1. Antes de realizar la cirugía, tenga en cuenta que existen requisitos legales y éticos en el uso de animales en la investigación y la enseñanza <ol><li> Todos los procedimientos quirúrgicos deben ser aprobados por la autoridad local de ética o legal (IACUC o comité de ética o del Ministerio del Interior, etc.) </li><li> Asegúrese de que esta aprobación está en su lugar antes de comenzar. </li><li> Si hay alguna duda de la aprobación de la cirugía o la aprobación para el uso de los animales, no proceda. </li></ol> 2. Comprensión técnica aséptica <ol><li> La esterilidad como un concepto <ol><li> El objetivo de la técnica aséptica es reducir o eliminar en lo posible la carga bacteriana normal presente en el animal y en el medio ambiente antes de comenzar la cirugía. Esto significa que los instrumentos se esterilizan, la superficie de trabajo quirúrgico se desinfecta, y el animal y las manos del cirujano son desinfectados. </li><li> La cirugía, se realiza correctamente, no necesita antibióticos profilácticos o de cualquier otro tratamiento, que no sean el alivio del dolor. </li><li> Incluso con una técnica aséptica excelente, las bacterias procedentes de la materia quirúrgica todavía pueden introducirse en una herida hecha quirúrgicamente. Una técnica aséptica apropiada limita el riesgo de introducción de agentes infecciosos, principalmente bacterias, en los sitios quirúrgicos. </li></ol></li><li> Campo estéril <ol><li> El campo estéril abarca el área quirúrgica, el área preparada en el animal, y el frente del cirujano. </li></ol></li><li> Las interrupciones de la esterilidad <ol><li> Las interrupciones de la esterilidad se producen cuando el cirujano toca algo que está fuera del campo estéril. Esto puede ser la cara, una lámpara, un área de preparación de los animales, o un instrumento que no sea estéril. </li><li> Esta es la razón por la profilaxis con antibióticos se pueden utilizar. </li><li> Recuerde, una actividad especial se lleva a cabo. Estar tranquilo, reflexivo y preciso. </li></ol></li></ol> 3. Preparativos para la operación <ol><li> La cirugía de roedores no requiere un quirófano especializado. Idealmente, las cirugías deben realizarse en un área separada dentro de un laboratorio, tal como una campana o cabina de flujo laminar. En cualquier caso, la zona elegida debe ser ordenado y bien iluminado, y con el flujo de tráfico. Cirugías de los roedores a menudo se realizan en una mesa de trabajo de laboratorio. Antes de organizar el área quirúrgica, limpiar la mesa de trabajo y con un desinfectante. </li><li> Es útil para el cirujano tener un asistente. Este asistente puede ayudar con la anestesia, la preparación de los animales, y la recuperación de monitoreo. Esto permite al cirujano para que se preparen los animales mientras están preparados, lo que acorta el tiempo de los animales bajo anestesia general, y tal vez lo que permite más operaciones a realizar. </li><li> Organizar el área de la cirugía por lo que hay tres zonas distintas: la preparación, la cirugía y la recuperación. </li><li> Para el área de preparación, montaje de los suministros necesarios: <ol><li> Lubricantes pomada oftálmica </li><li> Tijeras o navaja </li><li> Gasa </li><li> Las soluciones quirúrgicas matorrales <ol><li> Las soluciones quirúrgicas matorrales comúnmente utilizados son los yodóforos o clorhexidina / </li><li> 70% de alcohol isopropílico también se utiliza como parte del lavado quirúrgico. </li></ol></li></ol></li><li> Para el área quirúrgica, montar y organizar los suministros necesarios. <ol><li> Fuente de calor para mantener caliente el roedor <ol><li> La fuente de calor ideal es una almohadilla de calentamiento de agua de recirculación. Almohadillas de calefacción eléctrica no son aceptables para la cirugía. Guantes quirúrgicos llena de agua tibia, o calentadores químicos mano también puede ser utilizado. Si cualquiera de estas dos últimas se utilizan, la temperatura del objeto deben ser cuidadosamente monitoreados durante la cirugía. </li></ol></li><li> Plataforma quirúrgica <ol><li> Esto puede ser una gasa estéril impermeable colocada sobre la fuente de calor. </li></ol></li><li> Materiales desechables <ol><li> Estas pueden incluir: paños quirúrgicos estériles, gasas, aplicadores de algodón, líquidos para la administración a los roedores, la solución de irrigación de los tejidos. </li></ol></li><li> Los instrumentos estériles <ol><li> El complemento de los instrumentos puede variar dependiendo de la cirugía, pero generalmente incluyen bisturíes, los retractores de tejidos, pinzas, pinzas hemostáticas y tijeras. </li><li> Instrumento de esterilización o esterilización de solución si los mismos instrumentos que se van a utilizar en más de un tema quirúrgico <ol><li> El uso de un esterilizador de cuentas en caliente para esterilizar los instrumentos entre los animales es común. </li></ol></li></ol></li><li> Material para cerrar la incisión quirúrgica. <ol><li> Los materiales utilizados dependerá del lugar de la cirugía y la aplicación, pero pueden incluir: sutura y agujas, grapas y un aplicador de grapas o adhesivo tisular </li></ol></li><li> Cualquier otro equipo especial que se necesita (aparato estereotáxico, implantes, microscopio quirúrgico) </li></ol></li></ol> 4. Preparación de los instrumentos para la cirugía <ol><li> Los instrumentos deben estar limpias yestéril en el inicio de la cirugía. Esto se logra a menudo mediante la creación de completos paquetes quirúrgicos que se esterilizan en autoclave. </li><li> Los instrumentos pueden ser utilizados para la cirugía de roedores más de uno sin autoclave y reempaque, sino que debe ser limpiado y esterilizado entre los roedores. <ol><li> Si un esterilizador de cuentas en caliente se utiliza, asegúrese de dejar tiempo para que los instrumentos que se enfríe después de la esterilización. Instrumentos se pueden enfriar por inmersión en agua estéril. </li><li> Esterilizantes químicos también se pueden utilizar, pero requieren un tiempo de contacto (~ 10 minutos, podría ser de 30-60 minutos, requiere enjuague). El alcohol no es un esterilizante. </li></ol></li><li> Organizar los instrumentos de cortina a prueba de agua estéril con el fin de que se van a utilizar. </li></ol> 5. Preparación de los animales para la cirugía <ol><li> Las tres cosas que se administran antes de la cirugía son la anestesia, analgesia y antibióticos. <ol><li> Se necesita anestesia para la cirugía. Los anestésicos pueden ser administrados a través de la inhalación o la inyección. <ol><li> Anestésicos inhalados más comunes en uso actualmente isoflurano. </li><li> Inyectables más comunes que se utilizan anestésicos es una combinación de ketamina y xilazina, posiblemente con otro añadido sedante. </li><li> Consulte a su veterinario personal de la instalación de las dosis apropiadas. </li></ol></li><li> Preventivo se recomiendan analgésicos y debe ser administrada antes de comenzar la operación. <ol><li> De uso común no esteroides anti-inflamatorios incluyen flunixina y carprofeno. </li><li> Opioides disponibles pueden incluir la buprenorfina, morfina, fentanilo o. </li><li> Consulte a su veterinario personal de la instalación de las dosis apropiadas y vías de administración. </li></ol></li><li> Con la cirugía se realiza correctamente, los antibióticos no son necesarios por lo general, a excepción de algunas cirugías gastrointestinales de alto riesgo. <ol><li> Si se utilizan antibióticos, utilizados ofrecen peri-operatorio (antes de la primera incisión). </li><li> Consulte a su veterinario personal de la instalación de los antibióticos adecuados, dosis y vías de administración. </li></ol></li></ol></li><li> Preparación quirúrgica del sitio de la incisión <ol><li> Afeitar el sitio de la incisión. Por lo general afeitarse un área de aproximadamente 3 veces el tamaño de la incisión propuesta. El tamaño de la zona de afeitado y preparado puede ser limitado por el tamaño del animal o del área en el animal. </li><li> El área afeitada se desinfecta con múltiples aplicaciones de la solución de lavado quirúrgico y el alcohol isopropílico. Aplicación suele lavado quirúrgico primero, y luego alcohol. Terminar con una aplicación final de la solución de lavado. </li><li> Lavado quirúrgico se lleva a cabo en un patrón circular, comenzando en el centro y en espiral hacia el exterior, o en los animales más pequeños, de manera unidireccional. <ol><li> Si el lavado de forma unidireccional, coloque una gasa estéril en el margen crainial de la zona de afeitado, que cubre el pelo del animal. Captar y estabilizar al animal suavemente a través de la gasa estéril. Aplique una solución de alcohol y matorrales unidireccional lejos de la gasa estéril. </li></ol></li></ol></li><li> Mover al animal en el área quirúrgica <ol><li> Mover al animal con el sitio quirúrgico preparado hacia arriba, y sin ponerse en contacto con el área excavada. </li><li> La posición del animal en el área de la cirugía por lo que el lugar de la cirugía es hacia arriba, hacia el cirujano. </li></ol></li><li> Cubriendo el animal <ol><li> Si el animal está cubierta por el asistente, el asistente debe recordar que la superficie exterior de la cortina se considera parte de la zona estéril y no debe ser manejada por el asistente. Cubriendo a menudo se deja para el cirujano, y la caída está incluido en el paquete quirúrgico. </li><li> Un estándar de cortina a prueba de agua desechables de papel se recomienda generalmente. </li></ol></li></ol> 6. Preparación del cirujano para la cirugía <ol><li> Preparación del cirujano debe hacer hincapié en que una actividad especial se llevará a cabo, en la que el cirujano debe ser consciente de todos sus movimientos dentro y fuera del campo estéril. </li><li> El pelo y la cara son generalmente cubiertos por una tapa y una máscara, respectivamente. Estos deben ser nuevos en el inicio de la sesión quirúrgica, pero no es necesario cambiar entre los animales. </li><li> Los cirujanos deben usar una bata quirúrgica desechable, limpia bata desechable o por lo menos una bata limpia. Esto no es necesario cambiar entre los animales, sino que debe ser cambiado entre las sesiones de la cirugía. </li><li> Debe lavarse las manos antes de la cirugía. Guantes quirúrgicos o guantes de examen debe ser utilizado. Si se utilizan guantes de examen, se deben lavar con un desinfectante quirúrgico antes de ser utilizado. Deben cambiarse los guantes entre los animales. </li></ol> 7. Durante la cirugía <ol><li> Mantenimiento del campo estéril. <ol><li> Una vez que tus manos son estériles y el campo de operaciones es estéril, usted tendrá que moverse con cuidado y recordar que no debe romper la esterilidad. Esta inclusióndes con un campo estéril en la que se puede establecer los instrumentos, recordando que no rascarse la nariz, y sólo se entrega al paciente quirúrgico a través del campo estéril. </li></ol></li><li> Manejo de los tejidos <ol><li> Manejar los tejidos con suavidad. Mantener húmedos los tejidos, especialmente si la cirugía se prolonga. Minimizar la generación de bolsas de tejido y disección innecesarios. </li><li> La manipulación de tejidos adecuado reduce la oportunidad y el riesgo de infecciones postoperatorias, acelera la curación, y reduce el dolor post-operatorio. </li></ol></li><li> Reemplazar los líquidos perdidos <ol><li> Las rutas habituales de administración de líquidos en los roedores son subcutánea o intraperitoneal. El uso de pequeños volúmenes de pequeños animales por vía intraperitoneal-1-2 ml para los ratones, por ejemplo. </li><li> Líquidos calentados pueden ayudar a prevenir una caída en la temperatura corporal. Ratón y la temperatura corporal de ratas es superior a los seres humanos, por lo que los líquidos deben ser más cálido. </li></ol></li><li> Mantener el calor <ol><li> La colocación de una almohadilla eléctrica por debajo del animal durante la cirugía y la jaula durante la recuperación es una forma estándar para mantener la temperatura corporal de un animal. <ol><li> Cuidado con la calefacción almohadillas de usar sólo los que están marcados para la cirugía. Otros pueden provocar lesiones térmicas. </li></ol></li><li> Líquidos calentados, por vía intraperitoneal dado, también puede ayudar a los animales caliente. </li></ol></li><li> Funcionamiento del microscopio puede facilitar algunos procedimientos (cirugía microvascular, mayores cirujanos, etc también se puede lograr mediante el uso de lentes de aumento, como lupas, etc) </li></ol> 8. Post-operatorio Consideraciones sobre la recuperación <ol><li> Los animales deben recuperar en una cama plana de papel (toallas de papel estéril, etc) en lugar de ropa de cama estándar de la cría de animales. </li><li> Mantener al animal caliente. El calor va a ayudar en la recuperación rápida. Esto se logra a menudo mediante la colocación de la jaula de recuperación media de una almohadilla eléctrica para que los animales pueden elegir la temperatura que prefieran, ya que se recuperan. </li><li> No devolver los animales o las jaulas de los animales a la zona de explotación hasta que todos los animales parecen normales. Cualquier animal que se ha sometido a una cirugía debe haber recuperado la capacidad de derecho en sí mismo en la jaula y ser capaz de moverse con normalidad antes de ser devuelto a la zona de espera. </li><li> Observar a los animales después de la operación de signos inesperados de la enfermedad o infección. Animales en general se pierde una pequeña cantidad de peso después de la cirugía, pero con analgesia adecuada y la provisión de alimentos, se debe recuperar el peso rápidamente. </li></ol> 9. Post-operatorio El monitoreo es la parte final de la cirugía con éxito <ol><li> De cinco a siete días después de la cirugía, controlar el estado general del animal. <ol><li> Después de la cirugía, los animales deben ser brillante, alerta y activo. Deben estar en contacto normalmente con cagemates, comiendo y bebiendo, y capaz de lograr lo normal especie posturas. </li><li> Los animales que sufren de depresión, anorexia, o lento deben ser examinados en cuanto a la causa de este cambio. Considere la posibilidad de que el dolor no tratado o una infección. </li></ol></li><li> Alimentos / ingesta de líquidos es también importante para la recuperación. <ol><li> Puede haber algo de caída en el consumo después de la cirugía. Esto puede ser mitigado por la toma de alimentos y el agua de más fácil acceso. <ol><li> Tubos más largos pueden ser útiles para sorber. </li><li> Provisión diaria de comida mojada en la parte inferior de la caja también puede atraer a los animales para comer. </li></ol></li><li> Algunos analgésicos, en consecuencia las ratas en la pica, por lo que ser conscientes de que los animales pueden comer cosas inadecuadas (tales como ropa de cama) a una lesión. </li></ol></li><li> Observar a los animales para detectar signos de infección en la incisión. El período de peligro es de los primeros 7 días y los animales deberá ser comprobado diariamente. <ol><li> Señales de infección incluyen enrojecimiento, inflamación, secreción (pus o serosa), dolor, o la apertura de la incisión (dehiscencia). </li></ol></li></ol> 10. Después de la operación ha terminado, el paso final es evaluar el éxito de su cirugía <ol><li> Fue inducida por el modelo / pieza extraída / funcionalidad restaurado? </li><li> Estaba allí el menor dolor posible? </li><li> No hubo infección? </li><li> Éxito! </li></ol>

