucu kırmak için hafifçe geriye ve ileriye doğru hareket iğne, 3: enjeksiyon maddenin küçük bir miktar iğne sonu dışarı akar bu kırılma onayladığında ucu. </li></ol> 5. Temsilcisi sonuçları <img src="/files/ftp_upload/1937/1937fig4.jpg" alt="Şekil 4" /> Şekil 4 enjekte Medaka embriyolar Temsilcisi görüntüler. Panel A rodamin-dekstran tek hücreli aşamadır Medaka embriyo sitoplazma içine doğru enjeksiyon temsil eden bir görüntü gösterir. Panel B, tek hücreli bir sahne Medaka embriyo yumurta sarısı kesesi içine rodamin-dekstran yanlış enjeksiyon temsil eden bir görüntü gösterir. Paneller C ve D-enjeksiyon sonrası yaklaşık 30 saat A ve B sırasıyla paneller embriyoların göstermektedir. EM: embriyo C ve D ve görünümü dorsal anterior panelleri yukarı doğru. Panel D embriyonun vücut kırmızı boya yanlış yolk kesesi içine enjekte edildi değildir. B ve D Oklar rodamin-dekstran farklı dairesel sınır dikkat yanlış yolk kesesi içine enjekte göstermektedir. Noktalı satır A ve B tek hücre sitoplazma anahat göstermektedir lateral.

<ol>
	<li>Furutani-Seiki, M., Sasado, T., Morinaga, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+systematic+genome-wide+screen+for+mutations+affecting+organogenesis+in+Medaka,+Oryzias+latipes.">A systematic genome-wide screen for mutations affecting organogenesis in Medaka, Oryzias latipes.</a> Mech Dev. 121, 647-658 (2004).</li><li>Furutani-Seiki, M., Wittbrodt, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Medaka+and+zebrafish,+an+evolutionary+twin+study.">Medaka and zebrafish, an evolutionary twin study.</a> Mech. Dev. 121, 629-6237 (2004).</li></ol>

Bu video, biz, tek hücre sahne Medaka embriyolar içine hücre tracer, mRNA, DNA veya anti-sense oligonükleotid enjeksiyon için bir yöntem ortaya koymaktadır. Bu teknik bize gerçek zamanlı in-vivo çeşitli gelişim süreçlerini incelemek için izin verdi. Bu süreç ve daha sonraki detaylı analiz onu tanıyor, önemli omurgalı organogenez ve temel hücre biyolojisi anlayışımızı geliştirmek için bir potansiyele sahiptir. Bu tür bilgi ve rejeneratif tıp terapötik uygulamalar verim olabilir.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>4" fine net</td>
<td>Tools</td>
<td>J &amp; K Aquatics Ltd.</td>
<td>MD001</td>
<td>Used to capture fish during egg harvesting.</td>
</tr>
<tr>
<td>Embryo medium</td>
<td>Reagent</td>
<td>Made in-house</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>200ml 50X stock solution, 1ml 1%methyleneblue in H2O/10 liter RO water (50X stock solution: NaCl 14.7g, KCl 0.6g, CaCl2 2H2O 2.4g, MgSO4 7H2O 4.0g/1 litre RO water.</td>
</tr>
<tr>
<td>Fine waterproof sandpaper - p2000 grit size </td>
<td>Tools</td>
<td>Hermes Abrasives Ltd.</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Very fine grit size for rolling/cleaning embryos with chorions.</td>
</tr>
<tr>
<td>Borosilicate glass capillaries</td>
<td>Tool</td>
<td>Harvard Apparatus</td>
<td>GC100-10F</td>
<td>For making microinjection needles.</td>
</tr>
<tr>
<td>Micropipette puller</td>
<td>Equipment</td>
<td>Narishige scientific instrument lab</td>
<td>Model PP-830</td>
<td>For making microinjection needles.</td>
</tr>
<tr>
<td>Eppendorf microloader</td>
<td>Tool</td>
<td>Eppendorf</td>
<td>5242956.003</td>
<td>For loading microinjection needles.</td>
</tr>
<tr>
<td>Microinjector apparatus </td>
<td>Equipment</td>
<td>Eppendorf</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Model 5242.</td>
</tr>
<tr>
<td>Micromanipulator</td>
<td>Equipment</td>
<td>Narishige</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Model MN151.</td>
</tr>
<tr>
<td>Agarose injection plate</td>
<td>Tools</td>
<td>Made in-house</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>For holding embryos during injection.</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

