נתמך בחלקו על ידי ניי / NIH EY017885 (RMS).

1. ההתקנה: טכניקה אספטי 11 <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את הוד למינרית זרימה (LFH). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את יחידת גז חנקן שליטה. להבטיח כי הצינור מחובר בין יחידת קונסולת מיכל חנקן. להפוך את הגז ב. הגדרה גז צריך להיות מוגדר על 50-60 PSI מיכל הרגולטור. לחץ על יחידת טורבינת צריך לקרוא 3.3 ל 3.4 ברים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחצו על הכפתור Test. הלחץ האטמוספרי יהיה לקרוא את 700s ומשאבות 1 ו -2 צריך להיות מתחת 200. יחידת יצפצף כאשר הבדיקה תושלם. דון מסיכת הגנה העין, לפי העניין, ואת הכובע. לשטוף ידיים דון לא סטריליים כפפות. מניחים ערכות סטריליות בתוך עוטפת LFH ופתוח להקים שדה סטרילי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים 1 כוס הרפואה סטרילי 1 קערת פלסטיק סטרילית עם גזה סטרילית ליד שדה סטרילי מבוססת. יוצקים אלכוהול איזופרופיל סטרילי לתוך כוס הרפואה. נגב בדיקה pachymetry עם ספוגית אלכוהול / פנקס בדיקה במקום, להטות כלפי מטה, אל תוך כוס הרפואה. עצה בדיקה צריך להשרות אלכוהול איזופרופיל של 10 מ &#39;inutes. לאחר בדיקה pachymetry שספג במשך 10 דקות, לשטוף את קצה החללית עם מים סטריליים מן המזרק prefilled להסיר אלכוהול בדיקה במקום באגן פלסטיק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות טכניקה האספטי, פתח ושחרר פריטים סטריליים (להב, כפפות סטריליות, ותאי צפייה הקרנית) אל שדה סטרילי אלא אם כן חלק כבר החבורה מוכנות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להשיג רקמת הקרנית בתקשורת שימור ומניחים בתוך LFH (איור 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתיחת הבקבוקון (ים) ועושה המכסה (ים) לתוך כלי קיבול Biohazard המתאים. מחק לא סטריליים כפפות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ללבוש כפפות סטריליות. מניחים מראש ארז קערת פלסטיק לצד השדה שם pachymeter נמצא. חיבור קו עירוי כדי שסתום ומקום ספייק סוף פסוק עירוי מחוץ למכסה המנוע לאבטחת הקו בצורה כזאת, כדי למנוע את הקו מחוץ למכסה המנוע מ שנכנסו חזרה את מכסה המנוע לגעת בשדה סטרילי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבצע העברת רקמת הקרנית. בעדינות יוצקים את הרקמה ובינוניים, ב Siתנועה ngle, מבקבוקון קיים חדר צפייה סטרילית. הקפד לשמור את הצד האנדותל למעלה. מניחים את המכסה על האולם. שמור על חדרי המכילים רקמות התקשורת על שדה סטרילי. הסר בקבוקון (ים) LFH. הסר וזורקים כפפות סטריליות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ספייק תמיסת מלח מאוזנת (BSS) בקבוק עם קו עירוי. לתלות את בקבוק סטריליים BSS כ 4 מטרים מפני השטח שטח עבודה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח שני זוגות של כפפות סטריליות ו חלוק סטרילי עם מגבת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע 6 שיחים כירורגית דקה בידיים יבשות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> וללבוש חלוק סטרילי, אז שני זוגות כפפות סטריליות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתיחת תיבות מכשיר ומניחים את תוכנה על שדה סטרילי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לוותר 10-20 סמ&quot;ק של פתרון BSS אל מתכת באגן או רפואה כוס. מלאו פיפטה סטרילית עם פתרון BSS. חבר שסתום קו עירוי לנמל עירוי של החדר הקדמי ולשטוף עם BSS, כך כמות קטנה גלוי על גבי הבוכנה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מיקום תא מלאכותי LFH עלגבי גזה. בוכנה נמוכה יותר על ידי סיבוב טבעת הידוק השתל נגד כיוון השעון. </li></ol> 2. נוהל <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות מלקחיים, בעדינות לתפוס הקרנית על ידי RIM scleral. פתיחת שסתום לשטוף עם מערכת BSS תוך הקפדה שבמרכזו הקרנית על גבי הבוכנה עם הצד האנדותל למטה. אם בועות גלויים מתחת הקרנית, המשך יציקת עם BSS וקצת להזיז את הקרנית כדי להסיר אותם. יש להפסיק את עירוי פעם בועות אוויר יוסרו. ודא הקרנית מתמקדת הבוכנה (איור 3 א). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החדר הקדמי עמדה המכסה על טבעת נעילה בסיס כך את הכרטיסיות של לנכון לכסות את השטחים הפתוחים בבסיס. נעל לכסות לבסיס על ידי סיבוב עם כיוון השעון כיסוי 15 °. להעלות את הבוכנה ומהדקים לחלוטין (איור 3 ב). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם אצבע הנתונה בכפפה סטרילית, לגעת העליון של הקרנית על מנת להבטיח כי יש לחץ מספיק כדי לבצע את ההליך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק pachymetry ידי הצבת בדיקה על פני השטח oו הקרנית לקבל קריאה עובי (איור 4). סטיית התקן לא יעלה על 10. אם לא, לכבוש מחדש המדידה. ביד עטוית כפפה סטרילית, כי לא היתה רגילה לבצע pachymetry, להעביר את צינור טורבינת למסור כי ביצע pachymetry ו להבריג את הצינור לתוך טורבינה יחידת הבקרה. יש שיא סיוע טכנאי קריאה pachymetry. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להסיר כפפות מזוהמים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות עט סימון סטרילית, למתוח קו בין 4 מ&quot;מ לימבוס לכיוון מרכז הקרנית (או לא לציין אם המנתח מעדיף לא סימון). השתמש פיפטה למקם חמש טיפות של BSS על גבי הקרנית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אלא אם כן הוראות ספציפיות מסופקים על ידי המנתח, 300 חיתוך ראש מיקרומטר ישמש אם המדידה מראש לחתוך pachymetry הוא פחות מ -600 מיקרומטר. אם למעלה מ -600 מיקרומטר, 350 חיתוך ראש מיקרומטר ישמש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם חוט מול כלפיך ומספר פונה כלפי מעלה, טען הלהב אל הצד הימני של הראש microkeratome, הצביע בסוף 1, הימנעות ממגע Wiה הלהב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחזיק את הראש בצד אחד, לדפוק את הראש על טורבינה. להדק את תא מלאכותי עם האצבעות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדפוק טורבינת על צינור הטורבינה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק את הלהב תנודה על ידי לחיצה על דוושת ואקום פעם אחת, הצללה ראש חיתוך במים סטריליים והדופק טורבינת למשך 5 שניות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Retighten בוכנה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקום microkeratome על בסיס הודעה עם הרכבה ואת המיקום בחמש. לחץ לחיצה ארוכה על דוושת טורבינת להתנדנד להב (איור 5 א). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת האצבע המורה והאגודל, החזק microkeratome באמצע הדרך בין הבסיס העליון של הטורבינה. הפעל היד כדי להפוך חלק, אפילו לחתוך ועל פני הקרנית. טורבינת שחרור דוושת ולהרים microkeratome ישר ליחידה. לחצו על הדוושה ואקום לכבות ואקום (5 ב &#39;איור). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דון כפפה סטרילית pachymetry בדוק מחדש לאחר הקריאה שווי הקרנית מוסר על ידי הצבת בדיקה על פני הקרנית לקבל קריאה עובי 2 להיותלזכור כי הרקמה הוא דק מאוד פגום בקלות. הסרת הכפפות מזוהמים. יש סיוע טכנאי בקריאה שנייה שיא pachymetry. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות עט סימון סטרילי, סמן אם נדרש על ידי הרופא המנתח, על קצה באמצע היקפי המיטה סטרומה שיורית בתא מלאכותי. מניחים כמה טיפות של BSS סטרילית על המיטה סטרומה שיורית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את המכסה הקדמי של הקרנית microkeratome (איור 6) ולהחליף אותו על הקרנית לפני הסרת הקרנית מן החדר הקדמי מלאכותית. שווי יש מרוכז על הקרנית באמצעות היקפי לציון ליישר את המכסה כראוי אם ישים. השתמש חנית ספוגית בעדינות כדי למקם מחדש את הכובע על הקרנית. השתמש חנית טרי לספוג כל BSS מתחת מכסה הקדמי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח שסתום, להפוך תא הפוכה בוכנה נמוכה יותר להאט מספיק כדי למנוע את עיוות הקרנית מ. נעילת בסיס ולאפשר לחץ זרימת BSS לדחוף את הכוס תא מלאכותי מהבסיס. עם מלקחיים, משוך בעדינותלא שפת הקרנית בבית 9, 12 ו 03:00 עמדות כדי לשחרר אותו מן הכוס. התיר פעם, להשתמש במלקחיים במיקום 12 בבוקר כדי להסיר הקרנית. מניחים את הקרנית בחדר התצוגה, את הצד האנדותל (איור 7). מניחים את המכסה על חדר הצפייה. הסר כפפה סטרילית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להדק את מכסה תא צפייה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר ביצוע החתך מנורת סדק הערכה מיקרוסקופית specular ממצאים קרנית ולהקליט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במקום תא (י) בסעיף המתאים של המקרר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אריזה עבור הובלה למנתח (איור 8). </li></ol> 3. נציג תוצאות דיסקציה נכונה microkeratome מכנית של הקרנית תוצאות התורמות ב חלקה רקמות התורם lamellar אחידה הקרנית. זה מוצג על ידי תמונה אופטי טומוגרפיה (אוקטובר) קוהרנטיות של הקרנית בסעיף צלב (איור 9). רקמת הקרנית הסופי האחורי צריך להיות בעובי מתאים, כפי שהיא נמדדת על ידי pachymetר&quot;י. במהלך 6 החודשים האחרונים בבנק עין מישיגן, עובי ממוצע לפני עיבוד הקרנית היה 558 מיקרון, שלאחר עיבוד עובי רקמת הקרנית האחורי היה 158 מיקרון. שמונים ושבעה אחוזים רקמות microkeratome גזור התורם נמדד בין 100-200 מיקרון, 10.9% שנמדד&gt; 200 מיקרון, ו -2.1% שנמדדו פחות מ -100 מיקרון. רקמת הקרנית האחורי חייב לשמור על התא צפיפות גבוהה אנדותל (ECD) כדי לספק תפקוד האנדותל ושיפור לנמען להשתלה. מיקרוסקופיה specular משמש למדידת ECD. במהלך 6 החודשים האחרונים, כל רקמת הקרנית נחשב זכאי keratoplasty האנדותל מן העין הבנק מישיגן היה ECD&gt; של 2200 תאים / מ&quot;מ 2. תשעים ותשעה אחוזים של רקמת precut DSAEK היה שלאחר עיבוד ECD&gt; 2400 תאים / מ&quot;מ 2, ו -19% היו ECD&gt; 3000 תאים / מ&quot;מ 2. השינוי הממוצע ב מראש כדי שלאחר עיבוד ECD היה זניח ב -1.2% (p = 0.0003, יחד 2 זנב מבחן t).