Este estudio ha sido financiado por la beca R01 y R21 NiHM MH091816 MH084043 a TDG.

1. Material y Método 1.1. Los tanques de agua Los tanques cilíndricos (30 cm de altura x 20 cm diámetro) requerido para la prueba de natación forzada del ratón (FST) en nuestro laboratorio se construyen de plexiglás transparente, ya que este material es capaz de soportar los frecuentes movimientos de los tanques y los accidentes mejor que el vidrio. El nivel del agua es de 15 cm del fondo y debe ser marcada en el tanque para asegurarse de que el volumen de agua es consistente a través de los ratones. El número de tanques idealmente debe ser al menos el doble que el número de ratones se está probando a la vez, de manera que el conjunto del tanque de agua segunda puede ser llenado mientras que el primer conjunto está en uso. Las dimensiones de los tanques deben ser seleccionados de tal manera que los ratones no será capaz de tocar el fondo del tanque, ya sea con los pies o la cola, en la prueba de natación. La altura del tanque debe ser lo suficientemente alta para evitar que los ratones se escape del tanque. Por favor, tenga en cuentaque el diámetro del tanque y la profundidad del agua son parámetros importantes que se pueden ajustar para cambiar el comportamiento de los ratones (para un análisis detallado de estos temas, ver 1-3). 1.2. Termómetro Un termómetro de infrarrojos resistente al agua, es preferible, ya que la medición rápida de la temperatura reduce la cantidad de tiempo requerido para llevar a cabo la prueba. Sin embargo, un termómetro de mercurio también será suficiente para esta tarea. 1.3. Temporizador 1.4. Dispositivo de grabación de vídeo Usamos una cámara de vídeo con el apoyo de un trípode. Como esta prueba por lo general implica varios animales se está probando al mismo tiempo, puntuación en vivo, será muy difícil y no es aconsejable. La cámara de vídeo deben registrar en la resolución lo suficientemente alta para hacer una imagen de calidad que se utilizarán más adelante para la puntuación de comportamiento. Asegúrese siempre de que no hay memoria suficiente en la grabación de la cámara antes de Starting de la prueba. Usamos una cámara de vídeo que graba digitalmente sin el uso de medios mecánicos (es decir, cintas de vídeo), lo que permite la transferencia digital de videos. Si hay exceso de reflexiones sobre los tanques, que pueden ocurrir en entornos de laboratorio con iluminación fluorescente generales, es posible que desee utilizar un filtro polarizador del objetivo con la cámara. 1.5. Separadores En nuestro laboratorio tenemos dos juegos de separadores (35 cm de altura x 22 cm de ancho x 22 cm de profundidad). Estos son rectangulares con tres paredes y se utilizan como fondo y como separadores entre los tanques para evitar que los ratones de ver entre sí durante la prueba y, potencialmente, alterar su comportamiento. Un juego puede ser de color negro para los animales de color albino y la luz, el otro puede ser de color claro para los animales de color oscuro con el fin de hacer un alto contraste. El experimentador debe asegurarse de que las superficies de los divisores no son muy reflectantes para que alterar imágenes de la cámara, o hacer mayor differences entre los niveles de iluminación. 1.6. Generador de ruido blanco Esto es necesario en ambientes de laboratorio en el que ruidos fuertes y repentinos se puede escuchar que potencialmente podría asustar a los animales. El generador de ruido enmascara como sonidos molestos intermitente. El nivel de volumen del generador de ruido blanco debe ser seleccionado por encima de otros ruidos ambientales e inesperado. En nuestra sala experimental el nivel de ruido (sin el generador de ruido blanco activado) es de 60 dB. El nivel de ruido total con el generador de ruido blanco activado en el lugar donde se colocan los tanques es 70-72 dB. Sin embargo hay que señalar que estas cifras se proporcionan a modo de ejemplo solamente, y cada laboratorio debe seleccionar el nivel de ruido correcto de acuerdo con su entorno y circunstancias únicas. 1.7. Secado del papel y la lámpara de calor Antes de regresar a los animales a sus jaulas, es importante que se sequesuavemente con toallas de papel y que es útil usar una lámpara de calor (tener la certeza de la temperatura de exposición no exceda de 32 ° C) para evitar la hipotermia. 2. Procedimientos de comportamiento <ol><li> El diseño experimental en general debe reflejar contrapeso adecuado entre variables relativas a su experimento. Por ejemplo, en nuestros experimentos, tratamos de representar a cada grupo por igual en cada sesión de FST (es decir, si hay cuatro grupos de tratamiento, cada uno estará representado en cada sesión). Además, los ratones se rotan, de modo que los ratones de cada grupo de tratamiento se colocan en un tanque diferente en cada sesión. </li><li> Coloque la cámara y los separadores en su posición. La cámara debe estar lo más cerca posible a fin de obtener la mayor resolución posible de los ratones. </li><li> Los tanques deben ser llenados con agua de la llave fija en la temperatura ambiente (23-25 ​​° C) con el nivel determinado, que está marcado en las paredes del tanque. Si su instalación no tiene wa constante frío / calorter, es posible que desee para preparar el agua caliente y / o hielo para llevar rápidamente el agua a la temperatura correcta. Compruebe la temperatura del agua con el termómetro infrarrojo. Por otra parte, si las temperaturas de agua caliente y fría son constantes en sus instalaciones, se puede dibujar en el depósito de dos marcas - uno para el nivel de agua caliente y una segunda marca para la adición de agua fría - para acercarse a la final correcta la temperatura del agua rápidamente. </li><li> Iniciar el generador de ruido blanco, si se utilizan, antes de que los ratones son introducidos a la sala de pruebas. El nivel de ruido blanco sólo debe ser suficiente para enmascarar los ruidos externos. Evitar un alto volumen y