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	<li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> American College of Laboratory Animal Medicine Position on Rodent Surgery. , .</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Animal Welfare, 9 CFR, Parts 1, 2, and 3. , .</li><li>Bradfield, J. F., Schachtman, T. R., McLaughlin, R. M., Steffen, E. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+and+physiologic+effects+of+inapparent+wound+infection+in+rats.">Behavioral and physiologic effects of inapparent wound infection in rats.</a> Lab Anim Sci. 42, 572-578 (1992).</li><li>Brown, M. J., Pearson, P. T., Tomson, F. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Guidelines+for+animal+surgery+in+research+and+teaching.+AVMA+Panel+on+Animal+Surgery+in+Research+and+Teaching,+and+the+ASLAP+(American+Society+of+Laboratory+Animal+Practitioners).">Guidelines for animal surgery in research and teaching. AVMA Panel on Animal Surgery in Research and Teaching, and the ASLAP (American Society of Laboratory Animal Practitioners).</a> Am J Vet Res. 54, 1544-1559 (1993).</li><li>Brown, P. A., Hoogstraten-Miller, S., Reuter, J. D., Suckow, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+of+Aseptic+Rodent+Survival+Surgery:+Parts+I+&#38;+2.">Principles of Aseptic Rodent Survival Surgery: Parts I &#38; 2.</a> Laboratory Animal Medicine and Management. , (2004).</li><li>Institute of Laboratory Animal Resources, National Research Council. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , 556-570 (1996).</li><li>Popp, M. B., Brennan, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+vascular+access+in+the+rat:+importance+of+asepsis.">Long-term vascular access in the rat: importance of asepsis.</a> Am J Physiol. 241, H606-H612 (1981).</li><li>Rutala, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=APIC+guideline+for+selection+and+use+of+disinfectants.">APIC guideline for selection and use of disinfectants.</a> Am J Infect Control. 24, 313-342 (1996).</li></ol>