סיבוכים העלולים להתרחש במהלך ההליך כוללים אובדן של לחץ, דיסקציה סימטרית, ואת הכניסה רקמות משמעותית (דבר שגורם לאובדן הקרנית תא האנדותל). דיסקציה לא נכון יכול גם לגרום ניקוב רקמות. <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig1.jpg" /> באיור 1. תוכנית כוללת של הכנת רקמות הקרנית על האנדותל דמויות Keratoplasty 1 א ל 1e הם חתך ייצוגי של הכנות קרנית התורם. דמויות 1F כדי 1i הם חתך ייצוגי של הקרנית הנמען במהלך ניתוח השתלת DSAEK. <ol class="lalpha" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קרנית התורם הוא רכוב על גבי תא קדמית מלאכותית גזור עם ראש microkeratome. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר דיסקציה רקמות, 2 lamellae הם נפרדים אבל lamella הקדמי (כובע) ממוקם חזרה אל המיטה הקרנית נשאר לתחבורה למנתח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בהפעלת חדר, המנתח משתמש מקדחה לחתוך את רקמת הקרנית המרכזית אנכית דרך lamella גם הקדמי וגם האחורי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר חיתוך מקדחה, קרנית התורם היקפי מוסר מהשדה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Lamella האחורי הוסר בעדינות lamella קדמית עם מרית. התורם lamella האחורית (רקמת DSAEK) מחליף את החלק הפגוע של הקרנית הנמען (1i). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחולה יש הקרנית האחורי חולה שיש להסיר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הקרנית האחורי חולה הוא הבקיע עם המכשיר התוך עיני (הפוך Sinsky וו) בתוך עיגול בקוטר גדול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר הבקיע הקרנית החולה, קרום הקרנית האחורי יוסר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התורם lamella האחורית (רקמת DSAEK) ממוקם בעין של הנמען. </li></ol><img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig2.jpg" /> איור 2. רקמת הקרנית בתקשורת. רקמת הקרנית היא בתקשורת שימור אחרי חהrvesting מתורם. <img alt="איור 3" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig3.jpg" /> איור 3. רקמת הקרנית על לשכת Anterior מלאכותית. <ol class="lalpha" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רקמת הקרנית הוא רכוב על גבי טבעת מלאכותי לפני החדר הקדמי נעילת הבסיס או דיסקציה רקמות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רקמת הקרנית הוא רכוב על גבי תא קדמית מלאכותית עם טבעת בסיס נעילה חתום על הרקמה. </li></ol><img alt="איור 4" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig4.jpg" /> באיור 4. עובי רקמת הקרנית בדוק. עובי הקרנית נבדק באמצעות pachymetry בדיקה אולטרה סאונד על פני השטח של הקרנית. <img alt="איור 5" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig5.jpg" /> איור 5. Dissection רקמות הקרנית. <ol class="lalpha" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להב Microkeratome מושם על בסיס הודעה עם הרכבה ואת המיקום ב 05:00. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Microkeratomeעובר דרך הקרנית לעשות דיסקציה lamellar. </li></ol><img alt="איור 6" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig6.jpg" /> איור 6. שווי הקדמי של הקרנית לאחר Dissection. שווי הקרנית הקדמי ללא תשלום לאחר דיסקציה microkeratome הושלמה. <img alt="איור 7" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig7.jpg" /> איור 7. גזור קרנית צופה הקאמרית. לנתיחה לאחר השלמת הקרנית מוחזר לתא הצפייה לתחבורה. <img alt="איור 8" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig8.jpg" /> איור 8. הקרנית של אריזות להובלה. הקרנית בתא הצפייה ואז הוא ארוז היטב לתחבורה למנתח. <img alt="איור 9" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig9.jpg" /> איור 9. אוקטובר מראה של הקרנית. אוקטובר שלהקרנית גזור הסופי (בחתך) מראה כי הקרנית מחולק לשני חצאים. הממשק הוא יותר רעיוני אינטנסיבי מאשר הרקמה הסובבת, כמצוין על ידי החץ.