asegúrese de que el mismo nivel de ruido blanco se utiliza para todos los animales. </li><li> Llevar a los animales en la sala de pruebas. Si la sala de la colonia donde residen los animales y la sala de pruebas son adyacentes o muy cerca unos de otros, las condiciones ambientales son similares y los disturbios durante el traslado de la jaula es mínimo, entonces no hay aclimatación period será necesario. De lo contrario, colocar los animales en la sala de pruebas por un período de aclimatación (por lo general al menos una hora). Si un período de aclimatación es necesario, asegúrese de que los animales aclimatados no se verá afectada por los ratones se está probando al mismo tiempo en la misma habitación. Tenga en cuenta que las señales olfativas y ultrasonido puede ser detectado por los animales que se hicieron en la misma habitación. </li><li> Iniciar la grabación de vídeo antes de colocar los animales en los tanques de agua. </li><li> Sujetar al animal por la cola y, con suavidad y poco a poco el lugar en el agua. Una vez que los ratones en el agua, liberan lentamente la cola. Por lo general, utilizando este procedimiento evitará que la cabeza del animal de ser sumergido bajo el agua. </li><li> Coloque el ratón en los tanques en un orden en el que se la obstrucción de la grabación minimizada. Esta orden, por supuesto, debe ser decidido en conjunto con el contrapeso de los grupos y otros requisitos específicos para el diseño experimental. </li><li>Una vez que todos los ratones se encuentran en los tanques en marcha la cuenta atrás en el cronómetro. La longitud de la prueba habitual para los ratones es de seis minutos en la FST. </li><li> Durante la prueba, asegúrese de que está a una distancia razonable de los animales y no hacer ningún movimiento o ruido que puede ser observado por los animales. Los ratones fácilmente puede flotar en el agua, sin embargo, si bien una nueva cepa de ratones o de un nuevo compuesto está probando sin conocimientos previos de sus efectos sobre el comportamiento de la natación, el experimentador debe controlar a los animales más de cerca. En contraste con las ratas, los ratones no suelen sumergirse en la FST, sin embargo en el caso de buceo con el ratón debe ser removido del tanque. Si el experimentador sale de la habitación los ratones debe ser vigilado por vídeo en el caso de que un ratón no puede mantener la natación y el comportamiento flotante y para detener la prueba si es necesario. </li><li> Al final del período de prueba de seis minutos detener la grabación. En nuestro laboratorio, se muestra una nota en la parte delantera de la cámara que identifica a los animales al finalde cada grabación. Cuando se utiliza este enfoque, el individuo posteriormente anotar la grabación no se conoce la identidad de los animales ya que la identidad sólo se muestra al final de la grabación. Esto evita que cualquier identificación y registro de los problemas que puedan ocurrir más adelante en relación con las grabaciones. Independientemente de la estrategia de mantenimiento de registros que se utiliza, se debe identificar claramente a los animales y evitar que el individuo después de puntuación de la prueba de que tenga conocimiento de las asignaciones de grupo. </li><li> Retirar los animales del agua por la cola en el mismo orden que los puso en cuidado y secar con un papel secante y colocar de nuevo en su homecage. </li></ol> 3. Análisis de la Conducta <ol><li> La versión de ratón de la FST es por lo general, de principio a fin, seis minutos de duración. Sin embargo, en general, sólo los últimos cuatro minutos de la prueba son analizados. Esto se debe al hecho de que la mayoría de los ratones son muy activos a principios de la FST, y el pPOTENCIAL efectos del tratamiento puede ser oscurecida durante los primeros dos minutos. </li><li> En nuestro laboratorio hemos subir los archivos de vídeo directamente desde la cámara a un PC y hacer el análisis en el PC. </li><li> Durante el análisis de comportamiento, el tiempo que cada ratón pasa móviles se mide. La cantidad total de tiempo que la movilidad se resta de los 240 segundos de tiempo de prueba y luego se declaró como el tiempo de inmovilidad. Si bien es posible medir directamente el tiempo de inmovilidad, en nuestro laboratorio hemos encontrado que es más fácil de detectar y medir los movimientos de activos en lugar de la falta de estos movimientos. </li><li> El aspecto más importante de análisis de comportamiento y por lo general la mayor fuente de variabilidad entre los observadores en la FST es la identificación correcta de los movimientos que se cuentan como la movilidad de buena fe. Nuestra definición operativa de la movilidad en la FST es cualquier movimiento que no sean los necesarios para equilibrar el cuerpo y mantener la cabeza fuera del agua 4. Los ratones generalmente flotan en el agua con facilidad, sin embargo, todavía manifiestan los pequeños movimientos para equilibrar el cuerpo y mantener la cabeza fuera del agua. Estos comportamientos no son un intento de escapar y no debe ser calificado como la movilidad. Además, después de una sola sesión de la movilidad, aunque esencialmente inmóvil, los ratones todavía pueden desplazarse en el agua como resultado del impulso. Estos movimientos también no debe ser calificado como la movilidad. </li><li> En nuestro laboratorio, se utiliza un cronómetro en la pantalla de software (Xnote Cronómetro, dnSoft Grupo de Investigación) para la medición del tiempo. Dos cronómetros separados se utilizan en la pantalla. El primer cronómetro cuenta atrás de 240 segundos y avisa al observador, cuando el período de análisis de comportamiento extremos. El segundo cronómetro mide el tiempo dedicado a móviles. Algunos software cronómetro tiene la capacidad de asignar teclas para iniciar y detener funciones, por lo que en la pantalla cronómetros pueden ser controladas por el teclado. En nuestro laboratorio, en lugar de un teclado normal, se utiliza un