Apoyado en parte por el NIH / NEI EY017885 (RMS).

1. El programa de instalación: una técnica aséptica 11 <ol><li> Encienda campana de flujo laminar (LFH). </li><li> Encienda la unidad de control de gas nitrógeno. Asegúrese de que la manguera se conecta entre la unidad de la consola y el tanque de nitrógeno. Conecte el gas. Configuración de gas se debe establecer en 50-60 psi en el tanque regulador. La presión de la turbina de la unidad debe leer 3,3 a 3,4 bares. </li><li> Pulse el botón de prueba. La presión atmosférica se lee en las 700 y las bombas 1 y 2 debe ser inferior a 200. La unidad emitirá un pitido cuando se haya completado la prueba. Don máscara con protección para los ojos, según corresponda, y la tapa. Lávese las manos y los guantes no estériles don. Coloque los kits estériles dentro de envolturas LFH y abierto para establecer el campo estéril. </li><li> Coloque un vaso para medicamentos estériles y un recipiente de plástico estéril con una gasa estéril al lado del campo estéril establecida. Vierta el alcohol isopropílico estéril en una taza de medición. Limpie la sonda paquimetría con hisopo con alcohol / almohadilla y la sonda lugar, la punta hacia abajo, en la copa de la medicina. La punta de la sonda debe empapar en alcohol isopropílico durante 10 minutos. Después de la sonda paquimetría ha empapado durante 10 minutos, enjuague la punta de la sonda con agua estéril de la jeringa precargada para eliminar el alcohol y la sonda a cabo en la cuenca de plástico. </li><li> Utilizando una técnica aséptica, abrir y soltar elementos estériles (guantes estériles, las cuchillas, las cámaras de visión y la córnea) en el campo estéril a menos que ya forman parte del paquete de pre-hechos. </li><li> Obtener tejido de la córnea en los medios de preservación y el lugar en el interior LFH (Figura 2). </li><li> Abra vial (s) y disponer de la tapa (s) en un receptáculo séptico apropiado. Deseche los guantes no estériles. </li><li> Don guantes estériles. Coloque preenvasado cuenca de plástico para el lado del campo donde se encuentra paquímetro. Conecte la línea de infusión para llave de paso y lugar a final de punta de línea de infusión fuera de la campana de asegurar la línea de tal forma que se impida la línea exterior de la campana vuelva a entrar en el capó y tocar el campo estéril. </li><li> Realice la transferencia del tejido de la córnea. Verter cuidadosamente el tejido y medio, en un SIngle movimiento, desde el vial existente a una cámara de visualización estéril. Asegúrese de mantener la cara endotelial hacia arriba. Colocar la tapa en la cámara. Mantenga las cámaras que contienen los tejidos y los medios de comunicación en el campo estéril. Retire el vial (s) de LFH. Retire y deseche los guantes estériles. </li><li> De Spike solución salina balanceada (BSS) botella con gotero. Cuelgue botella de BSS estéril de aproximadamente cuatro pies de la superficie de área de trabajo. </li><li> Abrir dos pares de guantes estériles y bata estéril con una toalla. </li><li> Realizar seis minutos matorral quirúrgica y secarse las manos. </li><li> Ponga en bata estéril, a continuación, los dos pares de guantes estériles. </li><li> Abra las cajas de instrumentos y colocar el contenido en el campo estéril. </li><li> Dispense 10-20 cc de solución BSS en metal o una taza de la cuenca. Llene la pipeta estéril con solución BSS. Conectar llave de paso y la línea de infusión al puerto de infusión de la cámara anterior y al ras con BSS de manera que una pequeña cantidad es visible en la parte superior del pistón. </li><li> Posición artificial de cámara en el LFHla parte superior de una gasa. Baja el pistón girando el anillo de ajuste del injerto a la izquierda. </li></ol> 2. Procedimiento <ol><li> Con unas pinzas, agarre suavemente la córnea por el borde de la esclera. Abrir llave de paso para lavar el sistema con BSS mientras cuidadosamente centrado córnea en la parte superior del pistón con la cara hacia abajo endotelial. Si las burbujas son visibles por debajo de la córnea, continúe infundiendo con BSS y mover levemente la córnea para eliminarlos. Suspender la infusión, una vez las burbujas de aire. Asegurarse de que la córnea se centra en el pistón (Figura 3a). </li><li> Coloque la cubierta de la cámara anterior en el anillo de la base de bloqueo hasta que las lengüetas de la tapa de ajuste en los espacios abiertos en la base. Cierre de la tapa en la base girando tapa hacia la derecha 15 °. Levante el pistón hacia arriba y apriete por completo (Figura 3b). </li><li> Con un dedo con guante estéril, tocar la parte superior de la córnea para asegurar que existe una presión suficiente para realizar el procedimiento. </li><li> Compruebe mediante la colocación de sonda de paquimetría en la superficie of córnea para obtener lectura