Todos los autores el trabajo de Charles River, un importante proveedor de animales quirúrgicamente alterados para la investigación.

Cirugía experimental en roedores es rara vez se llevan a cabo por veterinarios o médicos. En su lugar, se realiza a menudo por los investigadores biomédicos con poca capacitación formal o no en los principios de la cirugía y la técnica aséptica. En un entorno de investigación, la cirugía suele ser aprendido de sus colegas, por lo general no se han recibido capacitación formal tampoco. La cirugía realizada en el laboratorio de investigación también puede ser visto principalmente como un método de preparación de un modelo animal con el objetivo de generar un conjunto de animales para el estudio. Aunque cualquier cirugía en particular suele ser una cuestión de la coordinación mano-ojo y la habilidad técnica, los cuales pueden ser adquiridos a través de la práctica, los principios y técnicas relacionados con el concepto de técnica aséptica (y por lo tanto la cirugía sin infección) no se puede adquirir únicamente a través de la práctica y con frecuencia no se transmite a los investigadores. La ausencia de educación formal en los principios quirúrgicos puede llevar a una falta de comprensión de la importancia de la igualdad tanto de la cirugía técnicamente correcta y la atención pre-y post-operatorio de los animales. Consideración tanto de la propia cirugía y el cuidado perioperatorio de los animales se traducirá en un aumento en el bienestar animal y la calidad de los datos obtenidos a partir del modelo quirúrgico. Por ejemplo, subclínica post-quirúrgica infección se puede confundir los resultados, así como los cambios en el comportamiento y la fisiología visto con dolor. Como las presas, la mayoría de los roedores son sorprendentemente estoico y, aunque sufren de dolor post-quirúrgico o una infección pueden mostrar pocos signos clínicos. Los sutiles signos de dolor o malestar en los roedores son más oscurecido por una falta general de formación de investigadores biomédicos en el reconocimiento de estos signos en los roedores. Además, los roedores son más activos durante el ciclo de oscuridad, cuando el personal generalmente no están disponibles para ver los signos clínicos y conductuales del dolor tras la cirugía. Este video no es un sustituto para el entrenamiento quirúrgico adecuado, lo que lo ideal sería a la vez práctico y proporcionado por la institución, pero está diseñado para dar a los investigadores una visión general de las preocupaciones comunes y la demostración visual de aceptar los procedimientos asépticos y las técnicas necesarias para desarrollar una competencia mínima en el desempeño de la cirugía de la supervivencia en los roedores.