dispositivo de entrada conocido comoun &#39;gamepad&#39; para controlar los cronómetros. </li><li> Cuando se utiliza un PC para cuantificar la inmovilidad, si no es más que un ratón a prueba y presente en la pantalla, es una buena idea para cubrir los otros animales (se puede utilizar otra ventana del programa o físicamente cubrir la pantalla con el papel), de modo que sus movimientos no distraer al observador. </li><li> Si un cronómetro en la pantalla se utiliza, asegúrese de cubrir todos los decimales, pero milésima de segundo del cronómetro. La razón de esto es para evitar el sesgo en el observador, al tiempo que permite la capacidad de determinar si el reloj está corriendo o no. Desde el observador, mientras que ciega a las asignaciones de grupo de los animales, tendrá una idea general del nivel de movilidad en los ratones, podría haber algún sesgo que ocurre si se le permite ver la cantidad total de tiempo transcurrido para que la movilidad del ratón en particular antes de la finalización de la sesión de análisis. Al cubrir el cronómetro, sólo se sabrá si el cronómetro está activado o desactivado en cualquier momento, pero Will no sabe el tiempo total transcurrido y por lo tanto no se puede efectuar por cualquier sesgo. </li><li> Una prueba de fiabilidad inter-observador debe realizarse para cada nuevo observador antes de comenzar a recopilar datos de los animales de prueba. En nuestro laboratorio, cada nuevo observador primeros relojes una puntuación de observador experimentado. Después de que el nuevo observador va ganando confianza para diferenciar la movilidad de la inmovilidad, luego anotar con el observador experimentado mirando y señalando errores. Una vez que esta fase se completa con éxito, el nuevo observador a analizar un conjunto específico de videos FST que tenemos en nuestro laboratorio con fines de formación. Sólo después de un alto nivel de correlación inter-observador se obtiene con el observador experimentado es un comienzo investigador que analizó videos FST en experimentos reales. Guardamos los datos de estos análisis de la formación para constituir una norma interna para el laboratorio para su uso futuro. Hemos observado diferencias entre las cepas de la manera en la que expresan mobicalidad (y la inmovilidad) los comportamientos, y tiempo de inmovilidad media entre sexos. Cuando un nuevo modelo de cepa, sexo, o genéticamente modificados ratón se pone a prueba en el laboratorio es necesario para llevar a cabo una vez más este tipo de análisis de confiabilidad. </li></ol> 4. Resultados representante Hay marcadas diferencias entre las cepas de ratón genéticamente diferentes puras y outbred en términos de su inmovilidad inicial y la respuesta a un medicamento específico 5.11. Por ejemplo, identificamos a diferencia de los antidepresivos como respuesta al litio en un panel de cepas de ratón (Figura 1) 5. Los detalles experimentales de este experimento se publican en Can et al., 2011 5. <img src="/files/ftp_upload/3638/3638fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. Inmovilidad tiempo (en segundos) en la prueba de natación forzada, cinco horas después de una inyección ip de solución salina, 200, 300, o 400 mg / kg en puras y varios outbred cepas de ratón. *: P &lt;0,05, **: p &lt;0,01, ***: p &lt;0,001 indican una diferencia significativa en comparación con el grupo de solución salina, el test post hoc de Dunnett. Los datos se expresan como media ± SEM. Número de animales por grupo para cada cepa es de 6-8 (Figura reproducida de 5). No todas las cepas de ratones son adecuados para la FST. Algunas cepas, como Negro suizo, suizo NIH, y FVB / NJ muestran poca o casi inmovilidad no bajo condiciones de control, por lo tanto, lo que representa un efecto suelo (Figura 1) 5. La falta de la inmovilidad de referencia efectivamente impide la detección de un efecto anti-depresivo de las manipulaciones experimentales. También es posible, aunque muy raro, que algunas cepas de ratón pueden comportarse de manera aberrante y sumergirse en el tanque durante la prueba a pesar de que puede flotar. Una cepa como es DBA/1OlaHsd (observaciones no publicadas en nuestro laboratorio). Estas cepas no son adecuados para la FST. Debido a este riesgo de buceo, sin embargo Small, cuando se prueba una nueva cepa que no haya sido previamente probado en la FST o un ratón de albergar una manipulación genética novedosa, es imperativo observar con cuidado las pruebas iniciales para rescatar a los ratones si se involucran en comportamientos potencialmente dañinos. En el diseño del experimento descrito aquí, varios animales (hasta cinco) se ponen a prueba al mismo tiempo. Mientras que los separadores que utilizan evitar que los ratones de ver entre sí durante la prueba, y el generador de ruido blanco suprime vocalizaciones audibles, los reglajes no impide que todas las señales de ultrasonido u olfativas que se transmiten. Aunque es poco probable dada la naturaleza de la prueba, estos pueden afectar el comportamiento de los ratones. Una solución a este problema sería la prueba individual de los animales. Sin embargo, este enfoque tiene sus propios problemas. Por ejemplo, comúnmente, los animales estudiados en cada sesión provienen de la misma homecage. Esto permite la aleatorización y contrapeso de las variables experimentales. Pruebas individuales de los ratonesmente significaría la eliminación de un ratón en un momento de la homecage. Esto hará que el esfuerzo repetido y la alteración de la jerarquía social en la jaula entre los otros quedan atrás. Otro problema con las pruebas por separado son las limitaciones de tiempo. Prueba de un ratón a la vez que ampliar el experimento a muchas horas dando como resultado una situación en la que los ratones se ponen a prueba en diferentes momentos del ciclo circadiano. Esto puede crear confusión tiempo de los efectos de los días. Los investigadores deben tener en cuenta estas cuestiones, mientras que el diseño de sus experimentos.