<ol>
	<li>Melles, G. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+surgical+technique+for+posterior+lamellar+keratoplasty.">A surgical technique for posterior lamellar keratoplasty.</a> Cornea. 17, 618-626 (1998).</li><li>Melles, G. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preliminary+clinical+results+of+posterior+lamellar+keratoplasty+through+a+sclerocorneal+pocket+incision.">Preliminary clinical results of posterior lamellar keratoplasty through a sclerocorneal pocket incision.</a> Ophthal. 107, 1850-1856 (2000).</li><li>Terry, M. A., Ousley, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Replacing+the+endothelium+without+corneal+surface+incisions+or+sutures:+the+first+United+States+clinical+series+using+the+deep+lamellar+endothelial+keratoplasty+procedure.">Replacing the endothelium without corneal surface incisions or sutures: the first United States clinical series using the deep lamellar endothelial keratoplasty procedure.</a> Ophthal. 110, 755-764 (2003).</li><li>Price, F. W., Price, M. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Descemet's+stripping+with+endothelial+keratoplasty+in+50+eyes:+a+refractive+neutral+corneal+transplant.">Descemet's stripping with endothelial keratoplasty in 50 eyes: a refractive neutral corneal transplant.</a> J. Refract Surg. 21, 339-345 (2005).</li><li>Price, M. O., Price, F. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Descemet's+stripping+with+endothelial+keratoplasty:+comparative+outcomes+with+microkeratome-dissected+and+manually+dissected+donor+tissue.">Descemet's stripping with endothelial keratoplasty: comparative outcomes with microkeratome-dissected and manually dissected donor tissue.</a> Ophthal. 113, 1936-1942 (2006).</li><li>Bahar, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retrospective+contralateral+study+comparing+descemet+stripping+automated+endothelial+keratoplasty+with+penetrating+keratoplasty.">Retrospective contralateral study comparing descemet stripping automated endothelial keratoplasty with penetrating keratoplasty.</a> Cornea. 28, 485-488 (2009).</li><li>Rose, L., Briceno, C. A., Stark, W. J., Gloria, D. G., Jun, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+Eye+Bank-Prepared+Posterior+Lamellar+Corneal+Tissue+for+Endothelial+Keratoplasty.">Assessment of Eye Bank-Prepared Posterior Lamellar Corneal Tissue for Endothelial Keratoplasty.</a> Ophthal. 115, 279-286 (2008).</li><li>Price, M. O., Baig, K. M., Brubaker, J. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=prospective+comparison+of+precut+versus+surgeon-dissected+grafts+for+Descemet+stripping+automated+endothelial+keratoplasty.">prospective comparison of precut versus surgeon-dissected grafts for Descemet stripping automated endothelial keratoplasty.</a> Am. J. Ophthalmol. 146, 36-41 (2008).</li><li>Chen, E. S., Terry, M. A., Shamie, N., Hoar, K. L., Friend, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Precut+tissue+in+Descemet's+stripping+automated+endothelial+keratoplasty+donor+characteristics+and+early+postoperative+complications.">Precut tissue in Descemet's stripping automated endothelial keratoplasty donor characteristics and early postoperative complications.</a> Ophthalmology. 115, 497-502 (2008).</li><li>Terry, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endothelial+Keratoplasty:+A+Comparision+of+Complication+Rates+and+Endothelial+Survival+between+Precut+Tissue+and+Surgeon-cut+Tissue+by+a+Single+DSAEK+Surgeon.">Endothelial Keratoplasty: A Comparision of Complication Rates and Endothelial Survival between Precut Tissue and Surgeon-cut Tissue by a Single DSAEK Surgeon.</a> Trans. Am. Ophthalmol. Soc. 107, 184-193 (2009).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Reference document E1.710 Corneal Tissue Preparation for Lamellar Procedures. , 1-5 (2010).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Eye Banking Statistical Report. , 1-5 (2009).</li><li>Glasser, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+complications+during+endothelial+keratoplasty.">Tissue complications during endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 29, 1428-1429 (2010).</li><li>Kelliher, C., Engler, C., Speck, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comprehensive+analysis+of+eye+bank-prepared+posterior+lamellar+corneal+tissue+for+use+in+endothelial+keratoplasty.">A comprehensive analysis of eye bank-prepared posterior lamellar corneal tissue for use in endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 28, 966-970 (2009).</li><li>Price, F. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Precut+tissue+for+Descemet+stripping+automated+endothelial+keratoplasty.">Precut tissue for Descemet stripping automated endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 27, 630-631 (2008).</li></ol>