microinjection of medaka embryos for use as a model genetic organism

Bu video, tek hücreli aşamada Medaka embriyolar içine mikroenjeksiyon tekniği göstermektedir. Medaka, hem de genetik ve embriyolojik analizler sağlar ve omurgalı model organizmaların genom fenotip odaklı mutant ekranları Zebra balığı ve fare gibi, 1 gerçekleştirilmiştir hangi bir yumurta küçük bir tatlı su balığı . Medaka ve zebrafish arasında ilgili genlerin fonksiyonel örtüşme Farklılıklar, böylece tek bir türün 2, Medaka ve zebrafish omurgalı genomu fonksiyonları genetik diseksiyon için tamamlayıcı tanımlanamayan roman fenotiplerinin kimlik sağlar . Embriyolar, şeffaf ve dışarıdan geliştirmek Medaka balık yararlanmak için, mikroenjeksiyon yapmak için aşırı ifade ve vurma aşağı ilgi genler ve DNA&#39;lar etiketleme hücreleri, ya da anti-sense mRNA&#39;ların oligonükleotidler için tracerlerin hücre enjekte etmek için önemli bir tekniktir transgenik hatları.

Watch this Scientific Journal Video about Microinjection of Medaka Embryos for use as a Model Genetic Organism at JoVE.com

Microinjection of Medaka Embryos for use as a Model Genetic Organism

Medaka ve zebrafish omurgalı genomu fonksiyonları genetik diseksiyon için tamamlayıcı niteliktedir. Bu protokol, Medaka embriyolara başarılı mikroenjeksiyon, bir laboratuvarda Medaka ve zebrafish kullanarak embriyolojik ve genetik analiz için önemli bir tekniktir için kilit noktaları vurgulamaktadır.

Model Genetik Organizma olarak kullanmak için Medaka Embriyolar, Mikroenjeksiyon

In this video, we demonstrate the technique of microinjection into one-cell stage medaka embryos. Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows ...

microinjection-of-medaka-embryos-for-use-as-a-model-genetic-organism

Research

JoVE Journal

Biology

25.5K Görüntüleme.  University of Bath. Medaka ve zebrafish omurgalı genomu fonksiyonları genetik diseksiyon için tamamlayıcı niteliktedir. Bu protokol, Medaka embriyolara başarılı mikroenjeksiyon, bir laboratuvarda Medaka ve zebrafish kullanarak embriyolojik ve genetik analiz için önemli bir tekniktir için kilit noktaları vurgulamaktadır.

Video: Microinjection of Medaka Embryos for use as a Model Genetic Organism

Vibrio cholerae: Model Organism to Study Bacterial Pathogenesis - Interview

Vibrio cholerae: Bakteriyel Patogenez Eğitim Modeli Organizma - Röportaj

Biyoloji

Microinjection of A. aegypti Embryos to Obtain Transgenic Mosquitoes

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue fever.  The techniques for correctly preparing microinjection needles, dessicating embryos, and performing microinjection are demonstrated.

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue fever. The techniques for correctly preparing microinjection needles, dessicating embryos, and performing microinjection are demonstrated.

Transgenik Sivrisinekler Edinme A. aegypti Embriyolar Mikroenjeksiyon

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue ...

Method for Culture of Early Chick Embryos ex vivo (New Culture)

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying  the formation and patterning of brain, neural tube, somite and heart primordia. Applications of chick embryo culture include electroporation of DNA or RNA constructs in order to analyze gene function, grafts of growth factor coated beads such as FGFs and BMPs , as well as whole mount in situ hybridization and immunohistochemistry. This video demonstrates the different steps in chick embryo culture; First, the embryo is explanted in saline. Then, the embryo is centered on a glass ring. The membranes surrounding the embryo are lifted along the walls of the ring. The ring is then placed in a culture dish containing a pool of albumine. The culture dish is sealed and placed in a humid chamber, where the embryo is cultured for up to 24 hrs. Finally, the embryo is removed from the ring, fixed and processed for further applications. A troubleshooting guide is also presented.

Method for Culture of Early Chick Embryos ex vivo New Culture

This video demonstrates New culture, a method by which chick embryos are cultured outside the egg for up to 24 hr. This method enables one to study early development (primitive streak to 14 som.), a period corresponding to E7-9 in mouse. Applications of this technique include electroporation, in situ hybridization and immunohistochemistry.

Erken Civciv Embriyolar ex vivo (Kültür) Kültür Yöntemi

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ...

Double Whole Mount in situ Hybridization of Early Chick Embryos

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying  gene expression in brain, neural tube, somite and heart primordia formation. This video demonstrates the different steps in 2-color whole mount in situ hybridization; First, the embryo is dissected from the egg and fixed in paraformaldehyde. Second, the embryo is processed for prehybridization. The embryo is then hybridized with two different probes, one coupled to DIG, and one coupled to FITC.  Following overnight hybridization, the embryo is incubated with DIG coupled antibody. Color reaction for DIG substrate is performed, and the region of interest appears blue. The embryo is then incubated with FITC coupled antibody. The embryo is processed for color reaction with FITC, and the region of interest appears red. Finally, the embryo is fixed and processed for phtograph and sectioning. A troubleshooting guide is also presented.