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Erratum: Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon.

principles of rodent surgery for the new surgeon

Por razones de bienestar tanto científicos como de los animales, la formación en los conceptos básicos y técnicas quirúrgicas deben ser realizadas antes en busca siempre de realizar la cirugía en un roedor. Estudiantes, académicos post-doctorado, y otras personas interesadas en la realización de una cirugía en roedores como parte de un protocolo de investigación no han tenido entrenamiento quirúrgico formal como parte de sus cursos requeridos. La cirugía en sí es una habilidad técnica, y que mejorará con la práctica. Los principios de la técnica aséptica, sin embargo, a menudo permanecen sin explicación o ignorantes. Para la mayoría de los nuevos cirujanos, esta información vital se presenta en un modo poco sistemático o aprendido en el trabajo, ninguno de los cuales es ideal. También puede hacer que el aprendizaje de cómo realizar una cirugía en particular difícil, ya que el nuevo cirujano está aprendiendo tanto de una técnica quirúrgica y los principios de asepsia, al mismo tiempo. Este artículo resume y hace recomendaciones para técnicas quirúrgicas básicas y las técnicas necesarias para la cirugía de roedores éxito. Este artículo está diseñado para complementar la formación práctica por la entidad del usuario.

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Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon

Antes de intentar la cirugía, un nuevo cirujano debería tener una formación básica en las técnicas quirúrgicas y los conceptos. Este artículo presenta consideraciones básicas quirúrgica con énfasis en los roedores.

Principios de la cirugía de roedores para el cirujano de Nueva

For both scientific and animal welfare reasons, training in basic surgical concepts and techniques should be undertaken before ever seeking to perform ...