בני הזוג. וודוורד שטיין אין לי מה לחשוף. מר Mavin ומר טיטוס הם עובדי הבנקים המערב התיכון עיניים.

השכבה הפנימית ביותר, של הקרנית, האנדותל, שומר על בהירות אופטית של הקרנית על ידי שמירה על התייבשות הקרנית. מדינות מחלות רבות במיוחד להשפיע על בריאות הכדאיות של האנדותל בקרנית כולל dystrophies, זיהומים, תהליכים דלקתיים, ועל degenerations. עד לאחרונה, השתלת הקרנית להחליף האנדותל הקרנית החולה נדרש השתלת הקרנית בעובי מלא. בעשור האחרון, החלפת ממוקד של הקרנית האחורי של השתלת קרנית בעובי חלקי, כגון ניתוחים DSAEK, הצליח להשיג את אותה מטרה עם זמן התאוששות קצר יותר. לא משנה הטכניקה, רקמות המושתלים חייבים לשמור על האנדותל בקרנית בריאה כדי לשמור על בהירות אופטי הקרנית המושתל, וכתוצאה מכך, כל עיבוד טכניקות רקמה יש צעדים נוספים כדי להגן על האנדותל בקרנית. אוטומטי לנתיחה microkeratome עכשיו הדואר רגיל להכנת רקמת הקרנית על keratoplasty האנדותל. השימוש microkeratome הוצגה ירידה ברקמת ניקוב התורם מהירות ההתאוששות ויזואלית לעומת דיסקציה ידנית 5. כאשר DSAEK הוצג בתחילה, מנתחים מסוימים לרכוש ציוד microkeratome וביצע לנתיחה התורם lamellar בחדר הניתוח בתחילת הניתוח. אם הכנת הרקמה נכשל, הניתוח יהיה צורך לבטל גרימת אי נוחות והוצאות למטופל ואת המנתח. בשנת 2006 הבנקים עיניים והחל להופיע לנתיחה microkeratome &quot;מחוץ לאתר&quot; בתנאים מבוקרים במעבדה העין הבנק יום לפני הניתוח 12. אם הכנת הרקמה נכשל הגדרה זו, אין זמן לערוך לנתיחה עם רקמה חדשה. דיסקציה Microkeratome של רקמת הקרנית תורם האחורי lamellar דורש טכניקה עדינה ומדויקת כדי למזער את הסיבוכים. הקרנית יש להציב gently על החדר הקדמי מלאכותית (AAC), כדי למנוע נזק לתאי אנדותל עדינים. לאחר הקרנית הוא רכוב בציר על AAC, טבעת נעילה חייב להיות ממוקם ומותאמים חותם חזק כדי לשמור על לחץ תוך החדר ולהפחית את הסיכוי לקריסת רקמות במהלך דיסקציה microkeratome. על מנת להבטיח לנתיחה אחידה, ראש microkeratome צריך לסובב באופן מתמיד חלקה. לאחר דיסקציה, רקמות חייב שוב להיות מטופלים בקפידה על מנת למזער את הנזק תא האנדותל. יתר על כן, חשוב לאשר קיצוץ lamellar מרוכז ומלא על מנת להבטיח כי lamella האחורי יהיה מתאים לשימוש הניתוח 13. ניקוב תורם הקרנית היא סיבוך חשש של הליך זה, הוא הופך להיות פחות תכופים עם ניסיון. אם נקבים חוזרות ונשנות להתרחש במהלך עובר microkeratome, חשוב לבדוק מספר רב של צעדים בהליך. תירסEA צריך להיות מותקן כראוי מיושר על AAC. חותם חזק בלחץ גבוה יש לקבל אישור לפני microkeratome ומתוחזק לאורך כל ההליך. לעתים, לחמית שיורית קיימת על שפת בלובן העין וצריך גזור את לפני הרכבה. להב microkeratome צריכה להיות חדה וללא חריצים. בעובי הנכון ראש microkeratome יש לבחור על פי עובי הקרנית המשוער. ראש microkeratome יש נדנוד כראוי לקראת המעבר. עם בעיות נוספות בעזרת טכניקה זו, התייעץ עם ספק microkeratome כדי לוודא כי כל הציוד פועל כהלכה. גם כאשר היא מבוצעת באופן מושלם, יש כמה מגבלות על טכניקה זו. ראשי Microkeratome זמינים לחתוך רקמת הקרנית על עוביים שונים, עם זאת, מערכת היחסים של ראש microkeratome את עובי רקמת הסופית אינה מדויקת עם הראש באותו במתן מגוון רחב של רקמות הסופי עובי7. כמו כן, עקומת למידה משמעותיים קיים סיבוכים הכנה הם תכופים יותר עבור משתמשים חדשים. ביצוע לנתיחה lamellar בסביבה העין הבנק מאפשר טכנאים מיומנים לבצע הליך זה פעמים רבות בכל יום כדי לייעל את הטכניקה שלהם, ובכך לצמצם סיבוכים עקב חוסר הניסיון. שינויים של הטכניקה לנתיחה microkeratome בסיוע הקרנית על keratoplasty האנדותל קיים. יש המעדיפים להשתמש בחומר viscoelastic או אמצעי אחסון הקרנית ולא תמיסת מלח מאוזנת תחת לחצן הקרנית על החדר הקדמי מלאכותית במטרה לספק הגנה מוגברת האנדותל בקרנית. יש גם וריאציות שיטה לקביעת המיקום שבו חתך microkeratome יש ליזום. הבנקים עיניים שונים ומנתחים הקרנית שונים עשויות להיות העדפות מסוימות לגבי איך הקרנית מסומן לזיהוישווי הקרנית הקדמי או נטייה lamellar האחורי. יש לציין כי היצרנים לייצר ציוד דומה לזה המשמש בפרוטוקול זה. ההוראות של יצרן מסוים יש לפעול עם ציוד לפי משמש. עין לסמוך הבנק הכנת רקמת הקרנית גזור לניתוח DSAEK הייתה מועילה לקבלה נרחבת של טכניקה זו כירורגי חדש יחסית. לאחר מנתחים נעשה בטוח בבנקים עיניים הבמה &quot;צעד ראשון&quot; בהשתלות קרנית - הכנה כלומר רקמות, מגבלות מעשיות רבות DSAEK הוקלו. הבנקים עיניים הצליחו אמין להדביק את הביקוש עבור עיבוד רקמות עם אספקת בטוח, יעיל, בזמן של רקמות התורם. רקמת גבוהה DSAEK איכות כעת ניתן להזמין מראש חדר זמן ההפעלה והכנת סיבוכים רקמות ירדו 9, 14-15. פרוטוקול זה מתאר preparatiעל של שתלי DSAEK מנקודת מבט של עיבוד העין הבנק של רקמת הקרנית תורם, אך טכניקה זו חלה ישירות מנתחים המעוניינים להכין עצמו רקמות lamellar שלהם תורם הקרנית, כמו גם עניין ביצוע מחקרי מעבדה מבוססי קליני או על הקרנית lamellar אלה ההשתלה. הכיוונים העתידיים להכנת lamellar הקרנית כוללות שימוש בלייזר femtosecond לעיבוד רקמות, יצירת רקמת &quot;דקים&quot; DSAEK הקרנית, או הכנת מגילות אנדותל הקרנית של הממברנה של Descemet האנדותל keratoplasty (DMEK) ניתוח. Keratoplasty האנדותל הוא תחום כירורגי האבולוציה יחסים סימביוטיים בין הבנק את העין ואת המנתח הקרנית תמשיך להשתנות טכניקות כירורגיות מותאמים.