de espesor (Figura 4). La desviación estándar debe ser inferior a 10. Si no, volver a tomar la medición. Con la mano enguantada estéril, que no se utilizó para realizar la paquimetría, pasar la manguera de la turbina a la mano que realizó paquimetría y enrosque el tubo de la turbina en la unidad de control. Tener el registro técnico de asistencia a la lectura paquimetría. </li><li> Quítese los guantes contaminados. </li><li> Usar la pluma estériles dibuje una línea de 4 mm desde el limbo hacia el centro de la córnea (o no marcar si el cirujano prefiere no marcar). Utilizar pipeta para colocar cinco gotas de BS en la parte superior de la córnea. </li><li> A menos que se proporcionan instrucciones específicas por el cirujano, la cabeza de corte 300 micras se utilizará si la medición paquimetría pre-corte es inferior a 600 micras. Si más de 600 micras, la cabeza de corte 350 micras será utilizado. </li><li> Con rosca hacia usted y el número hacia arriba, coloque la hoja en el lado derecho de la cabeza del microqueratomo, el extremo puntiagudo primero, evitando el contacto wiª de la hoja. </li><li> Sosteniendo la cabeza a cada lado, la cabeza del tornillo en la turbina. Apriete la cámara artificial con los dedos. </li><li> Tornillo de la turbina en la manguera de la turbina. </li><li> Prueba de la oscilación de la hoja presionando el pedal de vacío una vez, sumergiendo la cabeza de corte en el agua estéril y el pulso de la turbina durante 5 segundos. </li><li> Vuelva a apretar el pistón. </li><li> Lugar microqueratomo en la base con el poste de montaje y la posición a las cinco. Mantenga pulsado el pedal de la turbina a oscilar de la hoja (Figura 5a). </li><li> Utilizando los dedos índice y pulgar, mantenga a medio camino microqueratomo entre la base y la parte superior de la turbina. Girar la muñeca para hacer un liso, incluso cortar a través de ya través de la córnea. Suelte el pedal de la turbina y levante microqueratomo recta fuera de la unidad. Presione el pedal de vacío para apagar vacío (Figura 5b). </li><li> Ponte un guante estéril y la lectura vuelva a comprobar la paquimetría corneal después de la tapa se extrae mediante la colocación de la sonda en la superficie de la córnea para obtener lectura del espesor segundo esConsciente de que el tejido es muy delgada y se daña fácilmente. Retire guante contaminado. Tener asistencia técnico registre la lectura paquimetría segundo. </li><li> Usar la pluma estéril marcado, coloque una marca si se solicita por parte del cirujano, en el borde periférico de mediados de la cama estromal residual en la cámara artificial. Coloque unas gotas de BSS estéril en lecho estromal residual. </li><li> Retire la tapa de la córnea anterior microqueratomo (Figura 6) y sustituirla en la córnea antes de retirar la córnea de la cámara anterior artificial. La tapa debe estar centrada en la córnea periférica con marca para alinear la tapa correcta en su caso. Utilice lanza hisopo para volver a colocar con cuidado la tapa en la córnea. Utilice lanza nueva para absorber cualquier SRS debajo de la tapa anterior. </li><li> Abrir llave de paso, girar la cámara al revés e inferior del pistón lo suficientemente lento como para evitar que se deforme la córnea. Desbloqueo base y permitir que la presión del flujo de NBS para empujar la taza cámara artificial de la base. Con unas pinzas, tire suavemente de unt el borde de la córnea en 9, 12 y tres posiciones para aflojarlo de la copa. Una vez aflojado, utilice unas pinzas en la posición de las 12 horas para remover la córnea. Colocar la córnea en la cámara de visualización, hasta el lado endotelial (Figura 7). Coloque la tapa de la cámara de observación. Retire guante estéril. </li><li> Apriete ver tapa de la cámara. </li><li> Realizar la evaluación posterior a la corte con lámpara de hendidura y microscopia especular de los resultados de la córnea y el registro. </li><li> Coloque la cámara (s) en la sección correspondiente en el refrigerador. </li><li> Paquete para el transporte de cirujano (Figura 8). </li></ol> 3. Los resultados representativos Disección adecuada microqueratomo mecánico de los resultados de los donantes de córnea en liso, uniforme tejido lamelar corneal donante. Esto se muestra por una tomografía de coherencia óptica (OCT) de la imagen de la córnea en sección transversal (Figura 9). El final de tejido corneal posterior debe ser de un espesor suficiente como medida por pachymetria. En los últimos 6 meses en el Banco de Ojos de Michigan, la media de pre-procesamiento de grosor de la córnea fue 558 micras, y post-procesamiento de espesor del tejido corneal posterior fue de 158 micras. Ochenta y siete por ciento de microqueratomo-diseccionado tejido de un donante mide entre 100-200 micras, un 10,9% medido&gt; 200 micras y 2,1% medido &lt;100 micras. El tejido corneal posterior debe mantener alta densidad de células endoteliales (ECD) para proporcionar una mejor función endotelial al receptor del trasplante. La microscopía especular se utiliza para medir ECD. En los últimos 6 meses, todo el tejido de la córnea considerará elegible para la queratoplastia endotelial de la ojo de Michigan del Banco tiene una ECD de&gt; 2200 células / mm 2. Noventa y nueve por ciento del tejido precortadas DSAEK tenía un post-procesamiento ECD&gt; 2400 células / mm 2, y 19% tenían un ECD&gt; 3000 células / mm 2. El cambio medio en el pre y post-procesamiento de ECD fue insignificante en el 1,2% (p = 0,0003, a la par de dos colas t-test).Las complicaciones que pueden presentarse durante el procedimiento incluyen la pérdida de presión, la disección asimétrica, y la sangría significativa de tejido (lo que resulta en la pérdida de células del endotelio corneal). Disección inadecuada también puede producir una perforación del tejido. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig1.jpg" /> Figura 1. Esquema general de la Preparación de tejido corneal para endotelial Queratoplastia Figuras 1a a 1e son de sección transversal representaciones de la preparación córnea donante. Figuras 1f a 1i son de sección transversal representaciones de la córnea del receptor del trasplante durante la cirugía DSAEK. <ol class="lalpha"><li> La córnea del donante se monta en una cámara anterior artificial y con la cabeza disecada microqueratomo. </li><li> Después de la disección de tejidos, los dos láminas están separadas, pero la parte anterior de láminas (PAC) se coloca de nuevo en la cama se mantuvo la córnea para el transporte para el cirujano. </li><li> En ella sala de operaciones, el cirujano utiliza un trépano para cortar el tejido corneal central verticalmente a través de láminas anterior y posterior. </li><li> Después del corte trépano, la córnea periférica de donantes se retira del campo. </li><li> La lámina posterior está suavemente eliminado de la lámina anterior con una espátula. El donante posterior de lámina (tejidos DSAEK) sustituye a la parte enferma de la córnea del receptor (1i). </li><li> El paciente tiene una córnea enferma posterior a ser eliminado. </li><li> La córnea posterior enfermo se anotó con un instrumento intraocular (retroceso del gancho Sinsky) en un círculo de gran diámetro. </li><li> Después de anotar la córnea enferma, la membrana posterior de la córnea se ha eliminado. </li><li> El donante posterior de lámina (tejidos DSAEK) se coloca en el ojo del receptor. </li></ol><img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig2.jpg" /> Figura 2. Tejido corneal en medios de comunicación. El tejido corneal es en los medios de conservación después de hectáreasrvesting del donante. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig3.jpg" /> Figura 3. Tejido de la córnea en la cámara anterior artificial. <ol class="lalpha"><li> Tejido corneal está montado sobre la cámara anterior artificial antes de anillo de bloqueo de base o la disección del tejido. </li><li> Tejido corneal está montado en la cámara anterior artificial con anillo de base de bloqueo sellado sobre el tejido. </li></ol><img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig4.jpg" /> Figura 4. El espesor del tejido corneal Check. El espesor de la córnea se comprueba mediante sonda de ultrasonido en la superficie de paquimetría de la córnea. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig5.jpg" /> Figura 5. Disección de tejido corneal. <ol class="lalpha"><li> Lámina del microkeratome se coloca en la base con poste de montaje y la posición a las cinco. </li><li> Microqueratomose hace pasar a través de la córnea para hacer la disección lamelar. </li></ol><img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig6.jpg" /> Figura 6. Cap anterior de la córnea después de la disección. La tapa córnea anterior es libre después de la disección microqueratomo se ha completado. <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig7.jpg" /> Figura 7. Disección de la córnea en la Visualización de la Cámara. Después de la disección se ha completado, la córnea se devuelve a la cámara de visualización para el transporte. <img alt="Figura 8" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig8.jpg" /> Figura 8. Córnea en el embalaje para el transporte. La córnea en la cámara de visión es entonces bien embalados para su transporte al cirujano. <img alt="Figura 9" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig9.jpg" /> Figura 9. Octubre Aspecto de la córnea. El octubre delcórnea definitiva disecados (en sección transversal) muestra que la córnea se divide en dos mitades. El interfaz es más intensamente reflectante que el tejido circundante, como se indica por la flecha.