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Research

JoVE Journal

Biology

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Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents 

The ability to measure extracellular basal levels of neurotransmitters in the brain of awake animals allows for the determination of effects of different systemic challenges (pharmacological or physiological) to the CNS. For example, one can directly measure how the animal's midbrain dopamine projections respond to dopamine-releasing drugs like d-amphetamine or natural stimuli like food. In this video, we show you how to implant guide cannulas targeting specific sites in the rat brain, how to insert and implant a microdialysis probe and how to use high performance liquid chromatography coupled with electrochemical detection (HPLC-EC) to measure extracellular levels of oxidizable neurotransmitters and metabolites. Local precise introduction of drugs through the microdialysis probe allows for refined work on site specificity in a compound s mechanism of action. This technique has excellent anatomical and chemical resolution but only modest time resolution as microdialysis samples are usually processed every 20-30 minutes to ensure detectable neurotransmitter levels. Complementary ex vivo tools (i.e., slice and cell culture electrophysiology) can assist with monitoring real-time neurotransmission.

Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents

The monitoring of extracellular neurotransmitter levels in distinct brain regions of freely moving animals offers insights on the link between neurotransmitter release and behavior. In vivo microdialysis coupled with electrochemical detection provides excellent anatomical and chemical resolution; and information on how basal neurotransmission is altered by pharmacological or physiological manipulations.

La cirugía estereotáxica de supervivencia en los roedores

The ability to measure extracellular basal levels of neurotransmitters in the brain of awake animals allows for the determination of effects of different ...

Investigación

Biología

Rodent Stereotaxic Surgery and Animal Welfare Outcome Improvements for Behavioral Neuroscience

Stereotaxic surgery for the implantation of cannulae into specific brain regions has for many decades been a very successful experimental technique to investigate the effects of locally manipulated neurotransmitter and signaling pathways in awake, behaving animals. Moreover, the stereotaxic implantation of electrodes for electrophysiological stimulation and recording studies has been instrumental to our current understanding of neuroplasticity and brain networks in behaving animals. Ever-increasing knowledge about optimizing surgical techniques in rodents1-4, public awareness concerning animal welfare issues and stringent legislation (e.g., the 2010 European Union Directive on the use of laboratory animals5) prompted us to refine these surgical procedures, particularly with respect to implementing new procedures for oxygen supplementation and the continuous monitoring of blood oxygenation and heart rate levels during the surgery as well as introducing a standardized protocol for post-surgical care. Our observations indicate that these modifications resulted in an increased survival rate and an improvement in the general condition of the animals after surgery (e.g. less weight loss and a more active animal). This video presentation will show the general procedures involved in this type of stereotaxic surgery with special attention to our several modifications. We will illustrate these surgical procedures in rats, but it is also possible to perform this type of surgery in mice or other small laboratory animals by using special adaptors for the stereotaxic apparatus6.

Stereotaxic surgery on rodents allows for targeted administration of drugs or electrical stimulation and recordings in awake, behaving animals. In this video presentation we will demonstrate recent procedural refinements to this long-standing procedure that successfully improved survival rate and reduced post-surgical weight loss.

Cirugía estereotáctica de roedores y mejoras del bienestar de los animales de resultados para la revista Behavioral Neuroscience

Stereotaxic surgery for the implantation of cannulae into specific brain regions has for many decades been a very successful experimental technique to ...

Neurociencias

<meta charset="utf8"></head><body>Reparación común de la arteria carótida después de la inyección en un modelo de ratón

Facilitating Repeat Intracarotid Injections in Mouse Models by a Novel Injection Site Repair Technique

Given recent advances in the delivery of novel antitumor therapeutics using endovascular selective intraarterial delivery methods in neuro-oncology, there is an urgent need to develop methods for intracarotid injections in mouse models, including methods to repair the carotid artery in mice after injection to allow for subsequent injections. We developed a method of intracarotid injection in a mouse model to deliver therapeutics into the internal carotid artery (ICA) with two alternative procedures. 
During injection, the needle is inserted into the common carotid artery (CCA) after tying a suture around the external carotid artery (ECA) and injected therapeutics are delivered into the ICA. Following injection, the common carotid artery (CCA) can be ligated, which limits the number of intracarotid injections to one. The alternative procedure described in this article includes a modification where intracarotid artery injection is followed by injection site repair of the CCA, which restores blood flow within the CCA and avoids the complication of cerebral ischemia seen in some mouse models. 
We also compared the delivery of bone marrow-derived human mesenchymal stem cells (BM-hMSCs) to intracranial tumors when delivered through intracarotid injection with and without injection site repair following the injection. Delivery of BM-hMSCs does not differ significantly between the methods. Our results demonstrate that injection site repair of the CCA allows for repeat injections through the same artery and does not impair the delivery and distribution of injected material, thus providing a model with greater flexibility that more closely emulates intracarotid injection in humans.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor destacado: Avance en el tratamiento del glioblastoma a través de estrategias de administración intraarterial para virus oncolíticos y microARN

Repair of the intracarotid artery in a mouse model after injection returns blood flow to the artery without negatively impacting the distribution of the injected material. Injection site repair facilitates subsequent injections through the same artery and prevents cerebral ischemia in mouse strains that lack a complete Circle of Willis.