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> שם ציוד </td><td> חברה </td><td> מספר קטלוגי </td></tr><tr><td> Microkeratome </td><td> מוריה </td><td> 1021174 </td></tr><tr><td> מלאכותית לשכת Anterior בסיס </td><td> מוריה </td><td> 19161-562 </td></tr><tr><td> מלאכותית לשכת Anterior כובע </td><td> מוריה </td><td> 19172-220 </td></tr><tr><td> Microkeratome ראש 300 </td><td> מוריה </td><td> O304 </td></tr><tr><td> Microkeratome ראש 350 </td><td> מוריה </td><td> N791 </td></tr><tr><td> לנחם </td><td> מוריה </td><td> 19360-3482 </td></tr></tbody></table>

corneal donor tissue preparation for endothelial keratoplasty

במהלך עשר השנים האחרונות, השתלת הקרנית טכניקות כירורגיות עברו שינויים מהפכניים 1,2. מאז הקמתה, עובי המסורתית השתלת קרנית מלאה כבר את הטיפול לשחזר ראייה בחולים מוגבל על ידי מחלת הקרנית. כמה חסרונות גישה זו כוללים רמה גבוהה של אסטיגמציה שלאחר הניתוח, חוסר התוצאה השבירה צפויה, והפרעה אל פני השטח העין. פיתוח keratoplasty האנדותל הפשטה של ​​Descemet (DSEK), השתלה רק stroma הקרנית האחורי, הממברנה של Descemet, ו האנדותל, השתנה באופן דרמטי בטיפול במחלה אנדותל הקרנית. DSEK מבוצע דרך חתך קטן יותר, שיטה זו מונעת ניתוח &quot;שמים פתוחים&quot; עם סיכון של דימום או גירוש, מפחית את השכיחות של בקיעה פצע הניתוח, מפחית את השבירה תוצאות בלתי צפויות, ועלול להקטין את שיעור דחיית שתל 3-6. ove_content &quot;&gt; בתחילה, תורם הקרנית לנתיחה lamellar האחורי של DSEK בוצע באופן ידני 1 וכתוצאה מכך עובי השתל משתנה ונזק לרקמות עדין אנדותל הקרנית במהלך עיבוד רקמות. לנתיחה lamellar אוטומטי (keratoplasty האנדותל הפשטה של Descemet אוטומטי, DSAEK) פותחה כדי לענות על שאלה נושאים. לנתיחה אוטומטי מנצל את הטכנולוגיה כמו יצירת דש לאסיק הקרנית עם להב microkeratome מכני שעוזר ליצור שתלי רקמה אחידה ודקה לניתוח DSAEK עם הפסד מינימלי תא אנדותל הקרנית עיבוד רקמות. הבנקים עיניים לא מספקת קרניות בעובי מלא להשתלה כירורגית במשך שנים רבות. בשנת 2006, הבנקים עיניים החלו לפתח שיטות לאספקת רקמת הקרנית precut עבור keratoplasty האנדותל. עם קלט של מנתחים הקרנית, הבנקים עיניים פיתחו פרוטוקולים יסודית בצורה בטוחה ויעילה להכין רקמות האחורי F lamellarאו DSAEK הניתוח. זה יכול להתבצע לפני הניתוח בבנק העין. מחקרים מראים הבדל משמעותי מבחינת איכות התוצאות רקמות 7 או 8,9 המטופל באמצעות הבנק העין precut רקמות לעומת המנתח שהוכן רקמות לניתוח DSAEK. עבור רוב המנתחים הקרנית, הזמינות של רקמת הקרנית DSAEK precut חוסך זמן וכסף 10, ומפחית את הלחץ לבצע דיסקציה תורם הקרנית בחדר הניתוח. בין השאר בגלל היכולת של הבנקים עיניים לספק lamellar באיכות גבוהה האחורי הקרנית במועד, DSAEK הפך את רמת הטיפול לניהול כירורגית של המחלה אנדותל הקרנית. ההליך שאנחנו מתארים הוא הכנה של הקרנית lamellar האחורי בבנק העין להשתלה ב DSAEK ניתוח (איור 1).

Watch this Scientific Journal Video about Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty at JoVE.com

Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty

השתלת הקרנית האנדותל היא טכניקה כירורגית לטיפול במחלות קרנית האחוריים. דיסקציה microkeratome מכונות להכנת תוצאות רקמות ב, שתלי רזה סימטריים יותר עם הפסד תא האנדותל פחות תוצאות משופרות. והניתוחים ניתן לבצע בבנק העין לפני ניתוח השתלת קרנית.

קרנית התורם רקמות הכנה Keratoplasty האנדותל

Over the past ten years, corneal transplantation surgical techniques have undergone revolutionary changes1,2. Since its inception, traditional full ...

corneal-donor-tissue-preparation-for-endothelial-keratoplasty

Research

JoVE Journal

Medicine

27.3K Views.  University of Michigan. השתלת הקרנית האנדותל היא טכניקה כירורגית לטיפול במחלות קרנית האחוריים. דיסקציה microkeratome מכונות להכנת תוצאות רקמות ב, שתלי רזה סימטריים יותר עם הפסד תא האנדותל פחות תוצאות משופרות. והניתוחים ניתן לבצע בבנק העין לפני ניתוח השתלת קרנית.

Video: Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty

Single Port Donor Nephrectomy

In 2007, Rane presented the first single port nephrectomy for a small non-functioning kidney at the World Congress of Endourology. Since that time, the use of single port surgery for nephrectomy has expanded to include donor nephrectomy. Over the next two years the technique was adopted for many others types of nephrectomies to include donor nephrectomy. We present our technique for single port donor nephrectomy using the Gelpoint device. We have successfully performed this surgery in over 100 patients and add this experience to our experience of over 1000 laparoscopic nephrectomies. With the proper equipment and technique, single port donor nephrectomy can be performed safely and effectively in the majority of live donors. We have found that our operative times and most importantly our transplant outcomes have not changed significantly with the adoption of the single port donor nephrectomy. We believe that single port donor nephrectomy represents a step forward in the care of living donors.

Single port laparoscopic surgery is changing the standard of care in surgical care like nothing since the laparoscopic technique was introduced 20 years ago. We present out technique of single port donor nephrectomy using the Gelpoint device. We have successfully performed this surgery in 100 patients.

Nephrectomy יחיד נמל התורם

In 2007, Rane presented the first single port nephrectomy for a small non-functioning kidney at the World Congress of Endourology.  Since that time, the ...

Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet's Membrane Endothelial Keratoplasty

Descemet&#8217;s Membrane Endothelial Keratoplasty (DMEK) is a form of corneal transplantation in which only a single cell layer, the corneal endothelium, along with its basement membrane (Descemet&#39;s membrane) is introduced onto the recipient&#39;s posterior stroma3. Unlike Descemet&#8217;s Stripping Automated Endothelial Keratoplasty (DSAEK), where additional donor stroma is introduced, no unnatural stroma-to-stroma interface is created. As a result, the natural anatomy of the cornea is preserved as much as possible allowing for improved recovery time and visual acuity4. Endothelial Keratoplasty (EK) is the procedure of choice for treatment of endothelial dysfunction. The advantages of EK include rapid recovery of vision, preservation of ocular integrity and minimal refractive change due to use of a small, peripheral incision1. DSAEK utilizes donor tissue prepared with partial thickness stroma and endothelium. The rapid success and utilization of this procedure can be attributed to availability of eye-bank prepared precut tissue. The benefits of eye-bank preparation of donor tissue include elimination of need for specialized equipment in the operating room and availability of back up donor tissue in case of tissue perforation during preparation. In addition, high volume preparation of donor tissue by eye-bank technicians may provide improved quality of donor tissue. DSAEK may have limited best corrected visual acuity due to creation of a stromal interface between the donor and recipient cornea. Elimination of this interface with transplantation of only donor Descemet&#39;s membrane and endothelium in DMEK may improve visual outcomes and reduce complications after EK5. Similar to DSAEK, long term success and acceptance of DMEK is dependent on ease of availability of precut, eye-bank prepared donor tissue. Here we present a stepwise approach to donor tissue preparation which may reduce some barriers eye-banks face in providing DMEK grafts.

Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet&#039;s Membrane Endothelial Keratoplasty

Endothelial keratoplasty is a surgical technique continuously evolving as advancements result in transplantation of thinner grafts with each succession1. Here we present a technique for controlled manual tissue dissection to allow safe and repeatable separation of endothelium and Descemet&#39;s membranes from donor corneoscleral buttons for transplantation2.