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Dres. Woodward y Shtein no tienen nada que revelar. El Sr. Mavin y Tito El señor son empleados de Bancos de Ojos del Medio Oeste.

La capa interna, la mayoría de la córnea, el endotelio, mantiene la claridad óptica de la córnea mediante el mantenimiento de la deshidratación corneal. Numerosos estados de enfermedades afectan específicamente a la salud y la viabilidad del endotelio corneal, incluyendo distrofias, infecciones, procesos inflamatorios, y degeneraciones. Hasta hace poco, el trasplante de córnea para reemplazar endotelio corneal enfermo requiere trasplante de grosor completo de la córnea. En la última década, la sustitución selectiva de la córnea posterior al trasplante de córnea de espesor parcial, como la cirugía DSAEK, ha sido capaz de alcanzar la misma meta con un tiempo de recuperación más corto. Independientemente de la técnica, los tejidos trasplantados deben conservar una endotelio corneal sano para mantener la claridad óptica de la córnea trasplantada, y como resultado, todas las técnicas de procesamiento de tejidos tienen pasos adicionales para proteger el endotelio corneal. Automatizado de la disección microqueratomo es actualmente ºelectrónico estándar para la preparación del tejido de la córnea para la queratoplastia endotelial. El uso del microqueratomo demostró que disminuye la perforación de los donantes de tejidos y acelerar la recuperación visual en comparación con la disección manual de 5. Cuando DSAEK fue introducido inicialmente, algunos cirujanos comprado equipo y realizó la disección microqueratomo donantes laminar en el quirófano en el inicio de la cirugía. Si la preparación del tejido fracasado, la cirugía tendría que ser cancelado causando molestias y gastos para el paciente y el cirujano. En 2006 los bancos de ojos comenzó a realizar la disección microqueratomo &quot;fuera de sitio&quot; bajo condiciones controladas en el laboratorio de banco de ojos un día antes de la cirugía 12. Si la preparación del tejido produce un error en este ajuste, no es el momento para llevar a cabo otra disección de tejido fresco. Disección de microqueratomo del donante de tejido corneal lamelar posterior, requiere de una técnica suave y preciso para minimizar las complicaciones. La córnea debe ser colocado GentlY en la cámara anterior artificial (AAC) para evitar cualquier daño a las células endoteliales delicados. Una vez que la córnea se monta y se ajusta a la AAC, el anillo de bloqueo debe ser colocado y ajustado por un sellado hermético para mantener la presión alta dentro de la cámara y disminuir las probabilidades de colapso de los tejidos durante la disección microqueratomo. Para garantizar la disección de uniforme, el jefe microqueratomo se deben rotar de manera constante y fluido. Después de la disección, el tejido debe volver a ser manejada cuidadosamente para minimizar el daño de las células endoteliales. Además, es crítico para confirmar que el corte lamelar es centrado y completo con el fin de asegurar que la lámina posterior será adecuado para su uso en cirugía 13. Perforación de la córnea donante es una complicación temida de este procedimiento, sino que se vuelve menos frecuente con la experiencia. Si las perforaciones repetidas ocurrir durante pases microqueratomo, es importante comprobar múltiples pasos en el procedimiento. El maízEA tiene que estar perfectamente montado y alineado a la AAC. Un cierre hermético y de alta presión se debe obtener antes de la pasada microqueratomo y mantenerse durante todo el procedimiento. En ocasiones, la conjuntiva residual existente en el borde de la esclerótica y debe ser diseca antes del montaje. La hoja de microqueratomo debe ser fuerte y sin muescas. El espesor microqueratomo correcta de la cabeza deben ser seleccionados sobre la base de las variaciones del espesor estimado. La cabeza debe estar oscilando microqueratomo adecuadamente antes de la pasada. Con más problemas con esta técnica, consulte con el proveedor de microqueratomo para verificar que todo el equipo está funcionando correctamente. Incluso cuando se realiza a la perfección, hay algunas limitaciones a esta técnica. Cabezas microqueratomo están disponibles para cortar el tejido corneal en espesores diversos, sin embargo, la relación de la cabeza microqueratomo al espesor final de tejido es imprecisa con la misma cabeza proporcionar una amplia gama de espesores final de tejido7. Además, existe A de la curva de aprendizaje significativo y las complicaciones en la preparación son más frecuentes para los nuevos usuarios. Realización de la disección lamelar en la configuración de banco de ojos permite a los técnicos capacitados que realizan este procedimiento varias veces al día para optimizar su técnica, lo que minimiza las complicaciones debido a la inexperiencia. Las modificaciones de la técnica para microqueratomo asistida por la disección de la córnea para la queratoplastia endotelial existen. Algunos prefieren usar material viscoelástico o medios de almacenamiento de la córnea en lugar de solución salina balanceada por debajo del botón de la córnea en la cámara anterior artificial, con la intención de proporcionar una mayor protección al endotelio corneal. También hay variaciones en el método para determinar la ubicación en la que se debe la incisión microqueratomo iniciado. Diferentes bancos de ojos y diferentes cirujanos de córnea pueden tener preferencias específicas en cuanto a cómo la córnea está marcado para la identificación dela tapa anterior de la córnea o la orientación laminar posterior. Cabe señalar que los fabricantes de equipos similares a la utilizada en este protocolo. Las instrucciones del fabricante en particular se debe seguir con lo que el equipo se usa. La preparación confiable banco de ojos de tejido corneal para la cirugía de disección DSAEK ha sido beneficiosa para la aceptación generalizada de esta técnica quirúrgica relativamente nueva. Una vez que los cirujanos se convirtió en confianza en los bancos de ojos que realizan el &quot;primer paso&quot; en el trasplante de córnea - a saber, preparación de tejidos, muchas limitaciones prácticas para DSAEK se aliviaron. Los bancos de ojos han sido capaces de mantener de forma fiable con la demanda de tejidos procesados ​​con una fuente segura, eficaz y oportuna de los donantes de tejidos. Tejidos de alta calidad DSAEK Ahora se puede pedir con antelación y el tiempo de quirófano y las complicaciones de preparación de tejidos se han reducido 9, 14-15. Este protocolo describe el preparatien la de los injertos DSAEK desde la perspectiva del procesamiento de los ojos del banco de tejido corneal donante, sin embargo, esta técnica es directamente aplicable a los cirujanos interesados ​​en la preparación de su propio tejido lamelar corneal donante, así como aquellos interesados ​​en la realización de estudios basados ​​en pruebas de laboratorio o clínicos sobre la lamelar corneal trasplante. Orientaciones futuras para la preparación de lamelar corneal incluyen el uso del láser de femtosegundo para el procesamiento de los tejidos, la creación de &quot;ultra-delgado&quot; tejido corneal DSAEK, o la preparación de la córnea se desplaza endoteliales de la membrana de Descemet queratoplastia endotelial (DMEK) la cirugía. Queratoplastia endotelial es un campo quirúrgico en la evolución y la relación simbiótica entre el banco de ojos y el cirujano de córnea va a seguir cambiando las técnicas quirúrgicas se han optimizado.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre del Equipo </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td></tr><tr><td> Microqueratomo </td><td> Moria </td><td> 1021174 </td></tr><tr><td> Base artificial Cámara Anterior </td><td> Moria </td><td> 19161-562 </td></tr><tr><td> Tapa de cámara anterior artificial </td><td> Moria </td><td> 19172-220 </td></tr><tr><td> Microqueratomo Jefe 300 </td><td> Moria </td><td> O304 </td></tr><tr><td> Microqueratomo Jefe 350 </td><td> Moria </td><td> N791 </td></tr><tr><td> Consola </td><td> Moria </td><td> 19360-3482 </td></tr></tbody></table>