Facilitación de la repetición de inyecciones intracarotídeas en modelos de ratón mediante una novedosa técnica de reparación en el lugar de la inyección

Given recent advances in the delivery of novel antitumor therapeutics using endovascular selective intraarterial delivery methods in neuro-oncology, there ...

Investigación sobre el cáncer

Step By Step: Microsurgical training method combining two nonliving animal models

The learning of microsurgical techniques and the maintenance of microsurgical skills have been traditionally based on the use of living animals, mainly laboratory rats. This method although extremely valuable can be economically demanding both for the surgeon and the sponsoring institution; it also requires special training facilities that may not always be available or accessible. Furthermore ethical concerns can limit the use of living animals for training purposes. Alternative training methods, such as inert tubes and gloves have not gained popularity among surgeons since they do not offer an experience similar to that of a clinical situation. Non-living animal models include the use of chicken thighs and wings; they offer a practice experience that resembles a clinical situation to a considerable extent. This type of training is relatively cheap and easily available. The microscope and instruments required can be acquired over the internet, and the chicken pieces can be bought at the local supermarket.
This approach allows a motivated trainee to rehearse different types of surgical techniques several times at a reasonable expense, helping to develop or maintain his surgical expertise if more complex facilities are not available. On the current manuscript we describe how to setup a small practice station, how to dissect the specimens, and how to practice both with the chicken thighs and with the chicken wings in a progressive fashion. This approach takes advantage on the versatility of the chicken thigh model and the small size of the chicken wing Brachial artery.

Here we describe how to set up a small microsurgical practice station and a simple and inexpensive method for the training of microsurgery with non-living animal models.

Paso a paso: método de entrenamiento microquirúrgica combinar dos modelos animales no vivos

The learning of microsurgical techniques and the maintenance of microsurgical skills have been traditionally based on the use of living animals, mainly ...

Medicina

Direct Injection of a Lentiviral Vector Highlights Multiple Motor Pathways in the Rat Spinal Cord

Introducing proteins of interest into cells in the nervous system is challenging due to innate biological barriers that limit access to most molecules. Injection directly into spinal cord tissue bypasses these barriers, providing access to cell bodies or synapses where molecules can be incorporated. Combining viral vector technology with this method allows for introduction of target genes into nervous tissue for the purpose of gene therapy or tract tracing. Here a virus engineered for highly efficient retrograde transport (HiRet) is introduced at the synapses of propriospinal interneurons (PNs) to encourage specific transport to neurons in the spinal cord and brainstem nuclei. Targeting PNs takes advantage of the numerous connections they receive from motor pathways such as the rubrospinal and reticulospinal tracts, as well as their interconnection with each other throughout spinal cord segments. Representative tracing using the HiRet vector with constitutively active green fluorescent protein (GFP) shows high fidelity details of cell bodies, axons and dendritic arbors in thoracic PNs and in reticulospinal neurons in the pontine reticular formation. HiRet incorporates well into brainstem pathways and PNs but shows age dependent integration into corticospinal tract neurons. In summary, spinal cord injection using viral vectors is a suitable method for introduction of proteins of interest into neurons of targeted tracts.

This protocol demonstrates injection of a retrogradely transportable viral vector into rat spinal cord tissue. The vector is taken up at the synapse and transported to the cell body of target neurons. This model is suitable for retrograde tracing of important spinal pathways or targeting cells for gene therapy applications.

Inyección directa de un Vector lentivirales destaca múltiples caminos del Motor en la médula espinal de rata

Introducing proteins of interest into cells in the nervous system is challenging due to innate biological barriers that limit access to most molecules. ...