הכנת רקמות התורמות קרנית לממברנה האנדותל Keratoplasty של Descemet

Descemet&#8217;s Membrane Endothelial Keratoplasty (DMEK) is a form of corneal transplantation in which only a single cell layer, the corneal endothelium, ...

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene and cell therapies are highly promising alternative approaches for CVD treatment. However, the broad clinical application of gene therapy is greatly limited by the lack of suitable gene delivery systems. The development of appropriate gene delivery vectors can provide a solution to current challenges in cell therapy. In particular, existing drawbacks, such as limited efficiency and low cell retention in the injured organ, could be overcome by appropriate cell engineering (i.e., genetic) prior to transplantation. The presented protocol describes the efficient and safe transient modification of endothelial cells using a polyethyleneimine superparamagnetic magnetic nanoparticle (PEI/MNP)-based delivery vector. Also, the algorithm and methods for cell characterization are defined. The successful intracellular delivery of microRNA (miR) into human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) has been achieved without affecting cell viability, functionality, or intercellular communication. Moreover, this approach was proven to cause a strong functional effect in introduced exogenous miR. Importantly, the application of this MNP-based vector ensures cell magnetization, with accompanying possibilities of magnetic targeting and non-invasive MRI tracing. This may provide a basis for magnetically guided, genetically engineered cell therapeutics that can be monitored non-invasively with MRI.

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

This manuscript describes the efficient, non-viral delivery of miR to endothelial cells by a PEI/MNP vector and their magnetization. Thus, in addition to genetic modification, this approach allows for magnetic cell guidance and MRI detectability. The technique can be used to improve the characteristics of therapeutic cell products.

הכנה<em&gt; במבחנה</em&gt; אפיון ממוגנטים miR-modified לתאי אנדותל

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene ...

Ex Vivo Corneal Organ Culture Model for Wound Healing Studies

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two dimensional (2D) and three dimensional (3D) culture has generated a wealth of information not only about corneal biology but also about wound healing, myofibroblast biology, and scarring in general. The goal of the protocol is an assay system for quantifying myofibroblast development, which characterizes scarring. We demonstrate a corneal organ culture ex vivo model using pig eyes. In this anterior keratectomy wound, corneas still in the globe are wounded with a circular blade called a trephine. A plug of approximately 1/3 of the anterior cornea is removed including the epithelium, the basement membrane, and the anterior part of the stroma. After wounding, corneas are cut from the globe, mounted on a collagen/agar base, and cultured for two weeks in supplemented-serum free medium with stabilized vitamin C to augment cell proliferation and extracellular matrix secretion by resident fibroblasts. Activation of myofibroblasts in the anterior stroma is evident in the healed cornea. This model can be used to assay wound closure, the development of myofibroblasts and fibrotic markers, and for toxicology studies. In addition, the effects of small molecule inhibitors as well as lipid-mediated siRNA transfection for gene knockdown can be tested in this system.

A protocol for an ex vivo corneal organ culture model useful for wound healing studies is described. This model system can be used to assess the effects of agents to promote regenerative healing or drug toxicity in an organized 3D multicellular environment.

Ex-Vivo איברים הקרנית מודל תרבות עבור ריפוי פצעים מחקרים

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two ...

A Porcine Corneal Endothelial Organ Culture Model Using Split Corneal Buttons

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for experimental investigations as they are normally needed for transplantation. Endothelial cell cultures often do not translate well to in vivo situations. Due to the biostructural characteristics of non-human corneas, stromal swelling during cultivation induces substantial corneal endothelial cell loss, which makes it difficult to perform cultivation for an extended period of time. Deswelling agents such as dextran are used to counteract this response. However, they also cause significant endothelial cell loss. Therefore, an ex vivo organ culture model not requiring deswelling agents was established. Pig eyes from a local slaughterhouse were used to prepare split corneal buttons. After partial corneal trephination, the outer layers of the cornea (epithelium, bowman layer, parts of the stroma) were removed. This significantly reduces corneal endothelial cell loss induced by massive stromal swelling and Descemet&#39;s membrane folding throughout longer cultivation periods and improves general preservation of the endothelial cell layer. Subsequent complete corneal trephination was followed by the removal of the split corneal button from the remaining eye bulb and cultivation. Endothelial cell density was assessed at follow-up times of up to 15 days after preparation (i.e., days 1, 8, 15) using light microscopy. The preparation technique used allows a better preservation of the endothelial cell layer enabled by less stromal tissue swelling, which results in slow and linear decline rates in split corneal buttons comparable to human donor corneas. As this standardized organo-typically cultivated research model for the first time allows a stable cultivation for at least two weeks, it is a valuable alternative to human donor corneas for future investigations of various external factors with regards to their effects on the corneal endothelium.

Here, a step-by-step protocol for the preparation and cultivation of porcine split corneal buttons is presented. As this organo-typically cultivated organ culture model shows cell death rates within 15 days, comparable to human donor corneas, it represents the first model allowing long-term cultivation of non-human corneas without adding toxic dextran.

מודל של הקרנית של הקרניות הפותל באמצעות לחצני הקרנית מפוצלת

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for ...

Development of a Noninvasive, Laser-Assisted Experimental Model of Corneal Endothelial Cell Loss

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the optical breakdown at the laser focus. Acoustic shock waves and cavitation bubbles are generated, causing tissue rupture. Bubble sizes and pressure amplitudes vary with pulse energy and position of the focal point. In this study, enucleated porcine eyes were positioned in front of a commercially available Nd:YAG laser. Variable pulse energies as well as different positions of the focal spots posterior to the cornea were tested. Resulting lesions were evaluated by two-photon microscopy and histology to determine the best parameters for an exclusive detachment of corneal endothelial cells (CEC) with minimum collateral damage. The advantages of this method are the precise ablation of CEC, reduced collateral damage, and above all, the non-contact treatment.