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Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

La FST (a veces llamada prueba de natación Porsolt) fue desarrollado por primera vez para las ratas y ratones modificados para Porsolt y sus colegas 12,13. Además de los protocolos descritos anteriormente con éxito en nuestro laboratorio, un gran número de modificaciones sutiles pruebas se han publicado (ver Hascoët y Bourin para una revisión completa 1). Se trata de una prueba común para la evaluación de la eficacia de los fármacos antidepresivos y los efectos de varias manipulaciones de ...

<ul><li> Tanques de agua </li><li> Termómetro </li><li> Temporizador </li><li> Cámara de video </li><li> Generador de ruido blanco (opcional) </li><li> Secado de papel </li></ul>

the mouse forced swim test

La prueba de natación forzada es una prueba de roedores utilizados para la evaluación del comportamiento de los fármacos antidepresivos, la eficacia antidepresiva de nuevos compuestos, y las manipulaciones experimentales que tienen por objeto la prestación o la prevención de estados depresivos-como. Los ratones se colocan en un tanque transparente ineludible que se llena de agua y su comportamiento de huida relacionadas con la movilidad se mide. La prueba de natación forzada es sencillo de llevar a cabo de forma fiable y requiere un mínimo de equipo especializado. La implementación exitosa de la prueba de natación forzada requiere la adhesión a ciertos detalles de procedimiento y la minimización del estrés injustificado a los ratones. En la descripción del protocolo y el vídeo que acompaña, se explica cómo llevar a cabo la versión de ratón de esta prueba, con énfasis en peligros potenciales que pueden ser perjudiciales para la interpretación de los resultados y cómo evitarlos. Además, se explica cómo el comportamiento se manifiesta en la prueba se evalúan.