Facial Nerve Surgery in the Rat Model to Study Axonal Inhibition and Regeneration

This protocol describes consistent and reproducible methods to study axonal regeneration and inhibition in a rat facial nerve injury model. The facial nerve can be manipulated along its entire length, from its intracranial segment to its extratemporal course. There are three primary types of nerve injury used for the experimental study of regenerative properties: nerve crush, transection, and nerve gap. The range of possible interventions is vast, including surgical manipulation of the nerve, delivery of neuroactive reagents or cells, and either central or end-organ manipulations. Advantages of this model for studying nerve regeneration include simplicity, reproducibility, interspecies consistency, reliable survival rates of the rat, and an increased anatomic size relative to murine models. Its limitations involve a more limited genetic manipulation versus the mouse model and the superlative regenerative capability of the rat, such that the facial nerve scientist must carefully assess time points for recovery and whether to translate results to higher animals and human studies. The rat model for facial nerve injury allows for functional, electrophysiological, and histomorphometric parameters for the interpretation and comparison of nerve regeneration. It thereby boasts tremendous potential toward furthering the understanding and treatment of the devastating consequences of facial nerve injury in human patients.

This protocol describes a reproducible approach to facial nerve surgery in the rat model, including descriptions of various inducible patterns of injury.

Cirugía de nervios faciales en el modelo de rata para estudiar la inhibición y regeneración axonal

This protocol describes consistent and reproducible methods to study axonal regeneration and inhibition in a rat facial nerve injury model. The facial ...

A Mouse Model of Direct Anastomosis via the Prespinal Route for Crossing Nerve Transfer Surgery

Crossing nerve transfer surgery has been a powerful approach for repairing injured upper extremities in patients with brachial plexus avulsion injuries. Recently, this surgery was creatively applied in the clinical treatment of brain injury and achieved substantial rehabilitation of the paralyzed arm. This functional recovery after the surgery suggests that peripheral sensorimotor intervention induces profound neuroplasticity to compensate for the loss of function after brain damage; however, the underlying neural mechanism is poorly understood. Therefore, an emergent clinical animal model is required. Here, we simulated clinical surgery to establish a protocol of direct anastomosis of bilateral brachial plexus nerves via the prespinal route in mice. Neuroanatomical, electrophysiological, and behavioral experiments helped identify that the transferred nerves of these mice successfully reinnervated the impaired forelimb and contributed to accelerating motor recovery after brain injury. Therefore, the mouse model revealed the neural mechanisms underlying rehabilitation upon crossing nerve transfer after central and peripheral nervous system injuries.

We simulated clinical surgery to establish a protocol of direct anastomosis of bilateral brachial plexus nerves via the prespinal route in mice, contributing to the study of the neural mechanisms underlying rehabilitation upon crossing nerve transfer after central and peripheral nervous system injuries.

Un modelo murino de anastomosis directa a través de la vía preespinal para la cirugía de transferencia de nervios cruzados

Crossing nerve transfer surgery has been a powerful approach for repairing injured upper extremities in patients with brachial plexus avulsion injuries. ...

Establishment of a Simple and Effective Rat Model for Intraoperative Parathyroid Gland Imaging

Parathyroid gland (PG) identification is a critical unmet need in thyroidectomy. The identification of the PG is challenging in thyroid surgery as it is similar in color to the thyroid gland. The lack of effective animal models in preclinical research is a severe limitation for the development of PG identification techniques. This protocol allows for the establishment of a simple and effective rat model for PG identification. In this model, black iron oxide nanoparticles (IONPs) are injected locally in the thyroid gland and rapidly diffuse within the thyroid gland but not the PG. A negatively stained PG and a positively stained thyroid gland can be easily identified by the naked eye without requiring external microscopes. The position of the PG can be identified by increasing the color contrast between the thyroid gland and the PG, based on the color of the black IONPs. This rat model is low-cost and convenient for PG identification, and the IONPs are a novel PG contrast agent.

To date, the development of parathyroid gland (PG) identification methods is limited by the lack of animal models in preclinical research. Here, we establish a simple and effective rat model for intraoperative PG imaging and evaluate its effectiveness by using iron oxide nanoparticles as a novel PG contrast agent.

Establecimiento de un modelo de rata simple y eficaz para la obtención de imágenes intraoperatorias de la glándula paratiroides

Parathyroid gland (PG) identification is a critical unmet need in thyroidectomy. The identification of the PG is challenging in thyroid surgery as it is ...

Principios de la cirugía de roedores para el cirujano de Nueva

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