Here, we present a protocol to detach corneal endothelial cells (CEC) from Descemet&#8217;s membrane (DM) using a neodymium:YAG (Nd:YAG) laser as an ex vivo disease model for bullous keratopathy (BK).

פיתוח של מודל פולשני, בסיוע לייזר של הקרנית הפסד של תא אנדותל

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the ...

An Epithelial Abrasion Model for Studying Corneal Wound Healing

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its transparency. However, due to its external position, the cornea is highly susceptible to a wide variety of injuries that can lead to the loss of corneal transparency and eventual blindness. Efficient corneal wound healing in response to these injuries is pivotal for maintaining corneal homeostasis and preservation of corneal transparency and refractive capabilities. In events of compromised corneal wound healing, the cornea becomes vulnerable to infections, ulcerations, and scarring. Given the fundamental importance of corneal wound healing to the preservation of corneal transparency and vision, a better understanding of the normal corneal wound healing process is a prerequisite to understanding impaired corneal wound healing associated with infection and disease. Toward this goal, murine models of corneal wounding have proven useful in furthering our understanding of the corneal wound healing mechanisms operating under normal physiological conditions. Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion in mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. In this model, a 2 mm diameter circular trephine, centered over the cornea, is used to demarcate the wound area. The golf club spud is used with care to debride the epithelium and create a circular wound without damaging the corneal epithelial basement membrane. The resulting inflammatory response proceeds as a well-characterized cascade of cellular and molecular events that are critical for efficient wound healing. This simple corneal wound healing model is highly reproducible and well-published and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of disease.

Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion wound in the mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. This corneal wound healing model is highly reproducible and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of diseases.

מודל שחיקה אפיתליאלית לחקר ריפוי פצעי הקרנית

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

פרוטוקול השתלת לב הטרוטופית חזירית להעברת טיפולים לאלוגרפט לבבי

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...

Preparation of Human Myocardial Tissue for Long-Term Cultivation

Cardiomyocyte cultivation has seen a vast number of developments, ranging from two-dimensional (2D) cell cultivation to iPSC derived organoids. In 2019, an ex vivo way to cultivate myocardial slices obtained from human heart samples was demonstrated, while approaching in vivo condition of myocardial contraction. These samples originate mostly from heart transplantations or left-ventricular assist device placements. Using a vibratome and a specially developed cultivation system, 300 &#181;m thick slices are placed between a fixed and a spring wire, allowing for stable and reproducible cultivation for several weeks. During cultivation, the slices are continuously stimulated according to individual settings. Contractions can be displayed and recorded in real-time, and pharmacological agents can be readily applied. User-defined stimulation protocols can be scheduled and performed to assess vital contraction parameters like post-pause-potentiation, stimulation threshold, force-frequency relation, and refractory period. Furthermore, the system enables a variable pre- and afterload setting for a more physiological cultivation.
Here, we present a step-by-step guide on how to generate a successful long-term cultivation of human left ventricular myocardial slices, using a commercial biomimetic cultivation solution.

We present a protocol for ex vivo cultivation of human ventricular myocardial tissue. It allows for detailed analysis of contraction force and kinetics, as well as the application of pre- and afterload to mimic the in vivo physiological environment more closely.

הכנת רקמת שריר הלב האנושית לטיפוח ארוך טווח

Cardiomyocyte cultivation has seen a vast number of developments, ranging from two-dimensional (2D) cell cultivation to iPSC derived organoids. In 2019, ...

ב- Vivo השתלת לב לחקר המעבר האנדותלי למזנכימלי

A Neonatal Heterotopic Rat Heart Transplantation Model for the Study of Endothelial-to-Mesenchymal Transition

Endocardial fibroelastosis (EFE), defined by subendocardial tissue accumulation, has major impacts on the development of the left ventricle (LV) and precludes patients with congenital critical aortic stenosis and hypoplastic left heart syndrome (HLHS) from curative anatomical biventricular surgical repair. Surgical resection is currently the only available therapeutic option, but EFE often recurs, sometimes with an even more infiltrative growth pattern into the adjacent myocardium.
To better understand the underlying mechanisms of EFE and to explore therapeutic strategies, an animal model suitable for preclinical testing was developed. The animal model takes into consideration that EFE is a disease of the immature heart and is associated with flow disturbances, as supported by clinical observations. Thus, the heterotopic heart transplantation of neonatal rat donor hearts is the basis for this model.
A neonatal rat heart is transplanted into an adolescent rat&#39;s abdomen and connected to the recipient&#39;s infrarenal aorta and inferior vena cava. While perfusion of the coronary arteries preserves the viability of the donor heart, flow stagnation within the LV induces EFE growth in the very immature heart. The underlying mechanism of EFE formation is the transition of endocardial endothelial cells to mesenchymal cells (EndMT), which is a well-described mechanism of early embryonic development of the valves and septa but also the leading cause of fibrosis in heart failure. EFE formation can be macroscopically observed within days after transplantation. Transabdominal echocardiography is used to monitor the graft viability, contractility, and the patency of the anastomoses. Following euthanasia, the EFE tissue is harvested, and it shows the same histopathological characteristics as human EFE tissue from HLHS patients.
This in vivo model allows for studying the mechanisms of EFE development in the heart and testing treatment options to prevent this pathological tissue formation and provides the opportunity for a more generalized examination of EndMT-induced fibrosis.

מחבר זרקור: מודל השתלת לב עכברוש הטרוטופי בילוד לחקר המעבר האנדותלי למזנכימלי  

This work presents an animal model of endothelial-to-mesenchymal transition-induced fibrosis, as seen in congenital cardiac defects such as critical aortic stenosis or hypoplastic left heart syndrome, which allows for detailed histological tissue evaluation, the identification of regulatory signaling pathways, and the testing of treatment options.

מודל השתלת לב חולדה הטרוטופי בילוד לחקר המעבר מאנדותל למזנכימלי

Endocardial fibroelastosis (EFE), defined by subendocardial tissue accumulation, has major impacts on the development of the left ventricle (LV) and ...