corneal donor tissue preparation for endothelial keratoplasty

En los últimos diez años, las técnicas de trasplante de córnea quirúrgicas han experimentado cambios revolucionarios 1,2. Desde sus inicios, el trasplante tradicional de espesor corneal total ha sido el tratamiento para restaurar la vista de los limitados por la enfermedad de la córnea. Algunas desventajas de este enfoque incluyen un alto grado de astigmatismo post-operatorio, la falta de refracción resultado predecible, y la perturbación de la superficie ocular. El desarrollo de la extracción queratoplastia endotelial de Descemet (DSEK), el trasplante sólo el estroma corneal posterior, la membrana de Descemet y endotelio, ha cambiado radicalmente el tratamiento de la enfermedad del endotelio corneal. DSEK se realiza a través de una incisión más pequeña, esta técnica evita la cirugía &quot;a cielo abierto&quot;, con su riesgo de hemorragia o expulsión, disminuye la incidencia de dehiscencia de la herida postoperatoria, reduce los resultados impredecibles de refracción, y puede disminuir la tasa de rechazo del trasplante 6.3. ove_content &quot;&gt; Inicialmente, donante córnea posterior disección laminar para DSEK se realizó manualmente 1 resultante en el espesor del injerto variable y daños en el delicado tejido corneal endotelial durante el procesamiento del tejido. disección lamelar automatizada (stripping queratoplastia endotelial de Descemet automatizado, DSAEK) fue desarrollado para hacer frente a estos cuestiones. disección automatizado utiliza la misma tecnología que la creación del colgajo corneal LASIK con una hoja de microqueratomo mecánico que ayuda a crear injertos de tejido uniforme y delgada de la cirugía con mínima pérdida de DSAEK células del endotelio corneal en el procesamiento de los tejidos. Los bancos de ojos han estado proporcionando las córneas de espesor total para el trasplante quirúrgico durante muchos años. En 2006, los bancos de ojos comenzó a desarrollar metodologías para el suministro de tejido de la córnea para la queratoplastia endotelial de precorte. Con la entrada de los cirujanos de córnea, los bancos de ojos han desarrollado protocolos exhaustivos para preparar con seguridad y eficacia del tejido lamelar posterior, fo DSAEK cirugía. Esto puede llevarse a cabo antes de la operación en el banco de ojos. Las investigaciones muestran una diferencia significativa en cuanto a la calidad de los resultados del tejido 7 o 8,9 pacientes con banco de ojos de tejido precortadas en comparación con el tejido cirujano preparado para la cirugía DSAEK. Para la mayoría de los cirujanos de córnea, la disponibilidad de precorte tejido corneal DSAEK ahorra tiempo y dinero 10, y reduce la presión de realizar la disección corneal donante en el quirófano. En parte debido a la capacidad de los bancos de ojos para proporcionar la calidad lamelar posterior alta de la córnea en forma oportuna, DSAEK se ha convertido en el estándar de cuidado para el manejo quirúrgico de la enfermedad del endotelio corneal. El procedimiento que estamos describiendo es la preparación de la córnea posterior laminar en el banco de ojos para el trasplante en DSAEK cirugía (Figura 1).

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Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty

Trasplante de córnea endotelial es una técnica quirúrgica para el tratamiento de posteriores enfermedades de la córnea. La disección mecánica microqueratomo para preparar los resultados de tejidos delgados y los injertos más simétricas con la pérdida de células endoteliales y menos mejores resultados. Las disecciones se puede realizar en el banco de ojos antes de la cirugía de trasplante de córnea.

Preparación del tejido corneal donante para la queratoplastia endotelial

Over the past ten years, corneal transplantation surgical techniques have undergone revolutionary changes1,2. Since its inception, traditional full ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

27.3K vistas.  University of Michigan. Trasplante de córnea endotelial es una técnica quirúrgica para el tratamiento de posteriores enfermedades de la córnea. La disección mecánica microqueratomo para preparar los resultados de tejidos delgados y los injertos más simétricas con la pérdida de células endoteliales y menos mejores resultados. Las disecciones se puede realizar en el banco de ojos antes de la cirugía de trasplante de córnea.