This video demonstrates 2-color whole mount in situ hybridization, a method by which the spatial and temporal expression pattern of 2 different genes can be visualized in young chick embryos. This method was originally introduced by David Wilkinson, Domingos Henrique, Phil Ingham and David Ish -Horowicz.

Erken Civciv Embriyolar in situ Hibridizasyon Çift Tüm Dağı

Use of Rotorod as a Method for the Qualitative Analysis of Walking in Rat

High speed videoanalysis of the details of movement can provide a source of information about qualitative aspects of walking movements. When walking on a rotorod, animals remain in approximately the same place making repetitive movements of stepping. Thus the task provides a rich source of information on the details of foot stepping movements. Subjects were hemi-Parkinson analogue rats, produced by injection of 6-hydroxydopamine (6-OHDA) into the right nigrostriatal bundle to deplete nigrostriatal dopamine (DA). The present report provides a video analysis illustration of animals previously were filmed from frontal, lateral, and posterior views as they walked (15). Rating scales and frame-by-frame replay of the video records of stepping behavior indicated that the hemi-Parkinson rats were chronically impaired in posture and limb use contralateral to the DA-depletion. The contralateral limbs participated less in initiating and sustaining propulsion than the ipsilateral limbs. These deficits secondary to unilateral DA-depletion show that the rotorod provides a use task for the analysis of stepping movements.

The rotorod test is used to assess motor status in the walking movement of hemi-Parkinson analogue rats.

Rotorod Rat Yürüyüş Kalitatif Analiz için bir yöntem olarak kullanımı

High speed videoanalysis of the details of movement can provide a source of information about qualitative aspects of walking movements. When walking on a ...

Microinjection of mRNA and Morpholino Antisense Oligonucleotides in Zebrafish Embryos.

An essential tool for investigating the role of a gene during development is the ability to perform gene knockdown, overexpression, and misexpression studies. In zebrafish (Danio rerio), microinjection of RNA, DNA, proteins, antisense oligonucleotides and other small molecules into the developing embryo provides researchers a quick and robust assay for exploring gene function in vivo. In this video-article, we will demonstrate how to prepare and microinject in vitro synthesized EGFP mRNA and a translational-blocking morpholino oligo against pkd2, a gene associated with autosomal dominant polycystic kidney disease (ADPKD), into 1-cell stage zebrafish embryos. We will then analyze the success of the mRNA and morpholino microinjections by verifying GFP expression and phenotype analysis. Broad applications of this technique include generating transgenic animals and germ-line chimeras, cell-fate mapping and gene screening. Herein we describe a protocol for overexpression of EGFP and knockdown of pkd2 by mRNA and morpholino oligonucleotide injection.

Microinjection is a well-established and effective method for introducing foreign substances into fertilized zebrafish embryos. Here, we demonstrate a robust microinjection technique for performing mRNA overexpression, and morpholino oligonucleotide gene knockdown studies in zebrafish.

Zebra balığı Embriyolar mRNA ve morfolino Antisens Oligonükleotidler Mikroenjeksiyon.

An essential tool for investigating the role of a gene during development is the ability to perform gene knockdown, overexpression, and misexpression ...

Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic oligonucleotides with antisense complementarity to target RNAs, can be added to the embryo to reduce the expression of a particular gene product.  Conversely, processed mRNA can be added to the embryo to increase levels of a gene product.  The vehicle for adding either mRNA or morpholino to an embryo is microinjection.  Microinjection is efficient and rapid, allowing for the injection of hundreds of embryos per hour.  This video shows all the steps involved in microinjection.  Briefly, eggs are collected immediately after being laid and lined up against a microscope slide in a Petri dish.  Next, a fine-tipped needle loaded with injection material is connected to a microinjector and an air source, and the microinjector controls are adjusted to produce a desirable injection volume.  Finally, the needle is plunged into the embryo's yolk and the morpholino or mRNA is expelled.

This video shows how morpholino or mRNA can be injected into zebrafish embryos at the one-cell stage to decrease or increase the level of specific gene products during subsequent development.

Gen Fonksiyon Analiz Zebra balığı Embriyolar Mikroenjeksiyon

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic ...