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The Mouse Forced Swim Test

La prueba de natación forzada es validado como un método experimental para evaluar la eficacia de los antidepresivos potencial en los roedores. Animales de experimentación se colocan en un tanque de agua y escapar de comportamiento relacionado con la movilidad se cuantifica. Los procedimientos comunes para la versión de ratón de esta prueba se describen.

El ratón de prueba de natación forzada

The forced swim test is a rodent behavioral test used for evaluation of antidepressant drugs, antidepressant efficacy of new compounds, and experimental ...

Research

JoVE Journal

Neuroscience

104.4K vistas.  University of Maryland School of Medicine. La prueba de natación forzada es validado como un método experimental para evaluar la eficacia de los antidepresivos potencial en los roedores. Animales de experimentación se colocan en un tanque de agua y escapar de comportamiento relacionado con la movilidad se cuantifica. Los procedimientos comunes para la versión de ratón de esta prueba se describen.

Video: The Mouse Forced Swim Test

Multiple-mouse Neuroanatomical Magnetic Resonance Imaging

The field of mouse phenotyping with magnetic resonance imaging (MRI) is rapidly growing, motivated by the need for improved tools for characterizing and evaluating mouse models of human disease. MRI is an excellent modality for investigating genetically altered animals. It is capable of whole brain coverage, can be used in vivo, and provides multiple contrast mechanisms for investigating different aspects of neuranatomy and physiology. The advent of high-field scanners along with the ability to scan multiple mice simultaneously allows for rapid phenotyping of novel mutations.
Effective mouse MRI studies require attention to many aspects of experiment design. In this article, we will describe general methods to acquire quality images for mouse phenotyping using a system that images mice concurrently in shielded transmit/receive radio frequency (RF) coils in a common magnet (Bock et al., 2003). We focus particularly on anatomical phenotyping, an important and accessible application that has shown a high potential for impact in many mouse models at our imaging centre. Before we can provide the detailed steps to acquire such images, there are important practical considerations for both in vivo brain imaging (Dazai et al., 2004) and ex vivo brain imaging (Spring et al., 2007) that should be noted. These are discussed below.

Magnetic resonance imaging (MRI) has become an increasingly popular tool for examining the phenotype of genetically altered mice. This article illustrates the methods necessary to achieve high-throughput phenotyping of genetically altered mice using multiple-mouse MRI.

Múltiples imágenes del ratón neuroanatómicos de Resonancia Magnética

The field of mouse phenotyping with magnetic resonance imaging (MRI) is rapidly growing, motivated by the need for improved tools for characterizing and ...

Investigación

Neurociencias

Detection of Neuritic Plaques in Alzheimer's Disease Mouse Model

Alzheimer's disease (AD) is the most common neurodegenerative disorder leading to dementia. Neuritic plaque formation is one of the pathological hallmarks of Alzheimer's disease. The central component of neuritic plaques is a small filamentous protein called amyloid &beta; protein (A&beta;)1, which is derived from sequential proteolytic cleavage of the beta-amyloid precursor protein (APP) by &beta;-secretase and &gamma;-secretase. The amyloid hypothesis entails that A&gamma;-containing plaques as the underlying toxic mechanism in AD pathology2. The postmortem analysis of the presence of neuritic plaque confirms the diagnosis of AD. To further our understanding of A&gamma; neurobiology in AD pathogenesis, various mouse strains expressing AD-related mutations in the human APP genes were generated. Depending on the severity of the disease, these mice will develop neuritic plaques at different ages. These mice serve as invaluable tools for studying the pathogenesis and drug development that could affect the APP processing pathway and neuritic plaque formation. In this protocol, we employ an immunohistochemical method for specific detection of neuritic plaques in AD model mice. We will specifically discuss the preparation from extracting the half brain, paraformaldehyde fixation, cryosectioning, and two methods to detect neurotic plaques in AD transgenic mice: immunohistochemical detection using the ABC and DAB method and fluorescent detection using thiofalvin S staining method.

Detection of Neuritic Plaques in Alzheimer&#039;s Disease Mouse Model

One of the pathological characteristics of AD is the formation of Amyloid &#x03B2; protein positive neuritic plaques. In this protocol we describe two methods to detect neuritic plaques in transgenic AD model mice: immunohistochemical detection using the ABC and DAB method and fluorescent detection using thioflavin S staining method.