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Single Port Donor Nephrectomy

In 2007, Rane presented the first single port nephrectomy for a small non-functioning kidney at the World Congress of Endourology. Since that time, the use of single port surgery for nephrectomy has expanded to include donor nephrectomy. Over the next two years the technique was adopted for many others types of nephrectomies to include donor nephrectomy. We present our technique for single port donor nephrectomy using the Gelpoint device. We have successfully performed this surgery in over 100 patients and add this experience to our experience of over 1000 laparoscopic nephrectomies. With the proper equipment and technique, single port donor nephrectomy can be performed safely and effectively in the majority of live donors. We have found that our operative times and most importantly our transplant outcomes have not changed significantly with the adoption of the single port donor nephrectomy. We believe that single port donor nephrectomy represents a step forward in the care of living donors.

Single port laparoscopic surgery is changing the standard of care in surgical care like nothing since the laparoscopic technique was introduced 20 years ago. We present out technique of single port donor nephrectomy using the Gelpoint device. We have successfully performed this surgery in 100 patients.

De un puerto nefrectomía del donante

In 2007, Rane presented the first single port nephrectomy for a small non-functioning kidney at the World Congress of Endourology.  Since that time, the ...

Investigación

Medicina

Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet's Membrane Endothelial Keratoplasty

Descemet&#8217;s Membrane Endothelial Keratoplasty (DMEK) is a form of corneal transplantation in which only a single cell layer, the corneal endothelium, along with its basement membrane (Descemet&#39;s membrane) is introduced onto the recipient&#39;s posterior stroma3. Unlike Descemet&#8217;s Stripping Automated Endothelial Keratoplasty (DSAEK), where additional donor stroma is introduced, no unnatural stroma-to-stroma interface is created. As a result, the natural anatomy of the cornea is preserved as much as possible allowing for improved recovery time and visual acuity4. Endothelial Keratoplasty (EK) is the procedure of choice for treatment of endothelial dysfunction. The advantages of EK include rapid recovery of vision, preservation of ocular integrity and minimal refractive change due to use of a small, peripheral incision1. DSAEK utilizes donor tissue prepared with partial thickness stroma and endothelium. The rapid success and utilization of this procedure can be attributed to availability of eye-bank prepared precut tissue. The benefits of eye-bank preparation of donor tissue include elimination of need for specialized equipment in the operating room and availability of back up donor tissue in case of tissue perforation during preparation. In addition, high volume preparation of donor tissue by eye-bank technicians may provide improved quality of donor tissue. DSAEK may have limited best corrected visual acuity due to creation of a stromal interface between the donor and recipient cornea. Elimination of this interface with transplantation of only donor Descemet&#39;s membrane and endothelium in DMEK may improve visual outcomes and reduce complications after EK5. Similar to DSAEK, long term success and acceptance of DMEK is dependent on ease of availability of precut, eye-bank prepared donor tissue. Here we present a stepwise approach to donor tissue preparation which may reduce some barriers eye-banks face in providing DMEK grafts.

Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet&#039;s Membrane Endothelial Keratoplasty

Endothelial keratoplasty is a surgical technique continuously evolving as advancements result in transplantation of thinner grafts with each succession1. Here we present a technique for controlled manual tissue dissection to allow safe and repeatable separation of endothelium and Descemet&#39;s membranes from donor corneoscleral buttons for transplantation2.

Córnea Preparación de Tejidos de Donantes para la Membrana de Descemet queratoplastia endotelial

Descemet&#8217;s Membrane Endothelial Keratoplasty (DMEK) is a form of corneal transplantation in which only a single cell layer, the corneal endothelium, ...

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene and cell therapies are highly promising alternative approaches for CVD treatment. However, the broad clinical application of gene therapy is greatly limited by the lack of suitable gene delivery systems. The development of appropriate gene delivery vectors can provide a solution to current challenges in cell therapy. In particular, existing drawbacks, such as limited efficiency and low cell retention in the injured organ, could be overcome by appropriate cell engineering (i.e., genetic) prior to transplantation. The presented protocol describes the efficient and safe transient modification of endothelial cells using a polyethyleneimine superparamagnetic magnetic nanoparticle (PEI/MNP)-based delivery vector. Also, the algorithm and methods for cell characterization are defined. The successful intracellular delivery of microRNA (miR) into human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) has been achieved without affecting cell viability, functionality, or intercellular communication. Moreover, this approach was proven to cause a strong functional effect in introduced exogenous miR. Importantly, the application of this MNP-based vector ensures cell magnetization, with accompanying possibilities of magnetic targeting and non-invasive MRI tracing. This may provide a basis for magnetically guided, genetically engineered cell therapeutics that can be monitored non-invasively with MRI.

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

This manuscript describes the efficient, non-viral delivery of miR to endothelial cells by a PEI/MNP vector and their magnetization. Thus, in addition to genetic modification, this approach allows for magnetic cell guidance and MRI detectability. The technique can be used to improve the characteristics of therapeutic cell products.