Genetic Studies of Human DNA Repair Proteins Using Yeast as a Model System 

Understanding the roles of human DNA repair proteins in genetic pathways is a formidable challenge to many researchers. Genetic studies in mammalian systems have been limited due to the lack of readily available tools including defined mutant genetic cell lines, regulatory expression systems, and appropriate selectable markers. To circumvent these difficulties, model genetic systems in lower eukaryotes have become an attractive choice for the study of functionally conserved DNA repair proteins and pathways. We have developed a model yeast system to study the poorly defined genetic functions of the Werner syndrome helicase-nuclease (WRN) in nucleic acid metabolism. Cellular phenotypes associated with defined genetic mutant backgrounds can be investigated to clarify the cellular and molecular functions of WRN through its catalytic activities and protein interactions. The human WRN gene and associated variants, cloned into DNA plasmids for expression in yeast, can be placed under the control of a regulatory plasmid element. The expression construct can then be transformed into the appropriate yeast mutant background, and genetic function assayed by a variety of methodologies. Using this approach, we determined that WRN, like its related RecQ family members BLM and Sgs1, operates in a Top3-dependent pathway that is likely to be important for genomic stability. This is described in our recent publication [1] at <a href="http://www.impactaging.com">www.impactaging.com</a>. Detailed methods of specific assays for genetic complementation studies in yeast are provided in this paper.

Genetic Studies of Human DNA Repair Proteins Using Yeast as a Model System

Genetic studies in yeast can be employed to investigate the molecular and cellular functions of human genes in cellular DNA metabolism. Methods are described for the genetic characterization of the human WRN gene product defective in the premature aging disorder Werner syndrome in functionally conserved pathways using yeast as a tractable model system.

İnsan DNA Onarım Proteinler Genetik Araştırmalar Maya Model Sistemi olarak kullanma

Understanding the roles of human DNA repair proteins in genetic pathways is a formidable challenge to many researchers.  Genetic studies in mammalian ...

Dechorionation of Medaka Embryos and Cell Transplantation for the Generation of Chimeras

Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows both genetic and embryological analyses and is one of the three vertebrate model organisms in which genome-wide phenotype-driven mutant screens were carried out 1. Divergence of functional overlap of related genes between medaka and zebrafish allows identification of novel phenotypes that are unidentifiable in a single species 2, thus medaka and zebrafish are complementary for genetic dissection of the vertebrate genome functions. Manipulation of medaka embryos, such as dechorionation, mounting embryos for imaging and cell transplantation, are key procedures to work on both medaka and zebrafish in a laboratory. Cell transplantation examines cell autonomy of medaka mutations. Chimeras are generated by transplanting labeled cells from donor embryos into unlabeled recipient embryos. Donor cells can be transplanted to specific areas of the recipient embryos based on the fate maps 3 so that clones from transplanted cells can be integrated in the tissue of interest during development. Due to the hard chorion and soft embryos, manipulation of medaka embryos is more involved than in zebrafish. In this video, we show detailed procedures to manipulate medaka embryos.

Due to the hard chorion and soft embryos, manipulation of medaka embryos is more involved than in zebrafish. This video shows step-by-step procedures for how to manipulate medaka embryos, including dechorionation, mounting in agarose for imaging and cell transplantation for the production of chimeras. These procedures are essential to use medaka and zebrafish in a laboratory to take full advantage of their complementary features for the genetic dissection of vertebrate genome functions.

Chimeras Üretim Medaka Embriyolar ve Hücre Nakli Dechorionation

Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows both genetic and embryological analyses and is one of the three vertebrate model organisms in ...

Use of Time Lapse Microscopy to Visualize Anoxia-induced Suspended Animation in C. elegans Embryos

Caenorhabdits elegans has been used extensively in the study of stress resistance, which is facilitated by the transparency of the adult and embryo stages as well as by the availability of genetic mutants and transgenic strains expressing a myriad of fusion proteins1-4. In addition, dynamic processes such as cell division can be viewed using fluorescently labeled reporter proteins. The study of mitosis can be facilitated through the use of time-lapse experiments in various systems including intact organisms; thus the early C. elegans embryo is well suited for this study. Presented here is a technique by which in vivo imaging of sub-cellular structures in response to anoxic (99.999% N2; &lt;2 ppm O2) stress is possible using a simple gas flow through setup on a high-powered microscope. A microincubation chamber is used in conjunction with nitrogen gas flow through and a spinning disc confocal microscope to create a controlled environment in which animals can be imaged in vivo. Using GFP-tagged gamma tubulin and histone, the dynamics and arrest of cell division can be monitored before, during and after exposure to an oxygen-deprived environment. The results of this technique are high resolution, detailed videos and images of cellular structures within blastomeres of embryos exposed to oxygen deprivation.

Use of Time Lapse Microscopy to Visualize Anoxia-induced Suspended Animation in C. elegans Embryos

Described here is an in vivo technique to image sub-cellular structures in animals exposed to anoxia using a gas flow through microincubation chamber in conjunction with a spinning disc confocal microscope. This method is straightforward and flexible enough to suit a variety of experimental parameters and model systems.

In Oksijen yetersizliği kaynaklı Asma Animasyon Visualize&#39;a Time Lapse Mikroskopi kullanın<em&gt; C. elegans</em&gt; Embriyolar

Caenorhabdits elegans has been used extensively in the study of stress resistance, which is facilitated by the transparency of the adult and embryo stages ...