La detección de placas neuríticas en el modelo de la enfermedad de Alzheimer ratón

Alzheimer's disease (AD) is the most common neurodegenerative disorder leading to dementia. Neuritic plaque formation is one of the pathological hallmarks ...

T-maze Forced Alternation and Left-right Discrimination Tasks for Assessing Working and Reference Memory in Mice

Forced alternation and left-right discrimination tasks using the T-maze have been widely used to assess working and reference memory, respectively, in rodents. In our laboratory, we evaluated the two types of memory in more than 30 strains of genetically engineered mice using the automated version of this apparatus. Here, we present the modified T-maze apparatus operated by a computer with a video-tracking system and our protocols in a movie format. The T-maze apparatus consists of runways partitioned off by sliding doors that can automatically open downward, each with a start box, a T-shaped alley, two boxes with automatic pellet dispensers at one side of the box, and two L-shaped alleys. Each L-shaped alley is connected to the start box so that mice can return to the start box, which excludes the effects of experimenter handling on mouse behavior. This apparatus also has an advantage that in vivo microdialysis, in vivo electrophysiology, and optogenetics techniques can be performed during T-maze performance because the doors are designed to go down into the floor. In this movie article, we describe T-maze tasks using the automated apparatus and the T-maze performance of &alpha;-CaMKII+/- mice, which are reported to show working memory deficits in the eight-arm radial maze task. Our data indicated that &alpha;-CaMKII+/- mice showed a working memory deficit, but no impairment of reference memory, and are consistent with previous findings using the eight-arm radial maze task, which supports the validity of our protocol. In addition, our data indicate that mutants tended to exhibit reversal learning deficits, suggesting that &alpha;-CaMKII deficiency causes reduced behavioral flexibility. Thus, the T-maze test using the modified automatic apparatus is useful for assessing working and reference memory and behavioral flexibility in mice.

This article presents the protocol of T-maze tests using a modified automated apparatus for assessing the learning and memory functions in mice.

T-laberinto alternancia forzada y la izquierda-derecha para la evaluación de las tareas de discriminación y de trabajo de la memoria de referencia en ratones

Forced alternation and left-right discrimination tasks using the T-maze have been widely used to assess working and reference memory, respectively, in ...

The Tail Suspension Test

The tail-suspension test is a mouse behavioral test useful in the screening of potential antidepressant drugs, and assessing of other manipulations that are expected to affect depression related behaviors. Mice are suspended by their tails with tape, in such a position that it cannot escape or hold on to nearby surfaces. During this test, typically six minutes in duration, the resulting escape oriented behaviors are quantified. The tail-suspension test is a valuable tool in drug discovery for high-throughput screening of prospective antidepressant compounds. Here, we describe the details required for implementation of this test with additional emphasis on potential problems that may occur and how to avoid them. We also offer a solution to the tail climbing behavior, a common problem that renders this test useless in some mouse strains, such as the widely used C57BL/6. Specifically, we prevent tail climbing behaviors by passing mouse tails through a small plastic cylinder prior to suspension. Finally, we detail how to manually score the behaviors that are manifested in this test.

The tail-suspension test is validated as an experimental procedure to assess antidepressant efficacy of drug treatments in mice. Mice are suspended by their tails for six minutes and escape-related behaviors are assessed. We describe procedures used in conducting the tail suspension test.

La prueba de la suspensión trasera

The tail-suspension test is a mouse behavioral test useful in the screening of potential antidepressant drugs, and assessing of other manipulations that ...

Stereotaxic Infusion of Oligomeric Amyloid-beta into the Mouse Hippocampus

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the over-production of amyloid-beta and the deposition of amyloid-beta plaques in brain regions of the afflicted individuals. Throughout the years scientists have generated numerous Alzheimer&#8217;s disease mouse models that attempt to replicate the amyloid-beta pathology. Unfortunately, the mouse models only selectively mimic the disease features. Neuronal death, a prominent effect in the brains of Alzheimer&#8217;s disease patients, is noticeably lacking in these mice. Hence, we and others have employed a method of directly infusing soluble oligomeric species of amyloid-beta - forms of amyloid-beta that have been proven to be most toxic to neurons - stereotaxically into the brain. In this report we utilize male C57BL/6J mice to document this surgical technique of increasing amyloid-beta levels in a select brain region. The infusion target is the dentate gyrus of the hippocampus because this brain structure, along with the basal forebrain that is connected by the cholinergic circuit, represents one of the areas of degeneration in the disease. The results of elevating amyloid-beta in the dentate gyrus via stereotaxic infusion reveal increases in neuron loss in the dentate gyrus within 1 week, while there is a concomitant increase in cell death and cholinergic neuron loss in the vertical limb of the diagonal band of Broca of the basal forebrain. These effects are observed up to 2 weeks. Our data suggests that the current amyloid-beta infusion model provides an alternative mouse model to address region specific neuron death in a short-term basis. The advantage of this model is that amyloid-beta can be elevated in a spatial and temporal manner.