Preparación y<em&gt; In Vitro</em&gt; Caracterización de Magnetized miR-modificado células endoteliales

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene ...

Ex Vivo Corneal Organ Culture Model for Wound Healing Studies

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two dimensional (2D) and three dimensional (3D) culture has generated a wealth of information not only about corneal biology but also about wound healing, myofibroblast biology, and scarring in general. The goal of the protocol is an assay system for quantifying myofibroblast development, which characterizes scarring. We demonstrate a corneal organ culture ex vivo model using pig eyes. In this anterior keratectomy wound, corneas still in the globe are wounded with a circular blade called a trephine. A plug of approximately 1/3 of the anterior cornea is removed including the epithelium, the basement membrane, and the anterior part of the stroma. After wounding, corneas are cut from the globe, mounted on a collagen/agar base, and cultured for two weeks in supplemented-serum free medium with stabilized vitamin C to augment cell proliferation and extracellular matrix secretion by resident fibroblasts. Activation of myofibroblasts in the anterior stroma is evident in the healed cornea. This model can be used to assay wound closure, the development of myofibroblasts and fibrotic markers, and for toxicology studies. In addition, the effects of small molecule inhibitors as well as lipid-mediated siRNA transfection for gene knockdown can be tested in this system.

A protocol for an ex vivo corneal organ culture model useful for wound healing studies is described. This model system can be used to assess the effects of agents to promote regenerative healing or drug toxicity in an organized 3D multicellular environment.

Ex Vivo modelo de cultura órgano córneo para la curación de heridas estudios

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two ...

A Porcine Corneal Endothelial Organ Culture Model Using Split Corneal Buttons

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for experimental investigations as they are normally needed for transplantation. Endothelial cell cultures often do not translate well to in vivo situations. Due to the biostructural characteristics of non-human corneas, stromal swelling during cultivation induces substantial corneal endothelial cell loss, which makes it difficult to perform cultivation for an extended period of time. Deswelling agents such as dextran are used to counteract this response. However, they also cause significant endothelial cell loss. Therefore, an ex vivo organ culture model not requiring deswelling agents was established. Pig eyes from a local slaughterhouse were used to prepare split corneal buttons. After partial corneal trephination, the outer layers of the cornea (epithelium, bowman layer, parts of the stroma) were removed. This significantly reduces corneal endothelial cell loss induced by massive stromal swelling and Descemet&#39;s membrane folding throughout longer cultivation periods and improves general preservation of the endothelial cell layer. Subsequent complete corneal trephination was followed by the removal of the split corneal button from the remaining eye bulb and cultivation. Endothelial cell density was assessed at follow-up times of up to 15 days after preparation (i.e., days 1, 8, 15) using light microscopy. The preparation technique used allows a better preservation of the endothelial cell layer enabled by less stromal tissue swelling, which results in slow and linear decline rates in split corneal buttons comparable to human donor corneas. As this standardized organo-typically cultivated research model for the first time allows a stable cultivation for at least two weeks, it is a valuable alternative to human donor corneas for future investigations of various external factors with regards to their effects on the corneal endothelium.

Here, a step-by-step protocol for the preparation and cultivation of porcine split corneal buttons is presented. As this organo-typically cultivated organ culture model shows cell death rates within 15 days, comparable to human donor corneas, it represents the first model allowing long-term cultivation of non-human corneas without adding toxic dextran.

Un modelo de cultivo de órgano endotelial Corneal porcino usando botones de córnea divididos

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for ...

Development of a Noninvasive, Laser-Assisted Experimental Model of Corneal Endothelial Cell Loss

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the optical breakdown at the laser focus. Acoustic shock waves and cavitation bubbles are generated, causing tissue rupture. Bubble sizes and pressure amplitudes vary with pulse energy and position of the focal point. In this study, enucleated porcine eyes were positioned in front of a commercially available Nd:YAG laser. Variable pulse energies as well as different positions of the focal spots posterior to the cornea were tested. Resulting lesions were evaluated by two-photon microscopy and histology to determine the best parameters for an exclusive detachment of corneal endothelial cells (CEC) with minimum collateral damage. The advantages of this method are the precise ablation of CEC, reduced collateral damage, and above all, the non-contact treatment.

Here, we present a protocol to detach corneal endothelial cells (CEC) from Descemet&#8217;s membrane (DM) using a neodymium:YAG (Nd:YAG) laser as an ex vivo disease model for bullous keratopathy (BK).

Desarrollo de un Modelo Experimental No Invasivo, Asistido por Láser de Pérdida Celular Endotelial Corneal

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the ...