Here, we present a protocol for direct stereotaxic brain infusion of amyloid-beta. This methodology provides an alternative in vivo mouse model to address the short-term effects of amyloid-beta on brain neurons.

Infusión estereotáxica de Oligomeric beta-amiloide en el hipocampo del ratón

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the ...

The Fibular Nerve Injury Method: A Reliable Assay to Identify and Test Factors That Repair Neuromuscular Junctions

The neuromuscular junction (NMJ) undergoes deleterious structural and functional changes as a result of aging, injury and disease. Thus, it is imperative to understand the cellular and molecular changes involved in maintaining and repairing NMJs. For this purpose, we have developed a method to reliably and consistently examine regenerating NMJs in mice. This nerve injury method involves crushing the common fibular nerve as it passes over the lateral head of the gastrocnemius muscle tendon near the knee. Using 70 day old female mice, we demonstrate that motor axons begin to reinnervate previous postsynaptic targets within 7 days post-crush. They completely reoccupy their previous synaptic areas by 12 days. To determine the reliability of this injury method, we compared reinnervation rates between individual 70 day old female mice. We found that the number of reinnervated postsynaptic sites was similar between mice at 7, 9, and 12 days post-crush. To determine if this injury assay can also be used to compare molecular changes in muscles, we examined levels of the gamma-subunit of the muscle nicotinic receptor (gamma-AChR) and the muscle-specific kinase (MuSK). The gamma-AChR subunit and MuSK to are highly upregulated following denervation and return to normal levels following reinnervation of NMJs. We found a close relationship between transcript levels for these genes and innervation status of muscles. We believe that this method will accelerate our understanding of the cellular and molecular changes involved in repairing the NMJ and other synapses.

We have developed a nerve injury method to reliably examine muscle reinnervation, and thus regeneration of neuromuscular junctions in mice. This technique involves injuring the common fibular nerve via a simple and highly reproducible surgery. Muscle reinnervation in then assessed by whole-mounting the extensor digitorum longus muscle.

El nervio peroneo Método de lesiones: un ensayo fiable para identificar y Factores de prueba de que la reparación neuromusculares uniones

The neuromuscular junction (NMJ) undergoes deleterious structural and functional changes as a result of aging, injury and disease. Thus, it is imperative ...

Automated Analysis of C. elegans Swim Behavior Using CeleST Software

Dissecting the neuronal and neuromuscular circuits that regulate behavior remains a major challenge in biology. The nematode Caenorhabditis elegans has proven to be an invaluable model organism in helping to tackle this challenge, from inspiring technological approaches,&#160;building the human brain connectome, to actually shedding light on the specific molecular drivers of basic functional patterns. The bulk of the behavioral studies in C. elegans have been performed on solid substrates. In liquid, animals exhibit behavioral patterns that include movement at a range of speeds in 3D, as well as partial body movements, such as a posterior curl without anterior shape change, which introduce new challenges for quantitation. The steps of a simple procedure, and use of a software that enables high-resolution analysis of C. elegans swim behavior, are presented here. The software, named CeleST, uses a specialized computer program that tracks multiple animals simultaneously and provides novel measures of C. elegans locomotion in liquid (swimming). The measures are mostly grounded in animal posture and based on mathematics used in computer vision and pattern recognition, without computational requirements for threshold cut-offs. The software tool can be used to both assess overall swimming prowess in hundreds of animals from combined small batch trials and to reveal novel phenotypes even in well-characterized genetic mutants. The preparation of specimens for analysis with CeleST is simple and low-tech, enabling wide adaptation by the scientific community. Use of the computational approach described here should therefore contribute to the greater understanding of behavior and behavioral circuits in the C. elegans model.

Automated Analysis of C. elegans Swim Behavior Using CeleST Software

An efficient and simple methodology for computer-based analysis of nematode swimming behavior in liquid is described. The method requires little to no investment for C. elegans laboratories. The hardware used is standard, and the computer software for the behavioral analysis (CeleST) is an open source one.

El análisis automatizado de<em&gt; C. elegans</em&gt; Comportamiento de la nadada El uso de software Célest

Dissecting the neuronal and neuromuscular circuits that regulate behavior remains a major challenge in biology. The nematode Caenorhabditis elegans has ...

Diffuse Reflectance Spectroscopy: Getting the Capillary Refill Test Under One's Thumb

The capillary refill test was introduced in 1947 to help estimate circulatory status in critically ill patients. Guidelines commonly state that refill should occur within 2 s after releasing 5 s of firm pressure (e.g., by the physician&#39;s finger) in the normal healthy supine patient. A slower refill time indicates poor skin perfusion, which can be caused by conditions including sepsis, blood loss, hypoperfusion, and hypothermia. Since its introduction, the clinical usefulness of the test has been debated. Advocates point out its feasibility and simplicity and claim that it can indicate changes in vascular status earlier than changes in vital signs such as heart rate. Critics, on the other hand, stress that the lack of standardization in how the test is performed and the highly subjective nature of the naked eye assessment, as well as the test&#39;s susceptibility to ambient factors, markedly lowers the clinical value. The aim of the present work is to describe in detail the course of the refill event and to suggest potentially more objective and exact endpoint values for the capillary refill test using diffuse polarization spectroscopy.

This protocol describes how the use of diffuse polarization spectroscopy can improve the clinical usefulness of the capillary refill test. We suggest a more detailed analysis of the course of the capillary refill in healthy volunteers using diffuse reflectance spectroscopy videos and new informatic endpoints.

Espectroscopia de reflectancia difusa: Conseguir la prueba de llenado capilar bajo la

The capillary refill test was introduced in 1947 to help estimate circulatory status in critically ill patients. Guidelines commonly state that refill ...

A Metric Test for Assessing Spatial Working Memory in Adult Rats Following Traumatic Brain Injury

Impairments to sensory, short-term, and long-term memory are common side effects after traumatic brain injury (TBI). Due to the ethical limitations of human studies, animal models provide suitable alternatives to test treatment methods, and to study the mechanisms and related complications of the condition. Experimental rodent models have historically been the most widely used due to their accessibility, low cost, reproducibility, and validated approaches. A metric test, which tests the ability to recall the placement of two objects at various distances and angles from one another, is a technique to study impairment in spatial working memory (SWM) after TBI. The significant advantages of metric tasks include the possibility of dynamic observation, low cost, reproducibility, relative ease of implementation, and low stress environment. Here, we present a metric test protocol to measure impairment of SWM in adult rats after TBI. This test provides a feasible way to evaluate physiology and pathophysiology of brain function more effectively.

Traumatic brain injury (TBI) is commonly associated with memory impairment. Here, we present a protocol to assess spatial working memory after TBI via a metric task. A metric test is a useful tool to study spatial working memory impairment after TBI.

Una prueba métrica para evaluar la memoria de trabajo espacial en ratas adultas después de una lesión cerebral traumática

Impairments to sensory, short-term, and long-term memory are common side effects after traumatic brain injury (TBI). Due to the ethical limitations of ...

Assessment of Swim Endurance and Swim Behavior in Adult Zebrafish

Due to their renowned regenerative capacity, adult zebrafish are a premier vertebrate model to interrogate mechanisms of innate spinal cord regeneration. Following complete transection of their spinal cord, zebrafish extend glial and axonal bridges across severed tissue, regenerate neurons proximal to the lesion, and regain their swim capacities within 8 weeks of injury. Recovery of swim function is thus a central readout for functional spinal cord repair. Here, we describe a set of behavioral assays to quantify zebrafish motor capacity inside an enclosed swim tunnel. The goal of these methods is to provide quantifiable measurements of swim endurance and swim behavior in adult zebrafish. For swim endurance, zebrafish are subjected to a constantly increasing water current velocity until exhaustion, and time at exhaustion is reported. For swim behavior assessment, zebrafish are subjected to low current velocities and swim videos are captured with a dorsal view of the fish. Percent activity, burst frequency, and time spent against the water current provide quantifiable readouts of swim behavior. We quantified swim endurance and swim behavior in wild-type zebrafish before injury and after spinal cord transection. We found that zebrafish lose swim function after spinal cord transection and gradually regain that capacity between 2 and 6 weeks post-injury. The methods described in this study could be applied to neurobehavioral, musculoskeletal, skeletal muscle regeneration, and neural regeneration studies in adult zebrafish.

Capable of functional recovery after spinal cord injury, adult zebrafish is a premier model system to elucidate innate mechanisms of neural regeneration. Here, we describe swim endurance and swim behavior assays as functional readouts of spinal cord regeneration.

Evaluación de la resistencia a la natación y el comportamiento de natación en peces cebra adultos

Due to their renowned regenerative capacity, adult zebrafish are a premier vertebrate model to interrogate mechanisms of innate spinal cord regeneration. ...