An Epithelial Abrasion Model for Studying Corneal Wound Healing

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its transparency. However, due to its external position, the cornea is highly susceptible to a wide variety of injuries that can lead to the loss of corneal transparency and eventual blindness. Efficient corneal wound healing in response to these injuries is pivotal for maintaining corneal homeostasis and preservation of corneal transparency and refractive capabilities. In events of compromised corneal wound healing, the cornea becomes vulnerable to infections, ulcerations, and scarring. Given the fundamental importance of corneal wound healing to the preservation of corneal transparency and vision, a better understanding of the normal corneal wound healing process is a prerequisite to understanding impaired corneal wound healing associated with infection and disease. Toward this goal, murine models of corneal wounding have proven useful in furthering our understanding of the corneal wound healing mechanisms operating under normal physiological conditions. Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion in mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. In this model, a 2 mm diameter circular trephine, centered over the cornea, is used to demarcate the wound area. The golf club spud is used with care to debride the epithelium and create a circular wound without damaging the corneal epithelial basement membrane. The resulting inflammatory response proceeds as a well-characterized cascade of cellular and molecular events that are critical for efficient wound healing. This simple corneal wound healing model is highly reproducible and well-published and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of disease.

Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion wound in the mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. This corneal wound healing model is highly reproducible and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of diseases.

Un modelo de abrasión epitelial para estudiar la cicatrización de heridas corneales

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

Un protocolo de trasplante de corazón heterotópico porcino para la administración de terapias a un aloinjerto cardíaco

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...

Preparation of Human Myocardial Tissue for Long-Term Cultivation

Cardiomyocyte cultivation has seen a vast number of developments, ranging from two-dimensional (2D) cell cultivation to iPSC derived organoids. In 2019, an ex vivo way to cultivate myocardial slices obtained from human heart samples was demonstrated, while approaching in vivo condition of myocardial contraction. These samples originate mostly from heart transplantations or left-ventricular assist device placements. Using a vibratome and a specially developed cultivation system, 300 &#181;m thick slices are placed between a fixed and a spring wire, allowing for stable and reproducible cultivation for several weeks. During cultivation, the slices are continuously stimulated according to individual settings. Contractions can be displayed and recorded in real-time, and pharmacological agents can be readily applied. User-defined stimulation protocols can be scheduled and performed to assess vital contraction parameters like post-pause-potentiation, stimulation threshold, force-frequency relation, and refractory period. Furthermore, the system enables a variable pre- and afterload setting for a more physiological cultivation.
Here, we present a step-by-step guide on how to generate a successful long-term cultivation of human left ventricular myocardial slices, using a commercial biomimetic cultivation solution.

We present a protocol for ex vivo cultivation of human ventricular myocardial tissue. It allows for detailed analysis of contraction force and kinetics, as well as the application of pre- and afterload to mimic the in vivo physiological environment more closely.

Preparación del tejido miocárdico humano para el cultivo a largo plazo

Cardiomyocyte cultivation has seen a vast number of developments, ranging from two-dimensional (2D) cell cultivation to iPSC derived organoids. In 2019, ...

Trasplante de corazón in vivo para estudiar la transición endotelial a mesenquimal

A Neonatal Heterotopic Rat Heart Transplantation Model for the Study of Endothelial-to-Mesenchymal Transition

Endocardial fibroelastosis (EFE), defined by subendocardial tissue accumulation, has major impacts on the development of the left ventricle (LV) and precludes patients with congenital critical aortic stenosis and hypoplastic left heart syndrome (HLHS) from curative anatomical biventricular surgical repair. Surgical resection is currently the only available therapeutic option, but EFE often recurs, sometimes with an even more infiltrative growth pattern into the adjacent myocardium.
To better understand the underlying mechanisms of EFE and to explore therapeutic strategies, an animal model suitable for preclinical testing was developed. The animal model takes into consideration that EFE is a disease of the immature heart and is associated with flow disturbances, as supported by clinical observations. Thus, the heterotopic heart transplantation of neonatal rat donor hearts is the basis for this model.
A neonatal rat heart is transplanted into an adolescent rat&#39;s abdomen and connected to the recipient&#39;s infrarenal aorta and inferior vena cava. While perfusion of the coronary arteries preserves the viability of the donor heart, flow stagnation within the LV induces EFE growth in the very immature heart. The underlying mechanism of EFE formation is the transition of endocardial endothelial cells to mesenchymal cells (EndMT), which is a well-described mechanism of early embryonic development of the valves and septa but also the leading cause of fibrosis in heart failure. EFE formation can be macroscopically observed within days after transplantation. Transabdominal echocardiography is used to monitor the graft viability, contractility, and the patency of the anastomoses. Following euthanasia, the EFE tissue is harvested, and it shows the same histopathological characteristics as human EFE tissue from HLHS patients.
This in vivo model allows for studying the mechanisms of EFE development in the heart and testing treatment options to prevent this pathological tissue formation and provides the opportunity for a more generalized examination of EndMT-induced fibrosis.

Autor destacado: Un modelo de trasplante de corazón de rata heterotópico neonatal para el estudio de la transición endotelial a mesenquimal  

This work presents an animal model of endothelial-to-mesenchymal transition-induced fibrosis, as seen in congenital cardiac defects such as critical aortic stenosis or hypoplastic left heart syndrome, which allows for detailed histological tissue evaluation, the identification of regulatory signaling pathways, and the testing of treatment options.

Un modelo de trasplante de corazón de rata heterotópico neonatal para el estudio de la transición endotelial a mesenquimal

Endocardial fibroelastosis (EFE), defined by subendocardial tissue accumulation, has major impacts on the development of the left ventricle (LV) and ...